We thank S. Raychaudhuri for providing the destabilized firefly luciferase mutant plasmid, and A. Glavis-bloom and N. Charan for technical assistance. This work was supported, in part, by grants from NIH (CA088868, GM060911, and CA182675).

1. Preparación de Reactivo <ol><li> Preparar tampón de lisis celular (50 mM Tris, pH 8,8, NaCl 100 mM, 5 mM MgCl2, 0,5% NP-40). Suplemento DTT 2 mM, 1x cóctel completo de la proteasa, y 250 IU / ml benzonasa antes de su uso. </li><li> Preparar el tampón de precipitado (20 mM Tris, pH 8,0, 15 mM MgCl 2). Suplemento DTT 2 mM, 1x cóctel completo de proteasa y 250 IU / ml benzonasa antes de su uso. </li><li> Preparar tampón de ebullición 3x (6% de SDS, Tris 20 mM, pH 8,0). Suplemento de DTT 150 mM antes de su uso. </li><li> Preparar medio DMEM bajo fluorescencia para ensayos usando lector de fluorescencia de microplacas. Mezclar glucosa 25 mM, glicina 0,4 mM, arginina 0,4 mM, cisteína 0,2 mM, glutamina 4,0 mM, histidina 0,2 mM, isoleucina 0,8 mM, leucina 0,8 mM, lisina 0,8 mM, metionina 0,2 mM, fenilalanina 0,4 mM, serina 0,4 mM, 0,8 treonina mM, triptófano 0,078 mM, 0,4 mM tirosina, valina 0,8 mM, 1,8 mM de CaCl2, 0,81 mM de MgSO4, KCl 5,33 mM, 44,0 mM NaHCO3, NaCl 110 mM, 0,9 mMNaH 2 PO 4. Ajustar el pH de la solución usando HCl o NaOH a un pH de 7,4. Esterilizar el medio a través de filtración. NOTA: Este medio contiene componentes del medio estándar DMEM con alta glucosa excepto en que Fe (NO 3) 3, se omiten las vitaminas y rojo de fenol. Rojo fenol, riboflavina y piridoxal en medio de cultivo DMEM normal interfiera significativamente con la detección de señal de fluorescencia 21. El medio de cultivo sin esos componentes es crucial para el éxito de imágenes en vivo de células GFP. El medio es estable durante 12 meses cuando se almacena refrigerado. </li></ol> Ensayo 2. La degradación de ATXN1 82Q GFP <ol><li> Placa de aproximadamente 3 x 10 5 células HeLa en placas de 35 mm con medio DMEM suplementado con 10% de suero bovino fetal (FBS), por lo que después de O / N cultivar células crecen hasta una confluencia del 40-60% en el momento de la transfección. NOTA: El número de placas necesarias se basa en el número de puntos de tiempo y los tratamientos described continuación. </li><li> Transfectar células HeLa con 0,3 g de ATXN1 82Q-GFP / pRK5 plásmido en cada reactivo de transfección bien el uso de acuerdo con las instrucciones del fabricante 9. Haga una mezcla de transfección maestra que contiene el reactivo de ADN y transfección y se alícuota de cada pocillo. </li><li> 4-5 horas después de la transfección, examinar las células vivas bajo un microscopio de fluorescencia invertido para la expresión de GFP con onda de excitación 450-490 nm. Volver de nuevo a las células de la incubadora después de la impresión. NOTA: Se deben observar los dos GFP señales difusas y pequeñas motas de señales de GFP en el núcleo en este momento. </li><li> Se elimina el medio por aspiración al vacío y añadir 2 ml de DMEM fresco que contiene 50 mg / ml CHX. Tratar las células durante 0, 4, 8, 12 y 16 h con CHX antes de la cosecha. Para examinar la degradación proteasomal, incluir proteasoma MG132 inhibidor (10 mM) en una placa tratada durante 16 h como control. </li><li> Cosechar una placa de células en cada punto de tiempo. Retire el medio de vacío por una aspiraciónd lavar las placas dos veces con 3 ml de fosfato enfriado con hielo 1x solución salina tamponada (PBS). Snap-congelar la placa en hielo seco. </li><li> Después de que el último punto de tiempo (16 h), raspar las células congeladas (desde todos los puntos de tiempo) en 150 l de tampón de lisis celular enfriada en hielo y se incubaron en hielo durante 30 min. </li><li> Centrifugar los lisados ​​de células en una centrífuga de mesa a 17,000 xg durante 15 min a 4 ° C. </li><li> Transferir el sobrenadante, que contiene las proteínas NP-40-solubles (NS), a otro tubo con una pipeta. NOTA: Utilice sobrenadantes para medir las concentraciones de proteína mediante el ensayo de Bradford, si es necesario. </li><li> Enjuagar los gránulos añadiendo suavemente aproximadamente 200 l de 1x PBS a los tubos sin molestar a los pellets. Retirar con cuidado PBS mediante aspiración por vacío o pipeta. ellos Vuelva a suspender en 150 l de tampón de sedimento de células enfriado con hielo, seguido de 15 a 30 min de incubación en hielo. NOTA: La fracción del sedimento resuspendido contiene NP-40 proteínas insolubles (NI). Véase la Figura 1B para una diagcarnero de fraccionamiento detergente. </li><li> Añadir 75 l de tampón de ebullición 3x en fracciones NS 40 y NP-fracciones insolubles (NI) se volvieron a suspender a partir de los gránulos. Calentar las muestras a 95 ° C en un bloque de calor durante 5 minutos. NOTA: Los montones en los NP-40 fracciones insolubles se disuelven después del calentamiento y las muestras se pondrán de manifiesto. </li><li> Añadir tampón de carga SDS-gel a una alícuota de NS hervidas y NI. Cargar un volumen igual de muestras recogidas de todos los puntos de tiempo a gel de SDS-PAGE. Los corresponde volumen cargado a aproximadamente 20 g de NS de muestra recogida en el tiempo 0. NOTA: NS, así como proteínas SDS solubles (SS) de NI facción, pueden ser resueltas por SDS gel de separación. Por el contrario, SDS-resistente (SR) agregados a partir de la fracción de NI están atrapados en los pozos de carga de gel (Figura 1B). Para mejorar la detección de transferencia Western, volumen doble de NI se puede cargar. </li><li> Detectar NS y SS ATXN1 82Q-GFP mediante Western blot utilizando un anticuerpo anti-GFP y un aumento de quimioluminiscencia (ECL). NOTA: ATXN1 82Q en la fracción de SS es generalmente menor en comparación con la fracción NS utilizando este protocolo. Es necesario un mayor exposición ECL para las señales óptimas. </li><li> Examinar SR ATXN1 82Q de la fracción de sedimento por ensayos de retardo en filtro utilizando un aparato de dot-blot (Figura 1B). En pocas palabras, establecer un aparato de transferencia de puntos que sostiene una membrana de acetato de celulosa de 0,2 micras. De carga 80 a 120 l de NI hervida en cada pocillo del aparato dot-blot. NOTA: Como sólo pequeñas cantidades de agregados SR se forman en las células, para el ensayo de transferencia de puntos, cargar un volumen de la fracción SR que es de aproximadamente 10 a 15 veces del volumen de la fracción NS utilizado para el análisis de transferencia Western. <ol><li> Después de filtrar las muestras a través de la membrana por vacío, los agregados ATXN1 82Q-GFP pegados en la membrana se pueden detectar por inmunotransferencia anti-GFP 9,12,22. NOTA: Véanse los informes anteriores 9,12,22 para una descripción detallada del ensayo de retardo en el filtro. Este paso es opcionalporque SR ATXN1 82Q es mínimo en comparación con las fracciones de las SS y