NIH / NEI EY017885（RMS）によって部分的にサポートされています。

1。セットアップ：無菌11 <ol><li>層流フード（LFH）をオンにします。 </li><li>窒素ガスコントロールユニットの電源をオンにします。そのホースは、コンソールユニットと窒素タンクの間に接続されていることを確認してください。ガスをオンにします。ガスの設定は、レギュレータのタンク上の50から60 PSIに設定する必要があります。ユニットのタービンの圧力が3.3から3.4バーをお読みください。 </li><li> [Test]ボタンを押してください。気圧は700Sとポンプ1と2で200以下でなければなりませんが読み取られます。テストが完了したら、ユニットはビープ音が鳴ります。眼の保護として、適用されると、キャップ付きドンマスク。手とドン非滅菌手袋を洗ってください。 LFHとオープン中の場所滅菌キットには、無菌のフィールドを確立するためにラップします。 </li><li> 1滅菌医療カップと確立された無菌のフィールドの横に滅菌ガーゼで1滅菌したプラスチックの洗面器を置きます。医学カップに無菌のイソプロピルアルコールを注ぎます。薬のカップに、ダウンして転倒、アルコール綿棒/パッドと場所をプローブでpachymetryプローブを拭いてください。プローブ先端は、10メートルのためにイソプロピルアルコールに浸してくださいinutes。 pachymetryプローブは10分間浸した後、プラスチック製の洗面器にアルコールと場所プローブを削除するには、プレフィルドシリンジから滅菌水でプローブ先端をすすぎます。 </li><li>無菌テクニックを使用して、既製のパックの既に一部を除き、滅菌フィールド上に滅菌物（ブレード、滅菌手袋、角膜の視聴室）を開き、ドロップします。 </li><li>保存メディアとLFH（ 図2）内の場所に角膜組織を取得します。 </li><li>バイアル（s）を開き、適切なバイオハザードレセプタクルに蓋（秒）を処分してください。非滅菌手袋を破棄します。 </li><li>滅菌手袋を着用。厚さ計が設置されているフィールドの横にプレパックプラスチック洗面器を置きます。フードを再入力し、滅菌フィールドに触れることからフードの外側にラインを防止するような方法でラインを確保するフードの外側のコックと輸液ラインの代わりにスパイク端に輸液ラインを接続します。 </li><li>角膜組織の転送を実行します。穏やかにSiで、組織や培地を注ぐ既存のバイアルから滅菌した視聴室へngleモーション、。内皮側を保つようにしてください。チャンバーのキャップを置きます。滅菌フィールドに組織やメディアを含むチャンバを保持します。 LFHからバイアル（s）を削除します。滅菌手袋を外して廃棄します。 </li><li>スパイク平衡塩溶液（BSS）輸液ラインとのボトル。作業領域の表面から無菌BSS約4フィートのボトルをハングします。 </li><li>タオルで滅菌手袋、滅菌ガウンの2ペアを開きます。 </li><li> 6分外科スクラブと乾燥した手を実行します。 </li><li>滅菌手袋の両方のペアその後、滅菌ガウンを着用します。 </li><li>計器ボックスを開き、滅菌フィールドにコンテンツを配置します。 </li><li>金属流域または医学カップにBSSソリューションの10-20 ccを分注します。 BSS液で滅菌ピペットを記入してください。前房の注入ポートに栓および注入ラインを接続し、少量ではピストンの上に表示されるようにBSS洗い流してください。 </li><li>上にLFHの位置人工室ガーゼの上。移植片締付リングは反時計回りに回して下部ピストン。 </li></ol> 2。手順<ol><li>鉗子を用いて、穏やかに強膜縁で角膜を把握する。慎重にダウン内皮側にピストンの上に角膜を中心にしながらBSSを使用してシステムをフラッシュするためにコックを開きます。気泡が角膜の下に表示されている場合、BSSで注入し、わずかそれらを削除するには、角膜を移動し続けています。気泡が除去された後注入を中止してください。角膜は、ピストン（ 図3a）を中心としていることを確認します。 </li><li>カバーのタブがベースのオープンスペースに収まるようにリングをロックベースの位置房カバーを。カバーは​​15°時計回りに回してベースにカバーがロックされます。ピストンを引き上げると（ 図3b）完全に締めます。 </li><li>滅菌手袋をはめた指で、プロシージャを実行するために十分な圧力があることを確認するために角膜の上部を触れないでください。 </li><li>表面Oにプローブを配置することによってpachymetryを確認してください厚さの測定値を得るためにF角膜（ 図4）。標準偏差が10未満でなければなりません。されていない場合は、測定を取り戻す。 