Modèle murin modifié de lésion cérébrale traumatique légère répétitive incorporant une fenêtre de crâne amincie et une percussion fluide

Résumé

Ce protocole présente un modèle murin modifié de lésions cérébrales traumatiques légères répétitives (TCLr) induites par une méthode de traumatisme crânien fermé (CHI). L’approche comprend une fenêtre crânienne amincie et une percussion fluide pour réduire l’inflammation généralement causée par l’exposition aux méninges, ainsi qu’une reproductibilité et une précision améliorées dans la modélisation des TCL chez les rongeurs.

Résumé

Le traumatisme craniocérébral léger est un trouble neurologique cliniquement très hétérogène. Il est urgent de disposer de modèles animaux de lésions cérébrales traumatiques (TCC) hautement reproductibles avec des pathologies bien définies pour étudier les mécanismes de la neuropathologie après un TCC léger et tester des traitements. Reproduire l’ensemble des séquelles des traumatismes crâniens dans des modèles animaux s’est avéré être un défi. Par conséquent, la disponibilité de plusieurs modèles animaux de TCC est nécessaire pour tenir compte des divers aspects et sévérités observés chez les patients TCC. Le CHI est l’une des méthodes les plus courantes pour fabriquer des modèles de rongeurs de rmTBI. Cependant, cette méthode est sensible à de nombreux facteurs, notamment la méthode d’impact utilisée, l’épaisseur et la forme de l’os du crâne, l’apnée animale et le type d’appui-tête et d’immobilisation utilisé. L’objectif de ce protocole est de démontrer une combinaison des méthodes de la fenêtre crânienne amincie et des lésions par percussion fluide (FPI) pour produire un modèle murin précis de TCLr associé à l’CHI. L’objectif principal de ce protocole est de minimiser les facteurs qui pourraient avoir un impact sur la précision et la cohérence de la modélisation CHI et FPI, y compris l’épaisseur de l’os du crâne, la forme et le soutien de la tête. En utilisant une méthode de fenêtre crânienne amincie, l’inflammation potentielle due à la craniotomie et à l’IPF est minimisée, ce qui permet d’obtenir un modèle de souris amélioré qui reproduit les caractéristiques cliniques observées chez les patients atteints d’un TCC léger. Les résultats de l’analyse comportementale et histologique à l’aide de la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (HE) suggèrent que le TCLr peut entraîner une lésion cumulative qui produit des changements à la fois dans le comportement et la morphologie grossière du cerveau. Dans l’ensemble, le TCLm modifié associé au CHI constitue un outil utile pour les chercheurs afin d’explorer les mécanismes sous-jacents qui contribuent aux changements physiopathologiques focaux et diffus du TCLm.

Introduction

Les traumatismes crâniens légers, y compris les commotions cérébrales et les sous-commotions cérébrales, représentent la majorité de tous les cas de traumatismes crâniens (>80 % de tous les traumatismes crâniens)¹. Les traumatismes crâniens légers résultent généralement de chutes, d’accidents de la route, d’actes de violence, de sports de contact (p. ex., football, boxe, hockey) et de combats^{militaires2,3}. Un traumatisme crânien léger peut entraîner des événements neurobiologiques qui affectent les fonctions neurocomportementales tout au long de la vie du patient et augmentent le risque de maladies neurodégénératives ^4,5,6. Les modèles animaux constituent un moyen efficace et contrôlé d’étudier les traumatismes crâniens légers, dans l’espoir d’améliorer davantage le diagnostic et le traitement des traumatismes crâniens légers. Divers modèles de TCC légers ont été développés, tels que l’impact cortical contrôlé (CCI), la chute de poids (WD), la blessure par percussion fluide (FPI) et les modèles TBI ^7,8. Aucun modèle expérimental unique ne peut imiter toute la complexité de la pathologie induite par les traumatismes crâniens ^9,10. L’hétérogénéité de ces modèles est avantageuse pour aborder les diverses caractéristiques associées aux patients atteints de TCC léger et étudier les mécanismes cellulaires et moléculaires correspondants. Cependant, chaque modèle animal de TCC a ses limites³, ce qui limite nos connaissances actuelles sur les TCC légers chez l’animal et leur pertinence clinique.

