A maior parte do trabalho e do pessoal envolvido foram apoiados pelo NIH conceder NS060677 e em parte pelo NIH concede MH099559 e MH104069 (a BSK). Alguns dos trabalhos também foi apoiado pela Fundação CHDI.

Todos os protocolos de animais estavam de acordo com os Institutos Nacionais de Saúde Guia para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório e foram aprovados pelo Comitê de Cuidados e Uso de Animais Institucional na UCLA. 1.1) Prepare Micropipeta e AAV2 / 5 Vírus Carregando <ol><li> Use micropipetas de vidro de borosilicato finas para a injecção do vírus. Puxe a micropipeta usando um programa puxando de duas etapas com um puxador vertical. Bisel da pipeta com um ângulo de 40 °, utilizando um moinho de pipeta. A pipeta que é ideal para uso terão um diâmetro de ponta de 20 - 40 mm e um comprimento da haste de 6-7 mm. Autoclave a pipeta e instrumentos cirúrgicos. A broca é esterilizada por limpeza com etanol a 70%. </li><li> Armazenar o vírus AAV2 / 5-GfaABC 1 D.cyto-GCaMP3.SV40 (1,5 x 10 13 gc / ml), a -80 ° C em alíquotas de 10 ul. Pouco antes da cirurgia, tire as alíquotas do congelador e guarde no gelo até ser usado para o preenchimento de the micropipeta. </li><li> Encher a micropipeta com vírus, utilizando uma bomba de seringa. Firmemente ligar uma extremidade de um pedaço de tubo, através de uma tubagem de compressão de tamanho adequado encaixe, para uma seringa de vidro com um êmbolo reforçado. Encaixe a micropipeta autoclavado para a outra extremidade do pedaço de tubo através de uma agulha de tamanho apropriado compressão encaixe removível. </li><li> Antes de carregar o vector viral, remover bolhas de ar do sistema de bombagem, incluindo tubos, seringas e micropipeta enchendo o sistema com óleo mineral colorida com Sudan IV vermelha (~ 1 mg / 50 ml) numa seringa de 1 ml com uma agulha (27 L ). </li><li> Coloque um pedaço de parafilm limpo sob a micropipeta de vidro, e dispensar 5-10 ul de o vector viral para o parafilme. </li><li> Sugam o vector viral, movendo o êmbolo da seringa para trás a 0,5 ul / min, e marcam o limite entre o vector e o óleo sobre a pipeta de vidro. </li></ol> 1.2) A anestesia, corte de cabelo, Head Fixação e Preparação para Craniotomia <ol><li> Coloque um rato (P49-63, C57BL / 6) para a câmara cheia com N 2 O e O 2 e 5% de isoflurano. Avaliar a profundidade da anestesia, pela perda de movimento intencional e uma taxa respiratória lento (~ 60-90 / min). Cortar cabelo na cabeça quando o mouse é anestesiado. </li><li> Montar o mouse no quadro estereotáxico, com a cabeça protegida por barras de ouvido sem corte e seu nariz colocados em um sistema de anestesia e ventilação. Manter contínua isoflurano a 2 - 3%. Aplicar pomada lágrimas artificiais para ambos os olhos desde que os ratos perdem o reflexo de piscar sob anestesia. </li><li> Administrar 0,05 ml de buprenorfina (0,1 mg / ml) por injecção subcutânea para o alívio da dor. </li><li> Limpo área cirúrgica com 10% de iodo de povidona e 70% de álcool três vezes, alternando entre as duas soluções e começando com povidona iodo. Comece pela frente e limpe para trás para remover todos os cabelos já cortados. </li><li> Faça uma incisão na pele em cima of a cabeça, que se inicia entre os olhos e termina entre as orelhas. </li></ol> 1.3) Craniotomia e Microinjeções <ol><li> Retire o periósteo passando com um cotonete e depois secar a superfície do crânio com bolas de algodão dental. Fazer uma marca em torno do local da injecção, e perfurar em torno da borda da marca usando uma pequena rebarba de aço alimentado por uma broca de alta velocidade. </li><li> Remover o osso e limpar a superfície com solução salina. </li><li> Coloque