La mayor parte del trabajo y el personal involucrado fueron apoyados por el NIH subvención NS060677 y en parte por el NIH otorga MH099559 y MH104069 (a BSK). Parte del trabajo también fue apoyado por la Fundación CHDI.

Todos los animales protocolos fueron de acuerdo con los Institutos Nacionales de Salud de Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio y fueron aprobados por el Comité de Cuidado y Uso de Animales Institucional de la UCLA. 1.1) Preparar Micropipeta y AAV2 / 5 Virus Cargando <ol><li> Utilice micropipetas de vidrio de borosilicato finas para la inyección del virus. Tire de la micropipeta utilizando un programa tirando de dos pasos con un extractor vertical. Bevel la pipeta en un ángulo de 40 ° utilizando un molinillo de pipeta. La pipeta que es ideal para su uso tendrá un diámetro de punta de 20 - 40 micras y una longitud de vástago de 6-7 mm. Autoclave la pipeta y los instrumentos quirúrgicos. El taladro se esteriliza por frotándolos con etanol al 70%. </li><li> Guarde el virus AAV2 / 5-GfaABC 1 D.cyto-GCaMP3.SV40 (1,5 x 10 13 gc / ml), a -80 ° C en 10 ml de alícuotas. Justo antes de la cirugía, sacar las alícuotas del congelador y almacenar en hielo hasta que se utilizaron para llenar ªe micropipeta. </li><li> Llene la micropipeta con virus usando una bomba de jeringa. Conectar firmemente un extremo de un trozo de tubo, a través de un tubo de tamaño apropiado de compresión apropiado, a una jeringa de vidrio con un émbolo reforzada. Coloque la micropipeta autoclave hasta el otro extremo de la pieza de tubería a través de una compresión de la aguja extraíble de tamaño apropiado apropiado. </li><li> Antes de cargar el vector viral, eliminar las burbujas de aire del sistema de bombeo incluyendo tubo, jeringa y micropipeta por llenar el sistema con aceite mineral coloreado con rojo Sudán IV (~ 1 mg / 50 ml) en una jeringa de 1 ml con una aguja (27 G ). </li><li> Coloque un trozo limpio de Parafilm bajo la micropipeta de vidrio, y dispensar de 5 - 10 l de la vector viral en el Parafilm. </li><li> Aspirar el vector viral moviendo el émbolo de la jeringa hacia atrás a 0,5 l / min, y marcar el límite entre el vector y el aceite en la pipeta de vidrio. </li></ol> 1.2) La anestesia, corte de pelo, Head Fijación y preparación por una craneotomía <ol><li> Poner un ratón (P49-63, C57BL / 6) en la cámara llena de N 2 O y O 2, y 5% de isoflurano. Evaluar la profundidad de la anestesia por pérdida de movimiento intencional y un ritmo respiratorio más lento (~ 60-90 / min). Cortar el pelo en la cabeza cuando se anestesia el ratón. </li><li> Coloque el ratón en el marco estereotáxico, con la cabeza protegida por barras de oído contundentes y su nariz colocados en un sistema de anestesia y ventilación. Mantener isoflurano continua a 2 - 3%. Aplicar las lágrimas artificiales pomada para ambos ojos ya que los ratones pierden su reflejo de parpadeo bajo anestesia. </li><li> Administrar 0,05 ml de buprenorfina (0,1 mg / ml) mediante inyección subcutánea para el alivio del dolor. </li><li> Área quirúrgica limpia con 10% de povidona yodada y alcohol al 70% tres veces, alternando entre las dos soluciones y comenzando con povidona yodada. Comience desde la parte frontal y limpie hacia la parte posterior para eliminar los pelos ya cortadas. </li><li> Hacer una incisión en la piel en la parte superior of la cabeza que comienza entre los ojos y termina entre las orejas. </li></ol> 1.3) craneotomía y microinyecciones <ol><li> Retire el periostio al golpear con un hisopo de algodón y luego seque la superficie del cráneo con bolas de algodón dentales. Hacer una marca alrededor del sitio de inyección, y perforar alrededor del borde de la marca usando una pequeña rebaba de acero accionado por un taladro de alta velocidad. </li><li> Retire el hueso y limpiar la superficie con solución salina. </li><li> Coloque la pipeta en el dorsal izquierdo lateral estriado con las