Questo lavoro è stato supportato da un predoctoral 1F31DC012985 sovvenzione NRSA (a RD) e da sovvenzioni NIH per JC Vorremmo ringraziare il Dott. Linnea Weiss per gli utili commenti sul manoscritto, il dottor Ryan Joseph di aiuto per la compilazione figure, e il dottor Frederic Marion-Poll per utili consigli tecnici. Vorremmo inoltre ringraziare gli utili commenti di quattro utenti.

Il seguente protocollo è conforme a tutte le direttive cura degli animali della Yale University. 1. Reagenti agricole per la preparazione <ol><li> Registrazione installazione attrezzature (Figura 1A). <ol><li fo:keep-together.within-page="always"> Scegliere una sala per l&#39;installazione impianto che è libero di ampie variazioni di temperatura o umidità e anche isolata da fonti di rumore elettrico e meccanico, come i frigoriferi e centrifughe. <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig1.jpg" /> Figura 1. (A) Presentazione di installazione impianto di registrazione. Stereomicroscopio (a) è montato sulla piattaforma anti-vibrazione (b) portaelettrodo. Riferimento (c) è montato sulla piattaforma opposta headstage (d), tramite micromanipolatori. Un tubo di plastica scarico (e) fornire flusso di aria umidificata diretto alla preparazione mosca è montato anche su tegli piattaforma. Headstage è collegato all&#39;amplificatore (f), che è collegato al sistema di acquisizione digitale (DAS) (g), che è collegato ad un PC (h). (B) Configurazione degli elettrodi e del tubo di scarico:. Elettrodo di riferimento a sinistra, elettrodo di registrazione a destra, e il flusso d&#39;aria tubo di scarico diretto in preparazione fly <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig1highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere l&#39;immagine ingrandita.</a> </li><li> Mount stereomicroscopio al centro del tavolo anti-vibrazione o piattaforma. </li><li> Attaccare micromanipolatori per la preparazione elettrodo di riferimento / insetto e headstage / elettrodo di registrazione rispettivamente a sinistra ea destra del microscopio, utilizzando supporti magnetici. </li><li> Mount presa tubo di plastica in una terza micromanipolatore al retro del microscopio, orientato in modo tale che l&#39;apertura del tubo è puntato verso la posizione di mosca prep (vedere Figura 1B). </li><li> Utilizzando tubi di plastica flessibile, apresa tachimetro tubo di plastica ad una beuta da vuoto parzialmente riempito con acqua. Collegare una piccola pompa acquario a bolla d&#39;aria attraverso l&#39;acqua nel pallone, generando un flusso d&#39;aria umidificata attraverso il tubo plastico scarico verso la mosca. </li><li> Mount fibra ottica sorgente luminosa dal tavolo vibrazione, orientando le uscite per illuminare la preparazione riflettono la luce con un foglio di carta bianca della carta direttamente sotto la preparazione. Accertarsi che la sorgente di luce non poggia sul tavolo. Nota: il vantaggio di riflettere la sorgente di luce su un disco di carta è duplice: migliora il contrasto, rendendo sensilla più facile da visualizzare, e impedisce il riscaldamento del preparato che deriverebbe dalla luce diretta. </li><li> Inserire tastePROBE amplificatore nel sistema di acquisizione digitale (DAS), e la DAS in un personal computer, secondo il manuale fornitore. Collegare piede grilletto pedale e organizzare in area di lavoro. Nota: prese a muro elettricamente isolate per l&#39;amplificatore e DAS sono altamente auspicabilegrado. </li><li> Elettricamente a terra microscopio, micromanipolatori, e la sorgente luminosa per il collegamento di componenti metallici per tavolo con morsetti a coccodrillo e lunghezze di filo elettrico isolato e nastro isolante. Elettricamente a terra piattaforma di metallo collegandosi alla costruzione di terra o DAS, che viene messa a terra tramite spina di alimentazione. </li><li> Installare il software appropriato di acquisizione per la DAS di scelta sul personal computer. Nota: Assicurarsi che i driver di acquisizione digitali sono compatibili con il sistema operativo del PC. </li><li> Configurare l&#39;amplificazione software (10-100x), il filtraggio del segnale (tipicamente un filtro passa-banda Bessel impostato da 100 Hz-3, 000 Hz), e frequenza di campionamento (almeno 10 KHz). Nota: ampiezze di segnale dai neuroni gustative sono tipicamente nel range 0,5-2 mV, per cui la scala di visualizzazione è impostato per facilitare la loro visualizzazione. Nota: Il filtro 100 Hz consente di escludere il rumore elettrico estraneo, tuttavia, cambia la forma delle punte e può fare advanced picco ordinamento more impegnativo. In alternativa, un filtro 1 Hz può essere utilizzato. </li><li> Facoltativamente, una gabbia di Faraday può essere impostato intorno all&#39;intera tavola vibrante. Tuttavia, piccoli fogli di alluminio sono in genere sufficienti per ridurre il rumore generato dall&#39;ambiente esterno o investigatore. </li></ol></li><li fo:keep-together.within-page="always"> Glass elettrodi Preparazione <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig2.jpg" /> Elettrodi Figura 2. Riferimento e di registrazione. Fotografie sotto l&#39;ingrandimento di capillari di vetro tirato in elettrodo di riferimento, con (A) e senza (B) punta rotta, e elettrodi di registrazione (C). Barra bianca rappresenta 2 mm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig2highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere l&#39;immagine ingrandita.