pachymetryを実行するために使用されていない無菌の手袋をはめた手で、pachymetryを行い、制御ユニットにタービンホースをネジ手にタービンホースを渡します。支援技術者の記録pachymetryの読みを持っています。 </li><li>汚染された手袋を外します。 </li><li>無菌のマーキングペンを使用して、（または外科医がないマーキングを好む場合は、マークしない）、角膜の中心に向かって縁から4mm線を引く。角膜の上にBSSの5滴を配置するピペットを使用しています。 </li><li>具体的な指示が外科医によって提供されない限り、プレカットpachymetry測定が600μm以下であれば、頭部を切断さ300μmが使用されます。 600以上のμmの場合には、頭部を切断350μmのが使用されます。 </li><li>スレッドは、あなたとマイクロケラトームの頭の右側にブレードをロードし、上向きに番号を向いていると、接触wiを避けるため、第1の端を指摘ブレード番目。 </li><li>それぞれの側で保持ヘッド、タービンの上にネジ頭。指を使って人工的なチャンバーを締めます。 </li><li>タービンホースにタービンをねじ込みます。 </li><li> 5秒間滅菌水およびパルスタービンで切断ヘッドを水没、一度真空ペダルを押して、ブレード振動をテストします。 </li><li>ピストンを締め付けます。 </li><li>五時に取り付けポストと位置がベースにマイクロケラトームを配置します。ブレード（ 図5a）を発振するためのタービンペダルを押したままにします。 </li><li>人差し指と親指を使って、ベースとタービンの上部との間のマイクロケラトームの中間を保持します。スムーズにするために手首を回しても、角膜を通って横断する。リリースタービンはペダルとストレート部からマイクロケラトームを持ち上げます。真空（ 図5b）をオフにする真空ペダルを押してください。 </li><li>ドン角膜キャップの後に読んで滅菌手袋と再確認pachymetryがある第2の厚さの測定値を得るために角膜の表面にプローブを配置することによって削除されます組織は非常に薄く、容易に破損していることを意識し。汚染された手袋を外します。技術者の記録第二pachymetryの読書を支援しています。 </li><li>外科医から要求された場合、無菌マーキングペンを使って、人工的なチャンバー内の残留ストローマベッドの半ば周縁部に、マークを付けます。残留ストローマベッドに滅菌BSSの数滴を配置します。 </li><li>人工前房から角膜を削除する前に、マイクロケラトームから前方の角膜キャップ（ 図6）を削除し、角膜の上に置き換えます。キャップが正しく適用される場合は、キャップを整列させるマーキング周辺機器を使用して角膜の中央にする必要があります。穏やかに角膜の上にキャップを再配置するスワブ槍を使用しています。前部キャップの下に、任意のBSSを吸収するために新鮮な槍を使用しています。 </li><li>オープンコックは、逆さま室をオンにして、変形から角膜を防ぐのに十分遅い下部ピストン。ベースのロックを解除し、BSSの流れから圧力が基地から人工室カップをプッシュすることができます。ピンセットで、慎重に引き抜いてくださいトン9時角膜のリム、カップからそれを緩めるために12と3時の位置。一度緩めて、角膜を削除するには、12時の位置に鉗子を使用しています。閲覧室、内皮側のアップ（ 図7）で角膜を配置します。閲覧室に蓋を置きます。滅菌手袋を外します。 </li><li>閲覧室の蓋を締めます。 </li><li>ポストカットスリットランプの評価と角膜と記録の調査結果の鏡面反射顕微鏡を実行します。 </li><li>冷蔵庫の適切なセクションに配置室（秒）。 </li><li>外科医への輸送のためのパッケージ（ 図8）。 </li></ol> 3。代表的な結果滑らかで均一な層状角膜ドナー組織のドナー角膜の結果の適切な機械的なマイクロケラトーム清。これは、クロスセクションの角膜の光コヒーレンストモグラフィー（OCT）画像（ 図9）で示されています。 pachymetによって測定された最後の角膜組織は十分な厚さでなければなりませんRY。ミシガン州のアイバンクでは、過去6ヶ月間、平均前処理角膜の厚さは558ミクロンであったし、角膜組織の後処理の厚さは158ミクロンであった。 100から200ミクロンの間で測定されたマイクロケラトーム-解剖ドナー組織の87％は、10.9％&gt; 200ミクロン、および&lt;100ミクロンを測定した2.1パーセントを測定した。 角膜組織は、移植レシピエントに改良された内皮機能を提供する高内皮細胞密度（ECD）を保持する必要があります。鏡面反射顕微鏡は、ECDを測定するために使用されています。過去6ヶ月で、ミシガン州アイバンクから角膜内皮の対象とみなさ角膜組織のすべてが&gt; 2200細胞/ mm 2のECDを持っていた。