이 작품은 (RD에) NRSA predoctoral 부여 1F31DC012985에 의해 JC에 NIH 보조금에 의해 지원되었다 우리는 도움을 컴파일하는 인물에 대한 원고, 라이언 박사 요셉에 도움이 코멘트 박사 리니 와이즈에게 감사하고, 도움이 기술적 조언 박사 프레드릭 마리온 - 설문 조사 것이다. 우리는 또한 네 개의 검토의 도움 의견을 인정하고 싶습니다.

다음 프로토콜은 예일 대학의 모든 동물 보호 지침을 준수합니다. 1. 시약 및 장비 제조 <ol><li> 녹화 장비 설치 (그림 1A). <ol><li fo:keep-together.within-page="always"> 온도 나 습도에 큰 변화의 무료 또한 냉장고, 원심 분리기 등의 전기 및 기계 소음의 원인으로부터 격리 장비 설치를위한 공간을 선택합니다. <img alt="그림 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig1.jpg" /> 그림 1. 녹화 장비 설치의 (A) 개요. 실체 (a)는 미세 조작기를 통해, (b). 기준 전극 홀더 (c)가 headstage (d) 대향 플랫폼 상에 장착되는 진동 방지 플랫폼에 장착된다. 비행 준비에 지시 가습 공기 흐름을 제공하는 아울렛 플라스틱 관 (E)도 t에 장착플랫폼 그. headstage는 PC (h)에 접속되어 디지털 수집 시스템 (DAS) (g)에 접속되는 증폭기 (f)에 접속되어있다. 전극과 출구 관 (B) 구성 :. 기준 왼쪽에 전극, 오른쪽에 기록 전극 및 비행 준비에 직접 공기 흐름 배출 튜브 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig1highres.jpg" target="_blank">큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> </li><li> 방진 테이블이나 플랫폼의 중심에 마운트 실체. </li><li> 자기 스탠드를 사용하여 각각 현미경의 왼쪽과 오른쪽에 기준 전극 / 곤충 준비와 headstage / 기록 전극 용 미세 조작기를 연결합니다. </li><li> 관 개구가 비행 준비의 위치를 향해 지적되도록 지향 현미경의 후방합니다 (그림 1B 참조)에 대한 제 3의 미세 조작기에있는 마운트 출구 플라스틱 튜브. </li><li> 에서, 유연한 플라스틱 튜브를 사용하여부분적으로 물이 가득 진공 플라스크에 타코미터 출구 플라스틱 튜브. 플라이 향해 출구 플라스틱 튜브를 통해 가습 된 공기 스트림을 생성하는, 플라스크 내의 물을 통해 버블 공기 소형 수족관 펌프를 연결한다. </li><li> 직접 준비 아래 흰색 카드 종이 조각을 통해 빛을 반사하여 준비를 조명 출력을 향하게 진동 테이블로 마운트 광섬유 광원. 광원 테이블에 올려 놓지 않도록하십시오. 참고 : 종이 디스크에 광원을 반영하는 이점은 두 가지이다 : 그것은 시각화 sensilla 더 쉽게, 콘트라스트를 향상하고, 직접 빛으로부터 초래 준비의 가열을 방지합니다. </li><li> 공급 업체의 설명서에 따라, 디지털 수집 시스템 (DAS) 및 개인 컴퓨터에 DAS에 tastePROBE 앰프를 연결합니다. 에 발 페달 트리거를 연결하고 작업 공간에서 준비한다. 참고 : 전기적으로 절연 벽 앰프 용 소켓 및 DAS가 매우한다 desir 있습니다수. </li><li> 전기 악어 클립 및 절연 전선 및 전기 테이프의 길이를 사용하여 테이블에 금속 부품을 연결하여 현미경, 미세 조작기, 광원을 접지. 전기 접지 또는 전원 플러그를 통해 접지 DAS를, 건물에 연결하여 금속 플랫폼을 접지. </li><li> 개인용 컴퓨터에 대한 선택의 DAS에 대한 적절한 수집 소프트웨어를 설치합니다. 참고 : 디지털 획득 드라이버는 PC의 운영 체제와 호환되는지 확인합니다. </li><li> 소프트웨어 증폭 (10-100X)를 구성하고, 신호를 필터링하고 샘플링 레이트 (적어도 10 KHz에서) (전형적 베셀 대역 통과 필터는 100 Hz에서-3, 000 Hz에서 집합). 참고 : 미각 뉴런에서 신호 진폭이 0.5 MV 범위에서 일반적이다, 그래서 디스플레이 스케일이 자신의 시각화를 용이하게하기 위해 설정된다. 참고 : 100 Hz에서 필터는 외부의 전기적 노이즈를 제외하는 데 도움이 있지만, 그것은 스파이크의 모양을 변경하고 고급 스파이크 정렬 MOR을 만들 수 있습니다전자 도전. 대안 적으로, 1 Hz에서 필터가 사용될 수있다. </li><li> 선택적으로, 패러데이 케이지는 전체 진동 테이블 주위에 설정할 수 있습니다. 단, 알루미늄 박의 작은 시트는 일반적으로 외부 환경 또는 조사에 의해 생성 된 소음을 감소시키기에 충분하다. </li></ol></li><li fo:keep-together.within-page="always"> 유리 전극의 제조 <img alt="그림 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig2.jpg" /> 그림 2. 