Los autores desean agradecer al Dr. Biagio Pietra por su trabajo previo en nuestro laboratorio.

Todos los animales fueron alojados en condiciones libres de patógenos en la Universidad de Colorado Barbara Davis Center Animalario en proceso de aprobación del IACUC y atendidos de acuerdo a las directrices del NIH. La profundidad de la anestesia es juzgado por los pies pizca inicialmente y por la observancia de la tasa de respiración una vez iniciado el procedimiento. 1. Donante del corazón de la cosecha <ol><li> Se anestesia el ratón donante mediante la inyección de pentobarbital (60 mg / kg IP). </li><li> Inmovilizar el ratón por 4 vías restricciones y clip de la piel. Limpie la piel con alcohol. </li><li> Después de la disección de distancia de la piel, abrir la cavidad abdominal haciendo una incisión transversal justo por debajo del diafragma. </li><li> Cortar la parte posterior del diafragma de la inserción costal y levantar la pared anterior del tórax anterior y superiormente exponer el corazón. </li><li> Extender un espesor total cortado posterior de la cavidad torácica lateral en los lados izquierdo y derecho del pecho. </li><li> Aislar elvena cava inferior (VCI) y coloque un flojo 5-0 sutura de seda alrededor de la vena cava inferior adyacente a su inserción en la aurícula derecha. </li><li> Inyectar 1,0 cc de solución salina 4 ° C heparinizada (200 U / cc) en la vena cava inferior, entonces ligar el vaso con la sutura de seda 5-0 y se dividen. </li><li> Aislar la vena cava superior derecha (VCSD) de manera similar y se liga con sutura de seda 5-0 y se dividen. </li><li> Gire suavemente el corazón hacia el lado derecho de los animales y aislar la vena cava superior izquierda (VCSI), se liga con una sutura de seda 5-0 y dividir la exposición de la arteria pulmonar izquierda. </li><li> Asegure el corazón bajo una gasa húmeda, mientras que el timo es contundente disecado de la principal arteria pulmonar (AP) y la PA ramas izquierda y derecha y ascendiendo arco aórtico. </li><li> Blunt diseccionar el arco aórtico libre de los tejidos circundantes. Micro-tijeras se utilizan para dividir a la aorta proximal a la arteria braquial-cefálica derecha, es decir, no debe haber ramas entre el corazón y la divisiónpunto de la aorta. </li><li> Esta sección del arco aórtico forma el manguito arterial para el proceso de implante. </li><li> Reflejar el manguito aórtica inferiormente para exponer el tronco de la AP y las ramas izquierda y derecha de la AP. </li><li> Blunt diseccionar las ramas PA izquierda y derecha lejos de los tejidos que rodean la medida del corazón de lo posible. Esto permite una fácil disección del tronco de la AP de los tejidos circundantes. </li><li> Divida el tronco de la AP lo más distante posible, proximal sólo para su bifurcación. Esta sección de la arteria pulmonar forma el manguito venoso para el proceso de implante. </li><li> Coloque una sutura de seda 5-0 alrededor de la base del corazón y corbata. El corazón se corta entonces libre en la base, y se coloca en 4 ° C salina. Tiempo total de la cosecha es de aprox. 10-15 min. </li></ol> 2. Implante Corazón Técnica <ol><li> Anestesiar los ratones receptores con pentobarbital (60 mg / kg dosis inicial IP, 25 mg / kg dosis suplementaria IP si es necesario). </li><li> Clip de la piel yinmovilizar el ratón por 4 vías restricciones y preparar la piel con povidona yodada y la caída de una manera estéril. </li><li> Haga una incisión abdominal vertical de 2 cm de la línea media y entrar en la cavidad abdominal. </li><li> Retraer el intestino superior y exteriorizado en el pecho. Mantenga envuelto en una gasa húmeda estéril (solución salina estéril) durante todo el caso. </li><li> Aislar la aorta abdominal y la vena cava inferior (VCI) por debajo de los vasos renales y colocar 4-0 lazos de algodón alrededor de la aorta y vena cava inferior superior, a continuación, inferior a la sitio de la anastomosis. </li><li> Identificar los vasos lumbares dentro del campo y se liga con sutura de nylon 10-0. </li><li> Nudo de los lazos de algodón, primero el inferior seguido por el superior. De esta manera un poco de sangre se retiene en la aorta haciendo más fácil la aortotomía. </li><li> Formar la aortotomía con una aguja 30 G para entrar en el lumen de la aorta. Extender la incisión con tijeras finas micro a una longitud de aproximadamente 2 mm. Esta incisión se realiza en línea recta a lo largo del tiempotudinal eje del recipiente. </li><li> Hacer fin a anastomosis lateral de la aorta del donante a la aorta destinatario de