siguientes coordenadas (mm): 0.8 anterior-posterior, medial-lateral: 2.0, dorsal-ventral de la superficie pial: -2.4 13. Tenga en cuenta que estas coordenadas significan que la punta de la aguja de microinyección se encuentra justo por encima del cuerpo estriado dorsolateral (Figura 1A, B), lo que significa que penetra sólo ligeramente dentro de este núcleo. Evitar los vasos sanguíneos perjudiciales. Si la pipeta pasa a ser justo en un vaso sanguíneo, ajustar ligeramente elcoordina por ~ 0,1 a 0,2 mm. </li><li> Iniciar la inyección con velocidad de inyección fijada en 0,2 l / min, y típicamente inyectar de 1 a 1,5 l de virus. </li><li> Deja la pipeta en el lugar después de la inyección durante 10 min, y luego retirar la pipeta lentamente. </li><li> Termine por el cierre de la herida quirúrgica con una sutura continua de sutura de nylon externa. </li></ol> 1.4) Recuperación <ol><li> Ponga el ratón en una jaula limpia sobre una almohadilla caliente durante 24 horas. No devuelva un ratón que ha sido sometido a cirugía para la compañía de otros animales hasta que se recupere completamente. No deje el ratón sin atención hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener el decúbito esternal. </li><li> Añadir Trimetoprim Sulfamethoxiazole (5 ml por 500 ml de agua, que contienen 40 mg de trimetoprim y 200 mg sulfamethoxiazole) en el agua durante una semana. Administrar buprenorfina dos veces al día durante un máximo de 3 días después de la cirugía. </li><li> Mantener el ratón en un ciclo de luz-oscuridad de 12 horas, alimentado y regado diario, unnd se pondera una vez por día hasta 3 días después de la cirugía. En estos 3 días, cualquier ratón con una pérdida de más del 10% del peso corporal se considera como comprometida, y se practicó la eutanasia en lugar de ser sometida a experimentación. </li><li> Por separado, cambiar la jaula del ratón dos veces por semana, y vigilar para la salud general al menos una vez por día. Por lo general, el ratón se utiliza dentro de 2 - 3 semanas después de las microinyecciones estereotáxica. </li></ol> 2. aguda del cerebro rebanada preparación para confocal Ca 2+ Imaging 2.1) Preparación de soluciones de grabación y corte. <ol><li> Preparar la solución que comprende (mM) de corte: 194 sacarosa, 30 NaCl, 4,5 KCl, 10 D-glucosa, 1 MgCl 2, 1,2 NaH 2 PO 4, 26 y NaHCO 3, saturado con 95% O 2 y 5% de CO 2. </li><li> Preparar la solución de grabación que comprende (mM): 124 NaCl, 4,5 KCl, 1 MgCl 2, 10 D-glucosa, 2 CaCl 2, 1,2 NaH 2 PO 4 </sub&gt;, y el 26 de NaHCO3; pH 7.3 a 7.4, 290 a 295 mOsm, saturada con 95% de O2 y 5% de CO 2. Llene el vaso de precipitados de cortes de cerebro con la celebración de solución de grabación, y la mantendrá a 34 ° C. </li></ol> 2.2) El rebanar <ol><li> De dos a tres semanas después de la microinyección estereotáxica, profunda y terminal anestesiar el ratón, y luego decapitar a ella. </li><li> Extraer el cerebro, y el uso de una cuchilla para eliminar el hemisferio derecho no inyectado, y montar el uno a la izquierda en la bandeja vibratome utilizando pegamento. Llenar la bandeja vibratome con tampón de hielo de corte en frío, y mantener la saturación con 95% de O2 y 5% de CO 2. </li><li> Cortar rodajas de cerebro del cuerpo estriado coronal o sagital a 300 micras de espesor. Por lo general, 4 - 5 coronal, o 6 - 7 rebanadas estriatales sagitales se pueden recoger. </li><li> Transferir las rebanadas al vaso de precipitados con rodaja calentado a 34 ° C, y mantenerlos allí durante 30 minutos antes de guardarlos a temperatura ambiente para su posterior recording. </li><li> Se incuban las rodajas de cerebro en memoria intermedia de grabación oxigenada a temperatura ambiente durante al menos 30 minutos antes de la [Ca 2 +] i de imágenes. </li></ol> 3. La inmunohistoquímica (IHC) <ol><li> Dos semanas después de la inyección de virus, perfundir el ratón transcardially con PBS seguido por 10% de formalina