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  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
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  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Saisie par électrochocs (ECS) est un modèle animal expérimental de la thérapie par électrochocs pour dépression sévère. ECS dans le monde stimule l’activité dans l’hippocampe, conduisant à la synaptogénèse et la plasticité synaptique. Nous décrivons ici les méthodes pour l’induction de ECS chez les rats et pour fractionnement subcellulaire de leur hippocampe pour examiner les changements induits par saisie en protéines synaptiques.

Résumé

Saisie par électrochocs (ECS) est un modèle animal expérimental de la thérapie par électrochocs, le traitement le plus efficace pour la dépression sévère. ECS provoque des crises tonico-cloniques généralisées avec faible taux de mortalité et de la mort neuronale et est un modèle répandu aux médicaments anti-épileptiques écran. Nous décrivons ici une méthode d’induction de ECS dans lequel un courant 55-mA brève est livré pendant 0,5 s mâle rats poids via des électrodes clip oreille de 200-250 g. Cette stimulation bilatérale produite étape 4-5 crises cloniques qui a duré environ 10 s. Après la cessation des ECS aiguë ou chronique, la plupart des rats récupérés pour être distinguée sur le plan comportemental de simulacre de rats « aucune saisie ». Parce que ECS augmente globalement l’activité cérébrale, il a également servi à examiner des altérations liées à l’activité des protéines synaptiques et leurs effets sur la force synaptique en utilisant plusieurs méthodes. En particulier, fractionnement subcellulaire de la densité postsynaptique (PSD) en combinaison avec le Western Blot permet la détermination quantitative de l’abondance des protéines synaptiques à cette structure synaptique spécialisée. Contrairement à une méthode de fractionnement précédent nécessitant une grande quantité de rongeurs cerveaux, nous décrivons ici une méthode de fractionnement à petite échelle afin d’isoler le PSD de l’hippocampe du rat seul, sans la centrifugation en gradient de saccharose. En utilisant cette méthode, nous montrons que la fraction PSD isolée contienne des protéines de la membrane postsynaptique, notamment PSD95, GluN2B et GluA2. Marqueur présynaptique synaptophysine et tubuline α des protéines cytoplasmiques solubles ont été exclues de la fraction PSD, ce qui démontre la réussite de l’isolement PSD. En outre, ECS chronique a diminué l’expression de la GluN2B dans le PSD, indiquant que notre méthode de fractionnement PSD à petite échelle peut être appliqué afin de détecter les changements dans les protéines PSD hippocampe de rat seul après traitements génétiques, pharmacologiques ou mécaniques .

Introduction

La thérapie par électrochocs a été utilisée pour traiter les patients atteints de troubles dépressifs majeurs, y compris le sévère dépression résistante aux médicaments, dépression bipolaire, maladies de Parkinson et la schizophrénie1,2. Dans cette thérapie, saisie est généré par des stimulus électrique livré à la tête des patients anesthésiés par l’intermédiaire d’epicranial électrodes1,2,3. L’administration répétée d’ECS a été cliniquement bénéfique pour les troubles dépressifs résistants aux médicaments1,2,3. Cependant, le mécanisme exact qui sous-tendent l’efficacité à long terme de l’effet antidépresseur chez l’homme est resté insaisissable. ECS est un modèle animal de la thérapie par électrochocs et est employé couramment pour examiner son mécanisme thérapeutique. Chez les rongeurs, les ECS aiguë et chronique traitement ECS promouvoir la neurogenèse adulte dans l’hippocampe et réorganiser le réseau neuronal4,5, qui sont susceptibles de contribuer à l’amélioration de la flexibilité cognitive. En outre, une élévation globale de l’activité cérébrale par ECS modifie l’abondance des relevés de notes, comme un cerveau dérivé facteur neurotrophique6et plusieurs protéines dont métabotropiques du glutamate récepteurs 17 et la N-méthyl-D-aspartate (NMDA) type glutamate récepteurs sous-unités7. Ces changements sont impliqués dans la médiation de modification à long terme du nombre de synapses, structure et force dans l’hippocampe7,8,9.