참조 및 기록 전극. ​​(A)와, 기준 전극으로 뽑아 유리 모세관의 확대에 따라 깨진 (B) 끝없이 사진 및 기록 전극 (C). 흰색 막대 2 밀리미터를 나타냅니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig2highres.jpg" target="_blank">더 큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <ol><li> 참조를 당겨피펫 풀러 악기를 사용하여 유리 모세관에서 전극. 참고 : 피펫 풀러 프로그램의 정확한 설정이 기기에서 기기로 변화 할 것이다. 매우 긴 점차적으로 테이퍼를 달성하려고합니다. 그러나, 충분한 허용하지되는, 전극의 테이퍼 길이의 직경도 너무 얇은 것을 확인; 팁 플라이 제조 (도 2A 및 2B) 전에 갈라지기 때문에 끝에 기공 크기는 중요하지 미각 신경을 손상 시키거나 침샘 파열 수 labellum의 고정, 또는 너무 큽니다. </li><li> 피펫 풀러 악기를 사용하여 필라멘트를 가진 붕규산 유리 모세관에서 기록 전극을 당깁니다. 기준 전극의 그것보다 얕고 테이퍼, 약 10-15 μM (도 2c) (28)의 세공 직경을 달성하려고. </li></ol></li><li> Tastant 솔루션 준비 <ol><li> 교구 - 에프 뤼 씨 벨소리 솔루션을 사용하여기 (B &amp; E) 기준 전극 전해질로서. B &amp; E 중 하나 리터하려면, 7.5 g의 NaCl, 0.35 g의 KCl, 및 0.279 g의 염화칼슘을 용해 2 ∙ 초순수 중 하나 리터 2H 2 O. -20 ° C에서 작은 분취를 저장 </li><li> 쓴 설탕 GRN 응답을 측정 할 경우, 기록 전극 전해질 및 tastant 솔루션 (25)에 대한 용매로 30 ㎜ tricholine 구연산 용액 (TCC)를 사용합니다. 수상 세포의 반응을 측정 할 경우에 대안 적으로, 1-3 mM의 염화칼륨 용액을 사용할 수있다. </li><li> tastant 솔루션을 만들기 위해 분말 형태로 tastant의 적절한 양을 무게와 초기 재고 농도를 만들기 위해 TCC을 추가 할 수 있습니다. 테스트를 원하는 농도를 얻을이 초기 재고에서 시리얼 희석하기 위해 사용합니다. 참고 : tastants은 물에 쉽게 용해되지 않는 경우, 에탄올과 같은 다른 용매가, 초기 재고 농도를 만들기 위해 사용될 수있다. 적절한 제어 TCC의 솔루션과 tastant없이 용매이 경우에 사용되어야한다. </li><li> -20 ° C에서 저장 분량 씩 장기 tastant의 화학적 특성에 따라 최대 일주일 동안 사용을 기록하는 4 ° C에서 tastant 솔루션 중 하나 일 분취 량을 저장합니다. </li></ol></li></ol> 2. 초파리 준비 <img alt="그림 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig3.jpg" /> 그림 3. 녹음 비행의 준비. 파리의 지느러미 가슴에 기준 전극의 (A) 삽입 위치. 흰색 화살표는 기준 전극을 나타냅니다. (B) 기준 전극의 중간 위치 : 목과 머리를 통해 고급, 코가 아직 확장되지 않습니다. (C, D)는 labellum 내부 전극의 끝, 그리고 코와 최종 위치에서 기준 전극으로 비행완전히 확장. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig3highres.jpg" target="_blank">더 큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <ol><li> 온도 및 습도 제어 조건에서 재배 잘 유지 플라이 문화에서 기록 새로 eclosed 파리를 수집하고 기록하기 전에 신선한 문화 유리 병 5 ~ 10 일 동안 저희에게를 나이. </li><li> 비행을 준비하기 전에 15 ~ 30 분 동안 얼음에 현미경 판을 풀어. </li><li> 부드럽게 백필 유리 기준 등 척추 바늘과 1 ML의 주사기로 0.5 mm 직경의 긴, 얇은 플라스틱 바늘을 사용하여 B &amp; E 솔루션 전극과는 거품을 누릅니다. 집게를 사용하여 오프 팁 소량의 휴식과 해부 현미경 하에서 관찰, 조직에 남아있는 거품을 그리는 모세관을 사용합니다. </li><li> 슬라이드 B &amp; 공기 방울을 소개 않도록주의하면서, 기준 전극 홀더의 와이어에 기준 전극을 E-채웠다. </li><li> 대기음 내장 플라이 흡인기를 사용하여 P200 피펫 팁으로 비행튜브에서, 메쉬, 피펫 팁, 30 ~ 60 초 동안 얼음 양동이와 냉기에 29 곳. </li><li> 얼음에서 현미경 플레이트를 제거 습기를 닦아 현미경 아래에 위치. 조심스럽게 현미경 판에 피펫 팁의 비행기로 누릅니다. 참고 : 비행 충분히 쉽게 조작 할 고정되어야한다. </li><li> 포셉의 다른 쌍의 흉부의 안정을 유지하면서 낮은 배율에서 부드럽게 집게 일쌍으로 앞다리를 제거합니다. 