NS siguientes corto transfección se describe en este protocolo. Además, los niveles de SR ATXN1 82Q permanecen en gran parte la misma sobre CHX Chase (Figura 2B). Sin embargo, todavía es crucial para examinar si las cantidades de SS ATXN1 82Q se ven afectados con el tiempo para cualquier tratamiento de drogas o la expresión génica en los experimentos iniciales. SS especies de proteínas permanecen en pozos de carga de gel SDS-PAGE puede ser detectado por Western blot. Sin embargo, este método es menos sensible y genera resultados variables más (Figura 1B). </li></ol></li></ol> 3. Ensayo de Degradación de NLS-luciferasa-GFP usando SDS-PAGE y Western Blot <ol><li> Placa de aproximadamente 3 x 10 5 células HeLa en placas de 35 mm con medio DMEM suplementado con 10% de suero bovino fetal (FBS). Después de O / N de cultivo, una confluencia de 40-60% se alcanza en el momento de la transfección. El número de placas necesarias se basa en el número de time puntos y tratamientos descritos a continuación. </li><li> Transfectar células HeLa con 1,0 g NLS-luciferasa-GFP / pRK5 plásmido en cada reactivo de transfección bien el uso de acuerdo con las instrucciones del fabricante 9. Haga una mezcla maestra que contiene la transfección de ADN y reactivo de transfección para la alícuota de cada pocillo. </li><li> Después de O / N transfección (alrededor de 15 horas), examinar las células vivas bajo un microscopio de fluorescencia invertido para la expresión de GFP con onda de excitación 450-490 nm. Volver de nuevo a las células de la incubadora después de la impresión. NOTA: difusa señal GFP nuclear puede ser observado en la mayoría de las células (70%). Un pequeño porcentaje (5%) de las células tienen agregados nucleares. </li><li> Se elimina el medio por aspiración al vacío y añadir 2 ml de DMEM fresco que contiene 50 mg / ml CHX. Tratar las células durante 0, 1,5, 3, 4,5 y 6 horas con CHX antes de la cosecha. Para examinar la degradación proteasomal, incluir inhibidor del proteasoma MG132 adicional (10 mM) en una placa tratada durante 6 horas como control. </li><li> Cosechar una placa de células en cada punto de tiempo. Eliminar el medio por aspiración al vacío y se lavan las placas dos veces con 3 ml de fosfato enfriada con hielo de solución salina tamponada (PBS). Snap-congelar la placa en hielo seco. </li><li> Después del último punto de tiempo (6 horas) está terminado, las células se congelaron a todos los tiempos puntos se raspó en 150 l de tampón de lisis celular helada y se incubaron en hielo durante 30 min. </li><li> Añadir tampón de carga de gel SDS de lisados ​​de células enteras para una concentración final de 2% de SDS y DTT 50 mM. Incubar las muestras en un bloque de calor a 95 ° C durante 5 min. </li><li> Analizar NLS-luciferasa-GFP por SDS-PAGE y transferencia de Western usando el anticuerpo anti-GFP. Cargar un volumen igual de muestras recogidas de todos los puntos de tiempo a gel de SDS-PAGE. El volumen de carga corresponde a aproximadamente 20 g de lisados ​​de células enteras de muestra recogida en el tiempo 0. </li></ol> Ensayo de Degradación 4. En tiempo real de NLS-luciferasa-GFP usando fluorescencia lector de microplacas <ol><li> Seed aproximadamente 1 x 10 4células HeLa en placas de cultivo tisular de 96 pocillos de color negro con fondo transparente. Después de O / N de cultivo, una confluencia de 50-70% se alcanza en el momento de la transfección. NOTA: 60 l de medio que contiene células HeLa completamente en suspensión se sembraron directamente en cada pocillo. No agregue placa de medio roca o de ida y vuelta adicional después de la siembra, de lo contrario las células pueden ser distribuidos de manera desigual. </li><li> Transfectar células HeLa con 0,05 hasta 0,1 g de NLS-luciferasa-GFP / pRK5 plásmido 9 en cada reactivo de transfección bien el uso de acuerdo con las instrucciones del fabricante. Haga una mezcla de transfección maestra que contiene el reactivo de ADN y transfección y se alícuota de cada pocillo. Tres pocillos con células no son transfectadas con el ADN, que sirve como control para la señal de fondo de fluorescencia para cada condición de tratamiento. NOTA: Una forma alternativa para reducir la variación de la transfección es para transfectar células antes de la siembra. Sin embargo, una gran parte de las células transfectadas con la proteína mal plegadas fallan para unir o mostrar la viabilidad reducida usando este método. Es probable que algunas células pueden no soportar el estrés causado por la digestión con tripsina al expresar proteínas mal plegadas tóxicos. Como resultado, la señal fluorescente global se reduce significativamente. </li><li> 20-24 horas después de la transfección, examinar las células vivas bajo un microscopio de fluorescencia invertido para la expresión de GFP con onda de excitación 450-490 nm. </li><li> Se elimina el medio por aspiración al vacío. Añadir aproximadamente 200 l 1x PBS a cada pocillo y a continuación, aspirar para eliminar cantidad residual de medio DMEM. </li><li> Añadir 60 l de baja fluorescencia medio DMEM con FBS al 5% y 50 mg / ml CHX. Para examinar la degradación proteasomal, incluir inhibidor del proteasoma MG132 adicional (10 mM) en un conjunto de muestras. Conjunto de pozos por triplicado para cada tratamiento / estado. NOTA: El tratamiento MG132 se incluye como controles para la degradación proteasomal porque es crucial para descartar otros factores que pueden causar gota de fluoseñal cencia, incluyendo la muerte celular y la extinción de la fluorescencia. </li><li> Medir la señal de fluorescencia de GFP inmediatamente en un lector de placas fluorescentes después de añadir CHX. NOTA: Los ajustes de medición de software se muestran en la Tabla 1. </li><li> Leer la placa a cada hora durante un máximo de 8-10 horas. Después de leer, volver de nuevo a la placa de cultivo celular incubadora. </li><li> Exportar los datos como un archivo de hoja de cálculo. Utilice valor medio de múltiples lecturas para cada uno, así como la intensidad de fluorescencia. Normalizar los valores de cada punto de datos para los valores medios de tiempo 0 en los grupos respectivos. Trazar la intensidad de fluorescencia normalizada en el tiempo como se muestra en la figura 4A y 4B, y la Figura 5, paneles de la derecha. </li><li> Realizar el análisis estadístico de las tasas de degradación entre dos condiciones usando ANOVA de dos vías con medidas repetidas 23. NOTA: En este análisis, &quot;la intensidad de fluorescencia&quot; es la variable dependiente, mientras que &quot;tratamcondiciones ENT &quot;y&quot; tiempo &quot;son los dos factores. En lugar de comparar los datos en los puntos de tiempo individuales, de dos vías ANOVA con medidas repetidas análisis de la diferencia entre los dos grupos de tratamiento durante todo el curso del tiempo. </li></ol>