Les modèles WD et CCI sont utilisés pour reproduire des conditions cliniques telles que la perte de tissu cérébral, l’hématome sous-dural aigu, les lésions axonales, les commotions cérébrales, le dysfonctionnement de la barrière hémato-encéphalique et même le coma après un traumatisme crânien ^3,11,12. Le modèle WD consiste à induire des lésions cérébrales en frappant soit la dure-mère, soit le crâne avec des poids tombant librement. L’impact d’un objet lesté sur un crâne intact peut reproduire des lésions mixtes focales/diffuses ; Cependant, cette méthode est associée à une précision et une répétabilité médiocres du site de la blessure, à des lésions par rebond et à un taux de mortalité plus élevé dû aux fractures du crâne ^3,11,12. Le modèle CCI consiste à appliquer un métal entraîné par l’air pour impacter directement la dure-mère exposée. Par rapport au modèle WD, le modèle CCI est plus précis et reproductible, mais il ne produit pas de lésions diffuses en raison du petit diamètre de la pointe^{d’impact 11}. Au cours de la modélisation FPI, le tissu cérébral est brièvement déplacé et déformé par la percussion. Le FPI peut induire des lésions focales / diffuses mixtes et reproduire une hémorragie intracrânienne, un gonflement du cerveau et des lésions progressives de la matière grise après un TCC. Cependant, le FPI a un taux de mortalité élevé en raison de lésions du tronc cérébral et d’apnée prolongée ^3,12. La craniotomie impliquée dans les modèles WD, CCI et FPI conventionnels peut entraîner une contusion corticale, des lésions hémorragiques, des dommages à la barrière hémato-encéphalique, une infiltration de cellules immunitaires, une activation des cellules gliales, un temps de modélisation prolongé et des issues fatales possibles ^3,12.

Le TCC léger se caractérise par un score GCS (Glasgow coma scale, GCS) compris entre 13 et 15². Les traumatismes crâniens légers peuvent être focaux ou diffus et sont associés à des lésions aiguës, telles que la dégradation de l’homéostasie cellulaire, l’excitotoxicité, l’épuisement du glucose, le dysfonctionnement mitochondrial, les troubles du flux sanguin et les lésions axonales, ainsi qu’à des lésions subaiguës, notamment des lésions axonales, une neuroinflammation et une gliose ^2,3. Malgré des progrès significatifs dans la délimitation de la physiopathologie complexe des TCC, les mécanismes sous-jacents des TCC/TCL légers restent insaisissables et nécessitent des investigations plus^{approfondies 9}. Étant donné que le CHI est le type le plus courant de TCC¹², ce protocole présente une nouvelle approche pour créer un modèle murin contrôlé plus précisément de TCL à l’aide d’un dispositif FPI modifié pour effectuer un impact dans une fenêtre de crâne amincie¹³. En évitant les lésions induites par la craniotomie, l’épaisseur variable du crâne et les imprécisions induites par la forme, ainsi que les blessures de rebond, cette approche vise à surmonter les principaux inconvénients associés aux modèles WD, CCI et FPI. L’application de l’impact FPI sur la fenêtre du crâne aminci est pratique pour évaluer les lésions des vaisseaux cérébraux après un TCL et aide à minimiser les taux de mortalité élevés dans certains modèles, ce qui se traduit par une ressemblance plus étroite avec les caractéristiques cliniques des patients TCC.

Protocole

Toutes les procédures impliquées dans ce protocole ont été effectuées sous l’approbation du Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux (Zhejiang Normal University, numéro de permis, dw2019005) et conformément à l’ARRIVE et au Guide des NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Les spécifications techniques se trouvent dans la table des matériaux.

