Modèle animal pédiatrique de réanimation cardiorespiratoire extracorporelle après arrêt circulatoire prolongé

Résumé

Ce protocole décrit un modèle porcin néonatal de pontage cardiorespiratoire (CPB), avec arrêt circulatoire et cardiaque, comme outil pour étudier les lésions cérébrales graves et d’autres complications secondaires à la CPB.

Résumé

La cardiopathie congénitale (CHD) est la malformation congénitale la plus répandue, avec environ un million de naissances touchées dans le monde chaque année. L’étude complète de cette maladie nécessite des modèles animaux appropriés et validés. Les porcelets sont couramment utilisés pour la recherche translationnelle en raison de leur anatomie et de leur physiologie analogues. Ce travail visait à décrire et à valider un modèle néonatal de pontage cardio-pulmonaire (CPB) avec arrêt circulatoire et cardiaque (AC) comme outil pour étudier les lésions cérébrales graves et autres complications de la chirurgie cardiaque. En plus d’inclure une liste de matériaux, ce travail fournit une feuille de route à d’autres chercheurs pour planifier et exécuter ce protocole. Après que des praticiens expérimentés aient effectué plusieurs essais, les résultats représentatifs du modèle ont démontré un taux de réussite de 92 %, les échecs étant attribués à la petite taille des porcelets et à l’anatomie des vaisseaux variants. De plus, le modèle permettait aux praticiens de choisir parmi une grande variété de conditions expérimentales, y compris des temps variables dans l’AC, des modifications de température et des interventions pharmacologiques. En résumé, cette méthode utilise des matériaux facilement disponibles dans la plupart des hôpitaux, est fiable et reproductible, et peut être largement utilisée pour améliorer la recherche translationnelle chez les enfants subissant une chirurgie cardiaque.

Introduction

La cardiopathie congénitale (CHD) est la malformation congénitale la plus répandue, avec environ un million de naissances touchées dans le monde chaque année¹. Bien que les progrès modernes en chirurgie cardiothoracique (SCC) et en soins intensifs aient amélioré les taux de mortalité, les comorbidités restent extrêmement courantes 2,3,4,5. Des anomalies neurodéveloppementales, y compris des déficiences cognitives et motrices ainsi que des troubles d’apprentissage, sont signalées chez environ 25% à 50% de ces patients ^6,7,8. Il a été démontré que la chirurgie au cours des premiers jours de la vie, en particulier celles qui nécessitent un arrêt circulatoire et cardiaque (AC), augmente la morbidité⁹. Les altérations hémodynamiques pendant la chirurgie peuvent avoir un effet important sur le cerveau du nouveau-né en développement vulnérable. Les modèles expérimentaux sont essentiels pour mieux comprendre l’origine de ces anomalies et investiguer des stratégies neuroprotectrices afin d’améliorer le pronostic de ces patients.

L’utilisation de modèles animaux pour étudier cette population a été largement documentée 5,10,11,12,13,14. Notamment, les porcelets offrent une excellente option, compte tenu des approximations proches de l’anatomie cardiaque (figure 1), du génome et de la physiologie, ainsi que de leur taille relativement plus grande par rapport à d’autres modèles animaux¹⁵ (figure 2). L’utilisation de modèles de porcelets pour étudier les effets du pontage cardiopulmonaire (CPB) et de l’AC a déjà été décrite. Ces modèles animaux expérimentaux sont utiles pour étudier les changements hémodynamiques et les complications associées aux organes cibles des tissus cibles 14,16,17,18,19,20. Ces modèles ont été développés pour permettre aux chercheurs d’étudier les conditions humaines dans un cadre contrôlé, avec une flexibilité pour une variété de conditions expérimentales. La plupart des études rapportent l’utilisation de la canulation centrale, une technique qui exige des compétences chirurgicales avancées, nécessite une utilisation plus élevée des ressources et rend difficile d’assurer la survie à long terme. Bien que des études antérieures aient documenté l’utilisation de porcelets dans l’étude du CPB^12,15, peu ont proposé la technique de canulation périphérique.