la siguiente manera. Coloque un nylon 10-0 estancia sutura puntada en la aorta del donante y para el ángulo inferior de la incisión en la aorta destinatario y corbata. Coloque una segunda nylon 10-0 frente a la primera en la aorta del donante y de la esquina superior de la incisión en la aorta abdominal y corbata. </li><li> Hacer una línea de sutura de superior a inferior en la pared lateral de la aorta y corbata contra la permanencia de la puntada colocado previamente. Asegúrese de llevar las intimas (superficie interior del vaso) juntos mientras cose. Entonces suturar el lado medial de un modo de funcionamiento y la corbata. La primera y la última puntada en cada lado debe colocarse lo más cerca de los puntos de sutura estancia lo más posible. Entonces tratar de tener 3 puntos espaciados uniformemente entre estos dos hacen un total de 5 puntos. </li><li> Hacer fin a anastomosis lateral de la arteria pulmonar del donante al receptor IVC de la siguiente manera. Puncture la VCI con una aguja de 30 G y extender la incisión durante aprox. 2 mm con tijeras finas micro. Esta incisión se hace en una línea recta a lo largo del eje longitudinal del buque. </li><li> Ate la arteria pulmonar del donante a la esquina inferior de la incisión en la vena cava inferior con nylon 10-0. Coloque una segunda nylon 10-0 frente a la primera en la arteria del donante y de la esquina superior de la incisión en la vena cava inferior y corbata. </li><li> Hacer una línea de sutura continua entre la arteria pulmonar y la vena cava inferior y corbata. La primera y la última puntada en cada lado debe colocarse lo más cerca de los puntos de sutura estancia lo más posible. Entonces tratar de tener 5 puntos espaciados uniformemente entre estos dos hacen un total de 7 puntos de sutura. </li><li> Suelte el flujo distal 4-0 algodón empate restablecer venosa. </li><li> Una vez que se ha observado la hemostasia de la anastomosis venosa proximal 4-0 lazo de algodón se afloja gradualmente y la anastomosis arterial observó para la hemostasia. Cuando ambas anastomosis son considerados seguros, quite la cotton vincula desde el ratón. </li><li> Devuelva el intestino en el abdomen. La pared abdominal se cerró en dos capas con sutura de seda 5-0 en una manera corriente. </li><li> Administre un bolo de 1,0 ml de, caliente la solución salina normal estéril en el abdomen, como la reanimación con líquidos en el cierre, y 0,8 ml de solución salina normal se inyecta por vía subcutánea después de la operación. No se requieren otras medidas de apoyo durante la cirugía. Recuperar el animal sobre una manta térmica. Tiempo de implante total es de aprox. 90-120 min para principiantes, 45-60 min con experiencia. Administrar la analgesia con buprenorfina, 0,05 mg / kg, SC, 0,1 hasta 0,2 ml al inicio del procedimiento y cada 6-12 horas durante 72 horas después de la operación. </li></ol> 3. Evaluación de injerto <ol><li> Evaluar la función del injerto a diario por la palpación trans-abdominal. </li><li> Mantenga el ratón como si se diera una inyección intraperitoneal. </li><li> Presione suavemente la punta de un dedo en contra de la pared abdominal y determinar la str palizaength y regularidad del injerto. </li><li> Dar calidad palpación una puntuación de 4 (amplitud y frecuencia normal) a 0 (no golpiza rechazó injerto). </li></ol> NOTAS IMPORTANTES: Todos los instrumentos son esterilizados, guantes estériles se usan durante todo el procedimiento y un campo estéril se mantiene. Las cirugías de donantes y receptores se llevan a cabo con el uso de un microscopio operativo. Asegúrese de que las anastomosis son &quot;limpios&quot;. Es decir, que las paredes traseras no queden atrapados al colocar puntos de sutura. Esto hará que una constricción significativa fluya que será más que probable resultado en un injerto fallido y en casos extremos a la parálisis de las extremidades posteriores. También es de vital importancia que el espesor completo pasa incluyendo la adventicia vascular y la íntima de la aguja de sutura se consiguen. Evertion de los bordes también se asegura de que haya contacto-íntima a la íntima, que ayuda en el sellado y la cicatrización de las anastomosis. Otro hecho de vital importanciao es asegurarse de que la tensión de las líneas de sutura de la anastomosis también es óptima. Resultará demasiado flojo y no habrá fugas irreversible, demasiado apretado y estenosis a fluir. Si en el lado arterial esto se traducirá en una pobre perfusión del injerto, si en el lado venoso dará como resultado un corazón congestionado.

