얇아진 두개골 창과 유체 타악기를 통합한 반복적인 경미한 외상성 뇌 손상의 수정된 마우스 모델

요약

이 프로토콜은 폐쇄성 두부 손상(CHI) 방법을 통해 유도된 반복적인 경미한 외상성 뇌 손상(rmTBI)의 수정된 마우스 모델을 제시합니다. 이 접근법은 두개골 창과 유체 타악기를 사용하여 수막 노출로 인해 일반적으로 발생하는 염증을 줄이고 설치류의 rmTBI 모델링에서 재현성 및 정확도를 향상시킵니다.

초록

경미한 외상성 뇌 손상은 임상적으로 매우 이질적인 신경 장애입니다. 경증 TBI 후 신경병리학의 기전을 연구하고 치료제를 테스트하기 위해 잘 정의된 병리학을 가진 재현성이 높은 외상성 뇌손상(TBI) 동물 모델이 시급히 필요합니다. 동물 모델에서 TBI의 전체 후유증을 복제하는 것은 어려운 일임이 입증되었습니다. 따라서 TBI 환자에서 볼 수 있는 다양한 측면과 중증도를 설명하기 위해 TBI의 여러 동물 모델을 사용할 수 있어야 합니다. CHI는 rmTBI의 설치류 모델을 제작하는 가장 일반적인 방법 중 하나입니다. 그러나 이 방법은 사용된 충격 방법, 두개골 뼈의 두께와 모양, 동물 무호흡증, 사용된 머리 지지대 및 고정 유형 등 여러 요인에 취약합니다. 이 프로토콜의 목적은 얇은 두개골 창과 FPI(Fluid Percussion Injury) 방법의 조합을 시연하여 CHI 관련 rmTBI의 정확한 마우스 모델을 생성하는 것입니다. 이 프로토콜의 주요 목표는 두개골 두께, 모양 및 머리 지지대를 포함하여 CHI 및 FPI 모델링의 정확성과 일관성에 영향을 줄 수 있는 요인을 최소화하는 것입니다. 얇은 두개골 창 방법을 활용함으로써 개두술 및 FPI로 인한 잠재적 염증을 최소화하여 경증 TBI 환자에서 관찰된 임상적 특징을 복제하는 개선된 마우스 모델을 얻을 수 있습니다. 헤마톡실린(hematoxylin) 및 에오신(eosin, HE) 염색을 사용한 행동 및 조직학적 분석 결과는 rmTBI가 뇌의 행동과 총체적 형태 모두에 변화를 일으키는 누적 손상으로 이어질 수 있음을 시사합니다. 전반적으로, 변형된 CHI 관련 rmTBI는 연구자들이 rmTBI의 초점 및 미만성 병태생리학적 변화에 기여하는 기본 메커니즘을 탐구하는 데 유용한 도구를 제공합니다.

서문

뇌진탕 및 준뇌진탕을 포함한 경증 TBI는 모든 TBI 사례의 대부분을 차지합니다(전체 TBI의 >80%)¹. 경증 TBI는 일반적으로 낙상, 교통사고, 폭력 행위, 접촉 스포츠(예: 축구, 복싱, 하키) 및 군사 전투에 의해 발생한다 ^2,3. 경증 TBI는 환자의 일생 동안 신경 행동 기능에 영향을 미치고 신경 퇴행성 질환의 위험을 증가시키는 신경 생물학적 사건으로 이어질 수 있습니다 ^4,5,6. 동물 모델은 경증 TBI를 연구할 수 있는 효율적이고 통제된 수단을 제공하며, 경증 TBI의 진단 및 치료를 더욱 향상시킬 수 있기를 희망합니다. 경증 TBI에 대한 다양한 모델이 개발되었는데, 예를 들어 CCI(Controlled Cortical Impact), WD(Weight Drop), FPI(Fluid Percussion Injury) 및 blast-TBI 모델 ^7,8이 있다. 단일 실험 모델은 TBI 유발 병리학 ^9,10의 전체 복잡성을 모방할 수 없습니다. 이러한 모델의 이질성은 경증 TBI 환자와 관련된 다양한 특징을 다루고 해당 세포 및 분자 메커니즘을 조사하는 데 유리합니다. 그러나 TBI의 각 동물 모델^{에는 한계가} 있으며3 이는 동물 경증 TBI에 대한 현재의 지식과 그 임상적 타당성을 제한한다.