en PBS. </li><li> Retire, posterior a fijar durante la noche, y cryoprotect el cerebro en tampón sacarosa al 30% por lo menos durante 2 días. </li><li> Preparar 40 micras secciones usando un microtomo criostato. </li><li> Enjuague las secciones 3 veces con PBS a 10 minutos de intervalo. </li><li> Incubar las secciones durante 1 hora en PBS con 10% de suero normal de cabra y con 0,5% de Triton X-100. </li><li> Incubar las secciones durante la noche a 4 ° C en anticuerpo primario preparado en PBS con 0,5% de Triton X-100. Los anticuerpos primarios utilizados fueron los siguientes: pollo anti-GFP 1: 1000, de ratón anti-S100β 1: 400, de ratón anti-NeuN 1: 600, ratón anti-sintetasa glutamina 1: 300. </li><li> Enjuague las secciones 3 veces con PBS a 10 men intervalos. </li><li> Incubar las secciones con anticuerpos secundarios preparados en PBS con 10% de suero normal de cabra durante 2 hr a temperatura ambiente. Los segundos anticuerpos fueron los siguientes: de cabra anti-ratón Alexa546 1: 500, de cabra anti-pollo Alexa488 1: 500. </li><li> Monte las secciones sobre portaobjetos de vidrio, secos y aplicar varias gotas de Antifade medio de montaje, a continuación, cubrir lentamente las secciones con un cubreobjetos de vidrio. Guarde las diapositivas a 4 ° C. </li><li> Tomar imágenes en un microscopio confocal con una lente de inmersión en aceite 40X con una apertura numérica de 1,3. </li></ol> 4. confocal [Ca 2 +] i Imaging NOTA: [Ca2 +] i la formación de imágenes se realizó utilizando un microscopio confocal con una lente objetivo de 40X de inmersión en agua con una apertura numérica de 0,8. <ol><li> Entre 1 y 5 horas después de cortar, lugar rebanada en la cámara de grabación y superfuse con tampón de grabación oxigenada a temperatura ambiente con velocidad de flujo de 1 - 2 ml pormin. A continuación, coloque un arpa de platino con cuerdas de nylon en la parte superior de la rebanada para minimizar el movimiento durante el experimento. </li><li> Visualizar y localizar el cuerpo estriado dorsal con brillante luminiscencia campo bajo un objetivo de inmersión en agua 10 veces. </li><li> Cambie a la lente objetivo de 40X de inmersión en agua, y encienda la línea de 488 nm del láser de argón. Al cambiar el plano focal, encontrar células situadas a unos 20 m por debajo de la superficie de corte, presentan fluorescencia basal en Soma, ramas y ramillas. Es de destacar que las células comprometidas suelen mostrar nivel de fluorescencia por encima del promedio, lo que debe evitarse. </li><li> Utilice el modo &#39;scan marco &quot;para iniciar la exploración. Por lo general, la intensidad del láser ajustado a 0,5 - 5% de de la salida máxima es suficiente para imagen [Ca2 +] i con cito-GCaMP3. Para el seguimiento de [Ca 2 +] i dinámica en todo el territorio de los astrocitos, la &#39;exploración de cuadros&#39; con una velocidad de barrido de 1 segundo por fotograma o más rápido es RECOMEnded, pero esto tiene que ser decidido en función del experimento en cuestión. </li><li> Si es necesario, a la imagen [Ca 2 +] i en los procesos, utilice ampliación digital de 2 a 3 veces para supervisar 1 - 2 astrocitos en todo el campo de visión. </li><li> Para evitar píxeles saturados durante la grabación, utilice el modo de búsqueda &#39;HiLo&#39; a Pseudocolor las células. Comience siempre con una &quot;grabación piloto&quot; durante unos 5 minutos, para probar si el color rojo aparece como indicación de saturación. Si es así, menor será la potencia de salida del láser, o bajar la PMT / Ganancia / valores de desplazamiento y realizar otra grabación piloto para probar los valores de píxeles están en el rango no saturada. Por lo general, los parámetros combinados utilizan para astrocito de imágenes [Ca 2 +] i en el cuerpo estriado son las siguientes: la potencia del láser de salida 0,5 a 5% (de 10 mW), PMT 550-650 Voltios, Ganancia 2,0 - 3,5 veces, y el offset 0 - 5%. </li></ol>

