Un grand modèle animal pour l’hypertension pulmonaire et l’insuffisance ventriculaire droite: ligature de l’artère pulmonaire gauche et bandage progressif de l’artère pulmonaire principale chez le mouton

Résumé

Ce manuscrit décrit la technique chirurgicale et l’approche expérimentale pour développer une surcharge sévère de pression ventriculaire droite afin de modéliser leurs phénotypes adaptatifs et inadaptés.

Résumé

L’insuffisance ventriculaire droite décompensée (FVR) dans l’hypertension pulmonaire (HTP) est fatale, avec des options de traitement médical limitées. Le développement et la mise à l’essai de nouveaux traitements pour l’HTP nécessitent un modèle de gros animaux cliniquement pertinent d’augmentation de la résistance vasculaire pulmonaire et de la FVR. Ce manuscrit traite du dernier développement du modèle ovine PH-RVF précédemment publié qui utilise la ligature de l’artère pulmonaire gauche (PA) et l’occlusion principale de l’AP. Ce modèle de PH-RVF est une plate-forme polyvalente pour contrôler non seulement la gravité de la maladie, mais aussi la réponse phénotypique du RV.

Les moutons adultes (60-80 kg) ont subi une ligature PA gauche (LPA), la mise en place du brassard PA principal et l’insertion d’un moniteur de pression RV. Le brassard PA et le moniteur de pression RV étaient connectés à des orifices sous-cutanés. Les sujets ont subi un bandage progressif de l’AP deux fois par semaine pendant 9 semaines avec des mesures séquentielles de la pression du VR, de la pression du brassard PA et du gaz sanguin veineux mixte (_SvO2). Au début et au point final de ce modèle, la fonction et les dimensions ventriculaires ont été évaluées à l’aide de l’échocardiographie. Dans un groupe représentatif de 12 sujets animaux, la pression moyenne et systolique du RV est passée de 28 ± 5 et 57 ± 7 mmHg à la semaine 1, respectivement, à 44 ± 7 et 93 ± 18 mmHg (écart type moyen ±) à la semaine 9. L’échocardiographie a démontré des résultats caractéristiques de la FHR-RV, notamment la dilatation du VR, l’augmentation de l’épaisseur de la paroi et l’inclinaison septale. La tendance longitudinale de la pression du brassard _SvO2 et PA démontre que le taux de bandes PA peut être titré pour obtenir des phénotypes RV variables. Une stratégie de bande pa plus rapide a conduit à une baisse précipitée de _SvO2 < 65%, indiquant une décompensation du VR, tandis qu’une stratégie plus lente et plus rythmée a conduit au maintien de SvO2 physiologique à 70% -80%. Un animal qui a expérimenté la stratégie accélérée a développé plusieurs litres d’épanchement pleural et d’ascite à la semaine 9. Ce modèle de PH-RVF chronique fournit un outil précieux pour étudier les mécanismes moléculaires, développer des biomarqueurs diagnostiques et permettre l’innovation thérapeutique pour gérer l’adaptation et la mauvaise adaptation du VR à partir de l’HTP.

Introduction

L’insuffisance ventriculaire droite (RV) décompensée est la cause prédominante de morbidité et de mortalité chez les patients atteints d’hypertension pulmonaire (HTP). L’échec du VR est responsable de plus de 50 % des hospitalisations chez les patients atteints d’HTP et est une cause fréquente de décès dans cette population ^{de patients1,2}. Bien que les traitements médicaux actuels de l’HTP puissent fournir des mesures de temporisation, ils n’inversent pas la progression de la maladie. En tant que tel, le seul traitement à long terme est la transplantation pulmonaire. Pour explorer et tester de nouveaux traitements et interventions médicaux pour l’HTP et la FVR, un modèle animal cliniquement pertinent est nécessaire pour récapituler la physiopathologie complexe de la maladie. En particulier, il existe un grand besoin clinique de développer des thérapies ciblées sur le VR pour les patients atteints d’HTP afin d’améliorer la fonction du VR. À ce jour, la plupart des études animales publiées sur le dysfonctionnement de l’HTP et du VR se sont appuyées sur de petits mammifères tels que les souris et les ^rats3. D’autre part, il n’y a eu qu’une poignée de grands modèles animaux pour étudier la maladie et la physiopathologie du VR à partir ^d’une charge résiduelle ^{anormale4,5,6,7}. De plus, aucun des grands modèles animaux publiés précédemment n’inclut de descriptions de procédures expérimentales pour le titrage contrôlé de la gravité de la maladie qui conduit différemment à des phénotypes d’échec de VR compensés par rapport à décompensés. Un modèle animal d’HTP qui peut être titré pour induire une insuffisance aiguë et chronique du VR avec divers degrés de compensation est nécessaire pour étudier les mécanismes de la maladie et pour développer, tester et traduire de nouveaux diagnostics et traitements pour l’HTP et la FVR dans la pratique clinique. Un tel modèle chez un grand animal est particulièrement précieux pour le développement de dispositifs de soutien circulatoire ^mécanique8.

Ici, un modèle de PH-RVF chronique et de grande taille chez l’animal utilisant la ligature de l’artère pulmonaire gauche (PA) et le bandage progressif de l’AP principale chez les moutons adultes est ^{présenté9,10}. La ligature de l’AP gauche (LPA) augmente la résistance vasculaire pulmonaire et diminue la capacité de la ^PA11,12. L’approche progressive de la bande PA permet un titrage précis de la gravité de la maladie et une adaptation au RV. Cette plate-forme peut également être facilement utilisée pour l’étude longitudinale de la progression de la maladie vers la décompensation du VR. Les procédures et les processus requis pour exécuter ce modèle sont présentés comme une ressource pour les chercheurs intéressés par une plate-forme animale de grande taille pour développer de nouveaux traitements pour l’HTP et la FVR.