WD 및 CCI 모델은 뇌 조직 손실, 급성 경막하 혈종, 축삭 손상, 뇌진탕, 혈액-뇌 장벽 기능 장애 및 TBI ^3,11,12에 따른 혼수와 같은 임상 상태를 복제하는 데 사용됩니다. WD 모델은 자유롭게 떨어지는 추로 경막이나 두개골을 쳐서 뇌 손상을 유도하는 것을 포함합니다. 무게가 가해진 물체가 온전한 두개골에 가해지는 충격은 혼합된 초점/미만 부상을 재현할 수 있습니다. 그러나 이 방법은 부상 부위의 낮은 정확도 및 반복성, 반동 부상 및 두개골 골절로 인한 높은 사망률과 관련이 있습니다 ^3,11,12. CCI 모델은 공기 구동 금속을 적용하여 노출된 경막에 직접 충격을 가하는 것을 포함합니다. WD 모델과 비교하여, CCI 모델은 보다 정확하고 재현 가능하지만, 충격 팁(¹¹)의 직경이 작기 때문에 확산성 부상을 일으키지 않는다. FPI 모델링 중에 뇌 조직은 충격에 의해 잠시 변위되고 변형됩니다. FPI는 혼합성 국소/미만성 손상을 유발할 수 있으며 TBI 후 두개내 출혈, 뇌 부종 및 진행성 회백질 손상을 복제할 수 있습니다. 그러나 FPI는 뇌간 손상과 장기간의 무호흡증으로 인해 사망률이 높습니다 ^3,12. 기존의 WD, CCI 및 FPI 모델에 포함된 개두술은 대뇌 피질 타박상, 출혈성 병변, 혈액-뇌 장벽 손상, 면역 세포 침윤, 신경교세포 활성화, 모델링 시간 연장 및 치명적인 결과를 초래할 수 있습니다 ^3,12.

경증 TBI는 GCS(Glasgow coma scale, GCS) 점수가 13에서 15 사이의 범위를 특징으로 합니다². 경증 TBI는 국소 또는 미만성일 수 있으며 세포 항상성 파괴, 흥분독성, 포도당 고갈, 미토콘드리아 기능 장애, 혈류 장애 및 축삭 손상과 같은 급성 손상뿐만 아니라 축삭 손상, 신경 염증 및 신경교증을 포함한 아급성 손상과 관련이 있습니다 ^2,3. TBI의 복잡한 병태생리학을 설명하는 데 상당한 진전이 있었음에도 불구하고, 경증 TBI/rmTBI의 기전은 여전히 파악하기 어려우며 추가 연구가 필요하다⁹. CHI가 TBI⁽¹²)의 가장 흔한 유형이라는 점을 감안할 때, 이 프로토콜은 얇아진 두개골 창(¹³)에 충격을 가하기 위해 수정된 FPI 장치를 사용하여 보다 정밀하게 제어되는 rmTBI의 마우스 모델을 생성하는 새로운 접근법을 제시한다. 이 접근 방식은 개두술로 인한 부상, 다양한 두개골 두께 및 모양으로 인한 부정확성, 반동 부상을 방지함으로써 WD, CCI 및 FPI 모델과 관련된 주요 단점을 극복하는 것을 목표로 합니다. 얇아진 두개골 창에 FPI 충격을 가하면 rmTBI 후 뇌혈관 손상을 평가하는 데 편리하며 일부 모델에서 높은 사망률을 최소화하는 데 도움이 되어 TBI 환자의 임상적 특징과 더 유사합니다.