지느러미 쪽이 위로 향의 복부 측면에 파리를 놓습니다. 참고 : 항상 기계적 손상을 최소화하기 위해 준비 과정에서 항상 집게로 labellum에 손이 닿지 않도록주의하십시오. </li><li> 집게 일쌍과 장소에서 비행을 잡고, 후방 등의 흉부의 중간 선에서 기준 전극을 삽입합니다. 엔트리의 제안 각도 헤드 (도 3a)의 방향으로 약 45도이다. </li><li> 기준 electrod 보안파리가 높은 배율의 현미경 아래에 볼 수 있도록 점토와 전자 홀더. 두 쌍의 집게를 이용하여 기준 전극 홀더를 향해 비행을 슬라이딩하여 목과 머리를 통해 유리 전극 책략 및 각도. 참고 : 신속하지만 부드럽게 작동, 비행 여전히 차가운 (그림 3B)에서 고정되는 동안이 단계를 완료하는 것이 더 쉽습니다. </li><li> 더 유리 기준 전극 아래로 비행을 슬라이딩하면서 전극의 끝이 labellum 내부와 코가 완전히 (그림 3C 및 3D)으로 확장 될 때까지 조심스럽게, 집게 일쌍과 코를 확장합니다. 주 : 이것은 플라이를 손상 및 / 또는 뉴런 맛과 기록 품질에 영향을 미칠 수 있으므로, 코 조직의 일부를 천공하거나 기준 전극으로 labellum의 가장자리를 넓히다 않도록주의. </li></ol> 3. Labellar Sensilla에서 기록 <p class="jove_content" fo:keep-together.within 페이지 = &quot;항상&quot;&gt; <img alt="그림 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig4.jpg" /> 고배율에서 오른쪽에있는 연락처에 대한 정렬 된 기록 전극 왼쪽에 비행 준비의 그림 4. 즉석에서 녹음. (A) labellum. (B) 기록 전극과 높은 배율에서 접촉 labellum에 단일 sensillum은. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig4highres.jpg" target="_blank">더 큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <ol><li> 항상 전 과정을 기록하는 동안 장비를 터치에 진동 방지 테이블 또는 플랫폼의 금속 표면을 만져 접지! 참고 : 그 회로에 손상을 수 headstage에 정전기를 제공하지 않는 매우 중요합니다. </li><li> 미세 조작기에 대한 보안 기준 전극 홀더 recordin의 공기 테이블에 장착G 장비. 높은 배율 (일반적으로 적어도 140X)에서보기의 현미경 분야에서 labellum의 위치 하나 엽, 가습 공기 흐름에 맞춰. </li><li> 가습 공기 흐름, 컴퓨터, DAS, 앰프의 전원을 켭니다. 열기 수집 소프트웨어. </li><li> 린스 원하는 tastant 유리 기록 전극을 입력합니다. <ol><li> 튜브 적어도 10 시간을 통해 소량의 물을 끌어 주사기 및 플라스틱 튜브 (28)를 사용하여 초순수 유리 기록 전극을 헹군다. </li><li> tastant으로 5 배 이상을 기록 전극을 씻어. 약 3 분의 1 tastant와 반쯤 전체 기록 전극을 채우고 튜브에서 제거합니다. 기포가있는 경우에, 방출 또는 단순히 전극 리필 탭. </li><li> 공기 방울을 도입하지 않도록 신속하고 원활하게 headstage의 실버 와이어에 전극을 밀어 넣습니다. </li></ol></li><li> tastant 가득한 기록 전극과 하나의 sensillum을 자극한다. <ol><li> micromanipu를 사용그 sensillum에 맞춰 기록 전극을 가지고 lator. </li><li> 앰프의 수집 모드를 실행하기 위해 발 페달을 누릅니다. </li><li> 이 sensillum과 녹음이 시작됩니다의 끝이 닿을 때까지 조심스럽게 미세 조작기의 미세 조절 손잡이로 기록 전극을 사전. </li><li> 1 ~ 2 초 후 전극을 제거합니다. </li><li> 원하는 경우, 다른 sensilla와 단계 5를 반복합니다. 참고 : 같은 sensillum에 프리젠 테이션 사이에 최소 1 분을 기다립니다. 오랜 시간 동안 하나의 tastant로 촬영하면 tastant 솔루션은 건조 할 수 있으며 팁의 솔루션은 더 집중되고있다. 이 부드럽게, 모세관 작용에 의해 소량의 액체를 제거하기 위해 부드러운 종이, 유리 전극의 선단을 접촉시킴으로써 해결할 수있다. </li></ol></li><li> 다른 tastant에 대한 응답을 기록 씻어 새 tastant와 부하 기록 전극 및 3.4 단계를 반복합니다. 참고 : 철저 tastants 사이의 전극을 헹구는 복근이다교차 오염을 방지하기 위해 olutely 매우 중요합니다. </li><li> 날짜, 유전자형 및 tastants 등의 정보를 식별 주기적으로 데이터 파일을 저장합니다. 참고 : 데이터 분석에 대한 세션을 녹음하는 동안 tastant 각 프리젠 테이션의 sensillum 정체성의 서면 기록을 유지하는 것이 중요합니다. </li></ol>

