The authors want to thank Dr. Tadmiri Venkatesh for his encouragement to prepare this manuscript, Dova Brenman and Selwyn Chui for their constructive comments, Elyssa Burg and Wayne Rasband for designing the macro in ImageJ for all interfly distances and for nearest neighbor distances. The authors also want to thank the reviewers for their constructive comments.
A.A.A, M.C.C. and A.F.S were responsible for research design; S.N.J., A.A.A, M.N., Z.R., and A.J.M. performed the experiments. A.A.A, M.N., A.J.M. and M.C.C and A.F.S. analyzed the data; A.R.M. and A.F.S. wrote the manuscript.
This work was supported by PSC-CUNY research awards, jointly funded by The Professional Staff Congress and The City University of New York to A.F.S.; by internal funding from Western University to A.F.S.; by a Mathematics, Biology, Chemistry, and Geology majors scholarship for teachers-in-training and by a Louis Stokes Alliance for Minority Participation scholarship to A.A.A.

1. Equipos y Reactivos Creado Dentro de la casa (Ver Lista de Materiales de los demás) <ol><li> Preparar un aparato de anestesia frío Drosophila como se describe anteriormente 8. </li><li> Preparar un aspirador de mosca como se describió anteriormente 13. </li><li> Preparar las cámaras y los titulares de espacios sociales. <ol><li> Ordenar o hacer cristales y separadores acrílicos para crear las cámaras espaciales sociales. Cada cámara de espacio social consta de dos paneles de vidrio cuadradas (17,6 cm por 17,6 cm, con un espesor de 0,3 cm), dos espaciadores de acrílico triángulo rectángulo (con una altura de 16,5 cm, una base de 8,9 cm, con un espesor de 0,3 cm ), y dos espacios rectangulares (9 cm por 1,5 cm con un espesor de 0,3 cm) (Figura 1a). </li><li> Montar el cristal y acrílico cámara de espacio social tal que es idéntica a la cámara en la Figura 1B. Para ello, inicie mediante la colocación de un separador triangular plana en la parte superior de un panel cuadrado de vidrio de tal manera que el ángulo rectodel espaciador triangular está alineado con una de las esquinas de la panel cuadrado. A continuación, coloque el segundo espaciador plana triangular en la parte superior del panel de la plaza, lo que refleja el primer separador triangular. NOTA: Asegúrese de usar guantes para no contaminar las piezas con aceites y esencias de sus manos. </li><li> Coloque dos pequeños separadores rectangulares planas en la parte superior del panel cuadrado, a lo largo del lado del panel que no está cubierto. Los espaciadores de acrílico en la parte superior del plano cuadrado ahora deben formar una arena triangular. </li><li> Coloque un segundo panel cuadrado de vidrio en la parte superior de los separadores acrílicos de tal manera que se alinea sobre el panel original de vidrio abajo. </li><li> Utilice cuatro clips de la carpeta para asegurar los paneles y separadores para formar la cámara de espacio social. Colocar un clip cerca de la esquina, sobre el lado largo de cada uno de los espaciadores triangulares, asegurando ellos dentro de los paneles de vidrio. En estos mismos lados, colocar un clip en la esquina adyacente, sobre cada uno de los separadores rectangulares, asegurándolos enlado de los cristales. </li><li> Montar un soporte de apoyo y una abrazadera matraz de tal manera que la abrazadera mantendrá la cámara de espacio social en una posición vertical, como la cámara de espacio social descansa sobre su borde en la parte superior de la superficie de trabajo. </li><li> Para cada repetición en el experimento, montar una cámara de espacio social y apoyar a ponerse de pie. </li></ol></li><li> Preparar un mecanismo de respuesta ensayo de escalada para comprobar la capacidad de la escalada de las moscas probadas. <ol><li> Utilice un aparato de contracorriente, como se describió previamente 14,15. </li></ol></li><li> Garantizar condiciones de iluminación homogéneas mediante la realización del experimento en una superficie cubierta con una tapa banquillo blanco y delante de un fondo blanco. </li></ol> 2. Preparación de las moscas antes de que el experimento <ol><li> Mantener moscas en botellas que contengan estándar de Drosophila vuelan alimentos. Manténgalos en una cámara de incubación a 25 ° C en un 12 horas de luz / oscuridad ciclo. </li><li> Uno o dos días antes de la eXperiment, recoger y sexo vuela bajo anestesia frío, como se describió anteriormente 8. <ol><li> Enfríe el aparato de anestesia fría a -4 ° C. Lugar vuela en 50 tubos de plástico ml. Sumergir completamente los tubos de plástico que contienen las moscas en el hielo en un cubo de hielo aislados, espere al menos 5 minutos para las moscas a convertirse inmóvil. </li><li> Colocar las moscas en la lámina de polietileno del aparato de anestesia frío. A RT, usar un microscopio estereoscópico para separar los machos de las hembras. Mantener las moscas, en grupos, en viales que contienen norma Drosophila alimentos volar, que no exceda de 40 moscas por vial. </li></ol></li><li> Dos