프로토콜

이 프로토콜과 관련된 모든 절차는 기관 동물 보호 및 사용 위원회 승인(Zhejiang Normal University, 허가 번호, dw2019005)에 따라 수행되었으며 ARRIVE 및 NIH Guide for the Care and Use of Laboratory Animals에 따라 수행되었습니다. 기술 사양은 재료 표에서 확인할 수 있습니다.

1. 동물 취급 절차

1. 22-24 °C의 온도, 40%-60%의 습도 범위, 12시간의 명암주기가 있는 통제된 환경에서 생쥐를 사육하고 물과 표준 생쥐 차우에 대한 임시 접근을 제공합니다. 이 실험의 목적을 위해, 25마리의 ICR 수컷 마우스(25-30 g, 8주령)를 사용하였다.
2. 마우스를 대조군(n=12) 또는 rmTBI 그룹(n=13)에 무작위로 할당합니다. rmTBI를 겪은 쥐에 대한 가짜 쥐의 잠재적인 공격을 방지하려면 별도의 케이지에 분리하십시오.
3. 실험을 시작하기 전에 쥐가 케이지 환경에 적응할 수 있도록 최소 1주일을 주십시오. 이 적응 기간은 쥐가 주변 환경에 익숙해지도록 하고 연구 중 생리적 또는 행동 반응에 대한 스트레스나 불안의 잠재적 영향을 최소화합니다.

2. TBI 장치 준비

1. 수정된 FPI 장치를 사용하여 마우스에서 rmTBI 모델을 제작합니다( 재료 표 참조; 그림 1A) ¹³. FPI 장치를 사용하기 전에 실린더와 튜빙 사이, 3방향 커넥터와 튜빙 사이의 접합부에 특히 주의하면서 모든 연결부에 누출 또는 균열의 징후가 있는지 주의 깊게 검사하십시오. 충격 압력을 정확하게 결정하기 위해, 압력 트랜스듀서는 유체 충격 손상 장치⁽¹³)에 대한 충격 지점까지 설치되었다.
2. 피스톤이 실린더 내부에서 부드럽게 움직이고 충격이 효과적으로 가해질 수 있는지 확인하기 위해 FPI 장치를 주의 깊게 검사하십시오(그림 1B). 시스템 내에 기포가 없는지 확인합니다. 기포가 감지되면 50mL 주사기를 사용하여 시스템에 증류수를 조심스럽게 추가하고 가까운 3방향 커넥터 및/또는 주사기를 통해 실린더 로드를 빠르게 밀어 기포를 배출합니다.
   알림: FPI 시스템은 실린더 내부의 증류수와 연결된 튜브로 구성됩니다. 결과의 정확성과 신뢰성을 보장하기 위해 작동 전에 장치를 보정하는 것이 중요합니다.

3. 두개골 얇아짐 준비

참고: 동물 수술 및 두개골 얇아짐 준비는 다른 마우스를 고려하여 수행해서는 안 됩니다. 얇아진 두개골 창은 FPI 시술 후 뇌혈관 손상을 평가하는 데 유용합니다.