<ol>
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I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+induction+of+astrocytic+gliosis+generates+deficits+in+neuronal+inhibition.">Selective induction of astrocytic gliosis generates deficits in neuronal inhibition.</a> Nat Neurosci. 13, 584-591 (2010).</li><li>Zhang, Y., Barres, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Astrocyte+heterogeneity:+an+underappreciated+topic+in+neurobiology.">Astrocyte heterogeneity: an underappreciated topic in neurobiology.</a> Curr Opin Neurobiol. 20, 588-594 (2010).</li><li>Reimsnider, S., Manfredsson, F. P., Muzyczka, N., Mandel, R. 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Los autores no tienen nada que revelar.

Los métodos descritos en el presente documento nos han permitido expresar cito-GCaMP3 en astrocitos del cuerpo estriado en vivo para su posterior [Ca 2 +] i de imágenes in situ. Este método tiene ventajas sobre el uso transgénica o ratones knock-in, incluyendo la expresión robusta de la proteína objetivo, rapidez y flexibilidad de aplicación experimental y especificidad anatómica. La expresión de GCaMP3 usando AAV2 / 5 se encontró que era específica y robusta. La combin...

Los astrocitos son células gliales ubicuas y abundantes del cerebro. Está bien establecido que los astrocitos sirven de soporte vital y las funciones homeostáticas que incluyen el almacenamiento en búfer de concentración de K + en el espacio extracelular, la captación de neurotransmisores, así como proporcionar nutrientes. Sin embargo, estudios recientes muestran que también muestran [Ca 2 +] i señales, que se producen de forma espontánea y se incrementan por la actividad neuronal 1. La existencia de los astrocitos [Ca 2 +] i de señalización se ha pensado cada vez más para activar su comunicación con las neuronas, y como tal se ha interpretado como una forma de &quot;Ca 2+ excitabilidad&quot; dentro de los astrocitos. Los datos disponibles en las últimas dos décadas sugieren dos escenarios en los que los astrocitos y las neuronas pueden comunicarse, tal vez de una manera bidireccional. En primer lugar, los astrocitos a menudo responden con un aumento de la [Ca 2 +] i cuando se activa mediante neurotransmisores yneuromoduladores liberados por las neuronas 2. En segundo lugar, la [Ca 2 +] i se incrementa dentro de los astrocitos provoca la liberación de moléculas de señalización de los astrocitos que a su vez puede afectar a las neuronas y los vasos sanguíneos. La evidencia sugiere que las moléculas liberadas a partir de astrocitos conducen a cambios en las funciones de las sinapsis, circuitos y en última instancia el comportamiento de 3-5 a través de la señalización de astrocitos a neurona. Sin embargo, esto sigue siendo un área de investigación en rápido desarrollo, y se ha argumentado que una comprensión mejor y más detallada de los astrocitos [Ca 2 +] i es necesaria para resolver algunas de las incertidumbres actuales 6. En trabajos anteriores, se demostró que la carga a granel de orgánicos de Ca 2+ colorantes indicadores en los astrocitos no puede detectar con fiabilidad [Ca 2 +] i señales dentro de los astrocitos en la totalidad de la cultura e in situ 7-10. Estos resultados han sido discutidos por nosotros y otros 6,11,12. El Emerging imagen es que el [Ca 2 +] i señales dentro de los procesos de astrocitos (por ejemplo, ramas y ramillas), que son los sitios principales para la interacción con las neuronas y los vasos sanguíneos, rara vez han sido exploradas en detalle. Recientemente, el uso de indicadores de calcio codificados genéticamente (Gecis) tales como GCaMP3 citosólica, GCaMP5G y GCaMP6 y membrana plasmática versiones atados (por ejemplo, Lck-GCaMP3) ha permitido el estudio de la [Ca2 +] i en las señales de pequeños compartimentos de astrocitos tales procesos como delgadas, cerca de la membrana plasmática y dentro de territorios enteros 7,8. Sin embargo, tienen una desventaja Gecis sobre orgánicos Ca 2+ colorantes indicadores