Cette nouvelle technique de canulation périphérique est plus facile, moins agressive et plus réalisable par rapport à d’autres études publiées¹⁹. De plus, la validation de cette technique chez les nouveau-nés et les petits animaux est nouvelle et devrait être envisagée pour être utilisée par tous les chercheurs intéressés à utiliser un modèle animal pour étudier la coronaropathie et ses comorbidités associées. Il convient particulièrement aux personnes qui ont accès à un laboratoire équipé de fournitures, de ressources et de personnel expérimenté dans la réalisation d’expériences sur des modèles animaux.

En résumé, l’objectif principal de cette étude est de décrire et de valider un modèle de porcelet néonatal de doryphore atteint d’AC. Le protocole vise à étudier les lésions cérébrales graves et d’autres complications possibles de la chirurgie CPB dans un cadre contrôlé avec des conditions expérimentales variables. Cette méthode fournit un modèle généralisable, fiable et de haute qualité, qui peut être utilisé pour une grande variété de protocoles expérimentaux.

Protocole

La présente procédure a été approuvée par le Comité d’éthique de l’expérimentation animale (CEEA) du Centre de médecine comparée et de bioimage de Catalogne (CEEA-CMCiB). Le gouvernement de Catalogne a également autorisé le protocole expérimental (n° 11652), numéro d’identification du dossier FUE-2022-02381434 et ID QBXQ3RY3J. Des praticiens expérimentés, y compris des vétérinaires certifiés assurant la supervision et l’assistance, ont effectué toutes les expérimentations. Des porcelets (Sus scrofa domestica), âgés de 4 à 6 jours, pesant de 2,5 à 3,5 kg, ont été utilisés pour la présente étude. On s’est efforcé d’équilibrer la répartition entre les sexes afin d’éviter les préjugés qui y sont liés.

1. Sédation, intubation et accès

1. Amorcer la sédation et l’analgésie avec de la kétamine (20 mg/kg) par voie intramusculaire, de la dexmédétomidine (0,02 mg/kg) et du midazolam (0,3 mg/kg). Une fois l’animal profondément sédaté (5 minutes après l’administration de la prémédication), oxygéner à 100%_O2 via un masque museau (2 L/min). Ensuite, induisez une anesthésie avec du propofol IV (0,5 mg/kg) (voir le tableau des matériaux).
2. Positionnez le porcelet en position couchée dorsale. Effectuer l’intubation orotrachéale à l’aide d’une sonde endotrachéale à ballonnet de 2,5 mm (voir le tableau des matériaux), en utilisant la visualisation directe de la trachée.
   1. Confirmer la mise en place appropriée de la sonde endotrachéale par auscultation directe des bases pulmonaires.
3. Régler la ventilation mécanique pour qu’elle produise une fréquence respiratoire de 30 respirations par minute, un volume courant de 8 à 12 mL/kg et une pression expiratoire de 4 cmH₂O.
4. Surveillez en permanence la profondeur de l’anesthésie pendant le protocole via la fréquence cardiaque (FC), la pression artérielle (PA) et la saturation en oxygène (spO2). Ajustez les paramètres ventilatoires et de sédation si nécessaire.
   REMARQUE : Les valeurs idéales pour les signes vitaux sont une FC de 130-160 bpm, une PA de 75-95/60-70 et une spO2 > 85.
5. Maintenir la sédation avec 1,5 % de sévoflurane et de fentanyl (25-200 μg/kg/min) (voir le tableau des matières).
6. Utilisez la visualisation directe pour placer des cathéters dans l’artère fémorale (3 Fr) et la veine (4 Fr) (voir le tableau des matériaux).
   REMARQUE : Ces cathéters seront utilisés pour l’administration de médicaments et l’acquisition d’échantillons. En tant que tel, il est important de maintenir l’accès.