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Physiol. 164, 825-834 (1989).</li><li>Morita, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initiation+of+spike+potentials+in+contact+chemosensory+hairs+of+insects.+III.+D.C.+stimulation+and+generator+potential+of+labellar+chemoreceptor+of+calliphora.">Initiation of spike potentials in contact chemosensory hairs of insects. III. D.C. stimulation and generator potential of labellar chemoreceptor of calliphora.</a> Journal of cellular and comparative physiology. 54, 189-204 (1959).</li><li>Lacaille, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+inhibitory+sex+pheromone+tastes+bitter+for+Drosophila+males.">An inhibitory sex pheromone tastes bitter for Drosophila males.</a> PLoS One. 2, e661 (2007).</li><li>Benton, R., Dahanukar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+taste+sensilla.">Electrophysiological recording from Drosophila taste sensilla.</a> Cold Spring Harbor protocols. 2011, 839-850 (2011).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J. Vis. Exp. , e1725 (2010).</li><li>Axon Instruments. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Axon Guide for Electrophysiology &amp; Biophysics Laboratory Techniques. , (1993).</li><li>Fujishiro, N., Kijima, H., Morita, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impulse+frequency+and+action+potential+amplitude+in+labellar+chemosensory+neurones+of+Drosophila+melanogaster.">Impulse frequency and action potential amplitude in labellar chemosensory neurones of Drosophila melanogaster.</a> Journal of insect physiology. 30, 317-325 (1984).</li><li>Marion-Poll, F., Tobin, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Software+filter+for+detecting+spikes+superimposed+on+a+fluctuating+baseline.">Software filter for detecting spikes superimposed on a fluctuating baseline.</a> Journal of neuroscience. 37, 1-6 (1991).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+the+individual+firing+frequencies+of+two+neurons+recorded+with+a+single+electrode.">Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode.</a> Chem Senses. 28, 671-679 (2003).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+coding+of+bitter+taste+in+Drosophila.">Peripheral coding of bitter taste in Drosophila.</a> Journal of neurobiology. 56, 139-152 (2003).</li></ol>