<ol>
	<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice.">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplant Proc. 5 (1), 733 (1973).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D,+H-2K,+and+non-H-2+antigens+in+rejection.">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343 (1973).</li><li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice:+experience+of+3,000+operations+by+one+surgeon.">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3,000 operations by one surgeon.</a> J Heart Lung Transplant. 20 (10), 1123 (2001).</li><li>Plenter, R. J., Zamora, M. R., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Four+decades+of+vascularized+heterotopic+cardiac+transplantation+in+the+mouse.">Four decades of vascularized heterotopic cardiac transplantation in the mouse.</a> J Invest Surg. 26 (4), 223 (2013).</li><li>Su, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modified+suture+technique+in+a+mouse+heart+transplant+model.">Modified suture technique in a mouse heart transplant model.</a> Asian J Surg. 34 (2), 86 (2011).</li><li>Mao, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+and+knotless+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice.">A novel and knotless technique for heterotopic cardiac transplantation in mice.</a> J Heart Lung Transplant. 28 (10), 1102 (2009).</li><li>Csencsits, K. L., Bishop, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contrasting+alloreactive+CD4++and+CD8++T+cells:+there's+more+to+it+than+MHC+restriction.">Contrasting alloreactive CD4+ and CD8+ T cells: there's more to it than MHC restriction.</a> Am J Transplant. 3 (2), 107 (2003).</li><li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy.">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nat Protoc. 2 (3), 471 (2007).</li><li>Linfert, D., Chowdhry, T., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lymphocytes+and+ischemia-reperfusion+injury.">Lymphocytes and ischemia-reperfusion injury.</a> Transplant Rev. 23 (1), (2009).</li><li>Grazia, T. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+cardiac+allograft+rejection+by+directly+cytotoxic+CD4+T+cells:+parallel+requirements+for+Fas+and+perforin.">Acute cardiac allograft rejection by directly cytotoxic CD4 T cells: parallel requirements for Fas and perforin.</a> Transplantation. 89 (1), 33 (2010).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> J Vis Exp. (6), (2007).</li><li>Plenter, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+heart+transplantation+in+mice.">Heterotopic heart transplantation in mice.</a> European Society for Surgical Research. 45th Annual Congress. , (2010).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Esta técnica quirúrgica no es fácil de dominar, pero una vez dominado es una poderosa herramienta de investigación. El investigador / cirujano se ve recompensado por la consistencia de la técnica y por la atención a los detalles. Paciencia durante la fase de aprendizaje es la clave. Según lo publicado por Niimi 3, con la ayuda de una herramienta de aprendizaje de vídeo basado toma un promedio de 11 intentos para lograr el primer procedimiento exitoso y 78 intentos de lograr una tasa de éxito del 90%. Videos se han convertido en una herramienta de enseñanza importante en la cirugía 11,12. Solución de problemas Sangrado de las anastomosis se puede producir y esto es probablemente debido a la falta de cualquiera de tensión correcta en los puntos de sutura, o muy pocos puntos de sutura. Mientras que un agente inductor de la coagulación como Gelfoam puede ser útil para reducir las fugas, se recomienda que el cirujano debe contar con una buena técnica. Congestionado corazón no late es más común debido a la anastomosis que son demasiado apretados, sobre todo en el lado venoso. Un no-beatosng, injerto no perfundido es causada comúnmente por una burbuja de aire que ha viajado en una de las arterias coronarias. Es importante mantener un campo húmedo a húmedo para evitar la entrada de burbujas en los vasos. Limitaciones de la Técnica Esta técnica no es adecuada si un investigador desea investigar los efectos sobre un corazón en pleno funcionamiento. Eso requeriría una técnica de trasplante ortotópico, que hasta la fecha ha sido imposible de realizar. Significativas en relación con los métodos existentes Si se desea estudiar los efectos sobre un trasplante de órgano totalmente vascularizado, sólido en el ratón, entonces el modelo de corazón es probablemente la más sencilla de dominar. Existen modelos de ratón de cáncer de pulmón, el riñón y el trasplante de hígado, pero son mucho más difíciles de aprender y perfecto. Los pasos críticos dentro del protocolo Es de vital importancia que todo su espesor, pasnos incluyendo la adventicia vascular y la íntima de la aguja de sutura se consiguen. Evertion de los bordes también se asegura de que haya contacto-íntima a la íntima, que ayuda en el sellado y la cicatrización de las anastomosis. Otro factor muy importante es asegurarse de que la tensión de las líneas de sutura de la anastomosis también es óptima. Resultará demasiado flojo y no habrá fugas irreversible, demasiado apretado y estenosis a fluir. Si en el lado arterial esto se traducirá en una pobre perfusión del injerto, si en el lado venoso dará como resultado un corazón congestionado. Por encima de todo, la repetición, la consistencia del procedimiento y la atención continua al detalle producirá grandes resultados y los datos que puedan ser financiados y publicables.