horas antes del comienzo del experimento, asegurar que la temperatura de la habitación donde se realizó el experimento es de entre 24-25 de ° C y la humedad es de aproximadamente 50%. </li><li> Transfiera las moscas en nuevos viales que contienen los alimentos, y colocarlos durante 2 horas sobre la superficie de trabajo, donde se llevará a cabo el experimento. NOTA: Para estos experiments, las cepas de moscas utilizadas fueron las cepas de Drosophila melanogaster: Canton-especiales o de Cantón-S (CS), w 1118 Cs 10 (o W - w 1118 outcrossed 10 veces para Canton-S), Oregon y Samarkand moscas eran todos de nuestro laboratorio stocks 16; Elwood moscas se recolectaron en el otoño de 2011 en el barrio Elwood de Huntington, en Long Island, Nueva York, EE.UU. 8. Además, cuando se especifique lo contrario, se obtuvieron los resultados que se presentan con el Cantón-S vuela (en tonos de rojo). </li></ol> 3. Realización del experimento <ol><li> Realizar el experimento 24:00-15:00 (hora Zeitgeber - el tiempo en horas después de la aparición de la luz - de ZT 4 a 7). </li><li> Prepare la cámara de espacio social para la transferencia de las moscas. <ol><li> Coloque un piso cámara de espacio social en una superficie de trabajo, con el lado que contiene separadores rectangulares más cercanos a tu cuerpo. </li><li> Retire oClip ne más cercana a su cuerpo y deslice un espaciador rectangular hacia el exterior, creando un espacio de aproximadamente 1 cm entre los separadores rectangulares. </li><li> El uso de cinta y un marcador, etiquetar la cámara de espacio social en una esquina superior con el sexo, la tensión, y el número de repetición. Tenga cuidado para asegurarse de que la cinta no cubre parte de la arena triangular interior. </li></ol></li><li> Transfiera las moscas en la cámara de espacio social. <ol><li> Transferencia de pájaro desde su frasco que contiene el alimento en un nuevo vial vacío. Aspirar vuela desde el vial vacío y transferirlos a la cámara de espacio social. <ol><li> Inhale sacar las moscas en la punta del aspirador. Coloque la punta en el espacio de 1 cm entre los separadores rectangulares de la cámara de espacio social y exhalar a un ritmo constante para forzar las moscas a la arena triangular interior. </li><li> Inmediatamente deslice el espaciador rectangular en su lugar, el cierre de la base de la arena triangular interior, y colocar el clip de la carpeta de nuevo. </li></ol></li&gt; </ol></li><li> En una almohadilla palpitante, que se encuentra en diferentes banco que donde el trabajo experimental se lleva a cabo, mantenga la cámara de espacio social en posición vertical de manera que los separadores rectangulares están en la parte inferior. Libra tres veces para asegurar todas las moscas han caído a la parte inferior de la arena. NOTA: Debido al espaciador de acrílico que salen de la cámara de tamaño más pequeño (Figura 1D), golpear los codos sobre la superficie de trabajo, manteniendo una sujeción segura en el aparato para asegurarse de que las moscas han caído hasta el fondo. </li><li> Iniciar un temporizador. </li><li> Coloque la cámara de espacio social en la superficie de trabajo y el uso de la abrazadera soporte de la ayuda y el frasco para mantenerlo en posición vertical. Coloque una regla o una pegatina de longitud conocida plana contra la cámara de espacio social, pero no cubre ninguna parte de la arena triangular interior. <ol><li> Para los experimentos en posición horizontal, no coloque la cámara de espacio social en el soporte de la ayuda; lugar poner la cámara plana espacio social en la superficie de trabajo. </li></ol&gt; </li><li> Cuando las moscas se han establecido, por lo general después de alrededor de 30 minutos, tomar una fotografía de la cámara de espacio social. Asegúrese de que la trama contiene todo el ámbito interno triangular, el gobernante, y la etiqueta. </li><li> Repita el experimento para cada genotipo y condición (idealmente 3 repeticiones internas y 3 repeticiones independientes). </li></ol> 4. Análisis de los datos Espacio Social <ol><li> Importe las siguientes macros en ImageJ 17 <ol><li> ImageJ está disponible aquí: http://rsbweb.nih.gov/ij/. </li><li> Puede crear un comando &quot;Medir Distancias&quot; en el menú de plugins salvando las macros a continuación en un archivo llamado &#39;Measure_Distances.txt&#39; en la carpeta ImageJ / plugins, en la subcarpeta macro, y el uso de la Ayuda&gt; comando Actualizar menús. </li><li> Copiar en un archivo .txt las macros que se proporcionan en los datos suplementarios y fueron publicados originalmente en 3. </li></ol></li><li> Sube las imágenes a un ordenador y abrir uno picture usando ImageJ. <ol><li> Crear una escala dibujando una línea desde las 0 cm a 1 cm de marcas en la regla en la imagen, y en la ficha Analizar, seleccione el conjunto de características de escala para establecer una escala de 1 cm para esa distancia (el mismo enfoque para la pegatina de longitud conocida). Elija la opción global