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The authors declare that they have no competing financial interests.

Los mecanismos que regulan la degradación de las proteínas mal plegadas son esenciales para el mantenimiento de la homeostasis de las proteínas celulares, y probablemente representan objetivos farmacológicos valiosos para el tratamiento de trastornos neurodegenerativos y otras enfermedades en proteínas misfolding. Aquí, se describen ensayos que examinan la degradación de las proteínas mal plegadas, utilizando una proteína patógena ATXN1 (ATXN1 82Q) y un mutante nuclear localizada luciferasa (NLS-LucDM) como ej...

Las proteínas son las macromoléculas más abundantes en las células, y juegan un papel esencial en casi todos los procesos biológicos. La actividad biológica de la mayoría de las proteínas requiere de su plegado en, y mantener, las estructuras nativas tridimensionales. Las proteínas con conformaciones aberrantes no sólo pierden sus funciones normales, sino que también forman con frecuencia especies oligoméricas solubles o agregados que deterioran las funciones de otras proteínas y que son tóxicos para las células 1,2. Para contrarrestar el mal plegamiento de proteínas, las células emplean ambas chaperonas moleculares, que ayudan polipéptidos no plegados o parcialmente plegadas para alcanzar su conformación nativa, y las vías de degradación, que eliminan las proteínas mal plegadas 3. Dada la complejidad y la naturaleza estocástica del proceso de plegado, el mal plegamiento de proteínas es inevitable, y no se puede invertir en el caso de las mutaciones, errores biosintéticas, y los daños posteriores a la traducción 1. Por lo tanto, en última instancia, las células se basan en degradacvías de iones para mantener su calidad de la proteína. La importancia del control de calidad de la proteína celular (PQC) sistemas es subrayada por la prevalencia de enfermedades en proteínas misfolding, incluyendo cáncer, diabetes, y muchos trastornos neurodegenerativos como la enfermedad de Alzheimer, enfermedad de Parkinson, esclerosis lateral amiotrófica, enfermedad de Huntington (HD), y degeneración espinocerebelosa (SCA) 4,5. Por ejemplo, las mutaciones en el p53 supresor de tumores es la lesión más frecuentemente genética única en tumores, asociado a ~ 50-70% de todos los casos 6. Una fracción sustancial de las mutaciones de p53 son mutaciones de sentido erróneo que alteran la conformación de p53, lo que lleva a la formación de agregados 7. Por otra parte, las proteínas con tramos polyQ expandido están asociados genéticamente y patológicamente con HD y SCA. Estas enfermedades progresivas y, a menudo fatales manifiesto cuando la longitud del tramo polyQ en las proteínas afectadas supera determinados thresmantenga, y se vuelve cada vez más graves como la longitud del tramo polyQ prolonga 8. Un enfoque atractivo para el tratamiento de estas enfermedades es para reforzar terapéuticamente sistemas celulares PQC, especialmente las vías de degradación. Sin embargo, las vías de señalización implicadas en la degradación de proteínas defectuosas, en particular los de las células de mamíferos, siguen siendo poco conocidos. Aunque se ha reconocido que el proteasoma es críticamente importante para la degradación de las proteínas mal plegadas, una cuestión vital permanece indefinido: cómo las proteínas mal plegadas son reconocidos específicamente y destinada a la degradación. Por otra parte, aunque los sistemas PQC se han identificado en los compartimentos celulares, incluyendo el citoplasma, retículo endoplásmico, y la mitocondria, los sistemas PQC en el núcleo siguen sin estar claros 2. Estudios recientes realizados por nuestro laboratorio han identificado un sistema que reconoce y se degrada una variedad de proteínas mal plegadas en el núcleode células de mamíferos 9. Este sistema se compone de la proteína promielocítica (PML), una proteína nuclear y un miembro de la familia de proteínas tripartito motivo que contienen (TRIM), y RNF4, un anillo-dominio que contienen proteínas. PML, y varias otras proteínas TRIM, poseen SUMO (pequeño modificador semejante a la ubiquitina) la actividad de ligasa E3, lo que facilita la especificidad y la eficiencia de Sumoylation proteína 10. RNF4 pertenece a un pequeño grupo de ubiquitina ligasas de SUMO-dirigida (Stubl), que contienen uno o más motivos de sumo-interactuando (SIMS), además del anillo de dominio que les brinda la actividad de ubiquitina ligasa 11. Se encontró que la PML reconoce específicamente las proteínas mal plegadas a través de sitios de reconocimiento de sustrato discretos que pueden discernir características distintas de las proteínas mal plegadas. Tras la unión, las etiquetas de PML mal plegadas proteínas con poli-cadenas de SUMO2 / 3, dos proteínas de mamíferos SUMO casi idénticos que pueden formar poli-cadenas debido a la existencia de un sitio de Sumoylation interna. Sproteínas mal plegadas UMOylated son luego reconocidos por RNF4, lo que conduce a su ubiquitinación y degradación proteasomal. Además, demostró que el sistema de PML-RNF4 es importante para la protección contra la neurodegeneración, como la deficiencia en PML exacerba los defectos de comportamiento y neuropatológicas de un modelo de ratón de tipo SCA 1 (SCA1) 9. Para distinguir la degradación de proteínas de otros mecanismos celulares que pueden regular los niveles de proteína, las tasas de rotación de proteínas se midió 9. Entre los métodos más frecuentemente utilizados para determinar el volumen de negocios de proteínas son la persecución de pulso y persecución cicloheximida (CHX). Estos dos métodos examinan con el tiempo, respectivamente, las proteínas marcados con radioisótopos de interés en las células de traducción-competente y proteínas preexistentes totales de interés en las células de traducción inhibido. Sin embargo, un reto importante para el estudio de proteínas patógenas y misfolding propensos es que la vida media de estas proteínas puede ser extremadamente long. Por ejemplo, Ataxina-1, Ataxina-7, huntingtina, α-sinucleína, y TDP-43 todos tienen vidas medias de más de 12 a 24 h 9,12-16. Las tasas de rotación lenta de estas proteínas no permitan la utilización del análisis CHX persecución porque las células que albergan estas proteínas pueden no sobrevivir inhibición de la traducción prolongado, especialmente debido a que las proteínas mal plegadas a sí mismos pueden ser altamente tóxicos para las células. El análisis de pulso-caza con marcaje isotópico también puede ser un reto para las proteínas que son altamente propensas a la agregación. La mayoría de los ensayos de pulso-caza se basan en la inmunoprecipitación para separar la proteína de interés de todas las otras proteínas que también están etiquetados radioactivamente. Este procedimiento incluye normalmente largos procedimientos de inmunoprecipitación y de lavado, durante los cuales pueden formar agregados insolubles en SDS, haciendo que el análisis con electroforesis en SDS-PAGE incorrecto. Aquí un protocolo para analizar las proteínas mal plegadas nucleares con una tasa de rotación lenta se describe 9. Una forma patógena de Ataxina-1 (ATXN1) que contiene un tramo de 82 glutaminas (ATXN1 82Q) se utiliza para este fin 8. Cuando se expresa en las células, una proteína fluorescente (GFP) de fusión verde mejorada de formas ATXN1 82Q microscópicamente inclusiones visibles en el núcleo (Figura 1A). El