1. Procédure de manipulation des animaux

1. Hébergez les souris dans un environnement contrôlé avec une température de 22 à 24 °C, une humidité variant de 40 % à 60 %, un cycle lumière/obscurité de 12 heures, et fournissez un accès ad libitum à de l’eau et à de la nourriture de souris standard. Pour les besoins de cette expérience, 25 souris mâles ICR (25-30 g, âgées de 8 semaines) ont été utilisées.
2. Répartissez au hasard les souris dans le groupe témoin (n = 12) ou le groupe rmTBI (n = 13). Pour prévenir l’agression potentielle de souris fictives envers les souris qui ont subi un TCL, séparez-les dans des cages distinctes.
3. Donnez aux souris au moins 1 semaine pour s’acclimater à leur environnement de cage avant de commencer l’expérience. Cette période d’acclimatation permet aux souris de se familiariser avec leur environnement et de minimiser les impacts potentiels du stress ou de l’anxiété sur les réponses physiologiques ou comportementales au cours de l’étude.

2. Préparation du dispositif TBI

1. Fabriquer le modèle de TCLr chez la souris à l’aide d’un dispositif FPI modifié (voir la Table des matériaux ; Graphique 1A) ¹³. Avant d’utiliser le dispositif FPI, inspectez soigneusement toutes les connexions pour détecter des signes de fuite ou de fissuration, en accordant une attention particulière aux jonctions entre le cylindre et le tube, et entre le connecteur à trois voies et le tube. Pour déterminer avec précision les pressions d’impact, un transducteur de pression a été installé au point d’impact sur le dispositif de blessure par percussion^{de fluide 13}.
2. Effectuez une inspection minutieuse du dispositif FPI pour vous assurer que le piston se déplace en douceur à l’intérieur du cylindre et que les impacts peuvent être effectués efficacement (figure 1B). Vérifiez qu’il n’y a pas de bulles d’air dans le système. Si des bulles d’air sont détectées, ajoutez soigneusement de l’eau distillée dans le système à l’aide d’une seringue de 50 ml et expulsez les bulles d’air en poussant rapidement la tige du cylindre à travers un connecteur à 3 voies à proximité et/ou à travers la seringue.
   REMARQUE : Le système FPI se compose d’eau distillée à l’intérieur de la bouteille et du tube connecté. Il est crucial d’étalonner l’appareil avant de l’utiliser pour garantir l’exactitude et la fiabilité des résultats.

3. Préparation du crâne aminci

REMARQUE : La chirurgie animale et la préparation du crâne aminci ne doivent pas être effectuées à la vue d’autres souris. La fenêtre crânienne amincie est utile pour évaluer les lésions des vaisseaux cérébraux après une procédure FPI.