antes de aplicar la escala de la imagen. </li><li> Recortar la imagen utilizando la función de la cosecha bajo la etiqueta de imagen tal que incluye todas las moscas, mientras se quita como gran parte del resto de la imagen de lo posible. </li><li> Haga la imagen en blanco y negro por la elección de 8 bits de la opción Tipo en la ficha Imagen. </li><li> Retire todo el ruido de fondo de la imagen, vaya a la función de umbral bajo la opción Ajuste de la ficha Imagen. Arrastre los reguladores para mejorar o eliminar el contraste para que el cuerpo de cada mosca se puede ver claramente y sin cualquier otra marca en la imagen. Si hay marcas que no son moscas, capturarlos con la herramienta rectangular y eliminarlos. </li><li> Ajuste elmediciones mediante el uso de la herramienta Medidas Set en la ficha Analizar. Seleccione Area, Centro de la Misa, centroide, y display Label. A continuación, elija las partículas Analizar cuentan en la ficha Analizar para crear una lista numerada de todos los puntos negros representan las moscas. <ol><li> Cuando se usa Analizar partículas; tamaño del conjunto de 0,01 a 0,1 (no elija la unidad píxel); circularidad 0,00-1,00; muestran contornos; mostrar los resultados, y añadir a la gerente. </li><li> Asegúrese de que cada punto negro (cada partícula) es una representación exacta de las moscas que se encuentran en la imagen original, mediante la comparación de la lista numerada a la imagen original. NOTA: Si algunas moscas que están muy próximos entre sí se cuentan como una partícula, dibujar manualmente una línea blanca para separar las dos moscas en la imagen binaria. </li></ol></li><li> Mientras esté seleccionada la lista, utilice el vecino más cercano - Lista Distancias macro bajo la segunda opción Macros en la pestaña de Plugins para crear una nueva lista que contiene las distancias, en cm, de each volar a su vecino más cercano. </li></ol></li><li> Copie las distancias de vecinos más cercanos de ImageJ y pegar en una columna de un programa de hoja de cálculo. <ol><li> Recopilar todos los datos de cada repetición en la misma hoja de cálculo y organizar por el genotipo y el estado. </li></ol></li><li> Realizar análisis de datos utilizando el software estadístico. En este experimento, Graph Pad Prism (versión 6 para MacOSX, GraphPad Software, San Diego California EE.UU., www.graphpad.com) se utilizó para llevar a cabo un modelo lineal, y Análisis de Kruskal-Wallis, Tukey y de post-hoc pruebas de Dunnet. </li><li> La distribución de las distancias sigue una distribución no paramétrica 1, y los datos se representan como caja y bigotes de Tukey (para eliminar valores atípicos). </li></ol> 5. Escalada Ensayo (Comportamiento de control) <ol><li> Utilice un ensayo de escalada como un control de moscas de la prueba de escalada capacidad 14,15,18. <ol><li> Utilice el aparato de contracorriente de tal manera que tres ensayos cuna ejecutarse en paralelo. </li></ol></li><li> Transferencia de 50 a 100 moscas ingenuos (moscas que no han sido probados antes) en tres viales de prueba diferentes y complementos ellos en la 1ª, 3ª y última ranuras en la parte inferior del aparato de contracorriente, con viales vacíos frescas en los lugares opuestos. </li><li> Colocar los viales frescas, vacíos en las ranuras vacías en la parte inferior del aparato. </li><li> Pulse la flecha abajo del aparato tres veces, de tal manera que todas las moscas son en la parte inferior de cada tubo, para iniciar el experimento. </li><li> Comienza el temporizador de 15 segundos (tiempo suficiente para que ~ 100% de los 3-7 días de edad Canton-S para llegar a la parte superior del vial - ver Figura 3F). </li><li> Deslizar la parte superior del aparato de contracorriente, para desplazar los mejores viales por una ranura. </li><li> Recoger moscas tocando el aparato hacia abajo, para que todas las moscas en los viales inferiores. <ol><li> 1 ª y 2 ª tubos (o 3 ° y 4 °, 5 ° </sarriba&gt; y 6º) corresponden respectivamente a las moscas que no alcanzaron al principio y las moscas que alcanzaron el vial superior. </li></ol></li><li> Calcular el Índice de Desempeño (PI). <ol><li> Cuente el número de moscas en cada vial. </li><li> El PI es el porcentaje de moscas capaces de trepar sobre el tubo superior. </li><li> Los medios de la PI siguen una distribución normal 1, y los datos se representan como gráficos de columna de error estándar media más o menos a la media (SEM). NOTA: Como alternativa, la PI puede ser calculada como el porcentaje de moscas capaces de alcanzar la parte superior del vial inferior (por moscas mayores, 5 seg es el tiempo suficiente para cuantificar una diferencia en la capacidad de subida entre infectado y no infectado 12 días de edad Canton-S cuantificados a partir de una imagen fija: ver resultados). Otros han utilizado diferentes medidas de actuación en geotaxis negativos inducidos sobresalto-, que también son apropiados para cuantificar la capacidad de subida 19-22. </li></ol></li></ol>