저자가 공개하는 게 없다.

Labellar sensilla 인해 형태와 해부학 적 조직의 차이에 따라 기록의 용이성에 따라 다릅니다. 때때로 sensillum은 어떤 tastants에 긍정적 인 반응을 유도하는 것으로 알려져 한 마리도 응답하지 않습니다. 이 문제가 발생하는 빈도는 sensillum 유형에 따라 달라집니다. L의 sensilla 가장 일관되게 응답하는 인해 자신의 길이에 접근하기가 비교적 쉽다. 일반적으로, S의 sensilla는 지속적으로 반응하지만, 자신의...

맛의 감각은 벌레가 녹는 화학 물질의 광대 한 범위를 감지 할 수 있으며 영양 물질의 수용에 중요한 역할, 또는 유해 독성 하나의 거절을한다. 맛도 페로몬 1-5의 검출을 통해, 친구 선택에 역할을하는 것으로 생각된다. 이 중요하고 다양한 기능 감각 시스템은 환경 신호를 관련 행동 출력으로 변환하는 방법에 곤충 맛 시스템 조사의 강력한 대상 만들었습니다. 초파리의 맛 시스템의 기본 단위는 맛 머리, 또는 sensillum입니다. 분자는 팁 2,6에서 기공을 통해 sensillum을 입력합니다. Sensilla는 labellum, 다리, 날개 마진 및 인두 6에서 찾을 수 있습니다. labellum에서 sensilla의 수와 위치는 틀​​에 박힌됩니다. 길이 (L), 중간 (I), 짧은 (S : 세 가지 형태의 길이에 따라 sensilla의 클래스가 있습니다<html> ) 7,8 sensilla. 각 sensillum 두 (I 형) 또는 4 개 (L-및 S-타입) 미각 수용체 뉴런 (GRNs) 9 중 하나가 포함되어 있습니다. 다른 GRNs 맛 자극의 서로 다른 카테고리에 응답 쓴, 설탕, 소금, 삼투압 7,10 및 미각 수용체 8,11-13의 다른 하위 집합을 표현한다. 만 I과 S-타입 sensilla 쓴 응답 GRNs 8,10가 포함되어 있습니다. subesophageal 신경절 (SOG)과 맛의 분자에 의해 자신의 활성화에 GRNs 프로젝트는 행동 반응 6 결과, 디코딩을위한 높은 중추 신경계로 전달된다. 뉴런의 상대적으로 적은 수의 분자 및 행동 분석에 복종 할 의무가 초파리의 맛 시스템 일반적으로 미각 시스템의 조사를위한 훌륭한 모델을합니다. 시스템이 유전 적 돌연변이 또는 GAL4-UAS 발현 시스템을 통해 조작 될 수있는 상대적 용이성은 또한 유용한 도구 14,15로서 기능한다. 이러한 sensilla가 labellum의 표면으로부터 돌출되어 있기 때문에 &quot;ontent&gt; 이들은 전기 생리학에 대한 우수한 표적을 만든다. GRNs의 소성은 세포 외 기록을 사용하여 모니터링 할 수있다. 역사적 삽입 유리 전극을 사용하여 측벽 기록 방법, sensillum 신경 활성을 기록하는, (26)이 사용되었다. 그러나,이 방법을 실시 할 기술적 도전과 롱 각 제제로부터 대해 기록하는 것이 곤란하다. 전극과 뉴런의 응답을 측정 팁 기록 방법, 즉 동시에 tastant을 제공, 이후 선택 9,16의 방법이되고있다. 그것은 초파리 8,10,17,18의 맛 시스템뿐만 아니라 다른 곤충 종의 19 ~ 23의 숫자를 조사하기 위해 활용되고 있습니다. 그것은이 크게 보상하여 팁 기록 방법의 주요 단점 중 하나를 극복 tastePROBE 증폭기의 개발에 의해 촉진 된GRN의 활동 전위가 과도한 증폭 또는 필터링 (24)없이 기록 할 수 있도록 상기 기준 전극 및 곤충 sensillum간에 큰 전위차. 또 다른 중요한 발전은 기록 전해질 (25) 등 tricholine 구연산을 사용했다. TCC는 삼투압에 민감한 GRN에서 반응을 억제하고 25 분석 훨씬 쉽게 쓴 설탕 tastants에 의해 생성 된 응답을하고, 소금에 민감한 GRN를 자극하지 않습니다. 여기에서 우리는 초파리 labellar의 sensilla의 팁 녹화가 현재 칼슨 실험실에서 수행되는 방법에 대해 설명합니다. 이 프로토콜은 적절한 전기 생리학 방법 비행을 준비하는 장비, 방법과 맛 녹음을 수행하는 방법을 설정하는 방법에 대해 설명합니다. 이 작업을 사용하는 경우 우리는 또한 초파리 sensilla의 하위 집합뿐만 아니라, 몇 가지 일반적인 문제와 발생할 수있는 잠재적 인 솔루션에서 기록하여 얻은 몇 가지 대표적인 데이터를 제공기술.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="783">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:168px;">Stereo Zoom Microscope</td>
			<td style="width:187px;">Olympus&#160;</td>
			<td style="width:211px;">SZX12 DFPLFL1.6x PF eyepieces: WHN10x-H/22</td>
			<td style="width:219px;">capable of ~150x magnification with long working distance table mount stand</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Anti-vibration Table</td>
			<td style="width:187px;">Kinetic Systems</td>
			<td>BenchMate2210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Micromanipulators</td>
			<td style="width:187px;">Narishige</td>
			<td>NMN-21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Magnetic stands</td>
			<td style="width:187px;">ENCO</td>
			<td>Model #625-0930</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Reference Electrode Holder</td>
			<td style="width:187px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:211px;">ESP/W-F10N</td>
			<td>Can be mounted on 5ml serological pipette for extended range</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">&#160;Silver Wire</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:211px;">AGW1510</td>
			<td>0.3-0.5mm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Retort Stand</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Outlet Plastic Tube</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic, 1cm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Flexible Plastic Tubing</td>
			<td style="width:187px;">Nalgene&#160;</td>
			<td>8000-0060</td>
			<td style="width:219px;">VI grade 1/4 in internal diameter&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">500 ml Conical Flask</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic,&#160; with side arm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Aquarium Pump</td>
			<td style="width:187px;">Aquatic Gardens</td>
			<td style="width:211px;">Airpump 2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Fiber Optic Light Source</td>
			<td style="width:187px;">Dolan-Jenner Industries</td>
			<td>Fiber-Lite 2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">White Card/Paper</td>
			<td style="width:187px;">Whatman</td>
			<td style="width:211px;">1001-110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Digital Acquisition System</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">IDAC-4</td>
			<td>Alternative: National Instruments NI-6251 &#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Headstage</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">DTP-1</td>
			<td>Tasteprobe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Tasteprobe Amplifier</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">DTP-1</td>
			<td>Tasteprobe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Alligator Clips</td>
			<td style="width:187px;">Grainger</td>
			<td style="width:211px;">1XWN7</td>
			<td>Any brand is fine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Insulated Electrical Wire</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Gold Connector Pins</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td align="right" style="width:211px;">5482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Personal Computer</td>
			<td style="width:187px;">Dell&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Vostro</td>
			<td>Check for compatibility with digital acquisition system and software</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Acquisition Software</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">Autospike</td>
			<td>Autospike works with IDAC-4; alternatively, use Labview with NI-6251</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Aluminum Foil and/or Faraday Cage</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Electro-magnetic noise shielding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Borosilicate Glass Capillaries</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:211px;">1B100F-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Pipette Puller</td>
			<td style="width:187px;">Sutter Instrument Company</td>
			<td style="width:211px;">Model P-87 Flaming/Brown Micropipette Puller</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Beadle and Ephrussi Ringer Solution</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>See recipe in protocol section</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Tricholine citrate, 65%&#160;</td>
			<td style="width:187px;">Sigma</td>
			<td style="width:211px;">T0252-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Stereo Microscope</td>
			<td style="width:187px;">Olympus</td>
			<td style="width:211px;">VMZ 1x-4x</td>
			<td style="width:219px;">Capable of 10x-40x magnification</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Ice Bucket</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">p200 Pipette Tips</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Spinal Needle</td>
			<td style="width:187px;">Terumo</td>
			<td style="width:211px;">SN*2590</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">1ml Syringe</td>
			<td style="width:187px;">Beckton-Dickenson</td>
			<td align="right" style="width:211px;">301025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Fly Aspirator</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Assembled from P1000 pipette tips, flexible plastic tubing, and mesh</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Modeling Clay</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Forceps</td>
			<td style="width:187px;">Fine Science Tools By Dumont</td>
			<td style="width:211px;">11252-00</td>
			<td>#5SF (super-fine tips)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">10ml Syringe&#160;</td>
			<td style="width:187px;">Beckton-Dickinson</td>
			<td align="right" style="width:211px;">301029</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Plastic Tubing</td>
			<td style="width:187px;">Tygon</td>
			<td style="width:211px;">R-3603</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electrophysiological recording from drosophila labellar taste sensilla