1. 실험 운영자에게 모든 동물 취급 절차 동안 멸균 가운과 마스크를 착용하도록 지시하여 동물 센터의 요구 사항을 준수하십시오.
2. 70% 에탄올 스프레이를 사용하여 실험을 시작하기 전에 실험실 벤치 탑, FPI 장치, 마취 튜브 및 인접한 카운터 공간을 소독하십시오.
3. 수술 전에 가짜 그룹과 rmTBI 그룹 모두에서 마우스의 무게를 측정하고 실험 1주일 전에 기록된 체중과 비교합니다. 거친 털, 설사, 체중 감소 또는 무기력증과 같은 좋지 않은 건강을 보이는 쥐를 연구에서 제외하십시오. 또한 반복적인 충격을 견딜 수 있는 능력을 보장하기 위해 무게가 20g 미만인 마우스를 제외하십시오. 이러한 조치는 동물 복지를 유지하고 신뢰할 수 있는 실험 결과를 보장하는 데 매우 중요합니다.
4. 유도 챔버에서 3-4분 동안 4%-5% 이소플루란(1L/min의 유속으로 100% 산소)으로 마우스를 마취합니다. 수술 내내 윤활을 유지하기 위해 동물의 눈에 안과용 윤활제( 재료 표 참조)를 투여합니다. 통증을 완화하려면 마취 20분 전에 귀 사이의 중간 지점에 부프레노르핀(0.05mg/kg)을 투여하고 그 후에는 24시간 동안 6시간마다 투여합니다. 또한, 마취가 끝나면 각 동물에게 5mg/kg 카프로펜의 단일 피하 용량을 투여합니다.
5. 마우스가 righting과 페달 철수 반사를 잃은 후 머리를 소독하십시오. 수술용 가위를 사용하여 쥐 머리의 털을 자르고 면도기를 사용하여 남아 있는 털을 제거합니다. 2% 클로르헥시딘을 3회 순차적으로 바르고 75% 에탄올 스크럽을 뿌려 두피를 소독합니다.
6. 적절한 위생을 보장하기 위해 동물과 주변 지역 아래에 일회용 멸균 수술 패드를 놓습니다. 쥐의 두피 정중선을 따라 가는 작은 수술용 가위를 사용하여 1.5cm를 절개하여 수술 부위를 완전히 노출시킵니다(그림 2A).
7. 기존의 입체 프레임에서 단자가 없는 이어 바를 사용하여 마우스를 고정합니다( 재료 표 참조). 스테레오택스 프레임에서 마우스 헤드 위치를 조사할 특정 대상 영역에 따라 평평한 수준 또는 약간 기울어진 각도로 조정합니다. 나중에 염증이 생기지 않도록 수술 부위의 털을 깨끗이 닦아냅니다.
8. 기존의 등온 가열 패드를 사용하여 마우스의 체온을 37°C로 유지합니다( 재료 표 참조).
9. 수술 및 임팩트 허브(female Luer Lock) 설치 과정 중에는 보정된 기화기에 의해 조절되는 연속 2% 이소플루란 농도를 전달하는 노즈 콘으로 마우스 마취(발가락 또는 꼬리 꼬집음에 대한 반응 없음)를 유지합니다.
10. 멸균 식염수를 적신 면봉을 사용하여 얇아진 두개골 창 주변의 수술 부위를 조심스럽게 청소합니다.
11. 끝이 납작한 마이크로 드릴 비트( 재료 표, 그림 2B 참조)와 미세 수술 칼날을 사용하여 오른쪽 전두엽 운동 피질에 직경이 약 2.5mm, 두께가 20μm인 얇은 두개골 창을 만듭니다. 수술 부위는 브레그마 전방 1.5mm, 정중선 측면 1.3-2.0mm에 위치합니다(그림 2C).
    1. 얇은 두개골 창을 만드는 동안 마이크로 드릴이 두개골을 관통하는 것을 방지하려면 마이크로 드릴로 연마하는 동안 간헐적으로 두개골을 식염수로 적십니다.
    2. 가느다란 주사기 바늘의 납작한 끝으로 얇아진 두개골을 부드럽게 관찰하고 부드러움을 평가하여 두개골의 두께를 확인합니다. 두개골의 두께를 결정하기 위해 노출된 대뇌 피질 미세혈관의 투명도를 육안으로 추정합니다.
    3. 두개골의 두께를 확인하려면 얇아진 부위에 멸균 식염수를 바르고 기존의 해부 현미경을 사용하여 육안으로 검사합니다( 재료 표 참조). 이 기술은 두개골이 적절하게 얇아졌는지 확인하는 데 도움이 될 수 있습니다.
       알림: 건조를 방지하기 위해 얇은 두개골 준비 및 rmTBI 모델링 절차 전반에 걸쳐 쥐 눈을 윤활하십시오. 두개골을 15 μm 미만으로 얇게 만들면 경미한 피질 염증이 발생할 수 있는 경미한 피질 외상의 위험이 있다¹⁴.
12. 조정된 암 Luer Lock( 그림 2.2D와 같이 19G 바늘 허브에서 만든 내경 2mm)을 얇아진 두개골 부위에 부착합니다. 접착제와 치과용 시멘트로 Luer Lock을 고정합니다(그림 2E).
    알림: 접착제를 사용하여 얇은 두개골 창 주변 영역에 암 루어 잠금 장치를 고정할 때 두개골 영역을 완전히 건조시키고 접착제가 창 자체로 들어가는 것을 방지하는 것이 중요합니다. 창 내부의 접착제는 FPI의 충격력을 크게 줄일 수 있습니다.