a pipeta no dorsal e lateral esquerda da striatum com as seguintes coordenadas (mm): 0,8 ântero-posterior, médio-lateral: 2,0, dorsal-ventral da superfície pial: -2,4 13. Note-se que estas coordenadas significa que a ponta da agulha de microinjecção fica logo acima do estriado dorsolateral (Figura 1A, B), o que significa que só penetra ligeiramente dentro deste núcleo. Evite vasos sanguíneos prejudiciais. Se a pipeta passa a ser direito em um vaso sanguíneo, um pequeno ajuste nacoordenadas por ~ 0,1-0,2 mm. </li><li> Iniciar a injecção com uma taxa de injecção ajustado a 0,2 ul / min, e injectar tipicamente de 1 a 1,5 ul de vírus. </li><li> Deixar a pipeta no local após a injecção durante 10 min, e em seguida, retirar a pipeta lentamente. </li><li> Finalize fechando a ferida cirúrgica com sutura contínua de nylon externo sutura. </li></ol> 1.4) Recuperação <ol><li> Coloque o mouse em uma gaiola limpa em uma almofada de aquecimento, durante 24 horas. Não devolva um rato que foi submetido a cirurgia para a companhia de outros animais até que esteja totalmente recuperado. Não deixe o mouse sem vigilância até que tenha recuperado a consciência suficiente para manter decúbito esternal. </li><li> Adicionar Sulfamethoxiazole Trimetoprim (5 ml por 500 ml de água, contendo 40 mg de trimetoprim e 200 mg sulfamethoxiazole) na água durante uma semana. Administrar Buprenorfina duas vezes por dia durante 3 dias após a cirurgia. </li><li> Manter o mouse em um ciclo claro-escuro de 12 horas, alimentados e regada diariamente, umnd é ponderada uma vez por dia até 3 dias após a cirurgia. Nestes três dias, todo o rato com uma perda de mais de 10% do peso corporal é considerado como comprometida, e serão sacrificados em vez de ser submetido a experimentação. </li><li> Separadamente, mudar a gaiola do mouse duas vezes por semana, e monitor para a saúde em geral, pelo menos uma vez por dia. Normalmente, o mouse é usado dentro de 2-3 semanas após as microinjeções estereotáxica. </li></ol> 2. aguda do cérebro Slice Preparação para confocal Ca 2+ imagem 2.1) Preparação de Corte e Soluções de gravação. <ol><li> Preparar solução compreendendo (mM) de corte: 194 de sacarose, 30 NaCl, 4,5 de KCl, 10 D-glucose, 1 MgCl2, 1.2 NaH 2 PO 4, 26 e NaHCO 3, saturado com 95% O2 e 5% de CO 2. </li><li> Preparar a solução de gravação compreendendo (mM): NaCl 124, KCl 4,5, MgCl 2 1, 10 D-glicose, 2 de CaCl2, 1,2 de NaH 2 PO 4 </sub&gt;, e 26 de NaHCO3; pH 7,3 - 7,4 290-295 mOsm, saturado com 95% O2 e 5% de CO 2. Encha o copo fatia do cérebro segurando com solução de gravação, e mantê-lo a 34 ° C. </li></ol> 2.2) O fatiamento <ol><li> Duas a três semanas após microinjeções estereotáxica, profunda e terminal anestesiar o mouse, e depois decapitá-lo. </li><li> Extraia o cérebro, e usar uma lâmina para remover o hemisfério direito não injectada, e montar a esquerda na bandeja vibratome usando super-cola. Encher o tabuleiro de vibratome com tampão de corte a frio de gelo, e manter saturando-a com 95% de O2 e 5% de CO 2. </li><li> Cortar fatias de cérebro do estriado coronais ou sagitais a 300 mm de espessura. Normalmente, 4-5 coronal, ou 6-7 fatias estriatais sagital podem ser coletadas. </li><li> Transfira as fatias para o copo fatia segurando aquecido a 34 ° C, e mantê-los lá por 30 min antes de armazená-los em temperatura ambiente por recordi posteriorng. </li><li> Incubar as fatias de cérebro de gravação em tampão oxigenado à temperatura ambiente durante pelo menos 30 min antes de [Ca 2+] i imagiologia. </li></ol> 3. Imuno-histoquímica (IHQ) <ol><li> Duas semanas após a injecção de vírus, perfundir o rato transcardialmente com PBS, seguido por 10% de