Dans les modèles ECS, stimulation électrique est livrée aux rongeurs stereotaxically implanté des électrodes, électrodes cornéens ou d’électrodes de l’oreille pour évoquer les crises tonico-cloniques généralisées10,11. L’implantation stéréotaxique d’électrodes implique une chirurgie du cerveau et nécessite beaucoup de temps pour améliorer des compétences chirurgicales pour minimiser les blessures de l’expérimentateur. Moins envahissants électrodes cornéens pourraient causer la sécheresse et à l’abrasion cornéenne et nécessitent une anesthésie. L’utilisation d’électrodes clip oreille permet de contourner ces limitations car il peuvent être utilisés sur les rongeurs sans chirurgie ou anesthésie et causer des blessures minimes. En effet, nous avons constaté qu’actuel des rats livré à éveillé par clip oreille électrodes fiable induit 4-5e étape tonico-cloniques modifie les protéines synaptiques dans leur hippocampe10.

Pour examiner l’abondance induite par l’ECS de protéines synaptiques dans les régions spécifiques du cerveau des rongeurs, il est important de choisir les méthodes expérimentales les plus adaptées pour leur détection et la quantification. Fractionnement subcellulaire du cerveau permet l’isolement brut des protéines cytosoliques solubles ; protéines de la membrane ; protéines d’organelle-limites ; et même des protéines dans des structures subcellulaires spéciaux, tels que le PSD12,13,14. Le PSD est un domaine subcellulaire dense et bien organisé dans les neurones, dans lequel les protéines synaptiques sont fortement concentrés à et près de la membrane postsynaptique12,13,15. L’isolement de la PSD est utile pour l’étude des protéines synaptiques enrichi à la PSD, depuis les changements dynamiques dans l’abondance et la fonction des récepteurs du glutamate postsynaptique, échafaudage protéines et protéines de transduction de signal dans le PSD12 , 15 , 16 , 17 sont en corrélation avec la plasticité synaptique et la synaptopathy observée dans plusieurs troubles neurologiques17,18. Une méthode de fractionnement subcellulaire précédente utilisée pour purifier le PSD a impliqué l’isolement de la fraction insoluble dans le détergent de la fraction membranaire brute du cerveau par la centrifugation différentielle des gradients de sucrose14, 19. la principale difficulté avec cette méthode traditionnelle est qu’elle requiert de grandes quantités de rongeurs brains14,19. Préparation des rongeurs de 10-20 pour isoler la fraction PSD par traitement exige une vaste coût et temps investi et n’est pas réalisable si il existe de nombreux traitements.

Pour relever ce défi, nous avons adapté une méthode plus simple directement isole la fraction PSD, sans saccharose centrifugation en gradient de20,21et a révisé pour être applicables à l’isolement du PSD de l’hippocampe du rat seul cerveau. Notre méthode de fractionnement PSD petit rendements sur 30 à 50 µg de protéines PSD de 2 hippocampe, suffisante pour une utilisation dans plusieurs essais biochimiques, y compris l’immunoprécipitation et éponger occidental. Éponger occidental démontre le succès de notre méthode pour isoler le PSD en révélant l’enrichissement de la protéine de densité postsynaptique 95 (PSD-95) et de l’exclusion du marqueur présynaptique synaptophysine et protéines cytoplasmiques solubles α-tubuline. Notre induction ECS et les méthodes de fractionnement PSD à petite échelle sont facilement adaptables à d’autres régions du cerveau de rongeurs et offrent un moyen relativement simple et fiable pour évaluer les effets des contraceptifs d’urgence sur l’expression des protéines de la PSD.

Protocole

Toutes les procédures expérimentales, y compris les sujets animaux ont été approuvés par le soin des animaux institutionnels et Comité de l’urbanisme à l’Université de l’Illinois à Urbana-Champaign.