プレカットDSAEK組織の99％が後処理ECD&gt; 2400細胞/ mm 2を有し 、19％はECD&gt; 3000細胞/ mm 2であった。後処理ECD、事前に平均変化は1.2％であった（p = 0.0003、ペアの両側t検定）でごくわずかであった。手順中に発生する可能性がある合併症は圧力、非対称解剖し、重要な組織のインデント（角膜内皮細胞が失われる）の損失が含まれています。不適切な解剖は、組織の穿孔が発生することがあります。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig1.jpg" /> 図1 1Eに内皮角膜移植、図1Aの角膜組織の準備の全体的なスキームは、ドナー角膜の準備の断面で表現したものです。1Iに図1fは、DSAEK手術時の移植レシピエントの角膜の断面で表現したものです。 <ol class="lalpha"><li>ドナーの角膜を人工前房にマ​​ウントされ、マイクロケラトーム頭を解剖しています。 </li><li>組織郭清の後、二つのラメラは別ですが、前方のラメラ（キャップ​​）は、外科医への輸送のために残った角​​膜のベッドに戻って配置されます。 </li><li>で手術室は、外科医は、前部と後部の両方ラメラを通って垂直に中央の角膜組織をカットするトレパンを使用しています。 </li><li>トレパン切断した後、周辺のドナー角膜は、フィールドから削除されます。 </li><li>後部ラメラは優しく、スパチュラで前方ラメラから削除されます。ドナー後部ラメラ（DSAEK組織）は、受信者の角膜（1I）の病気の部分を置き換えます。 </li><li>患者は、削除する病気の後部角膜を持っています。 </li><li>病気の後部角膜は、大径の円の中に眼器（逆Sinskyフック）で採点される。 </li><li>病気の角膜を獲得した後、角膜の膜が除去されます。 </li><li>ドナー後部ラメラ（DSAEK組織）は、受信者の目に配置されます。 </li></ol><img alt="図2" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig2.jpg" /> 図2。メディア。角膜組織の角膜組織はha後、保存メディアであるドナーからrvesting。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig3.jpg" /> 図3。人工前房に角膜組織。 <ol class="lalpha"><li>角膜組織は、人工前房の前にベースのロックリングまたは組織郭清の上にマウントされています。 </li><li>角膜組織は、組織を介して密封ベースのロックリング付き人工前房にマ​​ウントされています。 </li></ol><img alt="図4" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig4.jpg" /> 図4。角膜組織の厚さはチェックしてください。角膜の厚さは角膜の表面に超音波pachymetryプローブを用いてチェックされます。 <img alt="図5" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig5.jpg" /> 図5。角膜組織解離。 <ol class="lalpha"><li>マイクロケラトームのブレードは、5時位置に取り付けポストと位置と基地に配置されます。 </li><li>マイクロケラトームラメラ解剖を作るために角膜を介して渡されます。 </li></ol><img alt="図6" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig6.jpg" /> 図6。マイクロケラトーム解剖が完了した後、 郭清後の角膜の前キャップ。前方の角膜キャップは無料です。 <img alt="図7" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig7.jpg" /> 図7。商工会議所の表示で角膜を解剖した。解剖が完了した後、角膜が輸送のための閲覧室に戻されます。 <img alt="図8" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig8.jpg" /> 図8。輸送用包装で角膜。視聴室で角膜がその後しっかりと外科医への輸送のためにパッケージ化されています。 <img alt="図9" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig9.jpg" /> 図9。角膜のOCT外観のOCT最後の解剖角膜（クロスセクション）角膜は、2つの半分に分割されていることを示しています。インタフェースは、矢印で示すように、周囲の組織よりも激しく反射性である。