4. CHI 관련 rmTBI 모델링 절차

1. 앞서 설명한 대로 수정된 FPI 장치와 함께 측면 유체 타악기 방법을 사용하여 rmTBI를 소개합니다^13,15.
2. 얇아진 두개골 창과 임팩트 허브 절차를 완료한 후 마우스를 입체 장치에서 임팩터 플랫폼으로 옮깁니다.
3. 마취가 타악기 ^9,16 후 동물의 교정 반사 시간 및 부상 중증도에 미치는 잠재적 영향을 감안할 때, 구개 및 발 철수 반사를 평가하여 마취 깊이를 모니터링합니다(그림 2F).
4. 얇은 두개골 창에 접착된 암 Luer Lock을 FPI 장치 튜브 끝에 있는 남성 Luer Lock에 연결합니다(그림 2G).
   참고: rmTBI 모델링에서 마우스의 이소플루란 유도 마취는 타악기에 의한 무호흡 및 무의식 유도로 인해 연장되었습니다.
5. 수정된 장치와 함께 두 개의 가벼운 TBI(48시간 간격)를 도입합니다. 두개골 엷게 만든 창 수술을 완료하고 Luer Lock을 설치한 직후 첫 번째 FPI 충격을 가합니다. 각 경우에 마우스가 발을 꼬집었을 때 철수 반사가 돌아오는 것을 보일 때만 FPI 충격을 투여하십시오(그림 2H). 심하게 마취된 마우스에 FPI 충격을 가하면 장기간의 무호흡과 사망을 유발할 수 있습니다.
   1. FPI 충격을 가하려면 장치의 각도기를 따라 진자를 지정된 각도까지 올리고 소프트웨어 제어^13,15를 사용하여 진자를 해제합니다. 충격은 설치류 연구 ^10,17,18에서 사용 된 확립 된 프로토콜에 따라 2.0 ± 0.1 atm의 타악기 강도를 달성해야합니다. 충격이 1.9-2.1 atm 사이에 등록되지 않았거나 FPI 중에 두개골 골절이 발생한 경우 동물을 추가 테스트에서 제외합니다.
   2. 가짜 쥐의 경우 장치에 고정하되 충격을 전달하지 마십시오.
6. 충격을 가한 후에는 즉시 Luer Lock 연결을 분리하고 회수를 위해 마우스를 등온 가열 패드로 옮깁니다. 쥐가 주의력과 의식을 되찾은 후에는 암컷 Luer Lock을 제거하지 않고 홈 케이지로 되돌려 놓습니다. 48시간 후에 동일한 방식으로 두 번째 FPI 충격을 투여합니다.
7. rmTBI 후 암 루어 잠금 장치와 치과용 시멘트를 조심스럽게 제거합니다. 티슈 접착제를 사용하여 두피를 봉합하고 납작한 집게를 사용하여 두피를 꼬집어 접착 과정을 용이하게 합니다( 재료 표 참조; 그림 2I).
8. 염증, 감염을 예방하고 수술 후 통증과 불편함을 완화하려면 에리스로마이신과 디클로페낙 나트륨 연고의 혼합물을 1:1 비율로 상처에 바르십시오( 재료 표 참조). 회수를 위해 마우스를 등온 가열 패드로 옮깁니다.
9. 마우스가 입체 장치에서 제거되고 FPI용 임팩터 플랫폼에 측면으로 배치될 때 시작되어 마우스가 독립적으로 똑바로 설 수 있을 때까지 계속되는 righting reflex의 지속 시간을 기록합니다.
10. 쥐가 경계심과 의식을 되찾으면 집으로 돌아가는 케이지로 되돌려 놓습니다. 생쥐는 일반적으로 의식이 완전히 회복되어 부상 후 1.5시간 이내에 걸을 수 있습니다.
11. TBI 모델링 후 며칠 동안 호흡 패턴, 코와 입 주변의 점액 존재, 상처 부위의 발적, 부기, 삼출물 또는 재개를 포함한 다양한 징후에 대해 마우스를 관찰합니다. 위의 비정상 증상 중 하나 이상을 가진 동물을 연구에서 제외합니다.
    참고: AAV-GCaMP6s의 사전 미세주입을 통해 이광자 레이저 스캐닝 현미경¹⁵을 사용하여 얇은 두개골 창을 통해 손상된 피질의 기저 신경 Ca2+ 항상성 및 흥분성을 관찰할 수 있습니다.