</a> <ol><li> Tirare il riferimentoelettrodo da un capillare di vetro usando una pipetta strumento estrattore. Nota: Le impostazioni esatte del programma pipetta estrattore possono variare da strumento a strumento. Provare a raggiungere un lungo cono graduale. La dimensione dei pori sulla punta non è fondamentale perché la punta sarà rotto prima preparazione fly (Figure 2A e 2B), tuttavia, assicurarsi che il diametro della lunghezza conica dell&#39;elettrodo è né troppo sottile, che non consente una sufficiente immobilizzazione del labello, né troppo grande, che potrebbe danneggiare i neuroni gustative o rottura delle ghiandole salivari. </li><li> Estrarre l&#39;elettrodo registrazione da un capillare di vetro borosilicato con filamento con uno strumento pipetta estrattore. Cercare di ottenere un cono che è minore di quella dell&#39;elettrodo di riferimento, e un diametro dei pori di circa 10-15 micron (Figura 2C) 28. </li></ol></li><li> Soluzioni sapida preparazione <ol><li> Utilizzare soluzione Ringer Beadle-Ephrussizione (B &amp; E) come elettrolita elettrodo di riferimento. Per fare un litro di B &amp; E, sciogliere 7,5 g di NaCl, 0,35 g di KCl, e 0,279 g di CaCl 2 ∙ 2H 2 O in un litro di acqua ultrapura. Conservare aliquote inferiori a -20 ° C. </li><li> Utilizzare 30 mM soluzione tricholine citrato (TCC) come elettrolita elettrodo di registrazione e solvente per soluzioni sapida 25, se le risposte GRN amaro o zucchero sono da misurare. In alternativa, 1-3 mM soluzione di cloruro di potassio può essere utilizzata se le risposte della cellula acqua devono essere misurate. </li><li> Per rendere le soluzioni sapida, pesare la quantità appropriata di sapida in polvere e aggiungere al TCC per fare uno stock concentrazione iniziale. Usare questo per fare diluizioni seriali di questo stock iniziale per produrre la concentrazione desiderata per il test. Nota: Se tastants non facilmente si dissolvono in acqua, un altro solvente, come etanolo, può essere usato per fare magazzino concentrazione iniziale. Una soluzione di controllo adeguato di TCC e solvente senza sapidadovrebbe essere utilizzato in questo caso. </li><li> Il negozio di aliquote lungo termine a -20 ° C. Memorizzare un aliquota di lavoro di una soluzione sapida a 4 ° C per la registrazione all&#39;uso fino a una settimana, a seconda delle proprietà chimiche del sapida. </li></ol></li></ol> 2. Drosophila Preparazione <img alt="Figura 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig3.jpg" /> Figura 3. Preparazione di volare per la registrazione. (A) Posizione di inserimento dell&#39;elettrodo di riferimento nel torace dorsale di volare. La freccia bianca indica l&#39;elettrodo di riferimento. (B) la posizione intermedia di elettrodo di riferimento: avanzare attraverso il collo e la testa, non proboscide ancora esteso. (C, D) volare con elettrodo di riferimento in posizione finale con la punta di elettrodo all&#39;interno labello, e proboscidecompletamente esteso. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig3highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere l&#39;immagine ingrandita.</a> <ol><li> Raccogliere le mosche appena eclosed per la registrazione da culture fly ben curati, cresciute sotto-e temperatura condizioni di umidità controllata, e invecchiare 5-10 giorni in flaconi di coltura fresco prima di registrare. </li><li> Raffreddare piastra microscopio su ghiaccio per 15-30 minuti prima di preparare mosca. </li><li> Backfill elettrodo di riferimento vetro con B &amp; E soluzione con un lungo, plastica sottile ago di 0,5 mm di diametro, ad esempio un ago spinale e siringa da 1 ml e delicatamente toccare eventuali bolle. Rompere piccola quantità di punta fuori con pinze e usare un&#39;azione capillare per tirare fuori tutte le bolle rimanenti con un fazzoletto, osservando sotto microscopio da dissezione. </li><li> Presentazione B &amp; E-riempita elettrodo di riferimento sul filo del porta elettrodi di riferimento, facendo attenzione a non introdurre bolle d&#39;aria. </li><li> Aspirare volare in una punta di pipetta P200, utilizzando fly aspiratore incorporatodalla tubazione, maglia e puntale; 29 posto nel secchiello del ghiaccio e freddo per 30-60 sec. </li><li> Rimuovere la piastra microscopio da ghiaccio, eliminare ogni residuo di umidità, e la posizione sotto il microscopio. Battere delicatamente volare fuori punta della pipetta sulla piastra microscopio. Nota: la mosca dovrebbe essere sufficientemente immobilizzato per manipolare facilmente. </li><li> Sotto basso ingrandimento, rimuovere delicatamente le zampe anteriori, con un paio di pinze, mentre si tiene la stalla torace con l&#39;altra coppia di pinze. Posizionare la mosca sul suo lato ventrale, lato dorsale verso l&#39;alto. Nota: essere sempre attenti a non toccare il labello con le pinze in qualsiasi momento durante il processo di preparazione per minimizzare i danni meccanici. </li><li> Tenendo la mosca in posizione con un paio di pinze, inserire l&#39;elettrodo di riferimento alla linea mediana della dorsale posteriore del torace. Un angolo suggerito di entrata è di circa quarantacinque gradi, in direzione della testa (Figura 3A). </li><li> Fissare l&#39;elettrodo di riferimentoe supporto con plastilina in modo che la mosca è visibile sotto il microscopio ad alto ingrandimento. Manovra e l&#39;angolo l&#39;elettrodo di vetro attraverso il collo e la testa, facendo scorrere la mosca nei confronti del titolare elettrodo di riferimento utilizzando due paia di pinze. Nota: Lavorate in fretta, ma senza problemi, è più facile per completare questo passaggio, mentre la mosca è ancora immobilizzata dal freddo (Figura 3B). </li><li> Estendere delicatamente la proboscide con una coppia di pinze, facendo scorrere la mosca ulteriormente l&#39;elettrodo di riferimento vetro, finché la punta dell&#39;elettrodo è all&#39;interno del labello e la proboscide è completamente estesa (figure 3C e 3D). Nota: Fare attenzione a non forare qualsiasi parte del tessuto proboscide o distendere il bordo del labello con l&#39;elettrodo di riferimento, in quanto ciò potrebbe danneggiare il volo e / o sapore neuroni e compromettere la qualità di registrazione. </li></ol> 3. Registrazione da Labellar Sensilla <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Figura 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig4.jpg" /> Figura 4. Registrazione da mosca. (A) labello di preparazione volare sulla sinistra con elettrodo di registrazione in linea di contatto a destra, in alto ingrandimento. (B) elettrodo di registrazione e single sensillum sul labello in contatto, in alto ingrandimento. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig4highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere l&#39;immagine ingrandita.</a> <ol><li> Mettere sempre a terra toccando la superficie metallica del tavolo anti-vibrazione o piattaforma prima di toccare qualsiasi apparecchiatura durante il processo di registrazione! Nota: E &#39;estremamente importante non fornire una carica elettrostatica al headstage come che possono danneggiare i circuiti. </li><li> Sicuro titolare elettrodo di riferimento al micromanipolatore montato sulla tavola un&#39;aria di Recording rig. Posizione un lobo del labello in campo microscopio di vista, in alto ingrandimento (in genere almeno 140X), in linea con il flusso di aria umidificata. </li><li> Accendere il flusso di aria umidificata, computer, DAS, e l&#39;amplificatore. Software di acquisizione Apri. </li><li> Sciacquare e riempire elettrodo di registrazione vetro con sapida desideri. <ol><li> Risciacquare elettrodo di registrazione di vetro con acqua ultrapura utilizzando una siringa e tubo di plastica da 28 a tirare piccole quantità di acqua attraverso il tubo almeno dieci volte. </li><li> Sciacquare elettrodo di registrazione con sapida almeno cinque volte. Riempire elettrodo di registrazione di circa un terzo a pieno a metà con sapida e togliere dal tubo. Se ci sono bolle d&#39;aria, toccare per rilasciare o semplicemente riempire l&#39;elettrodo. </li><li> Infilare elettrodo sul filo di argento headstage rapidamente ed uniformemente in modo da non introdurre bolle d&#39;aria. </li></ol></li><li> Stimolare singolo sensillum con elettrodo di registrazione sapida-riempita. <ol><li> Utilizzare il micromanipupressione della bombola per portare l&#39;elettrodo di registrazione allineato sensillum di interesse. </li><li> Premere il pedale per avviare la modalità di acquisizione dell&#39;amplificatore. </li><li> Avanzare l&#39;elettrodo di registrazione con la manopola di regolazione fine della micromanipolatore attenzione fino a quando non entra in contatto con la punta di sensillum e la registrazione comincia. </li><li> Rimuovere l&#39;elettrodo dopo 1-2 sec. </li><li> Ripetere passo 3.5 con altri sensilli, se lo si desidera. Nota: Attendere almeno 1 minuto tra presentazioni alla stessa sensillum. Se la registrazione con un singolo sapida per un periodo prolungato di tempo, la soluzione sapida potrebbe seccarsi e la soluzione nella punta può diventare più concentrato. Questo può essere risolto contattando delicatamente la punta dell&#39;elettrodo di vetro con carta liscia per rimuovere una piccola quantità di liquido per capillarità. </li></ol></li><li> Per registrare le risposte a un altro sapida, risciacquare e elettrodo di registrazione del carico con il nuovo sapida e ripetere il punto 3.4. Nota: accuratamente sciacquare l&#39;elettrodo tra tastants è absolutely fondamentale per evitare la contaminazione incrociata. </li><li> Salvare i file di dati periodicamente con informazioni di identificazione, come data, genotipo, e tastants. Nota: E &#39;importante tenere una copia scritta della sapida e dell&#39;identità sensillum di ogni presentazione durante la sessione di registrazione per l&#39;analisi dei dati. </li></ol>