1. Respecter les exigences du centre animalier en demandant à l’opérateur expérimental de porter une blouse et un masque stériles pendant toutes les procédures de manipulation des animaux.
2. Désinfectez la paillasse du laboratoire, l’appareil FPI, le tube anesthésique et le comptoir adjacent avant de commencer l’expérience à l’aide d’un spray d’éthanol à 70 %.
3. Pesez les souris des groupes simulé et TCL avant la chirurgie et comparez leur poids à celui enregistré 1 semaine avant l’expérience. Excluez de l’étude toute souris présentant une mauvaise santé telle qu’un pelage rugueux, de la diarrhée, une perte de poids ou une léthargie. De plus, excluez les souris qui pèsent moins de 20 g pour vous assurer qu’elles peuvent tolérer des impacts répétés. Ces mesures sont cruciales pour maintenir le bien-être des animaux et garantir des résultats expérimentaux fiables.
4. Anesthésier des souris avec de l’isoflurane à 4 % à 5 % (dans de l’oxygène à 100 % à un débit de 1 L/min) pendant 3 à 4 minutes dans une chambre d’induction. Administrer un lubrifiant ophtalmique (voir Tableau des matériaux) aux yeux de l’animal pour maintenir la lubrification tout au long de la chirurgie. Pour atténuer la douleur, administrer la buprénorphine par voie sous-cutanée (0,05 mg/kg) au milieu entre les oreilles 20 minutes avant l’anesthésie et par la suite toutes les 6 heures pendant une durée de 24 heures. De plus, à la fin de l’anesthésie, administrer une dose sous-cutanée unique de 5 mg/kg de carprofène à chaque animal.
5. Désinfectez la tête après que la souris a perdu ses réflexes de redressement et de retrait de la pédale. Coupez la fourrure de la tête de la souris à l’aide de ciseaux chirurgicaux et utilisez un rasoir pour enlever la fourrure restante. Désinfectez le cuir chevelu avec trois applications séquentielles de chlorhexidine à 2 %, entrecoupées de gommages à l’éthanol à 75 %.
6. Placez un tampon chirurgical stérile jetable sous l’animal et dans la zone environnante pour assurer une bonne hygiène. Faites une incision de 1,5 cm à l’aide d’un petit ciseau chirurgical fin le long de la ligne médiane du cuir chevelu de la souris pour exposer complètement le site chirurgical (Figure 2A).
7. Fixez la souris à l’aide de barres d’oreille non terminales dans un cadre stéréotaxique conventionnel (voir le tableau des matériaux). Ajustez la position de la tête de la souris dans un cadre stéréotaxique à un niveau plat ou à un léger angle incliné en fonction de la zone cible spécifique qui sera étudiée. Nettoyez la fourrure de la zone chirurgicale pour éviter l’inflammation plus tard.
8. Maintenez la température corporelle de la souris à 37 °C à l’aide d’un coussin chauffant isotherme conventionnel (voir tableau des matériaux).
9. Pendant le processus d’installation chirurgicale et d’installation du moyeu d’impact (Luer Lock femelle), maintenez l’anesthésie de la souris (sans réponse au pincement des orteils ou de la queue) avec un cône nasal qui délivre une concentration continue de 2% d’isoflurane, régulée par un vaporisateur calibré.
10. Nettoyez soigneusement la zone chirurgicale autour de la fenêtre du crâne aminci à l’aide d’un coton-tige stérile imbibé de solution saline.
11. Créez une fenêtre crânienne amincie, d’environ 2,5 mm de diamètre et 20 μm d’épaisseur, dans le cortex moteur frontal droit à l’aide d’un micro-foret à pointe plate (voir le tableau des matériaux, figure 2B) et d’une lame microchirurgicale. Situer le site chirurgical à 1,5 mm en avant du bregma et à 1,3-2,0 mm latéralement par rapport à la ligne médiane (Figure 2C).
    1. Pour éviter que la micro-perceuse ne pénètre dans le crâne lors de la création de la fenêtre du crâne amincie, humidifiez par intermittence le crâne avec une solution saline tout en meulant avec la micro-perceuse.
    2. Confirmez l’épaisseur du crâne en sondant doucement le crâne aminci avec la pointe aplatie d’une aiguille de seringue fine et en évaluant sa douceur. Estimez visuellement la clarté des micro-vaisseaux corticaux exposés pour déterminer l’épaisseur du crâne.
    3. Pour vérifier l’épaisseur du crâne, appliquez une solution saline stérile sur la zone amincie et inspectez visuellement à l’aide d’un microscope à dissection conventionnel (voir le tableau des matériaux). Cette technique peut aider à s’assurer que le crâne a été suffisamment aminci.
       REMARQUE : Lubrifiez l’œil de la souris tout au long de la préparation du crâne aminci et de la procédure de modélisation rmTBI pour éviter le dessèchement. L’amincissement du crâne à moins de 15 μm comporte le risque d’un traumatisme cortical léger qui peut entraîner une légère inflammation corticale¹⁴.
12. Fixez un Luer Lock femelle ajusté (2,2 mm de diamètre intérieur, créé à partir d’un moyeu d’aiguille 19G, comme illustré à la figure 2D) au site du crâne aminci. Fixez le Luer Lock à l’aide de colle et de ciment dentaire (Figure 2E).
    REMARQUE : Lorsque vous utilisez de la colle pour fixer la serrure Luer femelle à la zone autour de la fenêtre du crâne aminci, il est crucial de bien sécher la zone du crâne et d’empêcher l’adhésif de pénétrer dans la fenêtre elle-même. L’adhésif à l’intérieur de la fenêtre peut réduire considérablement la force d’impact du FPI.