곤충의 주변 맛 응답 강력 전기 생리학 기술을 조사 할 수 있습니다. 여기에서 설명하는 방법은 연구자가 곤충 신경계는 환경에서 맛의 자극에서받는 감각 입력을 반영, 직접 정량적으로 미각 반응을 측정 할 수 있습니다. 이 프로토콜은이 기술을 수행하는 모든 주요 단계를 설명합니다. 등 필요한 장비 및 녹음에 적합한 환경의 선택과 같은 전기 생리학 장비를 조립에서 중요한 단계가 묘사되어있다. 우리는 또한 적절한 참조 및 기록 전극을 만들어 녹음을 준비하는 방법에 대해 설명하고, tastant 솔루션을 제공합니다. 우리는 상세히 코를 고정화하기 위해 플라이로 유리 기준 전극을 삽입하여 곤충의 제조에 사용되는 방법을 설명한다. 우리는 설탕과 쓴 화합물에 대한 응답으로 맛의 신경 세포에 의해 해고 전기 자극의 흔적을 보여줍니다. 프로토콜의 측면들은 t 아르으로 말하면 도전과 우리는 신호 또는 시스템의 과도한 소음의 부족, 그리고 잠재적 인 솔루션으로 발생할 수있는 몇 가지 일반적인 기술 과제의 광범위한 설명을 포함. 기술은 시간적으로 복잡한 자극을 전달 배달을 자극 직전에 발사 배경을 관찰하거나, 편리 불용성 맛 화합물을 사용할 수없는 등의 제한 사항이 있습니다. 이러한 한계에도 불구하고, (프로토콜에서 참조하는 약간의 변동 사항을 포함한다)이 기술은 화합물을 맛 초파리 신경 세포의 반응을 기록 광범위하게 허용 절차 표준입니다.