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博士。ウッドワードとShteinを開示することは何もない。氏大御所氏とタイタスは、中西部のアイバンクの従業員です。

角膜の最も内側の層、内皮は、角膜の脱水を維持することによって、角膜の光学的透明性を維持しています。多数の病気の状態は、特に筋ジストロフィー、感染症、炎症性のプロセス、および変性を含む角膜内皮の健康と生存率に影響を与えます。最近まで、病気の角膜内皮を置き換えるために角膜移植は角膜の全層移植を必要としました。過去10年間では、このようなDSAEK手術のように部分的な厚さが角膜移植による角膜後の交換対象とし、より短い回復時間と同じ目標を達成することができました。かかわらず、技術の、移植組織は、移植角膜の光学的透明性を維持するために健康な角膜内皮を保持する必要があり、結果として、すべての組織の処理技術は、角膜内皮を保護するために追加の手順があります。 自動化されたマイクロケラトーム郭清は、現在目です。内皮角膜移植用角膜組織の準備のためのeが標準。マイクロケラトームの使用は、ドナー組織の穿孔を減少させ、マニュアル解剖5に比べて視力回復を早めることが示された。 DSAEKが最初に導入されたとき、いくつかの外科医は、マイクロケラトーム装置を購入し、手術開始時の手術室でドナーラメラ郭清を行った。組織の準備が失敗した場合、手術は、患者と外科医に不便と費用を引き起こしキャンセルする必要があります。 2006年にアイバンクでは、アイバンクの実験室、手術前〜12日に制御された条件の下にある&quot;オフサイト&quot;マイクロケラトーム解剖を行うことになった。組織の準備が、この設定に失敗した場合、新鮮な組織を持つ別の解剖を実行する時間があります。 ドナー後部層状角膜組織のマイクロケラトーム郭清の合併症を最小限に抑えるために穏やかな、正確な技術を必要とします。角膜はgentl配置する必要があります繊細な血管内皮細胞への損傷を避けるために人工前房（AAC）のy。角膜がマウントとAACに整列されると、ロックリングが配置され、チャンバ内の高い圧力を維持し、マイクロケラトーム解剖時の組織崩壊の可能性を減らすために密封のために調整する必要があります。制服解剖を確保するために、マイクロケラトームのヘッドは、定数、円滑に回転させなければなりません。解剖後、組織は再び内皮細胞の損傷を最小限に抑えるために慎重に扱わなければなりません。さらに、それがラメラカット後部ラメラは手術13での使用に適してなる ​​ことを確保するために、中心かつ完全であることを確認することが重要です。 角膜ドナーの穿孔は、この手順の重篤な合併症であり、経験とそれほど頻繁になります。繰り返される穿孔はマイクロケラトームの経過中に発生した場合は、プロシージャ内の複数のステップを確認することが重要です。トウモロコシEAは、適切に取り付けられ、AACに整列する必要があります。タイトシールと高圧は、マイクロケラトームを通過する前に取得し、手順全体を通して維持されるべきである。機会に、残留結膜は強膜の縁に存在し、マウントする前にオフ解剖する必要があります。マイクロケラトームのブレードは鋭いとノッチなしでなければなりません。正しいマイクロケラトームのヘッド厚さが推定角膜の厚さに基づいて選択する必要があります。マイクロケラトームヘッドが通過する前に正しく発振しなければなりません。このテクニックでさらに問題と、すべての機器が正常に動作していることを確認するためにマイクロケラトームプロバイダを参照してください。 完璧に行われている場合でも、この手法にはいくつかの制限があります。マイクロケラトームのヘッドは、様々な厚さで角膜組織を切断する可能ですが、最終的な組織の厚さにマイクロケラトームのヘッドの関係は、最終的な組織の広い範囲の厚さを提供し、同じ頭で不正確です。7。さらに、準備の重要な学習曲線が存在し、合併症は、新規ユーザーのために頻繁にあります。アイバンクの設定でラメラ解剖を実行すると、この手順を一日何回も行う訓練を受けた技術者はこれにより、不慣れなために合併症を最小限に抑えるために、それらの技術を最適化することができます。 内皮角膜移植のためのマイクロケラトームアシスト角膜切開するための技術の修正が存在しています。一部は角膜内皮に増加した保護を提供する目的で人工前房に角膜のボタンの下に粘弾性材料または角膜の記憶媒体ではなく、バランスのとれた塩溶液を使用することを好む。マイクロケラトーム切開が開始されるべき場所を決定するための方法のバリエーションもあります。別のアイバンクと角膜の異なる外科医は、角膜があるのは識別のためにマークされている方法として、特定の設定があるかもしれません角膜キャップまたは後部ラメラ方向。それはメーカーがこのプロトコルで使用されていると同様の装置を作ることに留意すべきである。特定のメーカーの指示が使用されていずれかの機器が後に続かなければなりません。 DSAEK手術のための解剖角膜組織の信頼性の高いアイバンクの準備は、この比較的新しい手術法が広く受け入れられるために有益であった。かつて外科医は角膜移植の &quot;第一歩&quot;を実行するアイバンクに自信になりました - すなわち、組織の準備、DSAEKに多くの実用的な制限が緩和された。アイバンクは確実にドナー組織の安全で、効果的で、タイムリーな供給と処理組織の需要に追いつくことができました。高品質のDSAEK組織は現在、事前に、手術室時間内に注文することができ、組織の準備合併症が9減少している、14-15。 このプロトコルはpreparatiについて説明します。角膜ドナー組織のアイバンク処理の観点からDSAEK移植片の上が、この手法は、独自の層状角膜ドナー組織を準備するだけでなく、興味を持って外科医に直接適用可能である層状角膜の検査ベースまたは臨床試験を行うことに興味がある方移植。 角膜ラメラ準備のための将来の方向性は、組織の処理のためのフェムト秒レーザーを使用し、 &quot;超薄型&quot; DSAEK角膜組織、またはデスメ膜、内皮角膜移植（DMEK）手術のための角膜内皮スクロールの準備の作成が含まれています。内皮角膜移植は、進化の外科分野であるとアイバンクと角膜外科医の間に共生関係は、外科的技術が最適化されているように変更していきます。