formalina em PBS. </li><li> Retirar, pós-fixar durante a noite, e cryoprotect o cérebro em tamponada 30% de sacarose por pelo menos dois dias. </li><li> Prepare 40 mm seções usando um micrótomo criostato. </li><li> Enxágüe seções 3 vezes com PBS a 10 min de intervalo. </li><li> Incubar secções durante 1 h em PBS com 10% de soro de cabra normal e com 0,5% de Triton X-100. </li><li> Incubar secções durante a noite a 4 ° C em anticorpo primário preparadas em PBS com 0,5% de Triton X-100. Os anticorpos primários utilizados foram como se segue: galinha anti-GFP 1: 1.000, de ratinho anti-S100β 1: 400, de ratinho anti-NeuN 1: 600, de rato anti-glutamina sintetase 1: 300. </li><li> Enxágüe seções 3 vezes com PBS a 10 mem intervalos. </li><li> Incubar as secções com anticorpos secundários preparadas em PBS com 10% de soro de cabra normal durante 2 horas à temperatura ambiente. Os anticorpos secundários foram os seguintes: anticorpos de cabra anti-murganho Alexa546 1: 500, de cabra anti-galinha Alexa488 1: 500. </li><li> Monte as secções em lâminas de vidro, seco e aplique algumas gotas de antifade meio de montagem, em seguida, cubra lentamente as seções com uma lamela de vidro. Armazenar as lâminas a 4 ° C. </li><li> Tome imagens num microscópio confocal com uma lente de imersão em óleo de 40X com uma abertura numérica de 1,3. </li></ol> 4. confocal [Ca 2+] i Imagem NOTA: [Ca 2+] i de imagem foi feita usando um microscópio confocal com uma lente objetiva de 40X de imersão em água com uma abertura numérica de 0,8. <ol><li> Entre 1 e 5 h após o corte, fatia lugar na câmara de gravação e gravação superfuse com tampão oxigenado à temperatura ambiente com uma taxa de fluxo de 1-2 ml pormin. Em seguida, coloque uma harpa de platina com cordas de nylon em cima da fatia para minimizar o movimento durante o experimento. </li><li> Visualizar e localizar o striatum dorsal com brilhante luminescência campo sob uma objectiva de imersão em água 10X. </li><li> Alterne para a lente objetiva de 40X de imersão em água, e ligue a linha 488 nm do laser de argônio. Ao alterar o plano focal, encontrar células localizadas cerca de 20 mm abaixo da superfície da fatia, exibindo fluorescência basal em Soma, ramos e raminhos. De nota, as células comprometidas normalmente apresentar nível de fluorescência acima da média, o que deve ser evitado. </li><li> Use o modo &quot;quadro varredura &#39;para iniciar a digitalização. Normalmente, a intensidade do laser ajustado para 0,5 - 5% da potência máxima é suficiente para a imagem [Ca 2+] i com o cito-GCaMP3. Para monitorar [Ca 2+] i dinâmica em todo o território dos astrócitos, a &quot;varredura frame &#39;com uma velocidade de varredura de 1 segundo por quadro ou mais rápido é recomeNDED, mas isso tem de ser decidido de acordo com o experimento em questão. </li><li> Se necessário, a imagem [Ca2 +] i em processos, utilize ampliação digital de 2-3 vezes para monitorar 1-2 astrócitos em todo o campo de visão. </li><li> Para evitar pixels saturados durante a gravação, utilize o modo de pesquisa &quot;HiLo&quot; a pseudo as células. Sempre comece com uma &quot;gravação piloto&quot; por cerca de 5 minutos, para testar se a cor vermelha aparece como indicação de saturação. Se for assim, diminuir a potência do laser, ou diminuir a PMT / Gain / compensar os valores e realizar uma outra gravação piloto para testar os valores de pixel estão na faixa não-saturada. Tipicamente, os parâmetros combinados utilizados para imagiologia de astrócitos [Ca 2+] i no corpo estriado são as seguintes: potência de laser de saída 0,5-5% (de 10 mW), PMT 550-650 volts, Ganho de 2,0 - 3,5 vezes maior, e deslocamento 0 - 5%. </li></ol>

<ol>
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S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+genetically+targeted+optical+sensor+to+monitor+calcium+signals+in+astrocyte+processes.">A genetically targeted optical sensor to monitor calcium signals in astrocyte processes.</a> Nat Neurosci. 13, 759-766 (2010).</li><li>Shigetomi, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+calcium+microdomains+within+entire+astrocyte+territories+and+endfeet+with+GCaMPs+expressed+using+adeno-associated+viruses.">Imaging calcium microdomains within entire astrocyte territories and endfeet with GCaMPs expressed using adeno-associated viruses.</a> J Gen Physiol. 141, 633-647 (2013).</li><li>Shigetomi, E., Khakh, B. 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I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selective+induction+of+astrocytic+gliosis+generates+deficits+in+neuronal+inhibition.">Selective induction of astrocytic gliosis generates deficits in neuronal inhibition.</a> Nat Neurosci. 13, 584-591 (2010).</li><li>Zhang, Y., Barres, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Astrocyte+heterogeneity:+an+underappreciated+topic+in+neurobiology.">Astrocyte heterogeneity: an underappreciated topic in neurobiology.</a> Curr Opin Neurobiol. 20, 588-594 (2010).</li><li>Reimsnider, S., Manfredsson, F. P., Muzyczka, N., Mandel, R. 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Os autores não têm nada a revelar.