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	<li>Simon, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+assay+to+study+social+behavior+in+Drosophila.:+measurement+of+social+space+within+a+group.">A simple assay to study social behavior in Drosophila.: measurement of social space within a group.</a> Genes Brain Behav. 11, 243-252 (2012).</li><li>Kaur, K., Simon, A. F., Chauhan, V., Chauhan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+bisphenol+A+on+the+behavior+of+Drosophila+melanogaster.+-+Potential+use+of+Drosophila+as+a+model+in+the+study+of+neurodevelopmental+disorders.">Effect of bisphenol A on the behavior of Drosophila melanogaster. - Potential use of Drosophila as a model in the study of neurodevelopmental disorders.</a> Behavioural Brain Research. , (2015).</li><li>Burg, E. D., Langan, S. T., Nash, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+social+clustering+is+disrupted+by+anesthetics+and+in+narrow+abdomen+ion+channel+mutants.">Drosophila social clustering is disrupted by anesthetics and in narrow abdomen ion channel mutants.</a> Genes Brain Behav. 12, 338-347 (2013).</li><li>Wise, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+autism+candidate+gene+Neurobeachin+(Rugose)+mutants+in+Drosophila+exhibit+neuro-developmental+disorders,+aberrant+synaptic+properties,+altered+locomotion,+impaired+adult+social+behavior+and+activity+patterns.">The autism candidate gene Neurobeachin (Rugose) mutants in Drosophila exhibit neuro-developmental disorders, aberrant synaptic properties, altered locomotion, impaired adult social behavior and activity patterns.</a> J Neurosci. , 1-9 (2015).</li><li>Parrish, J. K., Edelstein-Keshet, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complexity,+pattern,+and+evolutionary+trade-offs+in+animal+aggregation.">Complexity, pattern, and evolutionary trade-offs in animal aggregation.</a> Science. 284, 99-101 (1999).</li><li>Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Social+interactions+in+&#8216;&#8216;simple&#8217;&#8217;+model+systems.">Social interactions in &#8216;&#8216;simple&#8217;&#8217; model systems.</a> Neuron. 65, 780-794 (2010).</li><li>Rittschof, C. C., Robinson, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomics:+moving+behavioural+ecology+beyond+the+phenotypic+gambit.">Genomics: moving behavioural ecology beyond the phenotypic gambit.</a> Animal Behaviour. 92, 263-270 (2014).</li><li>Fernandez, R. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Straightforward+assay+for+quantification+of+social+avoidance+in+Drosophila+melanogaster.">Straightforward assay for quantification of social avoidance in Drosophila melanogaster.</a> JoVE. (94), e52011 (2014).</li><li>Hahn, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monogenic+heritable+autism+gene+neuroligin+impacts+Drosophila.+social+behaviour.">Monogenic heritable autism gene neuroligin impacts Drosophila. social behaviour.</a> Behav Brain Res. 252, 450-457 (2013).</li><li>Mogilner, A., Edelstein-Keshet, L., Bent, L., Spiros, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutual+interactions,+potentials,+and+individual+distance+in+a+social+aggregation.">Mutual interactions, potentials, and individual distance in a social aggregation.</a> J Math Biol. 47, 353-389 (2003).</li><li>Liu, L., Davis, R. L., Roman, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exploratory+activity+in+Drosophila+requires+the+kurtz+nonvisual+arrestin.">Exploratory activity in Drosophila requires the kurtz nonvisual arrestin.</a> Genetics. 175, 1197-1212 (2007).</li><li>Soibam, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Open-field+arena+boundary+is+a+primary+object+of+exploration+for+Drosophila.">Open-field arena boundary is a primary object of exploration for Drosophila.</a> Brain Behav. 2, 97-108 (2012).</li><li>Ejima, A., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ch.+30.">Ch. 30.</a> Drosophila Neurobiology - A laboratory Manual., Ch. , 475-481 (2010).</li><li>Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+mutants+of+Drosophila+melanogaster.