그림 (a)는 설탕, 자당 L의 sensillum의 반응을 보여줍니다. 같은 sensillum가 쓴 화합물에 반응하지 않는, 베르베린. 그림 (b)는 쓴 반응 신경 세포를 포함하는 I 형 sensillum는, 베르베린에 대한 응답으로 큰 진폭 스파이크, 자당에 대한 응답으로 작은 진폭 스파이크를 표시 것을 보여줍니다. 내가 TCC 사실상 응답 (그림 5)를 표시하지 sensilla 동안 L은, 용매 제어, TCC에 ?...

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Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

이 프로토콜은 초파리에서 labellar 맛 뉴런에 의해 트리거되는 액션 잠재적 인 반응의 세포 녹음을 설명합니다.

에서 전기 생리학 기록<em&gt; 초파리</em&gt; Labellar는 Sensilla 맛

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

electrophysiological-recording-from-drosophila-labellar-taste-sensilla

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

16.2K 조회수.  Yale University.  이 프로토콜은 초파리에서 labellar 맛 뉴런에 의해 트리거되는 액션 잠재적 인 반응의 세포 녹음을 설명합니다. 

비디오: Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

애벌레의 Zebrafish의 Forebrain Electrophysiological 기록

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

연구

신경과학

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Much information about the coupling of presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained from invertebrate preparations, most notably the squid giant synapse1. However, except for the preparation described here, few vertebrate preparations exist in which it is possible to make simultaneous measurements of neurotransmitter release and presynaptic ionic currents. Embryonic Xenopus motoneurons and muscle cells can be grown together in simple culture medium at room temperature; they will form functional synapses within twelve to twenty-four hours, and can be used to study nerve and muscle cell development and synaptic interactions for several days (until overgrowth occurs). Some advantages of these co-cultures over other vertebrate preparations include the simplicity of preparation, the ability to maintain the cultures and work at room temperature, and the ready accessibility of the synapses formed2-4. The preparation has been used widely to study the biophysical properties of presynaptic ion channels and the regulation of transmitter release5-8. In addition, the preparation has lent itself to other uses including the study of neurite outgrowth and synaptogenesis9-12, molecular mechanisms of neurotransmitter release13-15, the role of diffusible messengers in neuromodulation16,17, and in vitro synaptic plasticity18-19.

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

This video demonstrates the procedures used to grow primary cultures of embryonic Xenopus nerve and muscle cells and the usefulness of this preparation for making simultaneous pre- and post-synaptic patch clamp recordings.

동시 사전 및 사후 신경 Electrophysiological 녹화에서<em&gt; Xenopus</em&gt; 신경 근육 공동 문화

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

온전한 성인 Zebrafish의의 뇌에 전기 생리학 기록

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

의 기록 세포 내 전압 응답에 대한 전기 생리 방법<em&gt; 초파리</em&gt; 빛 자극에 광수와의 interneurons<em&gt; 생체</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

성인을위한 맛의 기본 설정 분석<em&gt; 초파리</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, enabling the use of D. melanogaster molecular genetics to study inositol-lipid signaling and Transient Receptor Potential (TRP) channels at the single-molecule level. A handful of labs have mastered this powerful technique, which enables the analysis of the physiological responses to light under highly controlled conditions. This technique allows control over the intracellular and extracellular media; the membrane voltage; and the fast application of pharmacological compounds, such as a variety of ionic or pH indicators, to the intra- and extracellular media. With an exceptionally high signal-to-noise ratio, this method enables the measurement of dark spontaneous and light-induced unitary currents (i.e.&#160;spontaneous and quantum bumps) and macroscopic Light-induced Currents (LIC) from single D. melanogaster photoreceptors. This protocol outlines, in great detail, all the key steps necessary to perform this technique, which includes both electrophysiological and optical recordings. The fly retina dissection procedure for the attainment of intact and viable ex vivo isolated ommatidia in the bath chamber is described. The equipment needed to perform whole-cell and fluorescence imaging measurements are also detailed. Finally, the pitfalls in using this delicate preparation during extended experiments are explained.

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors enable the measurement of spontaneous dark bumps, quantum bumps, macroscopic responses to light, and current-voltage relationships under various conditions. In combination with D. melanogaster genetic manipulation tools, this method enables the study of the ubiquitous inositol-lipid signaling pathway and its target, the TRP channel.

전 세포 전압 클램프 기록을위한 전기 생리 학적 방법<em&gt; Drosophila</em&gt; 광 수용체

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, ...