y que es el requisito de métodos genéticos para entregar los genes que codifican selectivamente a los astrocitos in vivo durante períodos de semanas para el Gecis sea apropiadamente expresado. Expresión in vivo se logra típicamente usando ratones transgénicos, knock-en ratones o con la entrega de aplicaciones a base de viruscucarachas. En el presente artículo JoVE informamos métodos y procedimientos empleados para entregar Gecis a los astrocitos del cuerpo estriado utilizando virus adeno-asociado. Nos centramos en cito-GCaMP3 como un ejemplo, pero el mismo procedimiento básico funciona para cualquier otra GECI o fluorescente reportero base de proteínas.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" >
	<tbody>
		<tr >
			<td >Syringe Pump</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>704506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Glass Capillaries</td>
			<td >World Precision Instruments</td>
			<td >1B100-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Micropipette puller</td>
			<td >Narishige</td>
			<td >PC-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Micropipette grinder</td>
			<td >Narishige</td>
			<td >EG-40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >pZac2.1 GfaABC1D.cyto-GCaMP3</td>
			<td >Addgene</td>
			<td>44331</td>
			<td >a plasmid sent to UPenn Vector Core for virus packaging</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >I mL syringe</td>
			<td >BD</td>
			<td>309628</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >syringe needle</td>
			<td >BD</td>
			<td>305109</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >AAV2/5 virus</td>
			<td >UPenn vector core</td>
			<td >NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sudan red IV</td>
			<td >Sigma-Aldrich</td>
			<td >67386</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Mineral oil</td>
			<td >CVS Pharmacy</td>
			<td>152355</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Cryostat</td>
			<td >Leica</td>
			<td>CM3050 S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Stereotaxic instrument</td>
			<td>David Kopf Instruments</td>
			<td >900LS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >High Speed Rotary Micromotor Kit</td>
			<td >FOREDOM</td>
			<td >K.1070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Paraformaldehyde</td>
			<td >Santa cruz biotechnology</td>
			<td >sc-281692</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Super Glue</td>
			<td>Krazy&#174;Glue</td>
			<td>KG925</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Microslicer</td>
			<td >Ted Pella</td>
			<td >DTK-Zero 1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Confocal microscopes</td>
			<td >Olympus</td>
			<td >FV300 and FV1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Normal goat serum</td>
			<td >Vector</td>
			<td >S-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >chicken anti-GFP</td>
			<td >Abcam</td>
			<td >ab13970</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >mouse anti-s100&#946;</td>
			<td >Sigma-Aldrich</td>
			<td >S2532</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >mouse anti-NeuN</td>
			<td >Millipore</td>
			<td >MAB377</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >mouse anti-glutamine synthetase</td>
			<td >Millipore</td>
			<td >MAB302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >goat anti-mouse-Alexa546</td>
			<td >Invitrogen</td>
			<td >A11003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >goat anti-chicken-Alexa488</td>
			<td >Invitrogen</td>
			<td >A11039</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Microscope Slides</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >12-550-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Cover Glass</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >12-548-5J</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Mounting Medium</td>
			<td >Vector</td>
			<td >H-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