4. Procédure de modélisation rmTBI associée au CHI

1. Introduire le TCLr en utilisant la méthode de percussion à fluide latéral avec un dispositif FPI modifié, comme décrit précédemment^13,15.
2. Après avoir terminé les procédures de fenêtre de crâne aminci et de moyeu d’impact, transférez la souris de l’appareil stéréotaxique à la plate-forme de l’impacteur.
3. Étant donné les effets potentiels de l’anesthésie sur le temps du réflexe de redressement de l’animal et la gravité des blessures après la percussion ^9,16, surveiller la profondeur de l’anesthésie en évaluant les réflexes de retrait palpébral et de la patte (Figure 2F).
4. Connectez le Luer Lock femelle, qui a été collé sur la fenêtre du crâne aminci, au Luer Lock mâle à l’extrémité du tube du dispositif FPI (Figure 2G).
   REMARQUE : Dans la modélisation rmTBI, l’anesthésie induite par l’isoflurane chez la souris a été prolongée en raison de l’induction de l’apnée et de l’inconscience par percussion.
5. Introduire deux traumatismes crâniens légers (intervalle de 48 heures) avec l’appareil modifié. Appliquez le premier impact FPI immédiatement après avoir terminé l’opération de la fenêtre à crâne aminci et installé la serrure Luer. N’administrez l’impact FPI qu’une fois que la souris montre un retour d’un réflexe de retrait à une pince de patte à chaque occasion (Figure 2H). L’application d’un impact FPI chez des souris profondément anesthésiées peut provoquer une apnée prolongée et la mort.
   1. Pour appliquer l’impact FPI, soulevez le pendule au degré désigné le long du rapporteur sur l’appareil et relâchez le pendule à l’aide de la commande logicielle^13,15. L’impact doit atteindre une intensité de percussion de 2,0 ± 0,1 atm, conformément aux protocoles établis utilisés dans les études sur les rongeurs 10,17,18. Exclure les animaux d’autres essais si l’impact n’a pas été enregistré entre 1,9 et 2,1 atm ou si une fracture du crâne s’est produite pendant l’IPF.
   2. Pour les souris factices, fixez-les sur l’appareil, mais ne donnez pas l’impact.
6. Après l’impact, détachez immédiatement la connexion Luer Lock et transférez les souris dans un coussin chauffant isotherme pour les récupérer. Une fois que la souris a retrouvé sa vigilance et sa conscience, retournez-la dans sa cage d’origine sans retirer le verrou Luer femelle. Administrer le deuxième impact FPI, de la même manière, 48 h plus tard.
7. Après le rmTBI, retirez soigneusement la serrure Luer femelle et le ciment dentaire. Suturez le cuir chevelu à l’aide d’un adhésif tissulaire et utilisez des pinces plates pour pincer le cuir chevelu afin de faciliter le processus d’adhésif (voir le tableau des matériaux ; Figure 2I).
8. Pour prévenir l’inflammation, l’infection et soulager la douleur et l’inconfort post-chirurgicaux, appliquez un mélange d’érythromycine et de pommade au diclofénac de sodium dans un rapport de 1:1 (voir le tableau des matériaux) sur la plaie. Transférez les souris dans un coussin chauffant isotherme pour la récupération.
9. Enregistrez la durée du réflexe de redressement, qui commence lorsque la souris est retirée de l’appareil stéréotaxique et placée latéralement sur la plate-forme de l’impacteur pour FPI et se poursuit jusqu’à ce que la souris puisse se tenir debout de manière indépendante.
10. Une fois que la souris a retrouvé sa vigilance et sa conscience, retournez-la dans sa cage d’origine. Les souris sont généralement pleinement conscientes et capables de marcher dans les 1,5 heures suivant la blessure.
11. Dans les jours qui suivent la modélisation d’un traumatisme crânien, observez les souris à la recherche de divers signes, notamment des schémas respiratoires, la présence de mucus autour du nez et de la bouche, ainsi que des rougeurs, un gonflement, des exsudats ou une réouverture de la zone de la plaie. Exclure de l’étude les animaux présentant un ou plusieurs des symptômes anormaux ci-dessus.
    REMARQUE : La pré-micro-injection d’AAV-GCaMP6s permet d’observer l’homéostasie neuronale sous-jacente du Ca2+ et l’excitabilité dans le cortex lésé à travers la fenêtre du crâne aminci à l’aide de la microscopie à balayage laser à deux photons¹⁵.