1. Comment entretenir une colonie de rats

  1. Se reproduisent les rats Sprague-Dawley (voir la Table des matières) et les maintenir dans des conditions standards avec un cycle lumière-obscurité de 12 h et l’accès à la nourriture et l’eau ad libitum.
  2. Sevrer les ratons à jour après la naissance (P) 28 et les loger dans des groupes de 2 à 4 mâle ou femelle de même portée.
  3. Marquer les queues de rats mâles avec un marqueur noir permanent non toxique pour l’identification.
  4. Peser les rats mâles 3 fois par semaine et consigner leurs bodyweights.

2. Elaboration d’une Machine ECS

  1. À 07:30, désinfecter le banc dans la salle de préparation animale et placer une machine ECS (générateur d’impulsions) sur le banc.
  2. Place un rat mâle individuel pesant 200-250 g dans une cage propre et vide avec un couvercle. Répéter cela pour tous les rats mâles à traiter avec l’induction de l’ECS. Laissez les rats s’habituer pendant 30 min.
  3. Alors que les rats sont habituant dans leurs cages, réglez un générateur d’impulsions pour l’induction de l’ECS à la fréquence de 100 pulsations/s, une largeur d’impulsion de 0,5 ms, une durée de choc de 0,5 s et un courant de 55 mA (Figure 1A).
  4. Préparer le générateur d’impulsions en appuyant sur le bouton « RESET » et veiller à ce que le bouton « Prêt » est allumé. Assurez-vous que les clips d’oreilles ne sont pas attachés à un générateur d’impulsions et puis appuyez sur le bouton « Choc » pendant quelques secondes.
    Remarque : À ce stade, le générateur d’impulsions est prêt pour l’induction de l’ECS.
  5. Branchez les clips d’oreille dans le générateur d’impulsions.

3. induction d’ECS aiguë

Remarque : Voir Figure 1B, panneau supérieur.

  1. Mouiller les clips d’oreille avec du sérum physiologique stérile et s’assurer qu’ils sont saturés.
  2. Mouiller les oreilles d’un rat avec du sérum physiologique stérile en les enveloppant dans de la gaze imbibée d’une solution saline. Une fois qu’ils sont mouillés, retirez la gaze.
  3. Attacher un clip par oreille, position au-delà de la bande principale de cartilage.
  4. Confirmer sur la machine de l’ECS qu’une véritable boucle est établie ; Si ce n’est pas le cas, un message d’erreur ou d’une lecture de « 1 » s’affiche sur l’ordinateur.
  5. Porter un gant épais, non métalliques. Tout en tenant le rat doucement dans une main gantée, appuyez sur le bouton « Choc » pendant quelques secondes puis relâcher lentement la poignée sur le rat pour observer la saisie. Pour le simulacre « aucune saisie » (NS) contrôlent, gérer le rat identiquement mais ne livrent pas le courant.
  6. Déconnecter les clips d’oreilles comme clonus commence et enregistrer le comportement de saisie selon une version révisée de la Racine échelle22 qui comprend des « mouvements de la bouche et du visage » (étape 1), « tête hochant la tête » (étape 2), « clonus membre antérieur » (étape 3), « élevage avec clonus membres antérieurs » (étape 4) et « élevage et tombant avec clonus membres antérieurs » (étape 5). La saisie doit durer environ 10 s ; enregistrer la durée de la saisie à l’aide d’une minuterie.
  7. Fin de saisie, revenir sa cage chez le rat. Surveiller le rat pendant 5 min pour s’assurer de la récupération du rat dans les saisies. Conservez-la séparément logés dans la cage et la cage de retour à la salle de réveil.
  8. Répétez l’induction d’ECS sur le rat prochaine.
  9. Surveiller les rats pendant tout le reste de la journée et au moins une fois le matin et une fois dans l’après-midi le lendemain jusqu'à ce qu’ils sont euthanasiés pour des expériences.
    Remarque : La méthode d’induction de ECS pourrait conduire à des signes cliniques comme un effet secondaire accessoire, qui requiert l’attention. Par exemple, le protocole d’induction ECS pouvait induire des crises qui durent plus de 15 s et cause détresse inutiles aux rats. Dans ce cas, terminez la saisie à l’aide de diazépam (10 mg/kg, i.p.) ou pentobarbital (25 à 30 mg/kg, i.p.). Si les rats développent une détresse respiratoire ou des anomalies comportementales sévères après la cessation de la saisie, les euthanasier par inhalation de dioxyde de carbone suivie par décapitation.