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D.C. stimulation and generator potential of labellar chemoreceptor of calliphora.</a> Journal of cellular and comparative physiology. 54, 189-204 (1959).</li><li>Lacaille, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+inhibitory+sex+pheromone+tastes+bitter+for+Drosophila+males.">An inhibitory sex pheromone tastes bitter for Drosophila males.</a> PLoS One. 2, e661 (2007).</li><li>Benton, R., Dahanukar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+taste+sensilla.">Electrophysiological recording from Drosophila taste sensilla.</a> Cold Spring Harbor protocols. 2011, 839-850 (2011).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J. Vis. Exp. , e1725 (2010).</li><li>Axon Instruments. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Axon Guide for Electrophysiology &amp; Biophysics Laboratory Techniques. , (1993).</li><li>Fujishiro, N., Kijima, H., Morita, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impulse+frequency+and+action+potential+amplitude+in+labellar+chemosensory+neurones+of+Drosophila+melanogaster.">Impulse frequency and action potential amplitude in labellar chemosensory neurones of Drosophila melanogaster.</a> Journal of insect physiology. 30, 317-325 (1984).</li><li>Marion-Poll, F., Tobin, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Software+filter+for+detecting+spikes+superimposed+on+a+fluctuating+baseline.">Software filter for detecting spikes superimposed on a fluctuating baseline.</a> Journal of neuroscience. 37, 1-6 (1991).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+the+individual+firing+frequencies+of+two+neurons+recorded+with+a+single+electrode.">Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode.</a> Chem Senses. 28, 671-679 (2003).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+coding+of+bitter+taste+in+Drosophila.">Peripheral coding of bitter taste in Drosophila.</a> Journal of neurobiology. 56, 139-152 (2003).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Sensilla Labellar variano nella facilità della registrazione a causa delle differenze nella morfologia e l&#39;organizzazione anatomica. A volte un sensillum non risponde ad alcuna tastants, anche uno che è noto per suscitare una risposta positiva. La frequenza con cui ciò si verifica varia a seconda del tipo di sensillum. L sensilla sono più costantemente reattivo e sono relativamente facili da accedere a causa della loro lunghezza. In generale, S sensilli sono sempre reattivo, ma la loro corta lunghezza e la posiz...