+isolated+by+countercurrent+distribution.">Behavioral mutants of Drosophila melanogaster. isolated by countercurrent distribution.</a> PNAS. 58, 1112-1119 (1967).</li><li>Connolly, J. B., Tully, T., Roberts, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila:+A+practical+approach.">Drosophila: A practical approach.</a> 1, 265-317 (1998).</li><li>Simon, A. F., Shih, C., Mack, A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Steroid+control+of+longevity+in+Drosophila+melanogaster.">Steroid control of longevity in Drosophila melanogaster.</a> Science. 299, 1407-1410 (2003).</li><li>Rasband, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> ImageJ. , (1997).</li><li>Simon, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila,+vesicular+monoamine+transporter+mutants+can+adapt+to+reduced+or+eliminated+vesicular+stores+of+dopamine+and+serotonin.">Drosophila, vesicular monoamine transporter mutants can adapt to reduced or eliminated vesicular stores of dopamine and serotonin.</a> Genetics. 181, 525-541 (2009).</li><li>Barone, M. C., Bohmann, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+neurodegenerative+phenotypes+in+Drosophila+.dopaminergic+neurons+by+climbing+assays+and+whole+brain+immunostaining.">Assessing neurodegenerative phenotypes in Drosophila .dopaminergic neurons by climbing assays and whole brain immunostaining.</a> JoVE. (74), e50339 (2013).</li><li>Ali, Y. O., Escala, W., Ruan, K., Zhai, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assaying+locomotor,+learning,+and+memory+deficits+in+Drosophila.+models+of+neurodegeneration.">Assaying locomotor, learning, and memory deficits in Drosophila. models of neurodegeneration.</a> JoVE. , e2504 (2011).</li><li>Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+iterative+negative+geotaxis+(RING):+a+new+method+for+assessing+age-related+locomotor+decline+in+Drosophila.">Rapid iterative negative geotaxis (RING): a new method for assessing age-related locomotor decline in Drosophila.</a> Exp Gerontol. 40, 386-395 (2005).</li><li>Simon, A. F., Liang, D. T., Krantz, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+decline+in+behavioral+performance+of+Drosophila+melanogaster.+with+age.">Differential decline in behavioral performance of Drosophila melanogaster. with age.</a> Mech Ageing Dev. 127, 647-650 (2006).</li><li>Khalil, S., Jacobson, E., Chambers, M. C., Lazzaro, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+bacterial+infection+and+immune+defense+phenotypes+in+Drosophila+melanogaster.">Systemic bacterial infection and immune defense phenotypes in Drosophila melanogaster.</a> JoVE. , (2015).</li><li>Fernandez, R. W., Akinleye, A. A., Nurilov, M., Rouzyi, Z., Simon, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> , (2013).</li><li>Suh, G. S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single+population+of+olfactory+sensory+neurons+mediates+an+innate+avoidance+behaviour+in+Drosophila.">A single population of olfactory sensory neurons mediates an innate avoidance behaviour in Drosophila.</a> Nature. 431, 854-859 (2004).</li><li>Helfrich-Fo&#776;rster, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+control+of+morning+and+evening+components+in+the+activity+rhythm+of+Drosophila+melanogaster.--Sex-specific+differences+suggest+a+different+quality+of+activity.">Differential control of morning and evening components in the activity rhythm of Drosophila melanogaster.--Sex-specific differences suggest a different quality of activity.</a> J. Biol. Rhythms. 15, 135-154 (2000).</li><li>Fujii, S., Krishnan, P., Hardin, P. E., Amrein, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nocturnal+male+sex+drive+in+Drosophila.">Nocturnal male sex drive in Drosophila.</a> Curr Biol. 17, 244-251 (2007).</li><li>Pellegrino, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Weather+forecasting+by+insects:+modified+sexual+behaviour+in+response+to+atmospheric+pressure+changes.">Weather forecasting by insects: modified sexual behaviour in response to atmospheric pressure changes.</a> PLoS One. 8, e75004 (2013).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