4. induction d’ECS chronique

Remarque : Voir la Figure 1B, panneau inférieur.

  1. Induire un ECS par jour dans le même temps le matin comme décrit aux étapes 1-3, ci-dessus, pendant sept jours consécutifs.
  2. Surveiller les rats deux fois le lendemain, ils sont retournés à leur domicile des cages.

5. homogénéisation et fractionnement de l’hippocampe de Rat

Remarque : Voir la Figure 2.

  1. Préparer un tampon d’homogénéisation fraîches (Solution A) qui contient saccharose de 320 mM, 1 mM EDTA, pyrophosphate de sodium 5 mM, 10 millimètres HEPES pH 7,4, 200 acide okadaïque nM et les inhibiteurs de la protéase. Filtre-stériliser le tampon à l’aide de filtres avec une porosité de 0,22 µm pour filtration sous vide et placez-le sur la glace.
  2. À un moment donné point suite ECS aiguë ou chronique ECS (Figure 1), euthanasier le rat de CO2 par inhalation pendant 5-10 min, suivie par la décapitation à l’aide d’une guillotine.
  3. Enlever le cerveau et disséquer l’hippocampe sur la plaque métallique placé sur la glace, comme décrit plus haut23,24.
  4. Placer deux hippocampe d’un rat sur une culture de tissu de 30 mm plat et les émincer en petits morceaux à l’aide de ciseaux.
  5. Transférer l’hippocampe hachées dans un homogénéisateur de verre manuel à l’aide d’une pipette 1 mL et ajouter 1 mL de tampon d’homogénéisation glacee (Solution A, point 5.1). Insérez un pilon rond dans un homogénéisateur de verre. L’homogénéisateur de verre est sur la glace, doucement et régulièrement caresser monte et descend sur le pilon 10 à 15 fois pendant 1 min, jusqu'à disparaissent des petits morceaux de tissu hippocampique.
  6. Transférer l’homogénat dans un tube de microcentrifuge de 1,7 mL à l’aide d’une pipette 1 mL et centrifuger l’homogénat à 800 g pendant 10 min à 4 ° C pour séparer le surnageant post-nucléaire (S1 fraction) de la pastille contenant du tissu insoluble et noyaux (fraction P1). Transférer 50 µL et 950 µL de la fraction de S1 à deux tubes de microcentrifuge distinct, nouveau 1,7 mL à l’aide d’une pipette 1 mL et stocker ces tubes sur la glace. Sauver le culot de fraction P1 sur la glace.
  7. Centrifuger la fraction de la S1 (950 µL) pendant 10 min à 13 800 x g et 4 ° C pour séparer le surnageant (fraction S2), enrichi avec des protéines cytosoliques soluble, et le culot (fraction P2), enrichie avec des protéines membranaires, y compris les protéines synaptosomes. Transfert de la fraction de S2 à un nouveau microcentrifuge de 1,7 mL à l’aide d’une pipette 1 mL et placez-le sur la glace.
  8. Resuspendre le culot (fraction P2) dans 498 µL d’eau purifiée glacée à l’aide d’une pipette 1 mL. Ajouter 2 µL de 1 M HEPES (pH 7,4) à l’aide d’une pipette de 20 µL d’obtenir une concentration finale de 4 mM HEPES (pH 7,4). Incuber à 4 ° C avec agitation pendant 30 min. magasin la fraction P2 remises en suspension sur la glace.
  9. Déterminer la concentration de protéine des fractions S1, S2 et P2 à l’aide d’un test de BCA. Ajouter 50 mM HEPES (pH 7,4) à chacune des fractions à obtenir une concentration de 1 mg/mL et conserver à-80 ° C jusqu'à l’utilisation, ou traiter la fraction P2 pour isoler le PSD.