5. Test du labyrinthe aquatique Morris (MWM)

REMARQUE : Le MWM (voir la table des matériaux) est une méthode largement reconnue pour évaluer l’apprentissage spatial et les déficits de mémoire chez les souris après un traumatisme crânien.

1. Effectuez le test MWM à partir de 7 jours après la blessure (DPI). La piscine circulaire du MWM avait un diamètre de 120 cm et une hauteur de 50 cm, avec une température de l’eau maintenue à 25 °C. Séparez la piscine circulaire en quatre quadrants, avec la plate-forme d’évacuation, une plate-forme ronde d’un diamètre de 6 cm et d’une hauteur de 30 cm, immergée à 1 cm sous la surface de l’eau dans le quadrant nord-est.
2. Positionnez une caméra directement au-dessus du bassin circulaire pour enregistrer la trajectoire du mouvement des souris. Marquez les souris avec du ruban adhésif noir sur le dos pour faciliter la reconnaissance par le logiciel d’acquisition d’images et pour l’enregistrement des données, y compris la latence, la distance de nage et la trajectoire de mouvement.
3. Placez les souris dans l’eau, face à la paroi intérieure de chacun des quatre quadrants, une fois pour chaque quadrant. Une fois que les souris ont trouvé la plate-forme, laissez-les s’y reposer pendant 10 secondes. Si une souris ne parvient pas à trouver la plate-forme dans les 60 s, demandez à l’opérateur de guider la souris vers la plate-forme, laissez-la se reposer sur la plate-forme pendant 10 s, puis renvoyez la souris dans sa cage d’accueil pour se reposer.
4. Répétez l’essai d’acquisition 4 fois par jour pour chaque souris. Après les essais d’acquisition, sur 12 DPI, effectuez une expérience de sonde spatiale de 60 s et enregistrez le nombre de fois que les souris ont traversé la zone de la plate-forme d’origine et la durée du séjour de la souris dans le quadrant où se trouvait la plate-forme.
5. Après chaque essai, séchez rapidement les souris avec une serviette ou placez-les sous une lampe chauffante pour maintenir leur température corporelle et prévenir l’hypothermie pendant l’essai d’acquisition de 60 secondes de DPI 7 à DPI 11.
6. Après l’achèvement des procédures expérimentales décrites ci-dessus, anesthésez les souris avec du pentobarbital (45 mg/kg, i.p.) à 13 DPI. Perfusion d’une solution saline isotonique par voie transcardique, suivie d’une perfusion avec 4 % de paraformaldéhyde dans une solution saline tamponnée au phosphate (pH 7,2). Récupérer les cerveaux pour une coloration HE conventionnelle afin d’évaluer les altérations macroscopiques de la morphologie corticale et hippocampique. Une description détaillée du protocole de coloration de l’HE peut être trouvée dans des publications antérieures^13,15.
7. Une fois toutes les expériences terminées, euthanasier la souris par injection de pentobarbital surdosé (≥100 mg/kg, i.p.) s’il n’y a pas besoin d’échantillons de souris. Avant de prélever des tissus ou de disposer de la carcasse, surveillez la souris jusqu’à ce qu’il n’y ait plus de battements cardiaques pendant au moins 60 secondes.