En este protocolo, se describe un procedimiento detallado para la cuantificación del espacio social. Algunos pasos cruciales para asegurar el experimento tiene éxito son: 1) Siempre use guantes al limpiar y configurar el aparato, para mantener sus propios aceites y aromas de la cámara interior del aparato, 2) asegurarse de moscas se recogen al menos un día antes el experimento para reducir los posibles efectos de la anestesia frío, 3) 2 h antes del experimento proporciona nuevos viales que contienen los alimentos f...

Las interacciones sociales son cruciales para el buen desarrollo y la salud de los individuos dentro de un grupo como un todo, y se pueden observar a través de numerosas especies, desde los seres humanos (Homo sapiens) a organismos más simples como la mosca de la fruta (Drosophila melanogaster) 5,6. Una mosca de la fruta individuo o medios comunes comparten humana para procesar la información sensorial durante estas interacciones, ya sea: auditiva, visual, olfativa, táctil, o gustation. Nosotros y otros la hipótesis de que existe una neurocircuitos potencialmente compartida subyacente respuestas de comportamiento a las interacciones sociales y que las células neuronales y genes implicados podría ser evolutiva conservan 7. Una vez se ha producido la interacción inicial, el espacio social entre los individuos que interactúan ya sea para aumentar (evitación social 8) o disminuir (formación de grupos / agregación 5). Interacciones más complejas, como la agresión o el noviazgo, entonces pueden tener lugar. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; Ni las herramientas y métodos sofisticados, ni grandes inversiones en tiempo y la formación son necesarios para cuantificar este sencillo formulario de la conducta social, por lo que es una herramienta de análisis de gran alcance. Aquí le explicamos un protocolo sencillo que cuantifica la distancia inter-mosca, o el espacio social, para evaluar la interacción social en grupos estables de Drosophila melanogaster, como se usa en los siguientes estudios 1-4,9. Espacio social se refiere a una medida de la distancia entre una mosca y su vecino más cercano 10. El espacio social es constante para una determinada población de D. melanogaster cuando se conservan las condiciones experimentales (un promedio de aproximadamente dentro de 1-2 cuerpo longitudes), y varía con respecto a la experiencia social de las moscas, lo que aumenta si el individuo se ha mantenido en forma aislada 1. Visión adecuada es necesaria para mantener la distancia social normal, pero no odorantes clásicos o CVA percepción 1. Medida del espacio social puede ser asíutilizado como una herramienta de diagnóstico para analizar las interacciones sociales y cuantificar el comportamiento social en D. melanogaster 1. Se describe aquí en detalle cómo realizar esta cuantificación, y en qué medida las variables experimentales comunes afectan a este comportamiento. Se demuestra que la orientación de la cámara en la que se realiza el ensayo, así como el número de moscas - en una medida - hacer afecta el espacio social. Se ha demostrado previamente que la geometría de la cámara afecta el movimiento de exploración espontánea de moscas 11,12 y este fenómeno puede en última instancia afectar su decisión de asentarse. Sin embargo, siempre que la densidad de moscas (mosca / cm 2) y la orientación cámara se mantiene la misma, el espacio social de las moscas también permanece constante. La robustez de este ensayo se ilustra por el hecho de que los laboratorios independientes usando diferentes tamaños de cámara, la forma y la orientación se puede replicar el resultado mostrado por mutantes de la whgen ite (que afecta la pigmentación de los ojos), que es un espacio social incremento (triángulo vertical u horizontal en 1 círculo, cuadrado horizontal con el flujo de aire en 3). Nuestros resultados también indican que el mantenimiento de la hora a la que se realiza el experimento espacio social es crucial para la consistencia de los resultados, como se muestra que los varones, pero no en las mujeres, son más separados por las noches. Sin embargo, las diferencias observadas entre las horas diurnas y nocturnas no se deben a diferencias de actividad de las moscas, y discutimos los argumentos que indican que los niveles de actividad no se correlacionan con el espacio social. Por último, hay bases genéticas a la determinación del espacio social, como lo indica el mutante blanco ya se ha descrito 1,3, y las diferencias entre diversas cepas puras y silvestres de moscas que aquí presentamos. Por lo tanto, este ensayo hace una excelente herramienta fo el estudio de los efectos de la genética y los factores ambientales.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Stereo Zoom Microscope&#160;</td>
			<td>Nikon&#160;&#160;</td>
			<td>SMZ-645</td>
			<td>Any other standard scope for fly handling would work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brushes&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>for pushing flies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jazz-mix</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>33545</td>
			<td>any other standard drosophila food would work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mini-Alarm Timer/Stopwatch</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Sharpie pens</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adhesive Tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium size binder clips</td>
			<td>Staples</td>
			<td></td>
			<td>to hold the chambers together: 1-1/4&#34; (32mm) medium clips with 5/8&#34; capacity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small SupportStands</td>
			<td>Carolina&#160;</td>
			<td>707161</td>
			<td rowspan="2">to hold the chambers in a vertical orientation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buret clamps</td>
			<td>Carolina</td>
			<td>707362</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Camera</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>&#160;Coolpix S8000&#160;</td>
			<td>to take the still pictures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small ruler</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to be able to scale the picture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>trifold board and white bench cover</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to provide a white background, and a homogeneous light.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pounding pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any mouse pad works.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prism 6</td>
			<td>GraphPad Software Inc.</td>
			<td>Prism 6 for Mac OS X</td>
			<td>Any statistical analysis software with t-test, one-way and two ANOVA would work</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