6. isolation du PSD de la Fraction membranaire brute des protéines (P2)

  1. Centrifuger la fraction P2 (500 µL) pendant 20 min à 25 000 x g et 4 ° C pour séparer le surnageant lysé (fraction LS2) et le culot lysé (fraction LP1). La fraction LS2 de transfert dans un nouveau tube de microcentrifuge de 1,7 mL à l’aide d’une pipette 1 mL et placez-le sur la glace.
  2. Resuspendre le culot de LP1 dans 250 µL de 50 mM HEPES (pH 7,4) mélangé avec 250 µL de 1 % de détergent en 1 x tampon PBS à l’aide d’une pipette de 1 mL. Incuber à 4 ° C, avec une agitation modérée pendant 15 minutes.
  3. Centrifuger l’extrait concentré de LP1 durant 3 h à 25 000 x g et 4 ° C pour séparer le surnageant (fraction non-PSD) de la pastille (fraction PSD). Retirez le surnageant dans un tube de microcentrifuge de 1,7 mL et Resuspendre le culot PSD dans 100 µL de 50 mM HEPES (pH 7,4) à l’aide d’une pipette de 200 µL.
  4. Déterminer la concentration de la protéine de la LS2, non-PSD et fractions PSD à un dosage BCA. Ajouter 50 mM HEPES (pH 7,4) à chacune des fractions à obtenir une concentration de 1 mg/mL et conserver à-80 ° C jusqu'à l’utilisation.
    Remarque : Toutes les solutions utilisées dans les étapes 5-6 (c.-à-d., Solution A un tampon HEPES et tampon PBS) convient à l’eau purifiée exempte de particules et de contaminants ioniques et organiques.

7. Western Blot

  1. Décongeler chaque fraction de protéine sur la glace. Transférer 12 µL de chacune des fractions (S2, P2 et PSD à 1 mg/mL) dans un nouveau tube de microcentrifuge de 1,7 mL à l’aide d’une pipette 20 µL.
  2. Ajouter 3 µL de tampon de SDS x 5 et incuber à 75 ° C pendant 30 min dans un bain d’eau. Laisser refroidir les échantillons à température ambiante (RT).
  3. Charger 10 µL de l’échantillon de protéine dans chaque puits du gel 4-20 % dégradé peigne 15 puits SDS-polyacrylamide gel électrophorèse (SDS-PAGE) à l’aide d’une pipette 20 µL. Exécutez le gel dans l’appareil de SDS-PAGE et à 80-100 V en tampon (25 mM Tris, glycine de 190 mM et le SDS 0,1 % ; pH 8,3).
    Remarque : Chaque gel devrait contenir des échantillons de protéine de NS rats et rats ECS à des moments différents après ECS aiguë ou chronique.
  4. Transfert des protéines de la SDS-PAGE de gel sur une membrane de polyvinyle difluoride (PVDF) dans l’appareil de transfert à 25-30 V (60 mA) pendant 9 à 12 h dans le tampon de transfert (25 mM Tris, glycine de 190 mM et 20 % de méthanol ; pH 8,3).
  5. Retirer la membrane PVDF de l’appareil de transfert et le laver dans une solution saline tamponnée Tris (SCT) pendant 5 min sur un rotateur multi-usages à température ambiante.
  6. Bloquer la membrane dans le lait 5 % et 0,1 % Tween-20 au SCT pour 1 h. Incuber il en anticorps primaires (tableau 1) dans le tampon de lavage (lait 1 % et 0,1 % Tween-20 au SCT) durant la nuit sur un rotateur polyvalent à 4 ° C (voir la Table des matières pour les dilutions).
  7. Laver la membrane 4 fois pendant 10 min chaque dans le tampon de lavage et puis incuber il avec la peroxydase de raifort (HRP)-conjugués Anticorps secondaires au lavage de tampon pendant 1 heure sur un agitateur multi-usages à température ambiante.
  8. Laver la membrane 4 fois pour chaque 10 min dans le tampon de lavage, puis avec le SCT pendant 5 min.
  9. Incuber la membrane avec le substrat chemifluorescence améliorée pendant 1 min, puis exposez-le à la radiographie. Développer le film exposé avec un processeur de film.