2. Configuration et amorçage du circuit CPB

1. Personnalisez et configurez le circuit CPB en suivant les étapes ci-dessous (Figure 3) :
   1. Raccourcissez le tube autant que possible, tout en laissant suffisamment de distance pour atteindre l’animal depuis la machine.
   2. Créez et fixez un pont tubulaire qui relie l’écoulement de l’oxygénateur à membrane (voir le tableau des matériaux) à l’écoulement entrant dans la pompe.
      REMARQUE : Le pont est essentiel pour permettre au sang de continuer à circuler dans l’appareil pendant que les AC de l’animal sont effectuées.
2. Une fois que tous les points de connexion sont scellés, amorcez le circuit avec 300 ml d’une solution d’héparine saline (1 000 UI d’héparine mélangées à 1 L de solution saline) et 300 ml de sang frais de porc de donneur, suivis de 3,5 mEq de bicarbonate de sodium, 350 UI d’héparine et 450 mg de gluconate de calcium (voir le tableau des matériaux).
   1. « Balayez » le circuit en faisant passer le mélange de sang, d’héparine-solution saline, de bicarbonate de sodium et de gluconate de calcium dans tout le circuit pendant 2 minutes à un débit de 0,3 L/min.

3. Chirurgie et initiation de la doryphore

REMARQUE : La figure supplémentaire 1 représente le matériel chirurgical requis pour la mise en place de la canule.

1. Exposez la veine jugulaire interne gauche et l’artère carotide droite pour préparer la canulation (figure 4).
2. Pour la canulation, utilisez la technique Seldinger ou « over-the-wire »²¹.
   1. Tout d’abord, insérez un cathéter à aiguille dans la veine jugulaire interne gauche. Une fois qu’un éclair de sang est visualisé, insérez soigneusement un fil-guide dans le vaisseau et retirez l’aiguille, en vous assurant que le fil reste en place.
   2. Enfilez un dilatateur sur le fil et dans le récipient, puis retirez le dilatateur.
   3. Avec le fil toujours en place, enfilez une canule veineuse de 8 Fr et avancez-la lentement de ~4 cm dans le vaisseau. Retirez délicatement le fil, en vous assurant que la canule reste en place.
   4. Répétez la technique du fil de Seldinger avec dilatation pour placer une canule artérielle pédiatrique de 6 Fr (voir le tableau des matériaux) dans l’artère carotide droite.
   5. Au moment de la canulation artérielle, administrer un bolus d’héparine intraveineuse (50 UI/kg) via la canule artérielle nouvellement placée.
3. Une fois l’accès réalisé, fixez solidement les deux canules à l’animal à l’aide de sutures résorbables en poly 3-0 et de ruban adhésif pour éviter qu’ils ne soient retirés par inadvertance (figure 5).
4. Connectez les canules au circuit CPB, en veillant à ce qu’une solution saline avec de l’héparine soit ajoutée aux points de connexion pour empêcher l’air de pénétrer dans le circuit.
5. Réglez le débit initial à 80-85 mL/kg/min et augmentez-le lentement jusqu’à un débit final de 150 mL/kg/min.
   REMARQUE : L’animal peut rester sur le CPB aussi longtemps que les expériences l’exigent. Un schéma des étapes 1 à 3 est illustré à la figure supplémentaire 2.

4. Arrêt circulatoire et cardiaque (AC)

1. Pour induire l’AC, administrer 9 mEq de KCl. Utilisez les signes vitaux pour évaluer l’arrêt complet et confirmer par échocardiographie. Administrer du KCl supplémentaire au besoin.
2. Une fois le cœur arrêté, isolez l’animal du circuit pour induire un arrêt circulatoire.
3. Maintenez le débit du circuit CPB à l’aide du pont décrit précédemment (étape 3.5) qui circule à 1 500 tr/min.

5. Réanimation cardiorespiratoire extracorporelle (RCPe)

1. Une fois que la condition d’AC appropriée (0 min, 30 min ou 60 min) a été atteinte, commencer la réanimation eCPR.
2. Reconnectez le porcelet au circuit CPB.
3. Administrer 3 mL de gluconate de calcium (2,25 mmol/10 mL, dilué 1:2) et 6 mL de bicarbonate de sodium (1 M, dilué 1:2) par voie d’accès artériel périphérique, en ajoutant des doses au besoin.
   REMARQUE : Des médicaments en cardioversion ou inotropes (adrénaline ou dopamine) peuvent être utilisés si nécessaire.