<table border="1"><tbody><tr><td> 機器の名前 </td><td> 会社 </td><td> カタログ番号 </td></tr><tr><td>マイクロケラトーム</td><td>モリア</td><td> 1021174 </td></tr><tr><td>人工前房の基地</td><td>モリア</td><td> 19161-562 </td></tr><tr><td>人工前房キャップ</td><td>モリア</td><td> 19172-220 </td></tr><tr><td>マイクロケラトームのヘッド300 </td><td>モリア</td><td> O304 </td></tr><tr><td>マイクロケラトームヘッド350 </td><td>モリア</td><td> N791 </td></tr><tr><td>コンソール</td><td>モリア</td><td> 19360-3482 </td></tr></tbody></table>

corneal donor tissue preparation for endothelial keratoplasty

過去10年間で、角膜移植手術の技術は革命的な変化1,2を受けています 。創業以来、伝統的な全層角膜移植は角膜疾患により制限それらに視力を復元するために治療されています。このアプローチにはいくつかの欠点は、高術後乱視の程度、予測可能な屈折率の結果の欠如、眼表面に障害が含まれています。唯一の後部角膜実質、デスメ膜、内皮を移植デスメ剥離内皮角膜移植（DSEK）、の開発が飛躍的に角膜内皮疾患の治療を変更しました。 DSEKは、小さな切開を介して実行され、この技術は、出血または除名そのリスクは&quot;オープンスカイ&quot;手術を避けることができ術後の創傷裂開の発生率を減少させ、予測不可能な屈折率の結果を軽減し、移植片拒絶反応3-6の速度が低下する場合があります。 ove_content &quot;&gt;最初は、DSEKのために角膜のドナー後部層状の解剖は手動で行われました1つの変数移植の厚さや組織の処理中に、繊細な角膜内皮組織に損傷を生じる。自動化された層状の郭清（デスメ剥離自動化された内皮角膜移植、DSAEK）がされたこれらに対処するために開発問題は自動化された解剖、組織の処理で最小限の角膜内皮細胞の損失とDSAEK手術のために均一で薄い組織片を作成するのに役立ちます機械的なマイクロケラトームの刃でレーシック角膜フラップの作成と同じ技術を採用しています。 アイバンクは、長年にわたって外科的移植のための完全な厚さの角膜を提供してきました。 2006年には、アイバンクは、内皮角膜移植のためにプレカット角膜組織を供給するための方法論を開発し始めた。角膜外科医の入力と、アイバンクは、安全かつ効果的に後部層状組織fを準備するために徹底したプロトコルを開発しましたまたはDSAEK手術。これは、アイバンクでは術前に行うことができます。研究では、DSAEK手術のためにアイバンクのプレカット組織対外科医に準備組織を用いて組織7または患者の転帰8,9の品質の点で有意差を示していません。ほとんどの角膜手術のために、プレカットDSAEK角膜組織の可用性は、時間とお金の10を保存し、手術室でドナー角膜切開を行うのストレスを軽減します。ので、適時に高品質の後部ラメラは、角膜を提供するアイバンクの能力の部分では、DSAEKは、角膜内皮疾患の外科的管理のためのケアの標準となっています。 我々が記述されている手順は、DSAEK手術で移植（ 図1）アイバンクにおける後部層状角膜の準備です。