8. quantification des transferts Western

  1. Scan du Western blot au format TIFF et enregistrer ce fichier sur l’ordinateur.
  2. Ouvrir le fichier Western blot dans le programme de ImageJ comme une image en niveaux de gris, sous « Fichier », « Ouvrir l’image, » flèche droite « gris ».
  3. Choisissez l’outil Sélection rectangulaire dans la barre d’outils ImageJ et dessinez un rectangle qui couvre une bande unique tache occidentale d’une protéine d’intérêt.
  4. Sous « Analyze », appuyez sur « Mesure » pour obtenir la superficie et la densité moyenne d’un groupe sélectionné.
  5. Déplacer le rectangle à une zone d’arrière-plan sans changer sa taille et sa forme. Répétez l’étape 8,4 à la superficie et la densité moyenne du fond.
  6. Soustraire la valeur de la densité moyenne d’une bande de fond de celle d’une bande de Western blot, donne la densité de bande soustraite à l’arrière-plan de la protéine d’intérêt.
  7. Répétez les étapes 8.2-8,6 pour toutes les bandes Western blot d’intérêt.
  8. Diviser la densité de la bande de fond-soustrait de la protéine d’intérêt par la densité de la bande de fond-soustrait du produit d’un gène de ménage, tels que le α-tubuline ; Cette étape donne la valeur normalisée de la protéine d’intérêt.

Résultats

À l’aide de la procédure détaillée présentée ici, un choc électrique (55 mA, 100 impulsions/s pendant 0,5 s) livrés par clip oreille électrodes induits non récurrente stade 4-5 tonico-cloniques chez les rats (Figure 1A-B). Un total de 8 des rats a reçu aiguë induction ECS et affiche 4-5e étape tonico-cloniques. Les saisies a duré environ 10 s et tous les rats récupérés dans les 1-2 min de la cessation de la saisie. Les rats...

Discussion

Nous décrivons ici une méthode d’induction ECS chez les rats qui provoque la stimulation globale de l’activité neuronale dans leur hippocampe. ECS est un modèle animal de la thérapie par électrochocs, qui est cliniquement utilisé pour traiter les troubles dépressifs réfractaires de drogue chez les humains1,2,3. Malgré l’utilisation de la thérapie par électrochocs pour traiter la dépression grave, le mécanisme...

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun intérêt financier concurrentes.