imaging intracellular ca2+ signals in striatal astrocytes from adult mice using genetically-encoded calcium indicators

Astrocytes display spontaneous intracellular Ca2+ concentration fluctuations ([Ca2+]i) and in several settings respond to neuronal excitation with enhanced [Ca2+]i signals. It has been proposed that astrocytes in turn regulate neurons and blood vessels through calcium-dependent mechanisms, such as the release of signaling molecules. However, [Ca2+]i imaging in entire astrocytes has only recently become feasible with genetically encoded calcium indicators (GECIs) such as the GCaMP series. The use of GECIs in astrocytes now provides opportunities to study astrocyte [Ca2+]i signals in detail within model microcircuits such as the striatum, which is the largest nucleus of the basal ganglia. In the present report, detailed surgical methods to express GECIs in astrocytes in vivo, and confocal imaging approaches to record [Ca2+]i signals in striatal astrocytes in situ, are described. We highlight precautions, necessary controls and tests to determine if GECI expression is selective for astrocytes and to evaluate signs of overt astrocyte reactivity. We also describe brain slice and imaging conditions in detail that permit reliable [Ca2+]i imaging in striatal astrocytes in situ. The use of these approaches revealed the entire territories of single striatal astrocytes and spontaneous [Ca2+]i signals within their somata, branches and branchlets. The further use and expansion of these approaches in the striatum will allow for the detailed study of astrocyte [Ca2+]i signals in the striatal microcircuitry.

Para la expresión específica de astrocitos de cito-GCaMP3 en el cuerpo estriado, se utilizó virus adeno-asociado (AAV) del serotipo 5, y el promotor de GFAP GfaABC 1 D (Figura 1A), que se ha demostrado previamente para conducir GCaMP3 robusto y gen reportero expresión en astrocitos del hipocampo y corticales 8,14. Dos semanas después de la microinyección virus en el cuerpo estriado de ratón, el ratón (~ 10 semanas de edad) y se perfundió IHC se realizó en secciones de cer...

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Imaging Intracellular Ca2+ Signals in Striatal Astrocytes from Adult Mice Using Genetically-encoded Calcium Indicators

The properties and functions of astrocyte intracellular Ca2+ signals in the striatum remain incompletely explored. We describe methods to express genetically encoded calcium indicators in striatal astrocytes using adeno-associated viruses of serotype 2/5 (AAV2/5), as well as procedures to reliably image Ca2+ signals within striatal astrocytes in situ.

Imaging intracelular de Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Las señales en estriatal astrocitos de ratones adultos a través de indicadores de calcio codificados genéticamente-

Astrocytes display spontaneous intracellular Ca2+ concentration fluctuations ([Ca2+]i) and in several settings respond to neuronal excitation with ...

imaging-intracellular-ca2-signals-striatal-astrocytes-from-adult-mice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Imaging Intracellular Ca2+ Signals in Striatal Astrocytes from Adult Mice Using Genetically-encoded Calcium Indicators

14.7K vistas.  University of California Los Angeles. The properties and functions of astrocyte intracellular Ca2+ signals in the striatum remain incompletely explored. We describe methods to express genetically encoded calcium indicators in striatal astrocytes using adeno-associated viruses of serotype 2/5 (AAV2/5), as well as procedures to reliably image Ca2+ signals within striatal astrocytes in situ. 