análisis de persecución de impulsos revela que la vida media de Ataxn1 82Q es mayor de 18 h 9. ATXN1 82Q se compone de especies con conformaciones mal plegadas de diferentes características, así como las especies con conformación nativa. Es probable que estas especies se degradan a diferentes velocidades, y por lo tanto debe ser analizado por separado. Los lisados ​​de ATXN1 82Q-GFP-expresando células se fraccionan en NP-40 soluble (soluble o NS, representando probablemente proteínas nativas o proteínas monoméricas / oligomérica mal plegadas) y (NI, agregado / mal plegadas) porciones NP-40 insoluble. Este último puede ser dividida en SDS-soluble (SS; probables agregados desordenados) o SDS-resistente (SR; fibrillas amiloides probablesFracciones) (Figura 1B). fracciones NS y SS pueden ser analizadas por SDS-PAGE seguida de Western Blot, mientras que la fracción SR puede ser detectada por ensayos de retardo en el filtro, seguido de inmunotransferencia. Persecución CHX se combina con el método de fraccionamiento detergente, y descubrió que la vida media de SS ATXN1 82Q es mucho más corta que la de NS ATXN1 82Q y el total de ATXN1 82Q (Figura 2A), indicando que la fracción de SS puede ser fácilmente reconocido y degradado en las células 9. Por lo tanto, este método proporciona una herramienta poderosa para estudiar la dinámica de proteínas mal plegadas y comparar su patrón de degradación. También describimos un método que es adecuado para la selección de alto rendimiento para la identificación de las macromoléculas o compuestos pequeños que pueden modular el degradación de las proteínas mal plegadas. Este método se basa en un mutante conformacionalmente desestabilizado de la luciferasa de luciérnaga (LucDM) 17, un sustrato de modelo de chaperona. Tenemos fusibled LucDM a una señal de localización nuclear (NLS) para investigar los sistemas PQC en este compartimento celular, y GFP (NLS-LucDM-GFP) para la conveniencia de la detección. Formas NLS-LucDM-GFP agregados nucleares microscópicamente visibles en un pequeño porcentaje de células (Figura 3A). Al igual que en ATXN1 82Q, NLS-LucDM-GFP, pero no su homólogo de tipo salvaje NLS-LucWT-GFP-es modificado por SUMO2 / 3 y regulada por la vía de PML-RNF4 9. NLS-LucDM-GFP también forma SS y SR especies, aunque las cantidades relativas de las especies SS y SR son mínimos en comparación con NS, usando las condiciones descritas en el protocolo 3 a continuación. Para simplificar el ensayo, sólo analizamos SDS LucDM soluble (incluyendo tanto los NS y fracciones SS) por SDS-PAGE y Western blot. Es importante destacar que, el ensayo de persecución CHX mostró que la vida media de SDS-soluble NLS-LucDM-GFP es mucho más corta que la de su homólogo de tipo salvaje (Figura 3B), lo que sugiere que LucDM es un sustrato específico para el sistema que reconoce y se degradaproteínas mal plegadas. La degradación de LucDM-GFP causa una caída significativa de la señal global de fluorescencia. Por lo tanto, también hemos desarrollado un protocolo para la detección en tiempo real de celular LucDM-GFP usando un ensayo basado en la fluorescencia de microplacas. Muchos sistemas de alto rendimiento pantalla (HTS) son desarrollados por los medicamentos o genes modificadores agregados celulares y la viabilidad celular causado por las proteínas aberrantes 18-20. Sin embargo, muy pocos HTS están diseñados específicamente para la orientación degradación en células de mamífero. Este protocolo sirve como un sistema robusto para el análisis rápido y en gran escala de los efectos de la expresión de proteínas, desmontables, y el tratamiento de drogas en la proteína mal plegada celular degradación. El uso de células HeLa como ejemplo, a continuación se describen los protocolos para el análisis de estas dos proteínas mal plegadas. Los ensayos también se pueden aplicar a otras líneas celulares, aunque pueden necesitar ser optimizado para líneas celulares individuales condiciones de transfección y el curso del tiempo.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="824">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium</td>
			<td style="width:175px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">11995-092</td>
			<td style="width:223px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">Fetal Bovine Serum</td>
			<td style="width:175px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">10082147</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">Lipofectamine 2000</td>
			<td style="width:175px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:119px;">11668019</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">NP-40</td>
			<td style="width:175px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">NP40S-500ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">SDS</td>
			<td style="width:175px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">L3771</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">MG132</td>
			<td style="width:175px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">M8699</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">Cycloheximide</td>
			<td style="width:175px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">C7698</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">Dithiothreitol (DTT)</td>
			<td style="width:175px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:119px;">45000232</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:308px;">Complete Protease Inhibitor Cocktail Tablets</td>
			<td style="width:175px;">Roche Boehringer Mannheim</td>
			<td style="width:119px;">4693159001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">Bio-Dot Apparatus&#160;</td>
			<td style="width:175px;">Bio-Rad</td>
			<td style="width:119px;">1706545</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">Living Colors GFP Monoclonal Antibody</td>
			<td style="width:175px;">Clonetech</td>
			<td style="width:119px;">632375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">Anti-Actin mAb Rabbit, IgG</td>
			<td style="width:175px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">A45060-200UL</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">Amino acids</td>
			<td style="width:175px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Amino acids are used for making low fluorecence culturing medium</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:308px;">Olympus IX-81&#160; Inverted Fluorescence Microscope</td>
			<td style="width:175px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;">IX71/IX81</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:308px;">96 Well Black TC Plate w/ Transluscent Clear Bottom</td>
			<td style="width:175px;">Sigma-Greiner</td>
			<td style="width:119px;">89135-048</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:308px;">Fluorescence Bottom Plate Reader Infinite 200&#174; PRO</td>
			<td style="width:175px;">TECAN</td>
			<td style="width:119px;">Infinite 200&#174; PRO</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">Cellulose acetate membrane 0.2 &#181;m</td>
			<td style="width:175px;">Sterlitech</td>
			<td style="width:119px;">CA023001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:308px;">Prism 5</td>
			<td style="width:175px;">GraphPad</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Statistical analysis software</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assays for the degradation of misfolded proteins in cells