En una era en la que es posible realizar trasplantes de riñón, pulmón, hígado y páncreas en ratones, la piedra angular de un trasplante de órgano la investigación básica y la inmunología desde 1973 1-4 sigue siendo el modelo de trasplante heterotópico de corazón en el ratón. En los años transcurridos varios trabajos se han publicado detalles de mejoras / mejoras de 5,6 a este procedimiento. Como modelo de trasplante de órganos sólidos principalmente vascularizado este procedimiento es insuperable. Una vez dominado este procedimiento se presta a la investigación de respuestas de rechazo alogénico 7, el desarrollo de vasculopatías crónicas 8 y los mecanismos de la lesión de isquemia-reperfusión 9. Las claves para el aprendizaje con éxito este procedimiento son como cualquier otra cirugía, la paciencia por parte del instructor y el alumno y la atención al detalle. Al comienzo del proceso de la nueva cirujano encontrará que Tbueno pasará muchas horas en cada trasplante. Medida que se adquiere experiencia, los tiempos quirúrgicos, y por lo tanto de isquemia, se reducirá drásticamente. Prestar atención a los detalles de cada paso, tarde o temprano llevará al éxito. Mientras que el instructor puede hacer su mejor esfuerzo para transmitir, y para anticipar, todas las posibles caídas del hoyo que se pueden encontrar durante estas cirugías, el aprendiz &quot;creativo&quot; es probable encontrar algunos de los suyos! Los fundamentos del procedimiento son los siguientes. El donante ascendente arco aórtico es de extremo a lado anastomosa a la aorta abdominal receptor y la arteria pulmonar del donante es de extremo a lado anastomosada al destinatario abdominal de la vena cava inferior (VCI). La sangre fluye desde la aorta destinatario en forma retrógrada a través de la aorta del donante a las arterias coronarias. Una vez que la sangre ha pasado a través del sistema coronario que drena en la aurícula derecha a través del seno coronario, se bombea hacia el ventrículo derecho ya continuación, a través de la arteria pulmonar en el receptor IVC. De esta manera el sistema coronario se suministra la sangre arterial y el ritmo sinusal devuelve al injerto dentro de 1-2 min de reperfusión. Desde las cámaras izquierdas del corazón son la presión esencialmente bajo-cargado la pared libre del ventrículo izquierdo se atrofia con el tiempo.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:608px;" width="607">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;width:247px;">Instrument</td>
			<td style="width:109px;">Roboz #</td>
			<td style="width:147px;">Fine Science Tools #</td>
			<td style="width:105px;">Arosurgical #</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Straight micro-dissecting forcep #5</td>
			<td>RS-5015</td>
			<td>11295-51</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Curved micro-dissecting forcep #7</td>
			<td>RS-5047</td>
			<td>11297-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Curved serrated forcep</td>
			<td>RS-5137</td>
			<td>11052-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Vannas micro-dissecting scissors, short</td>
			<td>RS-5610</td>
			<td></td>
			<td>09.140.08</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td colspan="2" height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long</td>
			<td></td>
			<td>11.602.11</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro spring handle needle holder</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>11.549.15</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Straight mosquito forcep</td>
			<td></td>
			<td>91308-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, straight, blunt</td>
			<td>RS-5962</td>
			<td>14078-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro-dissecting scissors, curved, blunt</td>
			<td>RS-5981</td>
			<td>14079-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Micro retractor</td>
			<td>RS-6540</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Instrument tray, 10&#8221; x 6 &#189;&#8221; x &#190;&#8221;</td>
			<td>RT-1350S</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Silk suture, 5/0, 22.5m spool</td>
			<td></td>
			<td>18020-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Suture</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">10/0 nylon</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>T4A10Q07</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">5/0 silk</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>E19A05N</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Gloves</td>
			<td></td>
			<td>Drapes</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Biogel from Medex Supply</td>
			<td></td>
			<td>Precept, #64-9012-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Syringes</td>
			<td></td>
			<td>Cotton applicators</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">B-D 1cc insulin, #329424</td>
			<td></td>
			<td colspan="2">Fisher-brand, #23-400-100</td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">Povidone-Iodine swabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">PDI, #B40600</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td height="17" style="height:17px;">4/0 Cotton ties</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="17">
			<td colspan="2" height="17" style="height:17px;">Domestic cotton autoclaved with instruments</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