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, oviposition, and mating. Myriad chemicals of varying volatilities have been identified as natural odorants that activate insect Olfactory Receptor Neurons (ORNs). However, studying the olfactory responses to low-volatility odorants has been hampered by an inability to effectively present such stimuli using conventional odor-delivery methods. Here, we describe a procedure that permits the effective presentation of low-volatility odorants for in vivo Single-Sensillum Recording (SSR). By minimizing the distance between the odor source and the target tissue, this method allows for the application of biologically salient but hitherto inaccessible odorants, including palmitoleic acid, a stimulatory pheromone with a demonstrated effect on ORNs involved in courtship and mating behavior1. Our procedure thus affords a new avenue to assay a host of low-volatility odorants for the study of insect olfaction and pheromone communication.

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

The overall goal of this protocol is to demonstrate how to present odorants of low volatility for single-sensillum recording from Drosophila olfactory receptor neurons that respond to long-chain cuticular pheromones.

에서 전기 생리 학적 기록<em&gt; Drosophila</em&gt; 낮은 휘발성의 냄새에 반응하는 Trichoid Sensilla

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar Drosophila Melanogaster

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield deleterious consequences, yet the current methods for recording nervous system activity of an individual animal is costly and laborious. This suction electrode preparation of the third-instar larval central nervous system of Drosophila melanogaster, is a tractable system for testing the physiological effects of neuroactive agents, determining the physiological role of various neural pathways to CNS activity, as well as the influence of genetic mutations to neural function. This ex vivo preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of insect neuronal activity. A wide variety of chemical modulators, including peptides, can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline to measure the influence on the CNS activity. Further, genetic technologies, such as the GAL4/UAS system, can be applied independently or in tandem with pharmacological agents to determine the role of specific ion channels, transporters, or receptors to arthropod CNS function. In this context, the assays described herein are of significant interest to insecticide toxicologists, insect physiologists, and developmental biologists for which D. melanogaster is an established model organism. The goal of this protocol is to describe an electrophysiological method to enable the measurement of electrogenesis of the central nervous system in the model insect, Drosophila melanogaster, which is useful for testing a diversity of scientific hypotheses.

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar  Drosophila Melanogaster

This protocol describes a method to record the descending electrical activity of the Drosophila melanogaster central nervous system to enable the cost-efficient and convenient testing of pharmacological agents, genetic mutations of neural proteins, and/or the role of unexplored physiological pathways.

제 3-탈피 초파리 Melanogaster 의 중앙 신 경계 활동의 electrophysiological 녹음

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield ...

Electrophysiological Methods for Measuring Photopigment Levels in Drosophila Photoreceptors

The Drosophila G-protein-coupled photopigment rhodopsin (R) is composed of a protein (opsin) and a chromophore. The activation process of rhodopsin is initiated by photon absorption-inducing isomerization of the chromophore, promoting conformational changes of the opsin and resulting in a second dark-stable photopigment state (metarhodopsin, M). Investigation of this bi-stable photopigment using random mutagenesis requires simple and robust methods for screening mutant flies. Therefore, several methods for measuring reductions in functional photopigment levels have been designed. One such method exploits the charge displacements within the photopigment following photon absorption and the huge amounts of photopigment molecules expressed in the photoreceptors. This electrical signal, named the early receptor potential (or early receptor current), is measured by a variety of electrophysiological methods (e.g., electroretinogram and whole-cell recordings) and is linearly proportional to functional photopigment levels. The advantages of this method are the high signal-to-noise ratio, direct linear measurement of photopigment levels, and independence of phototransduction mechanisms downstream to rhodopsin or metarhodopsin activation. An additional electrophysiological method called prolonged depolarizing afterpotential (PDA) exploits the bi-stability of Drosophila photopigment and the absorption-spectral differences of fly R and M pigment states. The PDA is induced by intense blue light, converting saturating amounts of rhodopsin to metarhodopsin, resulting in the failure of light-response termination for an extended time in darkness, but it can be terminated by metarhodopsin to rhodopsin conversion using intense orange light. Since the PDA is a robust signal that requires massive photopigment conversion, even small defects in the biogenesis of the photopigment lead to readily detected abnormal PDA. Indeed, defective PDA mutants led to the identification of novel signaling proteins important for phototransduction.

Electrophysiological Methods for Measuring Photopigment Levels in Drosophila Photoreceptors

We present a protocol to electrophysiologically characterize bi-stable photopigments: (i) exploiting the charge displacements within the photopigment molecules following photon-absorption and their huge amount in the photoreceptors, and (ii) exploiting the absorption-spectra differences of rhodopsin and metarhodopsin photopigment states. These protocols are useful to screen for mutations affecting bi-stable photopigment systems.&#160;

초파리 광수용체에서 광안료 수준을 측정하기 위한 전기생리학적 방법

The Drosophila G-protein-coupled photopigment rhodopsin (R) is composed of a protein (opsin) and a chromophore. The activation process of rhodopsin is ...