Il senso del gusto permette un insetto per rilevare una vasta gamma di prodotti chimici solubili e svolge un ruolo importante nella accettazione di una sostanza nutriente, o il rifiuto di uno nocivi o tossici. Gusto è anche pensato di svolgere un ruolo nella selezione del partner, attraverso il rilevamento di feromoni 1-5. Queste funzioni importanti e diverse hanno reso il sistema del gusto insetto bersaglio irresistibile di indagine come i sistemi sensoriali traducono stimoli ambientali in output comportamentali rilevanti. L&#39;unità principale del sistema di gusto Drosophila melanogaster sono i capelli gusto, o sensillum. Le molecole entrano nel sensillum attraverso un poro al suo 2,6 punta. Sensilli si trovano sul labello, le gambe, il margine dell&#39;ala, e la faringe 6. Sul labello, il numero e la posizione dei sensilli è stereotipati. Ci sono tre classi morfologiche dei sensilli basati sulla lunghezza: lungo (L), intermedio (I), e brevi (S<html> ) Sensilli 7,8. Ogni sensillum contiene o due (I-type) o quattro (L e S-type) neuroni recettori gustativi (GRN) 9. Diversi GRN rispondono a diverse categorie di stimoli gusto: amaro, zucchero, sale e osmolarità 7,10 ed esprimono diversi sottoinsiemi di recettori gustativi 8,11-13. Solo io e S-type sensilla contengo amaro-reattiva GRN 8,10. Il progetto GRN al ganglio subesophageal (SOG) e la loro attivazione da molecole sapide viene trasmesso al sistema nervoso centrale superiore per la decodifica, causando una risposta comportamentale 6. Il numero relativamente piccolo di neuroni e la riconducibilità di analisi molecolare e comportamentale rendono il sistema gusto Drosophila un ottimo modello per lo studio di sistemi gustativi in generale. La relativa facilità con cui il sistema può essere manipolato tramite mutazione genetica o il sistema di espressione GAL4-UAS serve anche come uno strumento prezioso 14,15. ONTENUTO &quot;&gt; Poiché questi sensilla sporgono dalla superficie del labello, fanno ottimi bersagli per elettrofisiologia. lo sparo della GRN può essere monitorato tramite registrazione extracellulare. Storicamente, il metodo di registrazione parete laterale, che utilizza un elettrodo di vetro inserita nel sensillum per registrare l&#39;attività neuronale, 26 è stato utilizzato. Tuttavia, questo metodo è tecnicamente difficile da eseguire, ed è difficile da registrare per lungo da ciascun preparato. Procedimento punta-registrazione, che misura la risposta dei neuroni con un elettrodo che offre allo stesso tempo una sapida, da allora è diventato il metodo di scelta 9,16. Esso è stato utilizzato per studiare il sistema del gusto di Drosophila melanogaster 8,10,17,18 così come un certo numero di altre specie di insetti 19-23. Ha stato notevolmente facilitato dallo sviluppo dell&#39;amplificatore tastePROBE, che ha superato uno dei principali inconvenienti del metodo punta-registrazione compensandola grande differenza di potenziale tra l&#39;elettrodo di riferimento e l&#39;sensillum insetto, permettendo ai potenziali d&#39;azione GRN da registrare senza eccessivo amplificazione o filtraggio 24. Un altro importante sviluppo è stato l&#39;uso di tricholine citrato come elettrolita registrazione 25. TCC sopprime le risposte dal GRN osmolarità sensibile e non stimola il GRN sensibili al sale, rendendo risposte generate dal tastants amaro e zucchero molto più facile da analizzare 25. Qui si descrive come la registrazione punta di Drosophila labellar sensilli è attualmente eseguita in laboratorio Carlson. Questo protocollo spiegherà come stabilire un impianto adatto elettrofisiologia, come preparare al volo, e come eseguire le registrazioni di gusto. Presentiamo anche alcuni dati rappresentativi ottenuti dalla registrazione da sottoinsiemi di Drosophila sensilli, nonché alcuni problemi comuni e le possibili soluzioni che si possono incontrare quando si usa questatecnica.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="783">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:168px;">Stereo Zoom Microscope</td>
			<td style="width:187px;">Olympus&#160;</td>
			<td style="width:211px;">SZX12 DFPLFL1.6x PF eyepieces: WHN10x-H/22</td>
			<td style="width:219px;">capable of ~150x magnification with long working distance table mount stand</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Anti-vibration Table</td>
			<td style="width:187px;">Kinetic Systems</td>
			<td>BenchMate2210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Micromanipulators</td>
			<td style="width:187px;">Narishige</td>
			<td>NMN-21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Magnetic stands</td>
			<td style="width:187px;">ENCO</td>
			<td>Model #625-0930</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Reference Electrode Holder</td>
			<td style="width:187px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:211px;">ESP/W-F10N</td>
			<td>Can be mounted on 5ml serological pipette for extended range</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">&#160;Silver Wire</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:211px;">AGW1510</td>
			<td>0.3-0.5mm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Retort Stand</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Outlet Plastic Tube</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic, 1cm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Flexible Plastic Tubing</td>
			<td style="width:187px;">Nalgene&#160;</td>
			<td>8000-0060</td>
			<td style="width:219px;">VI grade 1/4 in internal diameter&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">500 ml Conical Flask</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic,&#160; with side arm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Aquarium Pump</td>
			<td style="width:187px;">Aquatic Gardens</td>
			<td style="width:211px;">Airpump 2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Fiber Optic Light Source</td>
			<td style="width:187px;">Dolan-Jenner Industries</td>
			<td>Fiber-Lite 2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">White Card/Paper</td>
			<td style="width:187px;">Whatman</td>
			<td style="width:211px;">1001-110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Digital Acquisition System</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">IDAC-4</td>
			<td>Alternative: National Instruments NI-6251 &#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Headstage</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">DTP-1</td>
			<td>Tasteprobe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Tasteprobe Amplifier</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">DTP-1</td>
			<td>Tasteprobe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Alligator Clips</td>
			<td style="width:187px;">Grainger</td>
			<td style="width:211px;">1XWN7</td>
			<td>Any brand is fine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Insulated Electrical Wire</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Gold Connector Pins</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td align="right" style="width:211px;">5482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Personal Computer</td>
			<td style="width:187px;">Dell&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Vostro</td>
			<td>Check for compatibility with digital acquisition system and software</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Acquisition Software</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">Autospike</td>
			<td>Autospike works with IDAC-4; alternatively, use Labview with NI-6251</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Aluminum Foil and/or Faraday Cage</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Electro-magnetic noise shielding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Borosilicate Glass Capillaries</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:211px;">1B100F-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Pipette Puller</td>
			<td style="width:187px;">Sutter Instrument Company</td>
			<td style="width:211px;">Model P-87 Flaming/Brown Micropipette Puller</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Beadle and Ephrussi Ringer Solution</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>See recipe in protocol section</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Tricholine citrate, 65%&#160;</td>
			<td style="width:187px;">Sigma</td>
			<td style="width:211px;">T0252-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Stereo Microscope</td>
			<td style="width:187px;">Olympus</td>
			<td style="width:211px;">VMZ 1x-4x</td>
			<td style="width:219px;">Capable of 10x-40x magnification</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Ice Bucket</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">p200 Pipette Tips</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Spinal Needle</td>
			<td style="width:187px;">Terumo</td>
			<td style="width:211px;">SN*2590</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">1ml Syringe</td>
			<td style="width:187px;">Beckton-Dickenson</td>
			<td align="right" style="width:211px;">301025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Fly Aspirator</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Assembled from P1000 pipette tips, flexible plastic tubing, and mesh</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Modeling Clay</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Forceps</td>
			<td style="width:187px;">Fine Science Tools By Dumont</td>
			<td style="width:211px;">11252-00</td>
			<td>#5SF (super-fine tips)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">10ml Syringe&#160;</td>
			<td style="width:187px;">Beckton-Dickinson</td>
			<td align="right" style="width:211px;">301029</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Plastic Tubing</td>
			<td style="width:187px;">Tygon</td>
			<td style="width:211px;">R-3603</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electrophysiological recording from drosophila labellar taste sensilla