murine heterotopic heart transplant technique

Ahora es de más de cuarenta años desde que esta técnica fue reportada primero por Corry, Wynn y Russell. Aunque tomó algunos años para otros laboratorios para ser competentes en y utilizan esta técnica, ahora es ampliamente utilizado por muchos laboratorios de todo el mundo. Un refinamiento importante a la técnica original fue desarrollado y reportado en 2001 por Niimi. Se describen aquí son las técnicas que se han desarrollado durante más de una década en manos de tres cirujanos (Plenter, Grazia, Pietra) en nuestro centro. Estas técnicas están siendo transmitidos a una generación más joven de cirujanos e investigadores. Basado en gran parte en la experiencia Niimi, los procedimientos utilizados han evolucionado en los pequeños detalles - detalles que haremos todo lo posible para relacionar aquí de una manera tal que otros pueden ser capaces de utilizar este modelo de gran utilidad. Como Niimi, hemos encontrado que una ayuda de video para el aprendizaje es un recurso de valor incalculable para el principiante.

<html> La utilización de esta técnica quirúrgica se abre el camino para cualquiera de los estudios de supervivencia del injerto / rechazo simples, o protocolos experimentales bastante complejas. En el estudio se describe brevemente en la siguiente figura, hemos tratado de definir la participación, en su caso, de Fas y / o perforina como mecanismos de CD4 de células T mediada por el rechazo cardíaco. Esto fue posible gracias a la extraordinaria variedad de cepas de ratones que están disponibles hoy en día. Los resultados demuestran que el rechazo frontal de los aloinjertos cardiacos de las células T efectoras CD4 requiere la contribución alternativa del injerto de la expresión de Fas y T expresión de perforina celular. Hasta donde sabemos, esta es la primera demostración de que la actividad citolítica de las células T CD4 puede desempeñar un papel obligado para el rechazo agudo del aloinjerto primaria in vivo. 1.jpg &quot;/&gt; . Figura 1 perforina y Fas Representa Obligatorios y Caminos Paralelos de CD4 T B6 mediada por células rechazo cardíaco, B6 PFPKO (perforina knock-out), y gld B6 (deficientes Fas-ligando) las células T CD4 se utilizaron para reconstituir trapo B6 - / - los destinatarios de C3H tipo salvaje o C3H Fas deficiente lpr aloinjertos cardíacos. La eliminación de solo Fas (♦, p = NS vs control de peso C3H + B6 células T CD4) de los corazones de donantes o extracción o perforina sola de las células T CD4 (■, p = NS vs control de peso C3H + B6 T CD4 células) no anulan el rechazo. Curiosamente, la eliminación de FasL a partir de las células T CD4 efectoras hizo rechazo de retardo significativamente (●, p &lt;0,02 vs células WT C3H + B6 T CD4, p &lt;0,01 vs células WT C3H + B6 PFPKO T CD4, y p &lt;0,01 vs . C3H lpr + B6 células T CD4). Sin embargo, la mayoría de los aloinjertos seguían rechazaron (4 de 5). Cabe destacar que la eliminación simultánea del donante Fas y CD4 T perforina celularrechazo completamente abrogada (○, p &lt;0,002 frente a control Wt C3H + B6 células T CD4, Peso C3H + B6 células PFPKO T CD4, y lpr C3H + B6 células T CD4). Esta abrogación fue significativamente más robusto que la eliminación individual de FasL de células T CD4 (○, p &lt;gld B6 células T CD4 de control 0.003 vs Peso C3H +). De Grazia et al 10. Reproducido con permiso.