Protocole

Le comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux du centre médical de l’Université Vanderbilt a approuvé le protocole. Les procédures décrites ont été menées conformément au Guide for the Care and Use of Laboratory Animals du Conseil national de recherches des États-Unis, 8e édition. La vue d’ensemble et la chronologie de la procédure expérimentale sont fournies à la figure 1. Le tableau supplémentaire 1 décrit le sexe, le poids, la race, la source du mouton et d’autres renseignements pertinents qui peuvent être utiles à des fins de reproductibilité.

1. Un jour avant la chirurgie, préparation de l’animal

1. Retenir la nourriture pendant 24 à 40 h avant l’intervention chirurgicale pour décompresser le rumen de l’animal.
2. Appliquer un timbre de fentanyl de 50 μg/h sur une zone tondue sur le dos du mouton 12 h avant la procédure. Nettoyez la zone avec de la chlorhexidine pour éliminer les résidus d’huile de lanoline avant l’application du patch. Couvrez et protégez le patch avec un pansement tubulaire élastique.

2. Jour de la chirurgie, étapes préopératoires dans la salle de préparation

1. Administrer la tilétamine/zolazépam par voie intramusculaire (2,2-5 mg/kg) et administrer 1% à 3% d’isoflurane mélangé à 80% à 100% d’oxygène via un masque facial pour induire une anesthésie.
2. Placez le mouton couché sur la table de préparation et fixez ses pattes.
3. Intuber avec un tube endotrachéal de 10 mm et démarrer la ventilation mécanique en mode de contrôle du volume (volume courant, TV = 10 mL/kg, fréquence respiratoire, RR = 15 respirations par minute).
4. Rasez le champ chirurgical du cou du mouton à son abdomen supérieur, comme détaillé ci-dessous.
   1. Raser le cou antérieur du mouton pour exposer la peau recouvrant les veines jugulaires pour le cathétérisme veineux central (voir étape 3.7).
   2. Raser le thorax antérolatéral bilatéralement en préparation de la thoracotomie (voir étape 4.1).
   3. Raser le côté gauche du torse de la poitrine vers l’arrière (c.-à-d. aussi dorsalement que la table le permettra avec le sujet en position couchée), et de la poitrine au flanc arrière caudalement, en préparation de l’implantation de ports sous-cutanés (voir étapes 4.12-4.15).
5. Insérez un angiocathéter de 20 G dans l’artère auriculaire pour la surveillance de la pression artérielle et le prélèvement de gaz sanguins.
6. Placez un tube en silicone d’un diamètre intérieur de 3/8 « -1/2 » pour la décompression du rumen. La sonde orogastrique restera dans le rumen tout au long de la procédure.
7. Transportez l’animal de la salle de préparation préopératoire à la salle de chirurgie.

3. Jour de chirurgie, étapes préopératoires dans la salle d’opération

1. Reconnectez le mouton au ventilateur du bloc opératoire et poursuivez la ventilation au même réglage à l’étape 2.3 (isoflurane 1%-3%, TV = 10 mL / kg, RR = 15 respirations par minute)
2. Connectez les capteurs d’oxymétrie de pouls (_SpO2), de pression artérielle, de température, de capnographe de fin de marée et d’électrocardiogramme (ECG) au moniteur anesthésique.
3. Connectez les capteurs des signes vitaux à l’animal.
   1. Placez l’oxymètre de pouls sur la langue de l’animal.
   2. Placez la sonde de température dans le rectum.
   3. Connectez les sondes d’électrocardiogramme à 3 dérivations : Placez le plomb rouge sur la jambe arrière gauche, le plomb blanc sur la jambe avant droite et le plomb noir sur la jambe antérieure gauche.
   4. Connectez l’extrémité luer mâle du robinet d’arrêt à trois voies à l’angiocathéter de l’artère auriculaire et connectez l’extrémité femelle opposée au transducteur de pression pour la surveillance de la ligne artérielle à l’aide d’un tube de pression de taille appropriée.
      1. Alignez le transducteur sur le niveau de la table d’opération.
      2. Ouvrez le robinet d’arrêt à trois voies sur le transducteur.
      3. Faites défiler le bouton principal du moniteur vitals pour mettre en surbrillance le canal de pression artérielle, puis appuyez sur le bouton pour sélectionner le canal.
      4. Sélectionnez ZERO IBP pour mettre à zéro le transducteur.
   5. Connectez la connexion luer mâle de la ligne de moniteur de capnographie à la connexion luer femelle sur le tube du ventilateur pour surveiller le _CO2 en fin de marée.
4. Configurez les pompes IV pour l’administration continue de fluide et le support inotrope ou vasopresseur.
   1. Perforez le septum sur le sac salin avec l’ensemble d’administration IV. Assurez-vous que le tube IV est serré avant de perforer le sac pour éviter tout déversement.
   2. Alignez et ajustez le tuyau du jeu d’administration IV dans la pompe à rouleaux IV et vérifiez si la direction spécifiée sur la pompe correspond à la direction d’administration du fluide.
      REMARQUE: Assurez-vous que l’ensemble d’administration IV est compatible avec la pompe IV.
   3. Allumez la pompe et spécifiez PRIME pour retirer tout l’air de la ligne.
5. Positionnez le mouton pour la procédure opératoire.
   1. De la position couchée, faites pivoter le mouton vers une position de décubitus latéral droit partiel.
   2. Fixez le pied avant droit vers le bas et fixez le pied avant gauche tout en le rétractant céphalée et latéralement avec une corde ou des sangles atraumatiques.
   3. Effectuer une échocardiographie transthoracique pour l’évaluation de base de l’anatomie et de la fonction ventriculaires. L’échographie est également utile pour déterminer l’espace intercostal optimal qui facilite l’accès chirurgical à la fois à l’artère pulmonaire principale et à l’artère pulmonaire gauche.
6. Nettoyez le champ chirurgical exempt de saleté et d’autres contaminants à l’aide de savon ou d’une brosse à récurer. Préparez le cou et la poitrine avec une solution de chlorhexidine ou de bétadine et drapez le champ chirurgical de manière stérile.
7. À l’aide d’un guidage échographique ou de repères anatomiques, accédez à la veine jugulaire interne gauche ou droite à l’aide d’une aiguille de recherche ou d’un angiocath. En utilisant la technique de Seldinger, insérez un cathéter veineux central à triple lumière de 7 Français dans la veine jugulaire interne pour l’accès intraveineux et la surveillance de la pression veineuse centrale.
   1. Utilisez l’orifice proximal pour la surveillance de la pression et le port distal pour l’administration de liquides et de médicaments.
8. Administrer 20 mg/kg de céfazoline et 5 mg/kg d’enrofloxacine par voie intraveineuse. Répétez le dosage de la céfazoline toutes les 2-4 heures pendant la procédure.
9. Administrer un bolus de 500 ml de solution saline normale pour augmenter la précharge avant la chirurgie. Commencer un débit de liquide intraveineux d’entretien de 15 mL/kg/h.