6. Soins postopératoires

1. Une fois réanimé, surveillez les signes vitaux pendant 15 minutes pour assurer la stabilité.
   REMARQUE : Les paramètres idéaux en unité de soins intensifs sont : FC de 100-150 bpm, PA de 75-95/60-70 et spO2 > 85.
2. Transférez les animaux pour l’imagerie par résonance magnétique (IRM).
   REMARQUE : Après l’imagerie, les animaux ne se sont jamais rétablis et ont été euthanasiés sous anesthésie par administration intraveineuse de pentobarbital sodique afin d’obtenir des échantillons de cerveau pour une analyse histologique. La figure supplémentaire 3 présente une chronologie de la partie expérimentale de la procédure, y compris la stratégie de collecte d’échantillons.

Résultats

Au cours d’une période de 6 mois, le protocole complet a été réalisé 12 fois par une équipe interdisciplinaire de médecins en soins intensifs pédiatriques, de cardiologues pédiatriques, de vétérinaires et de techniciens (figures supplémentaires 2 et 3).

Les figures 1 et 2 montrent l’anatomie attendue des animaux utilisés dans ce protocole. Les porcelets inclus étaient âgés en moyen...

Discussion

Le pontage cardiopulmonaire est couramment utilisé lors de la chirurgie cardiaque chez les adultes, les enfants et les nouveau-nés. Il s’appuie sur un circuit extracorporel motorisé et un oxygénateur à membrane qui travaillent ensemble pour oxygéner le sang et assurer la stabilisation pulmonaire et cardiaque. Des études antérieures ont démontré que la BPC peut avoir un impact négatif sur de nombreux systèmes organiques (rénal, cérébral, pulmonaire, cardiaque, gastro-intestinal) chez les patients malades ...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
1.5% sevofluorane	Zoetis	20070289
2.5 mm endotracheal tube	Henry Schein	988-1782
3 Fr catheter for peripheral arterial access	Prodimed	3872.1
4 Fr catheter for peripheral venous access	Prodimed	3872.13
6 French ECMO pediatric arterial cannula	Medtronic	77206
8 French ECMO pediatric venous cannula	Medtronic	68112
Adrenaline	B Braun	469801-1119
Adson forceps	Allgaier instruments	08-030-130	Any brand may be substituted
BP cuff	Mindray
Buprenorfine (0.01 mg/kg)	Richter Pharma	#9004114000537
Calcium gluconate (2.25 mmol/10 mL)	B Braun	570-12606194-1119
Dexmedetomidine (0.5-2.0 µg/kg/min)	Orion farma	GTN 064321000017253
Dolethol	vetoquinol	#3605870004904
Dopamine	hikma	A044098010
Fentanyl (25-200 µg/kg/min)	Kern Pharma	756650.2H
Fresh donor pig blood Type O	Any
Heat Exchanger	Maquet Gmbh & Co	MCP70107.2130
Heparin (1350 UI)	ROVI	641641.1
Irwin retractor	Aesculap	BV104R	Any brand may be substituted
Ketamine (20 mg/kg)	Richter Pharma	#9004114000452
Lubricant	Any orotracheal lubricant
Midazolam (0.3 mg/kg)	Serra Pamies	619627.4
Mosquito forceps	Aesculap	BH109R	Any brand may be substituted
Needle forceps	Aesculap	BM016R	Any brand may be substituted
Normal saline (0.9%)	B Braun Fisiovet	5/469827/0610	Any brand may be substituted
Plastic clamps for tubing	Achim Schulz-Lauterbach	DBGM	Any brand may be substituted
Potassium chloride (9 mEq)	B Braun	3545156
Propofol (0.5 mg/kg)	Zoetis	579742.7
Quadrox Membrane Oxygenator	Maquet Gmbh & Co	BE-HMOSD 300000
Rectal thermometer	Any
RotaFlow Console ECMO system	Maquet Gmbh & Co	MCP00703177	Neonatal ECMO System
Scalpel	Aesculap	BB074R	Any brand may be substituted
Sodium bicarbonate (1 M)	Fresenius Kabi	634477.4 OH
Surgical scissors	Talmed Inox	112	Any brand may be substituted
Suture (3/0 poly absorbable)	B Braun Novosyn (R)	0068030N1	Any brand may be substituted