Watch this Scientific Journal Video about Murine Heterotopic Heart Transplant Technique at JoVE.com

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

El manuscrito describe los pasos necesarios para llevar a cabo el trasplante cardíaco heterotópico en el ratón.

Murino heterotópico Corazón Trasplante Técnica

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

murine-heterotopic-heart-transplant-technique

Research

JoVE Journal

Medicine

16.7K vistas.  University of Colorado Denver.  El manuscrito describe los pasos necesarios para llevar a cabo el trasplante cardíaco heterotópico en el ratón. 

Video: Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Research

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma and devastating tissue loss. Despite favorable and highly encouraging early and intermediate functional outcomes, rejection of the highly immunogenic skin component of a VCA and potential adverse effects of chronic multi-drug immunosuppression continue to hamper widespread clinical application of VCA. Therefore, research in this novel field needs to focus on translational studies related to unique immunologic features of VCA and to develop novel immunomodulatory strategies for immunomodulation and tolerance induction following VCA without the need for long term immunosuppression.
This article describes a reliable and reproducible translational large animal model of VCA that is comprised of an osteomyocutaneous flap in a MHC-defined swine heterotopic hind limb allotransplantation. Briefly, a well-vascularized skin paddle is identified in the anteromedial thigh region using near infrared laser angiography. The underlying muscles, knee joint, distal femur, and proximal tibia are harvested on a femoral vascular pedicle. This allograft can be considered both a VCA and a vascularized bone marrow transplant with its unique immune privileged features. The graft is transplanted to a subcutaneous abdominal pocket in the recipient animal with a skin component exteriorized to the dorsolateral region for immune monitoring.
Three surgical teams work simultaneously in a well-coordinated manner to reduce anesthesia and ischemia times, thereby improving efficiency of this model and reducing potential confounders in experimental protocols. This model serves as the groundwork for future therapeutic strategies aimed at reducing and potentially eliminating the need for chronic multi-drug immunosuppression in VCA.

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation VCA Research

Vascularized Composite Allotransplantations (VCA) have become a clinical reality. However, broad clinical application of VCA is limited by chronic multi-drug immunosuppression. The authors present a reliable and reproducible large animal model to translate novel immunomodulatory strategies that can minimize or potentially eliminate the need of immunosuppression in VCA.

Un modelo de trasplante heterotópico porcina Hind extremidades Modificado traslacional vascularizado compuesto Allotransplantation (VCA) Investigación

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma ...

Investigación

Medicina

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Murino Cervical Trasplante Cardiaco Modelo Usando una técnica de Cuff Modificado

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Un método modificado para heterotópico Ratón Corazón TRASPLANTE

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rata heterotópico abdominal Corazón / Trasplante de un solo pulmón en una configuración de volumen cargado

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Riñón murino Trasplante Técnica

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotópico cervical trasplante cardiaco en ratones

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. Research models for bypass graft failure are essential for a better understanding of pathobiological and pathophysiological processes during graft patency loss. Large animal models, such as pigs or sheep, resemble human anatomical structures but require special facilities and equipment. This video describes a rat vein interposition model to investigate vein graft patency loss. Rats are inexpensive and easy to handle. Compared to mouse models, the convenient size of rats permits better operability and enables a sufficient amount of material to be obtained for further diverse analysis. In brief, the inferior epigastric vein of a donor rat is harvested and used to replace a segment of the femoral artery. Anastomosis is conducted via single stitches and sealed with fibrin glue. Graft patency can be monitored non-invasively using duplex sonography. Myointimal hyperplasia, which is the main cause for graft patency loss, develops progressively over time and can be calculated from histological cross sections.

This video demonstrates a model to study the development of myointimal hyperplasia after venous interposition surgery in rats.