4. Procédure opératoire

1. Effectuer une mini-thoracotomie épargnant les muscles (longueur < 8 cm) au quatrième espace intercostal gauche pour obtenir une exposition médiastinale. Choisissez la mini-thoracotomie pour accélérer la récupération postopératoire.
   1. Après avoir divisé la peau, divisez le muscle sous-jacent (pectoral majeur) longitudinalement le long de ses fibres, qui sont légèrement obliques vers l’espace intercostal. Placez un rétracteur auto-retenant pour étaler la couche musculaire et exposer la paroi thoracique.
   2. Divisez le serratus antérieur et le muscle intercostal sous-jacent dans l’espace intercostal sélectionné, en prenant soin de rester immédiatement céphalée à la côte.
   3. Entrez dans l’espace pleural, puis continuez à libérer complètement les muscles intercostaux postérieurement vers la colonne vertébrale et antéromédialement vers le sternum pour éviter une fracture ou une luxation accidentelle des côtes au niveau du sternum. Évitez les blessures aux vaisseaux mammaires par voie médiane.
   4. Placez les rétracteurs auto-retenants pour ouvrir l’espace des côtes et les tissus mous sus-jacents. Utilisez un rétracteur Finochietto petit ou moyen pour séparer les côtes et un rétracteur Tuffier (lame de rétracteur de 5 cm) pour vous asseoir perpendiculairement au Finochietto dans l’espace intercostal, ce qui rétracte les tissus mous dans l’espace intercostal pour améliorer l’exposition.
2. Inciser le péricarde antérieur au nerf phrénique sans le blesser et créer un puits péricardique avec 2-0 sutures de soie pour exposer l’AP principal et le RV. Identifiez l’appendice auriculaire gauche dans l’exposition comme un point de repère pour le niveau de la bifurcation PA.
   1. Évaluer l’exposition et s’assurer que l’espace intercostal approprié a été pénétré. Idéalement, l’AP proximale et l’appendice auriculaire gauche sont facilement visibles directement sous l’incision, ce qui suggère que l’espace intercostal optimal a été sélectionné pour fournir une exposition à la fois à l’AP principale et à la LPA.
   2. Si l’exposition est jugée insuffisante pour atteindre en toute sécurité à la fois l’AP principal et le LPA, n’hésitez pas à ouvrir un espace intercostal supplémentaire pour accomplir toutes les étapes nécessaires de l’opération; cependant, cela ne sera pas nécessaire avec une sélection d’incision appropriée.
3. Disséquez autour de l’AP principale et isolez-la avec un ruban ombilical. Assurer une dissection postérieure adéquate pour l’éventuel placement de l’occluseur et une sonde d’écoulement PA aussi distale que possible sur l’AP principale.
   1. Placez une sonde d’écoulement stérile dans un bol d’eau ou de solution saline sur le champ stérile pour calibrer le logiciel d’acquisition de données. Remettez la prise électrique à l’autre extrémité à une personne désignée non stérile pour connecter la sonde au compteur.
      1. Reportez-vous aux documents supplémentaires pour plus de détails sur la connexion et l’étalonnage de la sonde et du débitmètre PA.
   2. Appliquez une quantité généreuse de gel à ultrasons stérile dans la rainure de la sonde d’écoulement PA.
   3. Insérez la doublure en silicone dans la rainure de la sonde d’écoulement PA et appliquez une couche supplémentaire de gel à ultrasons sur la doublure.
   4. Placez la sonde de débit PA sur le PA et acquérez des lectures de débit PA sur le débitmètre et l’interface d’acquisition de données.
      1. La mise en place de la sonde de débit PA peut provoquer une occlusion partielle de l’AP qui peut diminuer la précharge ventriculaire gauche et la pression artérielle moyenne. Portez une attention particulière à l’hémodynamique lors de l’acquisition du flux PA.
      2. Vérifiez sur l’écran du débitmètre pour vous assurer que l’intensité du signal de débit PA est de 5 bars. Si le compteur affiche moins de 5 bars, assurez-vous d’un contact adéquat entre la sonde de débit et le son principal. Appliquez un gel à ultrasons supplémentaire si nécessaire.
4. Compléter la dissection intra-péricardique du LPA et l’entourer d’un ruban ombilical.
   1. Utilisez un petit bâton d’éponge ou un mince rétracteur malléable pour la rétraction caudale de l’appendice auriculaire gauche.
      REMARQUE: L’exposition à la LPA est facilitée par la rétraction caudale de l’appendice auriculaire gauche, la rétraction céphalée de l’AP principale et la rétraction latérale du péricarde juste avant l’endroit où la LPA sort du péricarde.
5. Placez un occluseur vasculaire en silicone robuste autour du PA principal (Figure 2A, B, cercle). La taille de l’occluseur peut être ajustée en fonction du diamètre du PA; assurez-vous que l’ajustement est bien ajusté. Utilisez une suture de soie 0 sur une aiguille Keith pour fixer les extrémités de l’occluseur vasculaire avec un point en U. Une fois fixé autour de l’AP principal, faites glisser l’occluseur distalement le long de l’AP principal.
6. Entourer l’AP principale proximale d’un drain Penrose de 1/2 » pour faciliter la dissection et réserver de l’espace pour placer une sonde de débit lors d’une chirurgie de réopération ultérieure. Coupez le drain Penrose pour qu’il s’adapte lâchement autour du PA et fixez le Penrose à lui-même avec une suture Prolene 4-0 (Figure 2B).
7. Établissez une conduite de pression pour VR pour surveiller les pressions rv (Figure 2B, flèche blanche).
   1. Sélectionnez un emplacement pour la conduite de pression du VR dans le mur sans voie de sortie du VR. Placez une suture de cordon de bourse en polypropylène monofilament 5-0 avec des gages entourant l’emplacement sélectionné et installez un piège vasculaire. Faites les promesses de dons à partir d’un gant chirurgical stérile.