Remerciements

Les auteurs remercient Dr Eric C. Bolton pour ce qui nous permet d’utiliser sa centrifugeuse pour fractionnement et Dr. Graham H. Diering dans le laboratoire du Dr Richard L. Huganir Université de John Hopkins, pour nous avoir fourni le protocole à petite échelle pour le fractionnement de la PSD.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Spargue-Dawley ratCharles River LaboratoriesECS supplies
A pulse generatorUgo Bsile, Comerio, Italy57800ECS supplies
MilliQ water purifying systemEMD MilliporeZ00Q0VWWSubcellular fractionation supplies
SucroseEm scienceSX 1075-3Subcellular fractionation supplies
Na4O7P2SIGMA-ALDRICH221368Subcellular fractionation supplies
Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA)SIGMA-ALDRICHE9884Subcellular fractionation supplies
HEPESSIGMA-ALDRICHH0527Subcellular fractionation supplies
Okadaic acidTOCRIS1136Subcellular fractionation supplies
Halt Protease InhibitorThermo Scientific78429Subcellular fractionation supplies
NaVO3SIGMA-ALDRICH72060Subcellular fractionation supplies
EMD Millipore Sterito Sterile Vacuum Bottle-Top FiltersFisher ScientificSCGPS05RESubcellular fractionation supplies
Iris ScissorsWPI (World Precision Instruments)500216-GSubcellular fractionation supplies
30 mm tissue culture dishFisher Scientific08-772BSubcellular fractionation supplies
Glass homogenizer and a Teflon pestleVWR89026-384Subcellular fractionation supplies
1.7 mL microcentrifuge tubeDENVILLE SCIENTIFIC INC. C2170 (1001002)Subcellular fractionation supplies
Sorvall Legend XT/XF Centrifuge Thermo Fisher75004521Subcellular fractionation supplies
Pierce BCA Protein Assay Reagent A, 500 mLThermo Fisher#23228Western blot supplies
Pierce BCA Protein Assay Reagent B, 25 mLThermo Fisher#1859078Western blot supplies
SDS-polyacrylamide gel (SDS-PAGE)BIO-RAD#4561086SWestern blot supplies
Running BufferMade in the labWestern blot supplies. 
Mini-PROTEAN Tetra Vertical Electrophorsis Cell for MiniPrecast Gels, 4-gelBIO-RAD#1658004Western blot supplies
Polyvinyl difluoride (PVDF) membrane MiliporeIPVH00010Western blot supplies
Transfer BufferMade in the labWestern blot supplies. 
Tris-baseFisher ScientificBP152-1Western blot supplies
GlycineFisher ScientificBP381-5Western blot supplies
Sodium dodecyl sulfateSIGMA-ALDRICH436143Western blot supplies
Methanol Fisher ScientificA454-4Western blot supplies
Triton X-100Fisher ScientificBP151-500detergent for PSD isolation
Mini Trans-Blot Module BIO-RAD#1703935Western blot supplies
Nonfat instant dry milkGreat valueWestern blot supplies
Multi-purposee rotator Thermo ScientificModel-2314Western blot supplies
Hyblot CL Autoradiography FilmDENVILLE SCIENTIFIC INC. E3018 (1001365)Western blot supplies
Enhanced chemifluorescence substrate Thermo Scientific32106Western blot supplies
a Konica SRX-101A film processorKONICA MINOLTASRX-101AWestern blot supplies
Name of Antibody
PSD-95Cell Signaling#2507Antibody dilution = 1:500 - 1,000, time = 9 - 12 h, Reaction Temperature = 4 °C, Host Species = Rabbit
SynaptophysinCell Signaling#4329Antibody dilution = 1:500 - 1,000, time = 9 - 12 h, Reaction Temperature = 4 °C, Host Species = Rabbit
alpha-TubulinSantacruzSC-5286Antibody dilution = 1:500 - 1,000, time = 9 - 12 h, Reaction Temperature = 4 °C, Host Species = Mouse
GluN2BNeuromab75-097Antibody dilution = 1:500 - 1,000, time = 9 - 12 h, Reaction Temperature = 4 °C, Host Species = Mouse
GluA2Sigma-aldrichSab 4501295Antibody dilution = 1:500 - 1,000, time = 9 - 12 h, Reaction Temperature = 4 °C, Host Species = Rabbit
STEPSantacruzSC-23892Antibody dilution = 1:200 - 500, time = 9 - 12 h, Reaction Temperature = 4 °C, Host Species = Mouse
Peroxidas AffiniPure Donkey Anti-Mouse IgG (H+L)Jackson ImmunoReserch laboratory715-035-150Antibody dilution = 1:2,000-5,000, time = 1 h, Reaction Temperature = RT, Host Species = Donkey
Peroxidas AffiniPure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L)Jackson ImmunoReserch laboratory711-035-152Antibody dilution = 1:2,000-5,000, time = 1 h, Reaction Temperature = RT, Host Species = Donkey

Références

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  3. Jelovac, A., Kolshus, E., McLoughlin, D. M. Relapse following successful electroconvulsive therapy for major depression: a meta-analysis. Neuropsychopharmacology. 38 (12), 2467-2474 (2013).
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