Protein misfolding and aggregation are associated with various neurodegenerative diseases. Cellular mechanisms that recognize and degrade misfolded proteins may serve as potential therapeutic targets. To distinguish degradation of misfolding-prone proteins from other mechanisms that regulate their levels, one important method is to measure protein half-life in cells. However, this can be challenging because misfolding-prone proteins may exist in different forms, including the native form and misfolded forms of distinct characteristics. Here we describe assays to examine the half-life of misfolded proteins in mammalian cells using a highly aggregation-prone protein, Ataxin-1 with an extended polyglutamine (polyQ) stretch, and a conformationally unstable luciferase mutant as models. Cycloheximide chase is combined with cell fractionation to examine the turnover rate of misfolding-prone proteins in various cellular fractions. We further depict a fluorescence-based assay using an enhanced green fluorescence protein (EGFP)-fusion of the luciferase mutant, which can be adapted for high throughput screening on a microplate-reader.

En un análisis de estado estable, microscópicamente visibles agregados nucleares ATXN1 82Q-GFP se puede observar en 30 - 50% de las células HeLa 20 horas después de la transfección (Figura 1A). El análisis de transferencia Western de NS y SS fracciones usando anticuerpo anti-GFP muestra una banda distinta de ATXN1 82Q-GFP entre 100 kDa y 150 kDa marcadores, correspondiente al peso molecular de la proteína (Figura 1B). ATXN1 82Q-GFP en la fracción...

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Assays for the Degradation of Misfolded Proteins in Cells

This report describes protocols for measuring degradation rates of misfolded proteins by either western blot or fluorescence-based assays. The methods can be applied to analysis of other misfolded proteins and for high throughput screening.

Los ensayos para la degradación de proteínas en células de mal plegadas

Protein misfolding and aggregation are associated with various neurodegenerative diseases. Cellular mechanisms that recognize and degrade misfolded ...

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Research

JoVE Journal

Biology

11.9K vistas.  University of Pennsylvania Perelman School of Medicine. This report describes protocols for measuring degradation rates of misfolded proteins by either western blot or fluorescence-based assays. The methods can be applied to analysis of other misfolded proteins and for high throughput screening. 