   2. Préparez la conduite de pression RV: coupez l’extrémité mâle du tube de pression stérile de 36 '' à un angle de 30 ° pour faciliter l’insertion à travers le myocarde. Utilisez une cravate en soie 2-0 pour marquer la conduite de pression à une profondeur optimale pour le placement dans le VR.
   3. À l’aide d’un scalpel à 11 lames, faites une petite cardiotomie dans le mur sans RVOT dans la suture de cordon de la bourse précédemment placée. Contrôlez les saignements par pression manuelle ou en resserrant le piège sur la suture du cordon de la bourse.
      REMARQUE: Obtenez une biopsie de base de la paroi libre du VR à cette étape en prélevant du tissu du VR dans la suture du cordon de la bourse. Ce site de biopsie peut alors servir de point d’entrée pour la conduite de pression du VR.
   4. Insérez et fixez l’extrémité coupée du tube de pression dans le conduit d’écoulement du VR (RVOT). Attachez le cordon de la bourse, puis fixez la cordon de la bourse au tube de pression pour fixer la conduite de pression.
8. Étendez le tube RVOT en connectant un tube de pression supplémentaire à la conduite de pression RVOT.
9. Remettez le tube de pression supplémentaire à une personne désignée non stérile pour le connecter à un transducteur de pression et surveiller la mesure de la pression de base du VR. Configurez le transducteur de pression comme suit.
   1. Connectez l’extrémité de luer mâle de l’ensemble d’administration IV à l’extrémité luer femelle du transducteur.
   2. Connectez l’extrémité femelle du tube de pression à l’extrémité luer mâle du transducteur.
   3. Piquez l’administration IV dans un sac salin héparinisé (2 UI / mL).
   4. Insérez le sac salin dans un sac à pression et pompez le sac sous pression à 250-300 mmHg comme indiqué sur la jauge.
   5. Amorcer complètement la ligne en libérant la vanne sur le transducteur, assurant ainsi un désaération approprié.
   6. Suivez les méthodes supplémentaires pour l’étalonnage du transducteur.
10. Après avoir soigneusement disséqué autour du LPA, encerclez-le avec un ruban ombilical. Ligaturez le LPA en attachant le ruban ombilical. Notez la réponse hémodynamique de l’animal à la ligature si elle est pertinente pour l’étude. Augmenter la ventilation minute pour compenser l’augmentation de la ventilation des espaces morts créée lors de la ligature LPA. Ces ajustements du ventilateur atténuent l’acidose respiratoire.
11. Injectez lentement jusqu’à 3 mL de solution saline dans l’occluseur PA principal pour s’assurer qu’il n’y a pas de fuite tout en surveillant la pression RVOT de la conduite de pression RVOT. Une fois la réponse du VR confirmée, retirez la solution saline instillée.
12. Sortez la conduite de pression RVOT et le tube d’occluseur PA de la poitrine un espace intercostal sous l’incision de thoracotomie.
13. Formez deux poches sous-dermiques le long de la couche fasciale sur le dos gauche du mouton aussi loin postérieurement vers la colonne vertébrale que possible dans le champ stérile. Ceux-ci servent de sites pour les ports à demeure (Figure 2C).
14. À l’aide d’un extracteur de tube thoracique, tunneliser la conduite de pression RVOT et le tube d’occlusion de l’incision thoracique vers les sites d’orifice dorsal gauche.
15. Fixez à la fois le tube d’occlusion et la conduite de pression rv aux connexions de barbe du port. Ancrez l’occluseur et le tube de pression autour des connecteurs de port avec des attaches supplémentaires. Utilisez le raccord de connecteur barbelé fourni pour protéger la connexion (Figure 1C). Placez les orifices dans les poches sous-dermiques préformées.
16. Ancrez les orifices à trois endroits autour de son bord au fascia sous-jacent avec 3-0 sutures en polypropylène pour empêcher la migration du port. Réapproximer le tissu sous-cutané, le derme et la peau en couches avec des sutures de polyglactine 910. Reconfirmer les lectures de pression grâce à l’accès percutané des ports. Rincer l’orifice RVOT avec 5 mL (1000 UI/mL, 5000 unités) d’héparine sodique.
17. Placez un tube thoracique de 16 Français dans la cavité pleurale gauche à travers une incision séparée, fixez-le à la peau, puis connectez-le à une unité de drainage du tube thoracique fermé à une pression de -20 cm · _H2O. Placez un point en U non lié autour du tube pour faciliter la fermeture après le retrait du tube thoracique.
18. Administrer un bloc nerveux intercostal (0,5-1 mg / kg de bupivacaïne) pour l’analgésie postopératoire.
19. Fermez la thoracotomie avec des sutures en polyglactine 910 en figure de huit, #2. Fermez la couche musculaire pectorale avec la polyglactine 910 #0. Fermez le tissu sous-cutané en couches de sutures de polyglactine 910 #2-0 et agrafez la peau.
20. Repositionnez l’animal sur la position couchée dorsale, retirez la sonde orogastrique, puis arrêtez l’isoflurane.
21. Poursuivre la ventilation mécanique et les soins de soutien jusqu’à ce que le pH du sang artériel > 7,35 et que le _pCO2 < 55 mmHg.
22. Extuber une fois que l’animal respire spontanément, lève la tête et mâche le tube endotrachéal. Retirez le tube thoracique avant la récupération complète de l’anesthésie. Attachez le point en U pour fermer l’incision du tube thoracique.
23. Transférez l’animal dans sa cage tout en surveillant sa récupération de l’anesthésie. S’assurer que l’oxygène supplémentaire (3-5 L/min par masque facial) est disponible en tout temps pendant que le mouton reste immobile. Surveillez les signes vitaux toutes les heures pendant les 4 premières heures, toutes les 8 heures pendant les 24 heures suivantes et une fois par jour par la suite.