5. 모리스 워터 메이즈 (MWM) 테스트

참고: MWM( 재료 표 참조)은 TBI 후 마우스의 공간 학습 및 기억 결핍을 평가하기 위해 널리 알려진 방법입니다.

1. 부상 후 7일(DPI)부터 MWM 테스트를 수행합니다. MWM의 원형 수영장은 직경 120cm, 높이 50cm이며 수온은 25 °C로 유지되었습니다. 원형 수영장을 4개의 사분면으로 분리하고 탈출 플랫폼, 직경 6cm, 높이 30cm의 원형 플랫폼이 북동쪽 사분면의 수면 아래 1cm에 잠겨 있습니다.
2. 원형 수영장 바로 위에 카메라를 배치하여 쥐의 이동 궤적을 기록합니다. 이미지 수집 소프트웨어에서 쉽게 인식할 수 있도록 그리고 대기 시간, 수영 거리 및 이동 궤적을 포함한 데이터를 기록할 수 있도록 마우스의 등에 검은색 테이프를 표시합니다.
3. 각 사분면에 대해 한 번씩 4개 사분면 각각의 내벽을 향하도록 마우스를 물 속에 넣습니다. 쥐가 플랫폼을 찾으면 10초 동안 그대로 두십시오. 마우스가 60초 이내에 플랫폼을 찾지 못하면 운영자에게 마우스를 플랫폼으로 안내하고 10초 동안 플랫폼에 놓아둔 다음 마우스를 홈 케이지로 돌려보내 휴식을 취하도록 요청하십시오.
4. 각 마우스에 대해 수집 시험을 매일 4회 반복합니다. 획득 시험 후 12DPI에서 60초 공간 프로브 실험을 수행하고 마우스가 원래 플랫폼 영역을 횡단한 횟수와 플랫폼이 위치한 사분면에 마우스가 머무는 시간을 기록합니다.
5. 각 시험 후에는 수건으로 쥐를 빠르게 말리거나 온난화 램프 아래에 두어 DPI 7에서 DPI 11까지의 60초 획득 시험 동안 체온을 유지하고 저체온증을 방지합니다.
6. 위에서 설명한 실험 절차를 완료한 후 13DPI에서 펜토바르비탈(45mg/kg, ip)로 마우스를 마취합니다. 경막식으로 등장성 식염수를 관류한 다음 인산염 완충 식염수(pH 7.2)에 4% 파라포름알데히드를 관류합니다. 일반적인 HE 염색을 위해 뇌를 채취하여 총체적인 피질 및 해마 형태 변화를 평가합니다. HE 염색 프로토콜에 대한 상세한 설명은 선행 간행물^13,15에서 찾을 수 있다.
7. 모든 실험이 완료된 후 마우스 샘플이 필요하지 않은 경우 펜토바르비탈(≥100mg/kg, i.p.)을 과다 투여하여 마우스를 안락사시킵니다. 조직을 채취하거나 사체를 처리하기 전에 최소 60초 동안 심장 박동이 없을 때까지 쥐를 모니터링하십시오.