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Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

内皮角膜移植は角膜疾患の治療のための手術手技である。以下の内皮細胞の損失と改善の成果で、より薄く対称的な移植では組織の結果を準備するための機械的なマイクロケラトーム解剖。解剖は、角膜移植手術の前にアイバンクで実行することができます。

内皮角膜移植のために角膜ドナー組織の準備

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full ...

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JoVE Journal

Medicine

27.4K ビュー.  University of Michigan. 内皮角膜移植は角膜疾患の治療のための手術手技である。以下の内皮細胞の損失と改善の成果で、より薄く対称的な移植では組織の結果を準備するための機械的なマイクロケラトーム解剖。解剖は、角膜移植手術の前にアイバンクで実行することができます。

ビデオ: Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Single Port Donor Nephrectomy

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology. Since that time, the use of single port surgery for nephrectomy has expanded to include donor nephrectomy. Over the next two years the technique was adopted for many others types of nephrectomies to include donor nephrectomy. We present our technique for single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in over 100 patients and add this experience to our experience of over 1000 laparoscopic nephrectomies. With the proper equipment and technique, single port donor nephrectomy can be performed safely and effectively in the majority of live donors. We have found that our operative times and most importantly our transplant outcomes have not changed significantly with the adoption of the single port donor nephrectomy. We believe that single port donor nephrectomy represents a step forward in the care of living donors.

Single port laparoscopic surgery is changing the standard of care in surgical care like nothing since the laparoscopic technique was introduced 20 years ago. We present out technique of single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in 100 patients.

シングルポートのドナー腎摘出

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology.  Since that time, the ...

医学

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, along with its basement membrane (Descemet&#39;s membrane) is introduced onto the recipient&#39;s posterior stroma3. Unlike Descemet&#8217;s Stripping Automated Endothelial Keratoplasty (DSAEK), where additional donor stroma is introduced, no unnatural stroma-to-stroma interface is created. As a result, the natural anatomy of the cornea is preserved as much as possible allowing for improved recovery time and visual acuity4. Endothelial Keratoplasty (EK) is the procedure of choice for treatment of endothelial dysfunction. The advantages of EK include rapid recovery of vision, preservation of ocular integrity and minimal refractive change due to use of a small, peripheral incision1. DSAEK utilizes donor tissue prepared with partial thickness stroma and endothelium. The rapid success and utilization of this procedure can be attributed to availability of eye-bank prepared precut tissue. The benefits of eye-bank preparation of donor tissue include elimination of need for specialized equipment in the operating room and availability of back up donor tissue in case of tissue perforation during preparation. In addition, high volume preparation of donor tissue by eye-bank technicians may provide improved quality of donor tissue. DSAEK may have limited best corrected visual acuity due to creation of a stromal interface between the donor and recipient cornea. Elimination of this interface with transplantation of only donor Descemet&#39;s membrane and endothelium in DMEK may improve visual outcomes and reduce complications after EK5. Similar to DSAEK, long term success and acceptance of DMEK is dependent on ease of availability of precut, eye-bank prepared donor tissue. Here we present a stepwise approach to donor tissue preparation which may reduce some barriers eye-banks face in providing DMEK grafts.

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet&#039;s Membrane Endothelial Keratoplasty

Endothelial keratoplasty is a surgical technique continuously evolving as advancements result in transplantation of thinner grafts with each succession1. Here we present a technique for controlled manual tissue dissection to allow safe and repeatable separation of endothelium and Descemet&#39;s membranes from donor corneoscleral buttons for transplantation2.