5. Récupération postopératoire

1. Surveiller quotidiennement les sites d’implantation de la thoracotomie et du port pour détecter tout signe d’infection. Administrer un antibiotique à action prolongée (ceftiofur, 5 mg / kg par voie intramusculaire) dans les 24 heures suivant la procédure et tous les 3-4 jours après cela pendant 1 semaine.
2. Continuer le patch de fentanyl postopératoire pendant un total de 72 h. Après cela, fournir une analgésie supplémentaire (par exemple, méloxicam, 1 mg / kg une fois par jour par voie intramusculaire) si l’animal continue de montrer des signes de douleur (c.-à-d. grincement des dents, fréquence cardiaque élevée).
3. Retirez les sutures externes et les agrafes de la peau 10 à 14 jours après la chirurgie ou selon les recommandations du personnel vétérinaire.
4. Assurer la protection du site portuaire contre le frottement ou le grattage des sites portuaires contre les structures environnantes à l’aide d’un pansement tubulaire (figure 2D).

6. Baguage chronique de l’AP (9 à 10 semaines)

1. Transférez les moutons dans un petit enclos. Cisaillez l’excès de laine autour des orifices implantés.
2. Nettoyez les zones rasées avec de l’alcool isopropylique à 70%. Appliquer un spray topique de lidocaïne pour l’anesthésie locale.
3. Préparez deux transducteurs de pression pour surveiller les pressions des vr et des brassards d’occlusion (figure 3A).
   1. Pour les deux transducteurs : Connectez l’extrémité femelle du tube de pression (36 po ou plus) à l’extrémité mâle du transducteur. Connectez l’extrémité mâle du tube de pression à l’une des connexions luer femelles sur un robinet d’arrêt à trois voies. Enfin, connectez une aiguille Huber de 22 G à l’extrémité mâle de ce robinet d’arrêt à trois voies.
   2. Pour le transducteur de pression RV : Accrochez un sac salin héparinisé (2 UI/mL), perforez le sac avec l’ensemble d’administration IV et connectez la connexion mâle luer de l’ensemble d’administration IV à la connexion femelle luer du transducteur de pression RV. Ensuite, pressurisez le sac salin (par exemple, sac sous pression).
   3. Pour le transducteur d’occlusion : Amorcez complètement le transducteur et le tube de pression. Placez un capuchon de luer mâle sur l’extrémité femelle du transducteur de pression pour empêcher le liquide du brassard de s’écouler vers le transducteur.
   4. Connectez les deux transducteurs au matériel d’acquisition de données à l’aide d’un câble ou d’un adaptateur approprié.
4. Calibrer les transducteurs comme spécifié dans le fichier supplémentaire 1.
5. Cliquez sur Démarrer en haut à droite de la fenêtre du logiciel pour commencer à enregistrer le logiciel d’acquisition de données afin de capturer les formes d’onde de pression du brassard RV et PA à 400 Hz.
6. Demandez à un assistant de surveiller légèrement l’animal avant l’accès au port. Insérez l’aiguille Huber du transducteur de pression RV vers l’orifice RV. Fixez une seringue de 10 mL au robinet d’arrêt à trois voies et essayez de réinjecter du sang dans la seringue à partir de l’orifice RV (Figure 3B).
   1. S’il est difficile de retirer la seringue, injectez d’abord 5 à 10 ml de solution saline dans le port RV pour déloger la source d’occlusion.
   2. Si le colmatage persiste, instillez 2 mg d’activateur tissulaire du plasminogène (tPA) dans le port en tant qu’agent fibrinolytique et laissez-le toute la nuit. Vérifiez le lendemain pour aspirer le tPA.
7. Une fois la conduite de pression du VR établie, connectez l’aiguille Huber du transducteur de brassard PA.
8. Saisir les valeurs de départ des pressions des brassards RV et PA (Figure 3C). Notez tout changement radical par rapport aux lectures précédentes.
   1. Si le brassard PA et/ou la pression du VR ont considérablement baissé par rapport à la lecture précédente, cela peut être un signe que le brassard PA fuit.
   2. Observez un autre signe évident de fuite du brassard PA en étudiant la forme d’onde du brassard PA. Si la pression moyenne du brassard PA baisse à un rythme perceptible, il y a de fortes chances que le brassard fuie.
      REMARQUE: Vérifiez à nouveau que toutes les connexions de luer sur le transducteur de pression, le tube et le robinet d’arrêt sont serrées. La teneur en fluide hautement pressurisée du brassard PA peut refluer et s’échapper des connexions lâches.
      1. Si le brassard PA fuit, déterminez l’étendue de la fuite. Si le taux de fuite est lent, une stratégie de baguage plus fréquente peut surmonter la fuite pour rendre le modèle de la maladie toujours efficace.
9. Injectez lentement une solution saline hypertonique à 3% dans l’orifice de l’occluseur tout en faisant attention aux pressions du VR et du brassard.
   1. Ajuster la quantité d’injection en fonction de la gravité souhaitée de la maladie de pH et du phénotype de VR. Une augmentation hebdomadaire de la pression du brassard de 100 à 150 mmHg est un objectif raisonnable pour développer un phénotype de VR compensateur adaptatif.
   2. Des augmentations plus rapides de la pression du brassard (>250 mmHg par semaine) produiront probablement un phénotype de VR décompétrant.
10. Une fois que le brassard PA est gonflé à la quantité souhaitée, retirez l’aiguille Huber de l’orifice du brassard.
11. Procurez-vous un échantillon de sang à partir du port RV.
    1. Aspirer 10 mL de sang hors de l’orifice du VR de manière stérile et réserver.
    2. Placez une nouvelle seringue à la place de la seringue d’aspiration et aspirez autant de sang que nécessaire sans dépasser la limite hebdomadaire de prélèvement sanguin de 7,5% du volume sanguin total.
    3. Reconnectez la seringue d’origine avec du sang aspiré et retournez-la par le port RV.
    4. Tirez sur le levier de soupape du transducteur de pression pour rincer la solution saline héparinisée du sac salin dans le port RV. Continuez à rincer jusqu’à ce que toute la ligne devienne claire et incolore.
12. Rincez le port RV avec 10 mL de solution saline. Ensuite, rincez davantage l’orifice avec 5 mL de 1000 U/mL d’héparine sodique.
13. Répétez les étapes 6.1 à 6.12 tous les 1 à 4 jours pendant 9 à 10 semaines.