La risposta gusto periferico degli insetti può essere potentemente indagato con tecniche elettrofisiologiche. Il metodo qui descritto consente al ricercatore di misurare le risposte gustative direttamente e quantitativamente, riflettendo l&#39;input sensoriale che il sistema nervoso dell&#39;insetto riceve da stimoli di sapore nel suo ambiente. Questo protocollo descrive tutti i passaggi chiave nello svolgimento di questa tecnica. I passaggi critici nel montaggio di un impianto di elettrofisiologia, come la scelta delle attrezzature necessarie e di un ambiente adatto per la registrazione, sono delineati. Abbiamo anche descritto come prepararsi per la registrazione facendo opportuni elettrodi di riferimento e di registrazione, e le soluzioni sapida. Descriviamo in dettaglio il metodo per preparare l&#39;insetto mediante inserimento di un elettrodo di riferimento in vetro al volo per immobilizzare proboscide. Noi mostriamo tracce di impulsi elettrici sparati da neuroni gusto in risposta ad uno zucchero e un composto amaro. Aspetti del protocollo sono tecnicamente impegnativo e includiamo una descrizione dettagliata di alcune sfide tecniche comuni che si possono incontrare, come la mancanza di segnale o rumore eccessivo nel sistema, e le possibili soluzioni. La tecnica ha limitazioni, come l&#39;incapacità di fornire stimoli temporalmente complessi, osservare sfondo cottura immediatamente prima stimolo consegna o usare i composti gusto insolubili in acqua convenientemente. Nonostante questi limiti, questa tecnica (comprese variazioni minori si fa riferimento nel protocollo) è uno standard, procedura ampiamente accettato per la registrazione di risposte neuronali Drosophila al gusto composti.