デスメ膜内皮角膜移植のための角膜ドナー組織の準備

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

準備と<em&gt;インビトロ</em磁化のmiR修飾内皮細胞の&gt;キャラクタリゼーション

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

前のヴィヴォ角膜器官培養モデルの創傷治癒の研究

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

分割角膜ボタンを用いてのブタ角膜内皮器培養モデル

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

角膜内皮細胞損失の非侵襲的レーザー支援実験モデルの開発

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

角膜創傷治癒を研究するための上皮擦過傷モデル

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

心臓同種移植への治療薬の送達のためのブタヘテロトピック心臓移植プロトコル

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

Preparation of Human Myocardial Tissue for Long-Term Cultivation

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, an ex vivo way to cultivate myocardial slices obtained from human heart samples was demonstrated, while approaching in vivo condition of myocardial contraction. These samples originate mostly from heart transplantations or left-ventricular assist device placements. Using a vibratome and a specially developed cultivation system, 300 &#181;m thick slices are placed between a fixed and a spring wire, allowing for stable and reproducible cultivation for several weeks. During cultivation, the slices are continuously stimulated according to individual settings. Contractions can be displayed and recorded in real-time, and pharmacological agents can be readily applied. User-defined stimulation protocols can be scheduled and performed to assess vital contraction parameters like post-pause-potentiation, stimulation threshold, force-frequency relation, and refractory period. Furthermore, the system enables a variable pre- and afterload setting for a more physiological cultivation.
Here, we present a step-by-step guide on how to generate a successful long-term cultivation of human left ventricular myocardial slices, using a commercial biomimetic cultivation solution.

We present a protocol for ex vivo cultivation of human ventricular myocardial tissue. It allows for detailed analysis of contraction force and kinetics, as well as the application of pre- and afterload to mimic the in vivo physiological environment more closely.

長期培養のためのヒト心筋組織の作製

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, ...

内皮から間葉への移行を研究するための生体内心臓移植

A Neonatal Heterotopic Rat Heart Transplantation Model for the Study of Endothelial-to-Mesenchymal Transition

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and precludes patients with congenital critical aortic stenosis and hypoplastic left heart syndrome (HLHS) from curative anatomical biventricular surgical repair. Surgical resection is currently the only available therapeutic option, but EFE often recurs, sometimes with an even more infiltrative growth pattern into the adjacent myocardium.
To better understand the underlying mechanisms of EFE and to explore therapeutic strategies, an animal model suitable for preclinical testing was developed. The animal model takes into consideration that EFE is a disease of the immature heart and is associated with flow disturbances, as supported by clinical observations. Thus, the heterotopic heart transplantation of neonatal rat donor hearts is the basis for this model.
A neonatal rat heart is transplanted into an adolescent rat&#39;s abdomen and connected to the recipient&#39;s infrarenal aorta and inferior vena cava. While perfusion of the coronary arteries preserves the viability of the donor heart, flow stagnation within the LV induces EFE growth in the very immature heart. The underlying mechanism of EFE formation is the transition of endocardial endothelial cells to mesenchymal cells (EndMT), which is a well-described mechanism of early embryonic development of the valves and septa but also the leading cause of fibrosis in heart failure. EFE formation can be macroscopically observed within days after transplantation. Transabdominal echocardiography is used to monitor the graft viability, contractility, and the patency of the anastomoses. Following euthanasia, the EFE tissue is harvested, and it shows the same histopathological characteristics as human EFE tissue from HLHS patients.
This in vivo model allows for studying the mechanisms of EFE development in the heart and testing treatment options to prevent this pathological tissue formation and provides the opportunity for a more generalized examination of EndMT-induced fibrosis.

著者スポットライト:内皮から間葉への移行の研究のための新生児ヘテロトピックラット心臓移植モデル  

This work presents an animal model of endothelial-to-mesenchymal transition-induced fibrosis, as seen in congenital cardiac defects such as critical aortic stenosis or hypoplastic left heart syndrome, which allows for detailed histological tissue evaluation, the identification of regulatory signaling pathways, and the testing of treatment options.

内皮から間葉への移行研究のための新生児異所性ラット心臓移植モデル

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and ...