La interposición de la vena del modelo: un modelo adecuado para estudiar la permeabilidad del injerto de bypass

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Balloon-based Injury to Induce Myointimal Hyperplasia in the Mouse Abdominal Aorta

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine balloon denudation model, which is comparable with established vessel injury models in large animals. The aorta denudation model with balloon catheters mimics the clinical setting and leads to comparable pathobiological and physiological changes. Briefly, after performing a horizontal incision in the aorta abdominalis, a balloon catheter will be inserted into the vessel, inflated, and introduced retrogradely. Inflation of the balloon will lead to intima injury and overdistension of the vessel. After removing the catheter, the aortic incision will be closed with single stiches. The model shown in this article is reproducible, easy to perform, and can be established quickly and reliably. It is especially suitable for evaluating expensive experimental therapeutic agents, which can be applied in an economical fashion. By using different knockout-mouse strains, the impact of different genes on MH development can be assessed.

This article demonstrates a murine model to study the development of myointimal hyperplasia (MH) after aortic balloon injury.

Lesión basada en globo para inducir la hiperplasia Myointimal de la Aorta Abdominal de ratón

The use of animal models is essential for a better understanding of MH, one major cause for arterial stenosis.In this article, we demonstrate a murine ...

A Mouse Model of Vascularized Heterotopic Spleen Transplantation for Studying Spleen Cell Biology and Transplant Immunity

The spleen is a unique lymphoid organ that plays a critical role in the homeostasis of the immune and hematopoietic systems. Patients that have undergone splenectomy regardless of precipitating causes are prone to develop an overwhelming post-splenectomy infection and experience increased risks of deep venous thrombosis and malignancies. Recently, epidemiological studies indicated that splenectomy might be associated with the occurrence of cardiovascular diseases, suggesting that physiological functions of the spleen have not yet been fully recognized. Here, we introduce a mouse model of vascularized heterotopic spleen transplantation, which not only can be utilized to study the function and behavioral activity of splenic immune cell subsets in different biologic processes, but also can be a powerful tool to test the therapeutic potential of spleen transplantation in certain diseases. The main surgical steps of this model include donor spleen harvest, the removal of recipient native spleen, and spleen graft revascularization. Using congenic mouse strains (e.g., mice with CD45.1/CD45.2 backgrounds), we observed that after syngeneic transplantation, both donor-derived splenic lymphocytes and myeloid cells migrated out of the graft as early as post-operative day 1, concomitant with the influx of multiple types of recipient cells, thus generating a unique chimera. &#160;Despite relatively challenging techniques, this procedure can be performed with &#62;90% success rate. This model allows tracking the fate, longevity, and function of splenocytes during steady state and in a disease setting following a spleen transplantation, thereby offering a great opportunity to discover the distinct role for spleen-derived immune cells in different disease processes.

This protocol details the surgical steps of a mouse model of vascularized heterotopic spleen transplantation, a technically challenging model that can serve as a powerful tool in studying the fate and longevity of spleen cells, the mechanisms of distinct spleen cell populations in disease progression, and transplant immunity.

Un modelo de ratón del trasplante de bazo heterotópico vascularizado para estudiar biología de células del bazo y inmunidad al trasplante

The spleen is a unique lymphoid organ that plays a critical role in the homeostasis of the immune and hematopoietic systems. Patients that have undergone ...

Murine Cervical Aortic Transplantation Model using a Modified Non-Suture Cuff Technique

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. However, only minor improvement in the long-term results of transplanted solid organs could be observed over the past decades. In this context, chronic allograft vasculopathy (CAV) still represents the leading cause of late organ failure in cardiac, renal and pulmonary transplantation.
Thus far, the underlying pathogenesis of CAV development remains unclear, explaining why effective treatment strategies are presently missing and emphasizing a need for relevant experimental models in order to study the underlying pathophysiology leading to CAV formation. The following protocol describes a murine heterotopic cervical aortic transplantation model using a modified non-suture cuff technique. In this technique, a segment of the thoracic aorta is interpositioned in the right common carotid artery. With the use of the non-suture cuff technique, an easy to learn and reproducible model can be established, minimizing the possible heterogeneity of sutured vascular micro anastomoses.

Here, we present a protocol of heterotopic aortic transplantation in mice using the non-suture cuff technique in a cervical murine model. This model can be used to study the underlying pathology of chronic allograft vasculopathy (CAV) and can help evaluate new therapeutic agents in order to prevent its formation.

Modelo de trasplante de aórtica cervical murino utilizando una técnica de manguito no sutura modificada

With the introduction of powerful immunosuppressive protocols, distinct advances are possible in the prevention and therapy of acute rejection episodes. ...