결과

이 연구에서 설명된 프로토콜은 얇은 두개골 창을 통해 rmTBI를 유도하는 방법을 간략하게 설명하며, 이는 기존 타악기 TBI 모델링 중 개두술 준비로 인한 뇌 손상에 대한 솔루션을 제공합니다. 이 수정된 유체 타악기 절차를 수정된 장치와 함께 사용함으로써 FPI 충격의 향상된 정밀도와 재현성이 달성되었습니다¹³. 수정된 임팩터는 두개골 개두술의 유무에 관계없이 CHI 및 FPI 모델...

토론

TBI는 폐쇄형과 관통성의 두 가지 주요 유형을 말하며, 후자는 두개골과 경막의 파괴를 특징으로 합니다. 임상 데이터에 따르면 CHI는 관통 부상보다 더 흔합니다 ^1,2. 한 번의 경미한 TBI 후유증 후, 대부분의 환자는 일반적으로 단기간에 해결되는 PCS 증상을 경험하며, PCS가 장기 후유증으로 발전하는 환자의 비율에 대해서는 논란이 있다^23,24<...

자료

Name	Company	Catalog Number	Comments
75% ethanol	Shandong XieKang Medical Technology Co., Ltd.	220502
Buprenorphine hydrochloride	Tianjin Pharmaceutical Research Institute Pharmaceutical Co., Ltd	H12020272	Solution, Analgesic
Carprofen	Shanghai Guchen Biotechnology Co., Ltd	53716-49-7	Powder, Analgesic
Chlorhexidine digluconate	Shanghai Macklin Biochemical Co.,Ltd.	18472-51-0	19%-21% aqueous solution, Antimicrobial
Dental cement and solvent kit	Shanghai New Century Dental Materials Co., Ltd.	20220405, 3#	Powder reconsituted in matching solvent
Dissecting microscope	Shenzhen RWD Life Science Inc.	77019
Erythromycin ointment	Wuhan Mayinglong Pharmaceutical Group Co.,Ltd.	220412	Antibiotic
Fiber Optic Cold Light Source	Shenzhen RWD Life Science Inc.	F-150C
Flat-tipped micro-drill bit	Shenzhen RWD Life Science Inc.	HM31008	2 mm, steel
FPI device software	Jiaxing Bocom Biotech Inc.	Biocom Animal Brain Impactor V1.0
ICR mice	Jinhua Laboratory Animal Center	Stock#2023091	25 Male mice, 25-30g, 8 weeks old
Isoflurane	Shandong Ante Animal Husbandry Technology Co., Ltd.	2023090501
Isothermal heating pad	Wenzhou Repshop Pet Products Co., Ltd.
Luer Loc hup			Custom made using a 19G needle hub
Micro hand-held skull drill	Shenzhen RWD Life Science Inc.	78001	Max: 38,000rpm
Modified FPI device	Jiaxing Bocom Biotech Inc.
Morris water maze	Shenzhen RWD Life Science Inc.	63031	Evaluate mouse spatial learning and memory abilities
Open field	Shenzhen RWD Life Science Inc.	63008	Evaluate mouse locomoation and anxiety
Ophthalmic lubricant	Suzhou Tianlong Pharmaceutical Co., Ltd.	SC230724B
Sodium diclofenac ointment	Wuhan Mayinglong Pharmaceutical Group Co.,Ltd.	221207	nonsteroidal anti-inflammatory drug
Small animal anesthesia system-Enhanced	Shenzhen RWD Life Science Inc.	R530IP
Smart video-tracking system	Panlab Harvard Apparatus Inc., MA, USA	V3.0	Animal tracking and analysis
Stereotactic frame	Shenzhen RWD Life Science Inc.	68043
Vetbond Tissue Adhesive	3M, St Paul, MN, USA	202402AX	Suture the animal wound
Y maze	Shenzhen RWD Life Science Inc.	63005	Evaluate mouse spatial working memory