Résultats

Le protocole décrit dans cette étude décrit une méthode pour induire un TCLr à travers une fenêtre crânienne amincie, qui offre une solution aux lésions cérébrales causées par la préparation de la craniotomie lors de la modélisation conventionnelle du TCC par percussion. En utilisant cette procédure de percussion fluide modifiée avec le dispositif modifié, une précision et une reproductibilité améliorées de l’impact FPI ont été obtenues¹³. L’impacteur modifié a la polyva...

Discussion

Les traumatismes crâniens se réfèrent à deux types principaux, fermés et pénétrants, ce dernier se caractérisant par une perturbation du crâne et de la dure-mère. Les données cliniques suggèrent que les ICH sont plus fréquents que les lésions pénétrantes ^1,2. Après un seul traumatisme crânien léger, la plupart des patients présentent des symptômes du SPC qui disparaissent généralement dans un court laps de temps, et il existe une controvers...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
75% ethanol	Shandong XieKang Medical Technology Co., Ltd.	220502
Buprenorphine hydrochloride	Tianjin Pharmaceutical Research Institute Pharmaceutical Co., Ltd	H12020272	Solution, Analgesic
Carprofen	Shanghai Guchen Biotechnology Co., Ltd	53716-49-7	Powder, Analgesic
Chlorhexidine digluconate	Shanghai Macklin Biochemical Co.,Ltd.	18472-51-0	19%-21% aqueous solution, Antimicrobial
Dental cement and solvent kit	Shanghai New Century Dental Materials Co., Ltd.	20220405, 3#	Powder reconsituted in matching solvent
Dissecting microscope	Shenzhen RWD Life Science Inc.	77019
Erythromycin ointment	Wuhan Mayinglong Pharmaceutical Group Co.,Ltd.	220412	Antibiotic
Fiber Optic Cold Light Source	Shenzhen RWD Life Science Inc.	F-150C
Flat-tipped micro-drill bit	Shenzhen RWD Life Science Inc.	HM31008	2 mm, steel
FPI device software	Jiaxing Bocom Biotech Inc.	Biocom Animal Brain Impactor V1.0
ICR mice	Jinhua Laboratory Animal Center	Stock#2023091	25 Male mice, 25-30g, 8 weeks old
Isoflurane	Shandong Ante Animal Husbandry Technology Co., Ltd.	2023090501
Isothermal heating pad	Wenzhou Repshop Pet Products Co., Ltd.
Luer Loc hup			Custom made using a 19G needle hub
Micro hand-held skull drill	Shenzhen RWD Life Science Inc.	78001	Max: 38,000rpm
Modified FPI device	Jiaxing Bocom Biotech Inc.
Morris water maze	Shenzhen RWD Life Science Inc.	63031	Evaluate mouse spatial learning and memory abilities
Open field	Shenzhen RWD Life Science Inc.	63008	Evaluate mouse locomoation and anxiety
Ophthalmic lubricant	Suzhou Tianlong Pharmaceutical Co., Ltd.	SC230724B
Sodium diclofenac ointment	Wuhan Mayinglong Pharmaceutical Group Co.,Ltd.	221207	nonsteroidal anti-inflammatory drug
Small animal anesthesia system-Enhanced	Shenzhen RWD Life Science Inc.	R530IP
Smart video-tracking system	Panlab Harvard Apparatus Inc., MA, USA	V3.0	Animal tracking and analysis
Stereotactic frame	Shenzhen RWD Life Science Inc.	68043
Vetbond Tissue Adhesive	3M, St Paul, MN, USA	202402AX	Suture the animal wound
Y maze	Shenzhen RWD Life Science Inc.	63005	Evaluate mouse spatial working memory