Os métodos aqui descritos nos permitiram expressar cito-GCaMP3 em astrócitos do estriado in vivo para posterior [Ca 2+] i imaging in situ. Este método apresenta vantagens em relação ao uso transgénica ou knock-em ratinhos, incluindo expressão robusta da proteína, rapidez e flexibilidade orientada de aplicação experimental e especificidade anatómica. A expressão de GCaMP3 usando AAV2 / 5, foi encontrada para ser mais específico e robusto. A combinação de GFAP GfaABC ...

Os astrócitos são células gliais ubíquas e abundantes do cérebro. Está bem estabelecido que os astrócitos servir de suporte vital e papéis homeostáticos incluindo buffer de K + concentração no espaço extracelular, a captação de neurotransmissores, bem como o fornecimento de nutrientes. No entanto, estudos recentes mostram que eles também exibem [Ca 2+] i sinais, que ocorrem espontaneamente e são aumentados pela atividade neuronal 1. A existência de astrócitos [Ca 2+] i sinalização tem sido cada vez mais pensado para provocar a sua comunicação com os neurônios, e, como tal, tem sido interpretada como uma forma de &quot;Ca 2+ excitabilidade&quot; dentro de astrócitos. Os dados disponíveis sobre as últimas duas décadas sugerem duas configurações em que os astrócitos e neurônios podem se comunicar, talvez, de forma bidirecional. Em primeiro lugar, os astrócitos, muitas vezes respondem com um aumento na [Ca 2+] i, quando activado pelos neurotransmissores eneuromoduladores liberados de neurônios 2. Em segundo lugar, [Ca 2+] i aumenta em astrócitos causam a liberação de moléculas de sinalização de astrócitos, que por sua vez podem afetar os neurônios e vasos sanguíneos. As evidências sugerem que as moléculas liberadas a partir de astrócitos levar a alterações nas funções de sinapses, circuitos e, em última instância comportamento 3-5 via de sinalização astrócitos-a-neurônio. No entanto, esta continua a ser uma área de pesquisa em rápido desenvolvimento, e tem-se argumentado que uma compreensão melhor e detalhada de astrócitos [Ca 2+] i é necessário para resolver algumas das incertezas atuais 6. Em trabalhos anteriores, foi demonstrado que o carregamento em massa de orgânicos Ca 2+ corantes indicador em astrócitos não consegue detectar com fiabilidade [Ca 2+] i sinais dentro astrócitos inteiras em cultura e in situ 10/07. Estes resultados foram discutidos por nós e outros 6,11,12. A Emerging imagem é que [Ca 2+] i sinais dentro dos processos de astrócitos (por exemplo, ramos e raminhos), que são os principais sítios de interação com neurônios e vasos sanguíneos, raramente têm sido explorados em detalhe. Recentemente, a utilização de indicadores de cálcio geneticamente codificados (Gecis), tais como GCaMP3 citosólica, GCaMP5G e GCaMP6 e membrana de plasma (por exemplo, versões tethered, Lck-GCaMP3) permitiu o estudo da [Ca 2+] i sinais em pequenos compartimentos de astrócitos tais processos como finas, perto da membrana do plasma e dentro territórios inteiros 7,8. No entanto, Gecis têm uma desvantagem sobre orgânicos Ca 2+ corantes indicadores e que é a exigência de métodos genéticos para entregar os genes que codificam para selectivamente astrócitos in vivo por períodos de semanas para a Gecis a ser apropriadamente expressa. Expressão in vivo é tipicamente alcançado utilizando camundongos transgênicos, bater-nos ratos ou com app entrega vírus baseadosbaratas. No presente artigo, relatamos JoVE métodos e procedimentos empregados para entregar Gecis para astrócitos do estriado usando vírus adeno-associados. Nós concentrar em cito-GCaMP3 como um exemplo, mas o mesmo procedimento básico funciona para qualquer outro GECI ou fluorescente repórter base de proteína.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" >
	<tbody>
		<tr >
			<td >Syringe Pump</td>
			<td>Harvard Apparatus</td>
			<td>704506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Glass Capillaries</td>
			<td >World Precision Instruments</td>
			<td >1B100-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Micropipette puller</td>
			<td >Narishige</td>
			<td >PC-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Micropipette grinder</td>
			<td >Narishige</td>
			<td >EG-40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >pZac2.1 GfaABC1D.cyto-GCaMP3</td>
			<td >Addgene</td>
			<td>44331</td>
			<td >a plasmid sent to UPenn Vector Core for virus packaging</td>
		</tr>
		<tr >
			<td >I mL syringe</td>
			<td >BD</td>
			<td>309628</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >syringe needle</td>
			<td >BD</td>
			<td>305109</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >AAV2/5 virus</td>
			<td >UPenn vector core</td>
			<td >NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Sudan red IV</td>
			<td >Sigma-Aldrich</td>
			<td >67386</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Mineral oil</td>
			<td >CVS Pharmacy</td>
			<td>152355</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Cryostat</td>
			<td >Leica</td>
			<td>CM3050 S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Stereotaxic instrument</td>
			<td>David Kopf Instruments</td>
			<td >900LS</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >High Speed Rotary Micromotor Kit</td>
			<td >FOREDOM</td>
			<td >K.1070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Paraformaldehyde</td>
			<td >Santa cruz biotechnology</td>
			<td >sc-281692</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Super Glue</td>
			<td>Krazy&#174;Glue</td>
			<td>KG925</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Microslicer</td>
			<td >Ted Pella</td>
			<td >DTK-Zero 1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Confocal microscopes</td>
			<td >Olympus</td>
			<td >FV300 and FV1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Normal goat serum</td>
			<td >Vector</td>
			<td >S-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >chicken anti-GFP</td>
			<td >Abcam</td>
			<td >ab13970</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >mouse anti-s100&#946;</td>
			<td >Sigma-Aldrich</td>
			<td >S2532</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >mouse anti-NeuN</td>
			<td >Millipore</td>
			<td >MAB377</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >mouse anti-glutamine synthetase</td>
			<td >Millipore</td>
			<td >MAB302</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >goat anti-mouse-Alexa546</td>
			<td >Invitrogen</td>
			<td >A11003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >goat anti-chicken-Alexa488</td>
			<td >Invitrogen</td>
			<td >A11039</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Microscope Slides</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >12-550-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Cover Glass</td>
			<td >Fisher Scientific</td>
			<td >12-548-5J</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr >
			<td >Mounting Medium</td>
			<td >Vector</td>
			<td >H-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