Figura 5A mostra la risposta di una L sensillum ad uno zucchero, saccarosio. Lo stesso sensillum non risponde ad un composto amaro, berberina. Figura 5B mostra che un tipo I sensillum, che contiene un neurone reattivo amaro, visualizza maggiori picchi di ampiezza in risposta alla berberina, e picchi di ampiezza più piccoli in risposta al saccarosio. L sensilla visualizzare una minima risposta di fondo al controllo solvente, TCC, mentre sensilla visualizzo praticamente alcuna risposta a...

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Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

Questo protocollo descrive registrazione extracellulare delle possibili azioni di risposta sparati dai neuroni del gusto labellar in Drosophila.

Elettrofisiologici Registrazione da<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

electrophysiological-recording-from-drosophila-labellar-taste-sensilla

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

16.2K Views.  Yale University.  Questo protocollo descrive registrazione extracellulare delle possibili azioni di risposta sparati dai neuroni del gusto labellar in Drosophila. 

Video: Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated. Thus, simultaneous recordings of neuronal activity and behavior are essential to correlate brain activity to behavior. For such behavioral analyses, the fruit fly, Drosophila melanogaster, allows us to incorporate genetically encoded calcium indicators such as GCaMP1, to monitor neuronal activity, and to use sophisticated genetic manipulations for optogenetic or thermogenetic techniques to specifically activate identified neurons2-5. Use of a thermogenetic technique has led us to find critical neurons for feeding behavior (Flood et al., under revision). As a main part of feeding behavior, a Drosophila adult extends its proboscis for feeding6 (proboscis extension response; PER), responding to a sweet stimulus from sensory cells on its proboscis or tarsi. Combining the protocol for PER7 with a calcium imaging technique8 using GCaMP3.01, 9, I have established an experimental system, where we can monitor activity of neurons in the feeding center &#x2013; the suboesophageal ganglion (SOG), simultaneously with behavioral observation of the proboscis. I have designed an apparatus ("Fly brain Live Imaging and Electrophysiology Stage": "FLIES") to accommodate a Drosophila adult, allowing its proboscis to freely move while its brain is exposed to the bath for Ca2+ imaging through a water immersion lens. The FLIES is also appropriate for many types of live experiments on fly brains such as electrophysiological recording or time lapse imaging of synaptic morphology. Because the results from live imaging can be directly correlated with the simultaneous PER behavior, this methodology can provide an excellent experimental system to study information processing of neuronal networks, and how this cellular activity is coupled to plastic processes and memory.

Simultaneous Recording of Calcium Signals from Identified Neurons and Feeding Behavior of Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, extends its proboscis for feeding, responding to a sugar stimulus from its proboscis or tarsus. I have combined observations of the proboscis extension response (PER) with a calcium imaging technique, allowing us to monitor the activity of neurons in the brain, simultaneously with behavioral observation.

La registrazione simultanea dei segnali di calcio da parte dei neuroni identificati e comportamento alimentare di Drosophila melanogaster</em

To study neuronal networks in terms of their function in behavior, we must analyze how neurons operate when each behavioral pattern is generated.  Thus, ...

Ricerca

Neuroscienze

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Proencefalo registrazione elettrofisiologica in larvale Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Much information about the coupling of presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained from invertebrate preparations, most notably the squid giant synapse1. However, except for the preparation described here, few vertebrate preparations exist in which it is possible to make simultaneous measurements of neurotransmitter release and presynaptic ionic currents. Embryonic Xenopus motoneurons and muscle cells can be grown together in simple culture medium at room temperature; they will form functional synapses within twelve to twenty-four hours, and can be used to study nerve and muscle cell development and synaptic interactions for several days (until overgrowth occurs). Some advantages of these co-cultures over other vertebrate preparations include the simplicity of preparation, the ability to maintain the cultures and work at room temperature, and the ready accessibility of the synapses formed2-4. The preparation has been used widely to study the biophysical properties of presynaptic ion channels and the regulation of transmitter release5-8. In addition, the preparation has lent itself to other uses including the study of neurite outgrowth and synaptogenesis9-12, molecular mechanisms of neurotransmitter release13-15, the role of diffusible messengers in neuromodulation16,17, and in vitro synaptic plasticity18-19.

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

This video demonstrates the procedures used to grow primary cultures of embryonic Xenopus nerve and muscle cells and the usefulness of this preparation for making simultaneous pre- and post-synaptic patch clamp recordings.