Résultats

Un groupe représentatif de 12 moutons est utilisé pour montrer l’efficacité de ce modèle pour développer divers degrés de PH-RVF. Chez ces moutons, la pression moyenne du brassard PA est passée de 32 ± 20 mmHg à la semaine 1 à 1002 ± 429 mmHg à la semaine 9. Cela a entraîné une augmentation de la moyenne rv et des pressions systoliques de 28 ± 5 et 57 ± 7 mmHg à la semaine 1, respectivement, à 44 ± 7 et 93 ± 18 mmHg à la semaine 9. De plus, le profil de pression du brassard PA a été superposé à...

Discussion

Le modèle PH-RVF présenté peut induire de manière fiable différents niveaux de gravité de la maladie pour correspondre aux objectifs de l’enquête. Deux approches différentes sont utilisées en combinaison pour induire ce modèle de maladie. Tout d’abord, la ligature LPA sert à augmenter la résistance vasculaire pulmonaire et à diminuer la capacité ^PA11,12, établissant ainsi le point de départ du modèle chronique à un état de post-charge RV d?...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9% Sodium Chloride Irrigation Pour Bottle by Baxter Healthcare, 1000 mL	Medline	BHL2F7124	Surgical Disposable
0.25% Bupivacaine	Hospira Inc	0409-1160-18	Medication, Intra-Operative
0.9% Normal Saline, 1000 mL	Baxter Healthcare Corp	0338-0049-04	Medication, Intra-Operative
0.9% Normal Saline, 500 mL	Baxter Healthcare Corp.,	0338-0049-03	Medication, Chronic PH
16 mm Heavy Duty Occluder with actuating tubing	Access Technologies	OC-16HD	Surgical Disposable
3-mL Skin Prep Applicator	Medline	MDF260400	Surgical Disposable
70% isopropyl alcohol prep pads	Medline	MDS090670	Disposable, Chronic PH
Adhesive bandage tape	Patterson Veterinary		Disposable, Chronic PH
Adson forceps	V. Mueller	NL1400	Surgical Instrument
Allis tissue forceps	V. Mueller	CH1560	Surgical Instrument
Aortic clamp, straight (bainbridge forceps)	V. Mueller	SU6001	Surgical Instrument
Backhaus towel forceps	V. Mueller	SU2900	Surgical Instrument
Bags, Infusion: Nonsterile Novaplus Infusion Bag, 500 mL	Medline	TCV4005H	Disposable, Chronic PH
Berry sternal needle holder	V. Mueller	CH2540	Surgical Instrument
Blades, Electrode: Electrode Blade, 6.5", with 0.24 cm Shaft	Medline	VALE15516	Surgical Disposable
Blades: Stainless-Steel Sterile Surgical Blade, Size #10	Medline	B-D371210	Surgical Disposable
Blades: Stainless-Steel Sterile Surgical Blade, Size #11	Medline	B-D371211	Surgical Disposable
Blades: Stainless-Steel Sterile Surgical Blade, Size #15	Medline	B-D371215	Surgical Disposable
BNC Male to BNC Male Cable	Digi-Key	415-0198-036	Equipment
Castroviejo needle holder	V. Mueller	CH8589	Surgical Instrument
Cefazolin	Apotex Corp	60505-6142-0	Medication, Intra-Operative
Ceftiofur Crystalline Free Acid	Zoetis Inc	54771-5223-1	Medication, Post-Operative
Chest Drain, with Dry Suction, Adult-Pediatric	Medline	DEKA6000LFH	Surgical Disposable
Chest tube passer	V. Mueller	CH04189	Surgical Instrument
COnfidence Flowprobes for Research (PAU-Series)	Transonic	24PAU	Equipment, Perivascular Flow Probe
Cooley tangential occlusion clamp	V. Mueller	CH6572	Surgical Instrument
Data Acquisition Hardware	ADInstruments	PowerLab 16/30	Equipment
DeBakey Aorta clamp	V. Mueller	CH7247	Surgical Instrument
DeBakey multi-purpose clamp	V. Mueller	CH7276	Surgical Instrument
Debakey tissue forceps, 12’’	V. Mueller	CH5906	Surgical Instrument
Debakey vascular tissue forceps 7 3/4’’	V. Mueller	CH5902	Surgical Instrument
Debakey vascular tissue forceps, 9’’	V. Mueller	CH5904	Surgical Instrument
Electrosurgical Generator	Covidien	Force FX-C	Equipment
Endotracheal Tube, 10mm	Patterson Veterinary	07-882-9008	Surgical Disposable
Enrofloxacin	Norbrook Laboratories Limited	55529-152-05	Medication, Intra-Operative
Fentanyl Transdermal Patch	Apotex Corp	60505-7007-2	Medication, Pre-Operative
Ferris smith tissue forceps	V. Mueller	SU2510	Surgical Instrument
Finochietto rib spreaders, large	V. Mueller	CH1220-1	Surgical Instrument
Finochietto rib spreaders, medium	V. Mueller	CH1215-1	Surgical Instrument
Flexsteel ribbon retractor, 1” x 13”	V. Mueller	SU3340	Surgical Instrument
Flexsteel ribbon retractor, 2” x 13”	V. Mueller	SU3346	Surgical Instrument
Foerster sponge forceps, curved	V. Mueller	GL660	Surgical Instrument
Gauze Sponges: Sterile X-ray Compatible Gauze Sponges, 16-Ply, 4" x 4"	Medline	PRM21430LFH	Surgical Disposable
Gerald-DeBakey forceps	V. Mueller	CH04242	Surgical Instrument
Glassman Allis	V. Mueller	SU6152	Surgical Instrument
Halsted mosquito forceps	V. Mueller	SU2702	Surgical Instrument
Harken clamp	V. Mueller	CH6462	Surgical Instrument
Heat Therapy Pump	Gaymar/Stryker	TP-400	Equipment
Heparin	Fresenius Kabi,	63323-540-31	Medication, Chronic PH
Hospira Primary IV Sets, 80"	Patterson Veterinary	07-835-0123	Surgical Disposable
Hypertonic saline 3%	Baxter Healthcare Corp.,	0338-0054-03	Medication, Chronic PH
Hypodermic Needle with Bevel and Regular Wall, 20 G x 1"	Medline	B-D305175Z	Disposable, Chronic PH
Interface Cable, Edwards LifeScience Transducer to ADInstruments  Bridge Amplifier	Fogg System	0395-2434	Equipment
Intravenous Infusion Pump	Heska	Vet/IV 2.2 Infusion Pump	Equipment
Isoflurane	Patterson Veterinary	14043-704-06	Medication, Pre-Operative
Kantrowitz thoracic clamp, 9-1/2”	V. Mueller	CH1722	Surgical Instrument
Kelly hemostats	V. Mueller	88-0314	Surgical Instrument
Lidocaine HCl, 2.46%	PRN Pharmacal,	49427-434-04	Medication, Chronic PH
Ligaclip Multiple-Clip Appliers by Ethicon	Medline	ETHMCS20	Surgical Disposable
Loop, Vessel, Mini, Red, 2/pk, Sterile	Medline	DYNJVL12	Surgical Disposable
Lorna non-perforating towel forceps	V. Mueller	SU2937	Surgical Instrument
Mayo dissecting scissors, curved	V. Mueller	SU1826	Surgical Instrument
Mayo dissecting scissors, straight	V. Mueller	SU1821	Surgical Instrument
Medipore Dress-It Pre-Cut Dressing Covers by 3M	Medline	MMM2955Z	Surgical Disposable
Meloxicam	Patterson Veterinary	14043-909-10	Medication, Post-Operative
Mixter thoracic forceps, 9”	V. Mueller	CH1730-003	Surgical Instrument
Mosquito hemostats	V. Mueller	88-0301	Surgical Instrument
Multi-Channel Research Consoles	Transonic	T402/T403	Equipment, Perivascular Flow Meter
Multi-Lumen Central Venous Catheterization Kits	Medline	ARW45703XP1AH	Surgical Disposable
Multi-Parameter Vital Signs Monitor	Smiths Medical	SurgiVet Advisor 3	Equipment
Needles: Hypodermic Needle with Regular Bevel, Sterile, 18 G x 1.5"	Medline	B-D305185Z	Surgical Disposable
No. 3 knife handle	V. Mueller	SU1403-001	Surgical Instrument
No. 7 knife handle	V. Mueller	SU1407	Surgical Instrument
Non-Vented Male Luer Cap	Qosina	13614	Disposable, Chronic PH
Octal Bridge Amplifier	ADInstruments	FE228	Equipment
Ophthalmic Ointment	Akorn Animal Health	59399-162-35	Medication, Pre-Operative
Penrose Tubing, 6 mm x 46 cm, 11 mm Flat	Medline	SWD514604H	Surgical Disposable
Perma-Hand Black Braided Silk:  2-0 SH Taperpoint Needle, Control Release, 30"	Medline	ETHD8552	Surgical Disposable
Perma-Hand Suture, Black Braided, Size 0, 6 x 30”	Medline	ETHA306H	Surgical Disposable
Perma-Hand Suture, Black Braided, Size 4-0, 12 x 30"	Medline	ETHA303H	Surgical Disposable
Phenylephrine	West-Ward	0641-6142-25	Medication, Intra-Operative
Polyhesive Cordless Patient Return Electrodes, Adult	Medline	SWDE7509	Surgical Disposable
Port-A-Cath Huber Needle, Straight, 22 G x 1-1/2"	Medline	AAKM21200724	Disposable, Chronic PH
PROLENE Monofilament Suture, Blue, Size 4-0, 36", Double Arm, RB-1 Needle	Medline	ETHD7143	Surgical Disposable
PROLENE Polypropylene Monofilament Suture, Blue, Double-Armed, RB-1 Needle, Size 5-0, 24"	Medline	ETH8555H	Surgical Disposable
Regional Block Needles, 22-gauge	Medline	B-D408348Z	Surgical Disposable
Schnidt tonsil artery forceps	V. Mueller	M01700	Surgical Instrument
Skin staple extractor	Medline	CND3031	Disposable, Chronic PH
Skin stapler 35 wide, with counter	Medline	STAPLER35W	Surgical Disposable
Sphygmomanometer	Medline		Equipment
Sponge bowl	V. Mueller	GE-75	Surgical Instrument
Sponge, Lap: X-Ray Detectable Sterile Lap Sponge, 18" x 18", 5/Pack	Medline	MDS241518HH	Surgical Disposable
Sponge, Peanut: X-Ray Detectable Sterile Peanut Sponge, Small, 3/8"	Medline	MDS72038	Surgical Disposable
Sterile Disposable Deluxe OR Towel, Blue, 17'' x 27'', 2/Pack	Medline	MDT2168202	Surgical Disposable
Sterile Luer-Lock Syringe, 3 mL	Medline	SYR103010Z	Disposable, Chronic PH
Sterile Luer-Lock Syringe, 5 mL	Medline	SYR105010Z	Disposable, Chronic PH
Sterile Surgical Equipment Probe Covers	Medline	DYNJE5930	Surgical Disposable
Stopcock: 3-Way Stopcock with Handle in OFF Position, Rotating Adaptor Male Collar Fitting, 45 PSI	Medline	DYNJSC301	Surgical Disposable
Stopcock: 3-Way Stopcock with Handle in OFF Position, Rotating Adaptor Male Collar Fitting, 45 PSI	Medline	DYNJSC301	Disposable, Chronic PH
Subcutaneous Port with 5-French Connector and Blue Boot	Access Technologies	CP2AC-5NC	Surgical Disposable
Super cut metzenbaum dissecting scissors	V. Mueller	CH2032-S	Surgical Instrument
Super cut nelson-metzenbaum dissecting scissors	V. Mueller	CH2025-S	Surgical Instrument
Syringes: Sterile Luer-Lock Syringe, 10 mL	Medline	SYR110010Z	Surgical Disposable
Thoracic Catheter, Straight, 28 Fr x 20"	Medline	SWD570549H	Surgical Disposable
Three-quarter surgical drape	Medline	DYNJP2414H	Surgical Disposable
Tiletamine + Zolazepam	Zoetis Inc	54771-9050-1	Medication, Pre-Operative
TourniKwik Tourniquet Set with Four 7.5" Bronze-Colored Tubes and 1 Snare, 12 French	Medline	CVR79013	Surgical Disposable
Transducer clip	Edwards LifeScience	TCLIP05	Equipment
Trigger Aneroid Gauge (Sphygmomanometer)	Patterson Veterinary	07-815-0464	Equipment
TruWave Disposable Pressure Transducer Kits by Edwards Lifesciences	Medline	VSYPX260	Surgical Disposable and Chronic PH
TS420 Perivascular Flow Module	Transonic	TS420	Equipment, Perivascular Flow Meter
Tubing, Suction: Sterile Universal Suction Tubing with Straight Ribbed Connectors, 1/4" x 12'	Medline	OR612	Surgical Disposable
Tubing: Pressure Monitoring Tubing with Fixed Male Luer Lock and Female Fitting, Low Pressure, 72" L	Medline	DYNJPMTBG72MF	Surgical Disposable
Tubing: Pressure Monitoring Tubing with Fixed Male Luer Lock and Female Fitting, Low Pressure, 72" L	Medline	DYNJPMTBG72MF	Disposable, Chronic PH
Tubular Elastic Dressing Retainer	Medline	DERGL711	Disposable, Chronic PH
Tuffier rib retractor	V. Mueller	CD1101	Surgical Instrument
Tygon E-3603 Flexible Tubings	Fisher Scientific	14-171-227	Surgical Disposable
U.S.A retractor	V. Mueller	SU3660	Surgical Instrument
Umbilical Tape, Cotton, 3-Strand, 1/8 x 36"	Medline	ETHU12TH	Surgical Disposable
Valleylab Button Switch Pencil	Medline	VALE2516H	Surgical Disposable
Vanderbilt deep vessel forceps	V. Mueller	CH1687	Surgical Instrument
Veterinary Anesthesia Machine	Midmark	Matrx VMC	Equipment
Veterinary Anesthesia Ventilator	Hallowell EMC	Model 2000	Equipment
Vicryl: Undyed Coated Vicryl 0 CT-1 36" Suture	Medline	ETHVCP946H	Surgical Disposable
Vicryl: Undyed Coated Vicryl 2 TP-1 Taper 54" Suture	Medline	ETHVCP880T	Surgical Disposable
Vicryl: Undyed Coated Vicryl 2-0 CT-1 18" Suture	Medline	ETHVCP739D	Surgical Disposable
Vital crile-wood needle holder, 10-3/8”	V. Mueller	CH2427	Surgical Instrument
Vital mayo-hegar needle holder, 7-1/4”	V. Mueller	CH2417	Surgical Instrument
Vital metzenbaum dissecting scissors, 14’’	V. Mueller	CH2009	Surgical Instrument
Vital metzenbaum dissecting scissors, 9”	V. Mueller	CH2006	Surgical Instrument
Vital ryder needle holder, 9”	V. Mueller	CH2510	Surgical Instrument
Yankauer, Bulb Tip: Sterile Rigid Yankauer with Bulb Tip, No Vent	Medline	DYND50130	Surgical Disposable