conditions affecting social space in drosophila melanogaster

El ensayo espacio social descrito aquí puede ser utilizado para cuantificar las interacciones sociales de Drosophila melanogaste r - u otros insectos pequeños - en una manera directa. Como ya hemos demostrado 1, en ​​una cámara de dos dimensiones, que las moscas primera fuerza para formar un grupo apretado, posteriormente que les permite tomar su distancia preferida entre sí. Después de que las moscas se han asentado, medimos la distancia al vecino más cercano (o espacio social), el procesamiento de una imagen estática con el software en línea gratis (ImageJ). El análisis de la distancia al vecino más cercano permite a los investigadores para determinar los efectos de los factores genéticos y ambientales en la interacción social, mientras que el control de los posibles factores de confusión. Diversos factores, como la capacidad de escalada, la hora del día, el sexo, y el número de moscas, puede modificar el espaciamiento social de las moscas. Por ello, proponemos una serie de controles experimentales para mitigar estos efectos de confusión. Este ensayo puedeser utilizado para al menos dos propósitos. En primer lugar, los investigadores pueden determinar cómo su turno ambiental favorito (como el aislamiento, la temperatura, el estrés o toxinas) afectará el espaciamiento social de 1,2. En segundo lugar, los investigadores pueden diseccionar las bases genéticas y neuronales de esta forma básica de la conducta social 1,3. En concreto, se utilizó como una herramienta de diagnóstico para estudiar el papel de los genes ortólogos se cree que participan en el comportamiento social en otros organismos, tales como genes candidatos para el autismo en los seres humanos 4.