Simultanea di pre-e post-sinaptica registrazione elettrofisiologica da<em&gt; Xenopus</em&gt; Nervo-muscolo Co-colture

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Membrane Potential Dye Imaging of Ventromedial Hypothalamus Neurons From Adult Mice to Study Glucose Sensing

Studies of neuronal activity are often performed using neurons from rodents less than 2 months of age due to the technical difficulties associated with increasing connective tissue and decreased neuronal viability that occur with age. Here, we describe a methodology for the dissociation of healthy hypothalamic neurons from adult-aged mice. The ability to study neurons from adult-aged mice allows the use of disease models that manifest at a later age and might be more developmentally accurate for certain studies. Fluorescence imaging of dissociated neurons can be used to study the activity of a population of neurons, as opposed to using electrophysiology to study a single neuron. This is particularly useful when studying a heterogeneous neuronal population in which the desired neuronal type is rare such as for hypothalamic glucose sensing neurons. We utilized membrane potential dye imaging of adult ventromedial hypothalamic neurons to study their responses to changes in extracellular glucose. Glucose sensing neurons are believed to play a role in central regulation of energy balance. The ability to study glucose sensing in adult rodents is particularly useful since the predominance of diseases related to dysfunctional energy balance (e.g.&#160;obesity) increase with age.

The activity of single neurons from adult-aged mice can be studied by dissociating neurons from specific brain regions and using fluorescent membrane potential dye imaging. By testing responses to changes in glucose, this technique can be used to study the glucose sensitivity of adult ventromedial hypothalamic neurons.

Potenziale di membrana Dye Imaging di ventromediale dell&#39;ipotalamo neuroni da topi adulti per studiare glucosio Sensing

Studies of neuronal activity are often performed using neurons from rodents less than 2 months of age due to the technical difficulties associated with ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Registrazione elettrofisiologica nel cervello di intatto Zebrafish adulti

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Metodo elettrofisiologiche per la registrazione intracellulare di tensione Risposte di<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorecettori e Interneuroni a luce stimoli<em&gt; In Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

Gusto Preferenza Assay per adulti<em&gt; Drosophila</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, enabling the use of D. melanogaster molecular genetics to study inositol-lipid signaling and Transient Receptor Potential (TRP) channels at the single-molecule level. A handful of labs have mastered this powerful technique, which enables the analysis of the physiological responses to light under highly controlled conditions. This technique allows control over the intracellular and extracellular media; the membrane voltage; and the fast application of pharmacological compounds, such as a variety of ionic or pH indicators, to the intra- and extracellular media. With an exceptionally high signal-to-noise ratio, this method enables the measurement of dark spontaneous and light-induced unitary currents (i.e.&#160;spontaneous and quantum bumps) and macroscopic Light-induced Currents (LIC) from single D. melanogaster photoreceptors. This protocol outlines, in great detail, all the key steps necessary to perform this technique, which includes both electrophysiological and optical recordings. The fly retina dissection procedure for the attainment of intact and viable ex vivo isolated ommatidia in the bath chamber is described. The equipment needed to perform whole-cell and fluorescence imaging measurements are also detailed. Finally, the pitfalls in using this delicate preparation during extended experiments are explained.

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors enable the measurement of spontaneous dark bumps, quantum bumps, macroscopic responses to light, and current-voltage relationships under various conditions. In combination with D. melanogaster genetic manipulation tools, this method enables the study of the ubiquitous inositol-lipid signaling pathway and its target, the TRP channel.

Metodo elettrofisiologico per le registrazioni a morsetto di tensione a cellule intere da<em&gt; Drosophila</em&gt; Fotorecettori

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, ...

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, oviposition, and mating. Myriad chemicals of varying volatilities have been identified as natural odorants that activate insect Olfactory Receptor Neurons (ORNs). However, studying the olfactory responses to low-volatility odorants has been hampered by an inability to effectively present such stimuli using conventional odor-delivery methods. Here, we describe a procedure that permits the effective presentation of low-volatility odorants for in vivo Single-Sensillum Recording (SSR). By minimizing the distance between the odor source and the target tissue, this method allows for the application of biologically salient but hitherto inaccessible odorants, including palmitoleic acid, a stimulatory pheromone with a demonstrated effect on ORNs involved in courtship and mating behavior1. Our procedure thus affords a new avenue to assay a host of low-volatility odorants for the study of insect olfaction and pheromone communication.

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

The overall goal of this protocol is to demonstrate how to present odorants of low volatility for single-sensillum recording from Drosophila olfactory receptor neurons that respond to long-chain cuticular pheromones.

Registrazione elettrofisiologica da<em&gt; Drosophila</em&gt; Senso Trichoide in risposta a Odoranti di bassa volatilità

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...