Video: Assays for the Degradation of Misfolded Proteins in Cells

Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

Membrane proteins perform critical functions in living cells related to signal transduction, transport and energy transformations, and, as such, are implicated in a multitude of malfunctions and diseases. However, a structural and functional understanding of membrane proteins is strongly lagging behind that of their soluble partners, mainly, due to difficulties associated with their solubilization and generation of diffraction quality crystals. Crystallization in lipidic mesophases (also known as in meso or LCP crystallization) is a promising technique which was successfully applied to obtain high resolution structures of microbial rhodopsins, photosynthetic proteins, outer membrane beta barrels and G protein-coupled receptors. In meso crystallization takes advantage of a native-like membrane environment and typically produces crystals with lower solvent content and better ordering as compared to traditional crystallization from detergent solutions. The method is not difficult, but requires an understanding of lipid phase behavior and practice in handling viscous mesophase materials. Here we demonstrate a simple and efficient way of making LCP and reconstituting a membrane protein in the lipid bilayer of LCP using a syringe mixer, followed by dispensing nanoliter portions of LCP into an assay or crystallization plate, conducting pre-crystallization assays and harvesting crystals from the LCP matrix. These protocols provide a basic guide for approaching in meso crystallization trials; however, as with any crystallization experiment, extensive screening and optimization are required, and a successful outcome is not necessarily guaranteed.

The protocols describe the essential steps for obtaining diffraction quality crystals of a membrane protein starting from reconstitution of the protein in a lipidic cubic phase (LCP), finding initial conditions with LCP-FRAP pre-crystallization assays, setting up LCP crystallization trials and harvesting crystals.

La cristalización de proteínas de membrana en mesofases lipídico

Membrane proteins perform critical functions in living cells related to signal transduction, transport and energy transformations, and, as such, are ...

Investigación

Biología

Photobleaching Assays (FRAP &amp; FLIP) to Measure Chromatin Protein Dynamics in Living Embryonic Stem Cells

Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP) and Fluorescence Loss In Photobleaching (FLIP) enable the study of protein dynamics in living cells with good spatial and temporal resolution. Here we describe how to perform FRAP and FLIP assays of chromatin proteins, including H1 and HP1, in mouse embryonic stem (ES) cells. In a FRAP experiment, cells are transfected, either transiently or stably, with a protein of interest fused with the green fluorescent protein (GFP) or derivatives thereof (YFP, CFP, Cherry, etc.). In the transfected, fluorescing cells, an intense focused laser beam bleaches a relatively small region of interest (ROI). The laser wavelength is selected according to the fluorescent protein used for fusion. The laser light irreversibly bleaches the fluorescent signal of molecules in the ROI and, immediately following bleaching, the recovery of the fluorescent signal in the bleached area - mediated by the replacement of the bleached molecules with the unbleached molecules - is monitored using time lapse imaging. The generated fluorescence recovery curves provide information on the protein's mobility. If the fluorescent molecules are immobile, no fluorescence recovery will be observed. In a complementary approach, Fluorescence Loss in Photobleaching (FLIP), the laser beam bleaches the same spot repeatedly and the signal intensity is measured elsewhere in the fluorescing cell. FLIP experiments therefore measure signal decay rather than fluorescence recovery and are useful to determine protein mobility as well as protein shuttling between cellular compartments. Transient binding is a common property of chromatin-associated proteins. Although the major fraction of each chromatin protein is bound to chromatin at any given moment at steady state, the binding is transient and most chromatin proteins have a high turnover on chromatin, with a residence time in the order of seconds. These properties are crucial for generating high plasticity in genome expression1. Photobleaching experiments are therefore particularly useful to determine chromatin plasticity using GFP-fusion versions of chromatin structural proteins, especially in ES cells, where the dynamic exchange of chromatin proteins (including heterochromatin protein 1 (HP1), linker histone H1 and core histones) is higher than in differentiated cells2,3.

Photobleaching Assays FRAP & FLIP to Measure Chromatin Protein Dynamics in Living Embryonic Stem Cells

We describe photobleaching methods including Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP) and Fluorescence Loss In Photobleaching (FLIP) to monitor chromatin protein dynamics in embryonic stem (ES) cells. Chromatin protein dynamics, which is considered to be one of the means to study chromatin plasticity, is enhanced in pluripotent cells.

Photobleaching ensayos (FRAP y FLIP) para medir la dinámica de la cromatina de proteínas en células vivas madre embrionarias

Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP) and Fluorescence Loss In Photobleaching (FLIP) enable the study of protein dynamics in living cells with ...

Viability Assays for Cells in Culture

Manual cell counts on a microscope are a sensitive means of assessing cellular viability but are time-consuming and therefore expensive. Computerized viability assays are expensive in terms of equipment but can be faster and more objective than manual cell counts. The present report describes the use of three such viability assays. Two of these assays are infrared and one is luminescent. Both infrared assays rely on a 16&#160;bit Odyssey Imager. One infrared assay uses the DRAQ5 stain for nuclei combined with the Sapphire stain for cytosol and is visualized in the 700 nm channel. The other infrared assay, an In-Cell Western, uses antibodies against cytoskeletal proteins (&#945;-tubulin or microtubule associated protein 2) and labels them in the 800 nm channel. The third viability assay is a commonly used luminescent assay for ATP, but we use a quarter of the recommended volume to save on cost. These measurements are all linear and correlate with the number of cells plated, but vary in sensitivity. All three assays circumvent time-consuming microscopy and sample the entire well, thereby reducing sampling error. Finally, all of the assays can easily be completed within one day of the end of the experiment, allowing greater numbers of experiments to be performed within short timeframes. However, they all rely on the assumption that cell numbers remain in proportion to signal strength after treatments, an assumption that is sometimes not met, especially for cellular ATP. Furthermore, if cells increase or decrease in size after treatment, this might affect signal strength without affecting cell number. We conclude that all viability assays, including manual counts, suffer from a number of caveats, but that computerized viability assays are well worth the initial investment. Using all three assays together yields a comprehensive view of cellular structure and function.