La cámara de espacio social se puede utilizar como una herramienta para cuantificar el comportamiento social de Drosophila melanogaster. Espaciadores de acrílico y paneles de vidrio se recortan para formar un espacio triangular interior que proporciona un área de dos dimensiones en el que las moscas pueden formar grupos estables sin la presencia de muchas señales de confusión potenciales. Cuando las moscas se trasladan a la arena vertical, que se asustan al ser golpeado ligeramente hacia abajo, y responden...

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Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Condiciones que afectan Espacio Social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

conditions-affecting-social-space-in-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

12.0K vistas.  University of Western Ontario. The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

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Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Grabaciones solo Sensillum en los insectos Drosophila melanogaster Y Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Investigación

Neurociencias

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenético estimulación de comportamiento de escape en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Determinación de la actividad locomotora espontánea en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Ensayo sencillo para cuantificación de Prevención Social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Un ensayo de conducta para Mechanosensation de clones en MARCM-basa<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

Forrajeo Protocolo Ruta de longitud de<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Las larvas

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

El alimentador de ensayo capilar para analizar el consumo de alimentos en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, reductionist, and scalable system for in-depth investigation of motivation using the mating drive of male Drosophila&#160;melanogaster (Drosophila), the methods for which we detail here. The behavioral paradigm centers on the finding that male mating drive decreases alongside fertility over the course of repeated copulations and recovers over ~3 d. In this system, the powerful neurogenetic tools available in the fly converge with the genetic accessibility and putative wiring diagram available for sexual behavior. This convergence allows rapid isolation and interrogation of small neuronal populations with specific motivational functions. Here we detail the design and execution of the satiety assay that is used to measure and alter courtship motivation in the male fly. Using this assay, we also demonstrate that low male mating drive can be overcome by stimulating dopaminergic neurons. The satiety assay is simple, affordable, and robust to influences of genetic background. We expect the satiety assay to generate many new insights into the neurobiology of motivational states.

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

This article describes a behavioral assay that uses male mating drive in Drosophila melanogaster to study motivation. Using this method, researchers can utilize advanced fly neurogenetic techniques to uncover the genetic, molecular, and cellular mechanisms that underlie this motivation.

La medición y la modificación de acoplamiento de unidad en Male<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

Adaptación de la microrrespirometría para Drosophila - Información sobre el metabolismo de los mutantes de CASK

Measuring O2 Consumption in Drosophila melanogaster Using Coulometric Microrespirometry

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable environment. A coulometric microrespirometer consists of an airtight chamber in which O2 is consumed and the CO2 produced by the organism is removed by an absorbent medium. The resulting pressure decrease triggers electrolytic O2 production, and the amount of O2 produced is measured by recording the amount of charge used to generate it. In the present study, the method has been adapted to Drosophila melanogaster tested in small groups, with the sensitivity of the apparatus and the environmental conditions optimized for high stability. The amount of O2 consumed by wildtype flies in this apparatus is consistent with that measured by previous studies. Mass-specific O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and known to be less active, was not different from congenic controls. However, the small size of CASK mutants resulted in a significant reduction in O2 consumption on a per-fly basis. Therefore, the microrespirometer is capable of measuring O2 consumption in D. melanogaster, can distinguish modest differences between genotypes, and adds a versatile tool for measuring metabolic rates.

Autor destacado: Influencia de la temperatura en Drosophila melanogaster y los escarabajos adaptados al desierto 

Coulometric respirometry is ideal for measuring the metabolic rate of small organisms. When adapted for Drosophila melanogaster in the present study, measured O2 consumption was within the range reported for wildtype D. melanogaster by previous studies. Per-fly O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and less active, was significantly lower than the wildtype.

Medición del consumo de O2 en Drosophila melanogaster mediante microrrespirometría coulométrica

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable ...