Orchidectomie murine et ovarictomie pour réduire la production d’hormones sexuelles

Résumé

Ce manuscrit décrit une façon cohérente d’effectuer rapidement des orchiectomies et des ovariectomies de rongeurs de survie.

Résumé

La signalisation des hormones sexuelles joue un rôle essentiel dans plusieurs systèmes d’organes ainsi que dans la progression de diverses maladies, y compris les maladies neurodégénératives. La manipulation des niveaux d’hormones sexuelles dans le système modèle murin permet d’étudier leur impact sur les organes/tissus et dans la progression de la maladie. L’orchidectomie - l’ablation chirurgicale des testicules - et l’ovariectomie - l’ablation chirurgicale des ovaires - fournissent une méthode pour épuiser les hormones sexuelles endogènes afin que les niveaux d’hormones précis puissent être fournis par des médicaments ou d’autres méthodes d’administration. Ici, nous fournissons des méthodes rapides et peu invasives pour l’orchidectomie et l’ovariectomie dans le système modèle murin pour la réduction des hormones sexuelles. Ce protocole détaille la préparation chirurgicale et l’excision des testicules à travers le sac scrotal, et l’excision des ovaires par deux incisions dans le dos latéral droit et gauche.

Introduction

Les testicules et les ovaires sont les principaux organes responsables de la production d’hormones sexuelles. La cascade de communication hormonale conduisant à la production de testostérone et d’œstrogènes est un processus bien caractérisé qui commence dans l’hypothalamus avec la libération de l’hormone de libération des gonadotrophines (GnRH)¹. La libération de GnRH provoque la libération de l’hormone lutéinisante (LH) et de l’hormone folliculo-stimulante (FSH) par l’hypophyse. Lorsque ces hormones pénètrent dans la circulation sanguine, elles affectent ensuite d’autres tissus du corps. La cible principale de la LH est les testicules (chez les hommes) et les ovaires (chez les femmes)². En réponse à la LH, les testicules produisent et libèrent de la testostérone³. De même, les ovaires produisent de l’œstrogène⁴. Bien que les effets escomptés de ces hormones soient de préparer les cellules et le corps à la fécondation et d’assurer le bon fonctionnement du système reproducteur, de nombreux autres systèmes corporels peuvent être affectés.

Les hormones sexuelles ont été associées à plusieurs fonctions physiologiques. Par exemple, l’œstrogène aide à maintenir l’homéostasie osseuse en empêchant la résorption de l’os par les ostéoclastes. Pour cette raison, des modèles murins ovariectomisés peuvent être utilisés pour étudier la physiologie des maladies osseuses telles que l’ostéoporose ^5,6,7. La testostérone et les œstrogènes sont également des cibles de recherche pour de nombreuses maladies cardiovasculaires et neurodégénératives. Récemment, une production élevée de testostérone associée à un régime riche en graisses a été liée au stress oxydatif vasculaire⁸. Dans le cerveau, les modifications de la LH après une ovariectomie ont provoqué des altérations de la mémoire spatiale⁹. La réduction des œstrogènes après une ovariectomie est également devenue un système modèle pour l’étude de la mort cellulaire dans l’hippocampe, car cela peut induire l’apoptose, entraînant des déficits de mémoire¹⁰. La testostérone a également montré un rôle dans la croissance des reins à la fois chez la souris et chez l’homme après une transplantation rénale¹¹.

La création d’un modèle murin privé d’hormones permet d’étudier les hormones sexuelles et leurs cascades hormonales sur diverses maladies ou tissus. Cela peut être accompli par l’ablation chirurgicale des testicules (orchidectomie) ou des ovaires (ovariectomie). Cette procédure peut être effectuée chez des souris de n’importe quelle souche lorsqu’elles sont aussi jeunes que l’âge du sevrage (vingt et un jours) ou à tout âge adulte. L’ovavariectomie est pratiquée chez les souris femelles, tandis que l’orchidectomie est pratiquée chez les souris mâles. En enlevant ces organes, les niveaux d’œstrogène et de testostérone, et bon nombre de leurs dérivés, tels que la progestérone, peuvent être^{considérablement réduits.} Le processus d’orchiectomie ou d’ovariectomie chez la souris peut être rapide et peu invasif avec la technique appropriée. L’excision rapide de ces organes de manière sûre et efficace peut permettre un traitement chirurgical rapide tout en maintenant un nombre minimal de souris en ayant un taux de survie de 100% lorsqu’il est effectué correctement. Ici, nous détaillons un protocole d’exérèse rapide des testicules et des ovaires et démontrons le suivi post-chirurgical approprié pour permettre aux chercheurs d’effectuer cette chirurgie rapidement et en toute sécurité. Nous incluons également des exemples visuels des organes sexuels et des tissus environnants pour fournir au chirurgien des repères anatomiques lors de l’exécution de cette procédure.

Protocole

Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’UTSW (APN#2019-102840).

1. Orchidectomie murine

1. Préparez un champ de travail aseptique et assurez-vous que les instruments chirurgicaux nécessaires ont été stérilisés et sont facilement accessibles. Suivez les pratiques aseptiques pour la chirurgie de survie des rongeurs.
2. Enregistrez le poids de la souris mâle et administrez la méthode d’anesthésie préférée conformément aux directives de l’établissement. Dans ce protocole, 2 % d’isoflurane ont été administrés via un vaporisateur de précision pour maintenir l’anesthésie. Avant l’intervention, administrez des analgésiques conformément aux directives de l’établissement. Dans ce protocole, 1,0 mg/kg de buprénorphine SR et 5 mg/kg de méloxicam ont été administrés par voie sous-cutanée.
3. Une fois que la souris est sous anesthésie, couvrez les yeux de l’animal avec un gel lubrifiant pour les yeux afin d’éviter la formation de lésions oculaires, d’une dessiccation cornéenne ou d’un ulcère.
4. Avant de procéder, assurez-vous que le plan d’anesthésie est approprié en effectuant un test de réponse au pincement des orteils.
5. Préparez la zone chirurgicale de l’animal avant de le placer sur le champ chirurgical aseptique et drapé.
   1. Ensuite, rasez les zones inguinale et scrotale de la souris à l’aide d’une paire de tondeuses.
      REMARQUE : Le rasage du bas-ventre supérieur au pénis permettra une meilleure visualisation pendant la chirurgie.
   2. À l’aide d’un applicateur collé en coton, appliquez une fine couche de crème dépilatoire (voir le tableau des matériaux) sur la peau de l’animal, en couvrant le scrotum et la zone environnante qui vient d’être rasée. Attendez 30 s et retirez la crème avec un morceau de gaze propre.
   3. Utilisez des éponges de gaze imbibées d’éthanol à 70 % pour essuyer la crème et les cheveux restants de la zone.
      REMARQUE : 70% d’éthanol dans cette étape est pour aider à l’élimination complète de la crème dépilatoire. La préparation antiseptique du site chirurgical est effectuée à l’étape 1.8.
6. Transférez la souris dans la zone chirurgicale et assurez-vous qu’une source de chaleur est disponible pour maintenir la température corporelle de l’animal pendant l’opération. Placez l’animal en décubitus dorsal sur un champ chirurgical et utilisez du ruban adhésif souple pour faire adhérer les pattes de la souris au tapis chirurgical.
7. Si les testicules remontent dans l’abdomen, palpez soigneusement l’abdomen pour faire descendre les testicules. Utilisez une main gantée pour appliquer une légère pression roulante vers le bas sur l’abdomen.
   REMARQUE : Il est plus facile d’effectuer cette chirurgie sous une lunette de dissection ou à l’aide d’une paire de loupes pour un grossissement accru. Si vous effectuez cette opération sous une lunette de dissection, prenez un moment pour positionner le scrotum de la souris sous le champ visuel de la lunette. Un ruban adhésif souple peut être utilisé pour coller les pattes ou l’abdomen de la souris au champ chirurgical afin de s’assurer qu’il reste dans le bon emplacement.
8. Frottez la peau avec un gommage chirurgical à la bétadine (ou un gommage antiseptique similaire à la préparation de la peau), suivi d’un gommage à l’alcool à 70 % au moins trois fois pour assurer une bonne désinfection de la peau. Pour chaque gommage, frottez dans un mouvement radial vers l’extérieur, de sorte que le milieu du site d’incision soit frotté en premier et se terminant par le bord extérieur de la zone chirurgicale rasée en dernier.
9. À ce moment-là, mettez des gants chirurgicaux stériles. Pour les étapes suivantes de la procédure, utilisez des techniques aseptiques. Couvrez la souris avec un champ chirurgical stérile avec une petite incision (coupée à environ 0,5 à 1 pouce carré pour s’adapter au site chirurgical) sur l’animal pour couvrir le corps dans le matériau du drapeau.
10. Créez une incision médiane ventrale dans le scrotum d’environ 1 cm à 1,5 cm de longueur à l’aide d’une lame de scalpel chirurgical ou d’instruments similaires en suivant les directives approuvées par l’établissement en matière de bien-être animal.
11. En saisissant le bord coupé de la peau, utilisez un instrument à pointe émoussée pour séparer la peau du tissu inférieur. Prenez le temps de le faire sur les bords latéraux, supérieurs et inférieurs de l’incision.
12. Isolez un testicule à l’aide de la spatule et de la pince pour déplacer l’incision dans la peau afin qu’elle soit centrée sur l’un des testicules. Si cela est difficile, revenez à 1.11 et séparez davantage la peau des couches inférieures.
13. Prenez une paire de pinces courbées et placez-les de chaque côté du testicule. Appliquez une légère pression vers le bas pour extérioriser le testicule. Saisissez la fine couche transparente de muscle qui se trouve au-dessus du testicule à l’aide d’une pince. C’est le muscle crémaster. La vérification de la bonne couche musculaire se fait en observant cette couche et sa circulation, en se déplaçant indépendamment du testicule situé en dessous.
    REMARQUE : L’identification du bon tissu est confirmée par sa transparence et sa capacité à se déplacer indépendamment des tissus sous-jacents.
    1. Manipulez le tissu musculaire à l’aide d’une pince jusqu’à ce que l’apex du muscle soit saisi. Il devrait s’agir de la partie la plus basse, avec les testicules et l’épididyme de la caudale situés en dessous.
14. Saisissez le muscle crémaster avec des pinces et éloignez-vous doucement des testicules et de l’épididyme. Faites une incision de 0,5 cm à travers le muscle crémaster du premier testicule à son sommet à l’aide d’une petite paire de ciseaux à ressort Vannas.
15. Placez une pince de verrouillage sur le bord postérieur du muscle crémaster coupé. Utilisez une paire d’hémostatiques étroits ou une paire de porte-aiguilles micro verrouillables. Une fois le tissu serré, posez doucement l’instrument sur le côté latéral de la souris pour maintenir le tissu serré pendant les étapes procédurales suivantes.
16. Utilisez une pince pour saisir le bord supérieur de l’incision pratiquée à l’étape 1.14. Pendant que les deux extrémités du muscle crémaster sont rétractées, utilisez une autre paire de pinces pour atteindre l’intérieur de la cavité et saisir doucement le testicule.
    1. Tirez-le vers l’extérieur à travers le trou dans le muscle. Veillez à surveiller tout signe de vaisseaux sanguins entaillés et de sang dans le champ chirurgical.
    2. Le testicule, l’épididyme, le cordon spermatique attaché et le vaisseau sanguin seront apparents lorsque les tissus seront correctement extériorisés.
    3. Près de l’extrémité caudale-dorsale de l’épididyme et du testicule, il y a un point d’attache fibreux du testicule au muscle crémaster. Roulez le tissu extériorisé latéralement pour localiser ce point d’insertion. Coupez-le pour éviter d’endommager le muscle et permettre un isolement et une visualisation plus poussés des tissus. Utilisez deux paires de pinces pour effectuer une technique de serrage et de déchirure.
17. Recherchez le tissu adipeux autour du testicule à partir du coussinet adipeux inguinal. Utilisez une paire de pinces pour saisir le coussinet adipeux et tirez doucement pour l’extérioriser.
    1. Ne saisissez pas le vaisseau sanguin qui se déplace le long du coussinet adipeux, car tirer dessus peut entraîner une hémorragie.
18. Localisez le cordon spermatique, les vaisseaux sanguins et le coussinet adipeux restant qui se trouve à proximité des tissus extériorisés et utilisez une paire d’hémostatiques pour le serrer. Tout en maintenant une légère tension sur le testicule distal, cautérisez le cordon spermatique et les vaisseaux sanguins distaux à la pince hémostatique.
    1. Une fois terminé, relâchez lentement la pince proximale à l’extrémité cautérisée et vérifiez s’il y a des signes de saignement. Le cas échéant, répétez cette étape. Il est utile d’utiliser une paire de pinces pour maintenir une légère tension sur l’extrémité distale du tissu cautérisé.
19. Laissez le moignon sectionné du cordon spermatique se rétracter dans le corps. Saisissez les deux extrémités coupées du muscle crémaster et rapprochez-les. Évaluez la taille de la coupure dans le tissu et fermez le tissu à l’aide de sutures résorbables 4-0 ou 5-0. Selon la taille de l’incision, 1 ou 2 sutures seront nécessaires. Coupez les extrémités de la suture à 0,5 cm à l’aide de ciseaux de suture.
20. Répétez les étapes 1.13-1.20 de l’autre côté du scrotum pour retirer le deuxième testicule.
21. Préparez-vous à fermer l’incision cutanée.
    1. Assurer une bonne hémostase des deux moignons tissulaires. Une mauvaise hémostase entraînera des saignements résiduels dans le champ chirurgical. Si cela se produit, localisez le saignement et cautérisez. Ceci est évité par une manipulation lente et soigneuse des tissus avec des instruments contondants.
    2. Si du sang est vu dans le champ chirurgical, utilisez un applicateur stérilisé à embout de coton pour sécher la zone afin d’améliorer la visualisation. Utilisez une seringue pour faire couler une solution saline sur la zone afin d’irriguer le sang ou le liquide loin du champ chirurgical.
22. Tirez les deux côtés de l’incision cutanée ensemble pour la préparer à la fermeture. Assurez-vous que les extrémités suturées des incisions cremaster ne dépassent pas de l’incision cutanée. Si nécessaire, coupez davantage les extrémités de la suture.
23. Fermez la peau.
    1. Si vous utilisez des pinces à plaies, utilisez des pinces pour inverser la peau et l’éloigner du tissu sous-jacent. Placez une pince à plaie centrée sur l’incision. Vérifiez que la peau est bien coupée. Si l’incision est légèrement trop grande pour qu’un clip de plaie puisse la fermer suffisamment, de la colle cutanée chirurgicale peut être appliquée sur les parties supérieure et inférieure de l’incision.
    2. Si vous utilisez des sutures, placez le nombre nécessaire de sutures à travers la peau, sans saisir le tissu sous-jacent. Ce type d’incision nécessitera 2 à 3 sutures interrompues simples à l’aide d’un matériau de suture non résorbable 4-0.
24. Nettoyez doucement la peau autour du site chirurgical avec une solution saline et un applicateur à embout en coton stérilisé pour éliminer tout sang séché ou gommage antiseptique résiduel.

2. Ovariectomie murine

1. Préparez un champ de travail aseptique et assurez-vous que les instruments chirurgicaux nécessaires ont été stérilisés et sont facilement accessibles. Suivez les pratiques aseptiques pour la chirurgie de survie des rongeurs.
2. Enregistrez le poids de la souris femelle et administrez la méthode d’anesthésie préférée conformément aux directives de votre établissement. Dans ce protocole, 2 % d’isoflurane ont été administrés via un vaporisateur de précision pour maintenir l’anesthésie. Avant l’intervention, administrez des analgésiques conformément aux directives de votre établissement. Dans ce protocole, 1,0 mg/kg de buprénorphine SR et 5 mg/kg de méloxicam ont été administrés par voie sous-cutanée.
3. Administrez un gel lubrifiant pour les yeux sur les yeux de l’animal pour éviter la formation de lésions oculaires, d’une dessiccation cornéenne ou d’un ulcère. Assurez-vous qu’une source de chaleur est disponible pour maintenir la température corporelle de l’animal pendant l’opération. Assurez-vous que le plan d’anesthésie est approprié en vérifiant la réponse de pincement des orteils.
4. Préparez la zone chirurgicale de l’animal avant de le placer dans le champ opératoire.
   1. Rasez délicatement les poils de la région dorsolatérale du dos de l’animal à l’aide d’une paire de tondeuses. Enlevez les poils de la région située au-dessus du bord supérieur des hanches et au-dessous du bord inférieur de la cage thoracique, ainsi que des zones situées entre ces points de repère.
   2. À l’aide d’un applicateur à embout de coton, appliquez une couche de crème dépilatoire sur la peau de l’animal, en recouvrant la zone qui vient d’être rasée. Attendez 30 s et retirez la crème avec un morceau de gaze, en enlevant les poils fins qui restent.
   3. Utilisez une éponge de gaze imbibée d’éthanol à 70 % pour essuyer la crème et les cheveux restants de la zone chirurgicale.
      REMARQUE : 70% d’éthanol dans cette étape est pour aider à éliminer complètement la crème dépilatoire. La préparation antiseptique du site chirurgical est effectuée à l’étape 2.5.
5. Placez l’animal en position latérale (pour l’incision afin d’enlever un ovaire à la fois) dans le champ chirurgical et assurez-vous qu’une source de chaleur est disponible. Frottez la zone opératoire avec un gommage chirurgical à la bétadine (ou un gommage antiseptique similaire pour la préparation de la peau), suivi d’alcool à 70% au moins trois fois pour assurer une bonne désinfection de la peau. Pour chaque gommage, frottez dans un mouvement radial vers l’extérieur, de sorte que le milieu de l’incision soit frotté en premier et le bord extérieur de la zone chirurgicale rasée soit frotté en dernier.
6. À ce moment-là, mettez des gants chirurgicaux stériles. Pour les étapes suivantes de la procédure, utilisez des techniques aseptiques. Placez un champ chirurgical avec une petite incision (coupez un carré d’environ 0,5 à 1 pouce dans le champ pour s’adapter au site chirurgical) sur l’animal afin que le corps soit recouvert d’un tissu.
7. Localisez l’emplacement idéal pour l’incision chirurgicale en trouvant le point à mi-chemin entre les hanches et les côtes de la souris (voir Figure 2). Saisissez la peau avec une pince et faites une incision de 1,0 cm dans la peau à cet endroit.
8. Utilisez un instrument à pointe émoussée (sonde, spatule chirurgicale ou hémostatiques à pointe émoussée) pour séparer la peau du tissu musculaire inférieur. Prenez le temps de le faire sur les bords latéraux, supérieurs et inférieurs de l’incision.
9. Localisez la paroi musculaire dorsolatérale de l’abdomen. Si nécessaire, retirez le tissu adipeux qui se trouve entre la peau et les couches musculaires. Chez les souris matures, ce tissu adipeux est plus important. Déplacez ce tissu adipeux vers l’extrémité caudale de la souris, exposant ainsi la paroi musculaire.
   1. Le tissu adipeux se différencie de la paroi abdominale par sa couleur : le tissu adipeux apparaît blanc pâle et se trouve plus superficiellement, tandis que la paroi abdominale apparaît rose et se trouve plus profondément que le tissu adipeux.
10. Saisissez la paroi abdominale avec une pince à dents de rat et faites-y une incision de 0,5 cm.
11. Saisissez un bord de cette incision avec une paire de pinces, utilisez une deuxième paire pour atteindre l’intérieur de la cavité corporelle et trouvez l’ovaire, la corne utérine et le coussinet adipeux. Tirez-le doucement à travers l’incision de la paroi musculaire pour séparer le muscle du tissu sous-jacent et l’extérioriser. Localisez la transition entre la corne utérine et l’ovaire.
12. Sectionnez l’ovaire en effectuant une technique d’écrasement et de déchirure.
    1. Placez une pince sur l’extrémité distale de la corne utérine et placez la deuxième pince juste à l’extrémité distale de la première. Tout en appliquant une pression ferme avec les deux pinces, éloignez la plus distale du corps, en déchirant la connexion entre elles. Pour minimiser les saignements et les lésions tissulaires, gardez la pince proximale immobile pendant ce processus et veillez à ne pas l’éloigner également du corps.
    2. Vous pouvez également utiliser un cautère. Utilisez une pince ou des hémostatiques pour serrer la corne utérine juste à proximité du point de cautérisation souhaité. Utilisez un outil de cautérisation pour couper les tissus.
13. Relâchez doucement et lentement la pince proximale et vérifiez s’il y a des signes de saignement.
14. Laissez le moignon de tissu se retirer dans la cavité corporelle. Saisissez la paroi abdominale et tirez doucement vers le haut. Ne forcez pas le moignon de tissu vers l’intérieur, car cela augmente le risque de saignement.
15. Localisez les bords de l’incision dans la paroi musculaire et rassemblez-les pour vous préparer à la suturer.
16. Placez 1 à 2 sutures interrompues simples dans la paroi musculaire abdominale à l’aide d’un matériau de suture résorbable 4-0. Coupez les extrémités de la suture à 0,5 cm à l’aide de ciseaux de suture.
17. Fermez l’incision en permettant à la peau de revenir à son état de repos naturel, puis retournez-la vers le haut, en prenant soin de ne pas saisir les tissus sous-jacents ou les extrémités du matériau de suture. Placez 1 à 2 pinces à enroulement sur la peau éversée. Sur la base des directives de votre établissement, la peau peut également être fermée à l’aide d’un matériau de suture non résorbable 4-0.
18. Pour retirer l’autre ovaire, changez la position de la souris pour que l’autre côté latéral soit orienté vers le haut. Soyez doux lorsque vous changez la position de la souris afin de ne pas exercer trop de pression sur la peau coupée de la plaie à partir de l’étape 2.17.
19. De ce côté, répétez les étapes 2.5 à 2.17.
20. Nettoyez doucement la peau autour du site chirurgical avec une solution saline et un applicateur à embout en coton stérilisé pour éliminer tout sang séché ou gommage antiseptique résiduel.

3. Soins post-opératoires

1. Selon les directives de votre établissement, administrez des analgésiques jusqu’à 72 heures après l’opération. Documentez l’intervention chirurgicale des animaux, en notant la date, l’heure, l’anesthésique et l’analgésique utilisés. Ici, la buprénorphine à libération lente et le méloxicam sont administrés en préopératoire.
2. Une fois l’opération chirurgicale terminée, transférez-les dans une cage propre recouverte d’une serviette en papier sèche. Placez cette cage aux 2/3 sur une source de chaleur, en laissant l’autre 1/3 de la cage hors du feu. Ne placez pas les souris ensemble dans une cage tant qu’elles ne se sont pas remises de l’anesthésie.
3. Permettez à l’animal de retrouver la capacité de se promener librement dans la cage avant de le replacer dans une cage propre avec une litière normale. À l’heure actuelle, les souris peuvent être logées ensemble si elles se sont toutes rétablies de l’anesthésie.
4. Pendant les premiers jours suivant la chirurgie, assurez-vous que les aliments humides et l’eau sont facilement accessibles. Placez de la nourriture humidifiée au fond de la cage. Vérifiez fréquemment le site chirurgical de la souris et recherchez tout signe d’infection ou de saignement.
5. Après la chirurgie, assurez-vous que les souris sont logées seules ou avec d’autres animaux qui ont subi la même intervention simultanément. Une souris qui se remet d’une intervention chirurgicale et qui se trouve dans la même cage qu’une souris qui n’a pas subi de chirurgie peut présenter un danger et doit être évitée.
6. Pour les souris qui ont subi une ovariectomie et qui ont des clips de plaie sur les côtés dorsolatéraux du dos, retirez tous les habitats d’igloo de rongeurs de la cage pour réduire le risque que le clip de la souris se coince dans l’igloo pendant la première semaine de guérison.
7. Continuez à surveiller l’animal pour détecter des signes d’infection, de douleur ou de complications chirurgicales toutes les 12 heures pendant les 72 premières heures du temps de guérison.
8. Retirez les clips à l’aide d’un outil de décapage 10 à 14 jours après la chirurgie.

Résultats

La procédure présentée ici est réalisée chez des souris âgées d’un à trois mois dans le fond C57BL/6J. Les souris mâles pesaient de 16 à 28 g et les souris femelles pesaient de 14 à 24 g au moment de la procédure. Cette procédure a été optimisée pour être applicable aux souris de différents âges, du sevrage à l’âge adulte.

L’orchidectomie chirurgicale consiste en une seule incision cutanée dans le sac scrotal ventral, comme le montre la figure 1...

Discussion

L’ablation chirurgicale des testicules et des ovaires permet d’étudier la physiologie murine en privation hormonale contrôlée. Cette technique est importante pour de nombreux domaines scientifiques, notamment la neurodégénérescence, le métabolisme minéral, le système cardiovasculaire et la santé reproductive 15,16,17,18,19,20,21.

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
1mL Syringe	BD	309659
30G 1/2" Needle	BD	305106
AutoClip System	Fine Science Tools	12020-00
Betadine Solution	Fisher Scientific	NC0158124
Cotton-Tipped Applicators	Fisher Scientific	10-000-692
Double -ended Micro Spatula	Fine Science Tools	10091-12
Galilean Loupes	Fine Science Tools	28050-30	Optional, can provide better clarity during procedure
Gauze Sponges, 4"x4"	Fisher Scientific	13-761-52
Graefe Forceps	Fine Science Tools	11150-10
High Temp Cautery Kit	Fine Science Tools	18010-00	Using the fine tip attachment
Needle Holders	Fine Science Tools	12001-13
PGA Absorbable Suture:4-0 / NFS-2 Reverse Cutting 19MM / 30 IN	Covetrus	29242	4-0 or 5-0 Absorbable sutures are best
Rodent Warming pad	Kent Scientific	RT-0515
Sterile Alcohol Prep Pads	Fisher Scientific	22-363-750
Straight Locking Micro Needle Holders	Fine Science Tools	12060-01
Surgical Scissors	Fine Science Tools	140-60-09
Vannas Spring Scissors - 2.5mm Cutting Edge	Fine Science Tools	15000-08
Veet Sensitive Hair Remover Gel Cream	Amazon	N/A
Wahl Professional Animal Compact Trimmer and Grooming Kit, Blue	Amazon	#9861-900