Therapeutic compounds are often first examined in vitro with viability assays. Blind cell counts by a human observer can be highly sensitive to small changes in cell number but do not assess function. Computerized viability assays, as described here, can assess both structure and function in an objective manner.

Los ensayos de viabilidad de las células en cultivo

Manual cell counts on a microscope are a sensitive means of assessing cellular viability but are time-consuming and therefore expensive. Computerized ...

Culturing of Human Nasal Epithelial Cells at the Air Liquid Interface

In vitro models using human primary epithelial cells are essential in understanding key functions of the respiratory epithelium in the context of microbial infections or inhaled agents. Direct comparisons of cells obtained from diseased populations allow us to characterize different phenotypes and dissect the underlying mechanisms mediating changes in epithelial cell function. Culturing epithelial cells from the human tracheobronchial region has been well documented, but is limited by the availability of human lung tissue or invasiveness associated with obtaining the bronchial brushes biopsies. Nasal epithelial cells are obtained through much less invasive superficial nasal scrape biopsies and subjects can be biopsied multiple times with no significant side effects. Additionally, the nose is the entry point to the respiratory system and therefore one of the first sites to be exposed to any kind of air-borne stressor, such as microbial agents, pollutants, or allergens. 
Briefly, nasal epithelial cells obtained from human volunteers are expanded on coated tissue culture plates, and then transferred onto cell culture inserts. Upon reaching confluency, cells continue to be cultured at the air-liquid interface (ALI), for several weeks, which creates more physiologically relevant conditions. The ALI culture condition uses defined media leading to a differentiated epithelium that exhibits morphological and functional characteristics similar to the human nasal epithelium, with both ciliated and mucus producing cells. Tissue culture inserts with differentiated nasal epithelial cells can be manipulated in a variety of ways depending on the research questions (treatment with pharmacological agents, transduction with lentiviral vectors, exposure to gases, or infection with microbial agents) and analyzed for numerous different endpoints ranging from cellular and molecular pathways, functional changes, morphology, etc. 
In vitro models of differentiated human nasal epithelial cells will enable investigators to address novel and important research questions by using organotypic experimental models that largely mimic the nasal epithelium in vivo.

Nasal epithelial cells, obtained through superficial scrape biopsy of human volunteers, are expanded and transferred onto tissue culture inserts. Upon reaching confluency, cells are grown at air liquid interface, yielding cultures of ciliated and non-ciliated cells. Differentiated nasal epithelial cell cultures provide viable experimental models for studying the respiratory mucosa.

El cultivo de células humanas epiteliales nasales en la interfase aire líquido

In vitro models using human primary  epithelial cells are essential in understanding key functions of the respiratory  epithelium in the context of ...

The Cell-based L-Glutathione Protection Assays to Study Endocytosis and Recycling of Plasma Membrane Proteins

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes for degradation or to the plasma membrane for recycling. The cell based L-glutathione protection assays can be used to study endocytosis and recycling of protein receptors, channels, transporters, and adhesion molecules localized at the cell surface. The endocytic assay requires labeling of cell surface proteins with a cell membrane impermeable biotin containing a disulfide bond and the N-hydroxysuccinimide (NHS) ester at 4 &#186;C -&#160;a temperature at which membrane trafficking does not occur. Endocytosis of biotinylated plasma membrane proteins is induced by incubation at 37 &#186;C. Next, the temperature is decreased again to 4 &#186;C to stop endocytic trafficking and the disulfide bond in biotin covalently attached to proteins that have remained at the plasma membrane is reduced with L-glutathione. At this point, only proteins that were endocytosed remain protected from L-glutathione and thus remain biotinylated. After cell lysis, biotinylated proteins are isolated with streptavidin agarose, eluted from agarose, and the biotinylated protein of interest is detected by western blotting. During the recycling assay, after biotinylation cells are incubated at 37 &#176;C to load endocytic vesicles with biotinylated proteins and the disulfide bond in biotin covalently attached to proteins remaining at the plasma membrane is reduced with L-glutathione at 4 &#186;C as in the endocytic assay. Next, cells are incubated again at 37 &#176;C to allow biotinylated proteins from endocytic vesicles to recycle to the plasma membrane. Cells are then incubated at 4 &#186;C, and the disulfide bond in biotin attached to proteins that recycled to the plasma membranes is reduced with L-glutathione. The biotinylated proteins protected from L-glutathione are those that did not recycle to the plasma membrane.

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes for degradation or to the plasma membrane for recycling. Methods described in this article are designed to study endocytosis and recycling of plasma membrane proteins.

Membrane trafficking involves transport of proteins from the plasma membrane to the cell interior (i.e. endocytosis) followed by trafficking to lysosomes ...

Reconstitution Of &#946;-catenin Degradation In Xenopus Egg Extract

Xenopus laevis egg extract is a well-characterized, robust system for studying the biochemistry of diverse cellular processes. Xenopus egg extract has been used to study protein turnover in many cellular contexts, including the cell cycle and signal transduction pathways1-3. Herein, a method is described for isolating Xenopus egg extract that has been optimized to promote the degradation of the critical Wnt pathway component, &beta;-catenin. Two different methods are described to assess &beta;-catenin protein degradation in Xenopus egg extract. One method is visually informative ([35S]-radiolabeled proteins), while the other is more readily scaled for high-throughput assays (firefly luciferase-tagged fusion proteins). The techniques described can be used to, but are not limited to, assess &beta;-catenin protein turnover and identify molecular components contributing to its turnover. Additionally, the ability to purify large volumes of homogenous Xenopus egg extract combined with the quantitative and facile readout of luciferase-tagged proteins allows this system to be easily adapted for high-throughput screening for modulators of &beta;-catenin degradation.

Reconstitution Of &#946;-catenin Degradation In Xenopus Egg Extract

A method is described for analyzing protein degradation using radiolabeled and luciferase-fusion proteins in Xenopus egg extract and its adaptation for high-throughput screening for small molecule modulators of protein degradation.