imaging intracellular ca2+ signals in striatal astrocytes from adult mice using genetically-encoded calcium indicators

Astrocytes display spontaneous intracellular Ca2+ concentration fluctuations ([Ca2+]i) and in several settings respond to neuronal excitation with enhanced [Ca2+]i signals. It has been proposed that astrocytes in turn regulate neurons and blood vessels through calcium-dependent mechanisms, such as the release of signaling molecules. However, [Ca2+]i imaging in entire astrocytes has only recently become feasible with genetically encoded calcium indicators (GECIs) such as the GCaMP series. The use of GECIs in astrocytes now provides opportunities to study astrocyte [Ca2+]i signals in detail within model microcircuits such as the striatum, which is the largest nucleus of the basal ganglia. In the present report, detailed surgical methods to express GECIs in astrocytes in vivo, and confocal imaging approaches to record [Ca2+]i signals in striatal astrocytes in situ, are described. We highlight precautions, necessary controls and tests to determine if GECI expression is selective for astrocytes and to evaluate signs of overt astrocyte reactivity. We also describe brain slice and imaging conditions in detail that permit reliable [Ca2+]i imaging in striatal astrocytes in situ. The use of these approaches revealed the entire territories of single striatal astrocytes and spontaneous [Ca2+]i signals within their somata, branches and branchlets. The further use and expansion of these approaches in the striatum will allow for the detailed study of astrocyte [Ca2+]i signals in the striatal microcircuitry.

Para a expressão especifica de astrócitos de cito-GCaMP3 no striatum, utilizou-se vírus adeno-associado (AAV), do serotipo 5, e a PGFA GfaABC 1 D promotor (Figura 1A), que tem sido mostrado previamente para dirigir GCaMP3 robusta e o gene repórter expressão no hipocampo e astrócitos corticais 8,14. Duas semanas após a micro-injecção de vírus para o corpo estriado do rato, o rato (~ 10 semanas de idade) foi perfundido e IHC foi realizada em secções de cérebro finas para...

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Imaging Intracellular Ca2+ Signals in Striatal Astrocytes from Adult Mice Using Genetically-encoded Calcium Indicators

The properties and functions of astrocyte intracellular Ca2+ signals in the striatum remain incompletely explored. We describe methods to express genetically encoded calcium indicators in striatal astrocytes using adeno-associated viruses of serotype 2/5 (AAV2/5), as well as procedures to reliably image Ca2+ signals within striatal astrocytes in situ.

Imagens intracelular Ca<sup&gt; 2+</sup&gt; Sinais em estriado astrócitos de ratos adultos, através de indicadores de cálcio geneticamente codificados

Astrocytes display spontaneous intracellular Ca2+ concentration fluctuations ([Ca2+]i) and in several settings respond to neuronal excitation with ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

Imaging Intracellular Ca2+ Signals in Striatal Astrocytes from Adult Mice Using Genetically-encoded Calcium Indicators

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