La reconstitución de la degradación de β-catenina en<em&gt; Xenopus</em&gt; Extracto de Huevo

Xenopus laevis egg extract is a well-characterized, robust system for studying the biochemistry of diverse cellular processes. Xenopus egg extract has ...

Reporter-based Growth Assay for Systematic Analysis of Protein Degradation

Protein degradation by the ubiquitin-proteasome system (UPS) is a major regulatory mechanism for protein homeostasis in all eukaryotes. The standard approach to determining intracellular protein degradation relies on biochemical assays for following the kinetics of protein decline. Such methods are often laborious and time consuming and therefore not amenable to experiments aimed at assessing multiple substrates and degradation conditions. As an alternative, cell growth-based assays have been developed, that are, in their conventional format, end-point assays that cannot quantitatively determine relative changes in protein levels.
Here we describe a method that faithfully determines changes in protein degradation rates by coupling them to yeast cell-growth kinetics. The method is based on an established selection system where uracil auxotrophy of URA3-deleted yeast cells is rescued by an exogenously expressed reporter protein, comprised of a fusion between the essential URA3 gene and a degradation determinant (degron). The reporter protein is designed so that its synthesis rate is constant whilst its degradation rate is determined by the degron. As cell growth in uracil-deficient medium is proportional to the relative levels of Ura3, growth kinetics are entirely dependent on the reporter protein degradation.
This method accurately measures changes in intracellular protein degradation kinetics. It was applied to: (a) Assessing the relative contribution of known ubiquitin-conjugating factors to proteolysis (b) E2 conjugating enzyme structure-function analyses (c) Identification and characterization of novel degrons. Application of the degron-URA3-based system transcends the protein degradation field, as it can also be adapted to monitoring changes of protein levels associated with functions of other cellular pathways.

Here we describe a robust biological assay for quantifying the relative rate of proteolysis by the ubiquitin-proteasome system. The assay readout is yeast growth rate in liquid culture, which is dependent on the cellular levels of a reporter protein comprising a degradation signal fused to an essential metabolic marker.

Ensayo de crecimiento basado en reportero para el Análisis Sistemático de la degradación de proteínas

Protein degradation by the ubiquitin-proteasome system (UPS) is a major regulatory mechanism for protein homeostasis in all eukaryotes. The standard ...

Comparing the Affinity of GTPase-binding Proteins using Competition Assays

In this protocol we demonstrate a method for comparing the competition between GTPase-binding proteins. Such an approach is important for determining the binding capabilities of GTPases for two reasons: The fact that all interactions involve the same face of the GTPases means that binding events must be considered in the context of competitors, and the fact that the bound nucleotide must also be controlled means that conventional approaches such as immunoprecipitation are unsuitable for GTPase biochemistry. The assay relies on the use of purified proteins. Purified Rac1 immobilized on beads is used as the bait protein, and can be loaded with GDP, a non-hydrolyzable version of GTP or left nucleotide free, so that the signaling stage to be investigated can be controlled. The binding proteins to be investigated are purified from mammalian cells, to allow correct folding, by means of a GFP tag. Use of the same tag on both proteins is important because not only does it allow rapid purification and elution, but also allows detection of both competitors with the same antibody during elution. This means that the relative amounts of the two bound proteins can be determined accurately.

This protocol compares the relative affinities of binding partners for Rho-family GTPases, including Rac1. In vivo, Rac1-binding proteins compete for a single binding interface, the conformation of which is dictated by a bound nucleotide. The nucleotide is both important and difficult to control experimentally, due to the high hydrolysis rate.

La comparación de la afinidad de unión a proteínas GTPasa-utilizando ensayos de competición

In this protocol we demonstrate a method for comparing the competition between GTPase-binding proteins. Such an approach is important for determining the ...

Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid decline in renal function and development of the clinical syndrome known as acute kidney injury (AKI). Pharmacological agents used to treat medical circumstances ranging from bacterial infection to cancer, when administered individually or in combination with other drugs, can initiate AKI. Zebrafish are a useful animal model to study the chemical effects on renal function in vivo, as they form an embryonic kidney comprised of nephron functional units that are conserved with higher vertebrates, including humans. Further, zebrafish can be utilized to perform genetic and chemical screens, which provide opportunities to elucidate the cellular and molecular facets of AKI and develop therapeutic strategies such as the identification of nephroprotective molecules. Here, we demonstrate how microinjection into the zebrafish embryo can be utilized as a paradigm for nephrotoxin studies.

Renal injuries incurred from nephrotoxins, which include drugs ranging from antibiotics to chemotherapeutics, can result in complex disorders whose pathogenesis remains incompletely understood. This protocol demonstrates how zebrafish can be used for disease modeling of these conditions, which can be applied to the identification of renoprotective measures.

Nefrotoxina Microinyección en pez cebra para modelar la lesión renal aguda

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid ...

A Graphical User Interface for Software-assisted Tracking of Protein Concentration in Dynamic Cellular Protrusions

Filopodia are dynamic, finger-like cellular protrusions associated with migration and cell-cell communication. In order to better understand the complex signaling mechanisms underlying filopodial initiation, elongation and subsequent stabilization or retraction, it is crucial to determine the spatio-temporal protein activity in these dynamic structures. To analyze protein function in filopodia, we recently developed a semi-automated tracking algorithm that adapts to filopodial shape-changes, thus allowing parallel analysis of protrusion dynamics and relative protein concentration along the whole filopodial length. Here, we present a detailed step-by-step protocol for optimized cell handling, image acquisition and software analysis. We further provide instructions for the use of optional features during image analysis and data representation, as well as troubleshooting guidelines for all critical steps along the way. Finally, we also include a comparison of the described image analysis software with other programs available for filopodia quantification. Together, the presented protocol provides a framework for accurate analysis of protein dynamics in filopodial protrusions using image analysis software.

We present a software solution for semi-automated tracking of relative protein concentration along the length of dynamic cellular protrusions.

Una interfaz gráfica de usuario para el seguimiento asistido por software de la concentración de proteínas en protones dinámicos celulares

Filopodia are dynamic, finger-like cellular protrusions associated with migration and cell-cell communication. In order to better understand the complex ...