АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

В этом протоколе представлена модифицированная мышиная модель повторяющейся легкой черепно-мозговой травмы (ЧМТ), индуцированной методом закрытой черепно-мозговой травмы (ЧС). Этот подход включает в себя утонченное окно черепа и перкуссию жидкости для уменьшения воспаления, обычно вызванного воздействием мозговых оболочек, а также улучшенную воспроизводимость и точность в моделировании rmTBI у грызунов.

Аннотация

Легкая черепно-мозговая травма является клинически высокогетерогенным неврологическим расстройством. Для изучения механизмов невропатологии после легкой ЧМТ и тестирования методов лечения крайне необходимы высоковоспроизводимые животные модели черепно-мозговой травмы (ЧМТ) с четко определенными патологиями. Воспроизведение всех последствий ЧМТ на животных моделях оказалось сложной задачей. Таким образом, наличие нескольких животных моделей ЧМТ необходимо для учета различных аспектов и тяжестей, наблюдаемых у пациентов с ЧМТ. CHI является одним из наиболее распространенных методов изготовления моделей rmTBI у грызунов. Тем не менее, этот метод подвержен влиянию многих факторов, включая используемый метод воздействия, толщину и форму кости черепа, апноэ у животных, а также тип используемой поддержки головы и иммобилизации. Целью данного протокола является демонстрация комбинации методов «окна истонченного черепа» и жидкостной перкуссионной травмы (FPI) для создания точной мышиной модели RMTBI, связанной с CHI. Основная цель этого протокола — свести к минимуму факторы, которые могут повлиять на точность и согласованность моделирования CHI и FPI, включая толщину костей черепа, форму и поддержку головы. Использование метода «окна истонченного черепа» сводит к минимуму потенциальное воспаление из-за трепанации черепа и FPI, что приводит к улучшению мышиной модели, которая воспроизводит клинические особенности, наблюдаемые у пациентов с легкой ЧМТ. Результаты поведенческого и гистологического анализа с использованием окрашивания гематоксилином и эозином (ПЭ) позволяют предположить, что ЧМТ может привести к кумулятивному повреждению, которое приводит к изменениям как в поведении, так и в общей морфологии мозга. В целом, модифицированный ЦИ, ассоциированный с ЧМЧ, представляет собой полезный инструмент для исследователей для изучения основных механизмов, которые способствуют фокальным и диффузным патофизиологическим изменениям при ЧМТ.

Введение

Легкая ЧМТ, включая сотрясение мозга и подсотрясение мозга, составляет большинство всех случаев ЧМТ (>80% всех ЧМТ)1. Легкая ЧМТ обычно возникает в результате падений, дорожно-транспортных происшествий, актов насилия, контактных видов спорта (например, футбола, бокса, хоккея) и военных боев 2,3. Легкая ЧМТ может привести к нейробиологическим событиям, которые влияют на нейроповеденческие функции на протяжении всей жизни пациента и увеличивают риск нейродегенеративных заболеваний 4,5,6. Животные модели обеспечивают эффективные и контролируемые средства для изучения легкой ЧМТ с надеждой на дальнейшее улучшение диагностики и лечения легкой ЧМТ. Были разработаны различные модели для легкой ЧМТ, такие как модели контролируемого кортикального воздействия (CCI), падения веса (WD), жидкостной перкуссионной травмы (FPI) и моделиblast-TBI 7,8. Ни одна экспериментальная модель не может имитировать всю сложность патологии, вызванной ЧМТ 9,10. Гетерогенность этих моделей является преимуществом для рассмотрения различных особенностей, связанных с пациентами с легкой ЧМТ, и исследования соответствующих клеточных и молекулярных механизмов. Тем не менее, каждая животная модель ЧМТ имеетсвои ограничения3, ограничивающие наши текущие знания о легкой ЧМТ у животных и их клинической значимости.

Модели WD и CCI используются для воспроизведения клинических состояний, таких как потеря мозговой ткани, острая субдуральная гематома, аксональная травма, сотрясение мозга, дисфункция гематоэнцефалического барьера и даже кома после ЧМТ 3,11,12. Модель WD включает в себя индуцирование повреждения мозга путем удара по твердой мозговой оболочке или черепу свободно падающими грузами. Воздействие утяжеленного объекта на неповрежденный череп может воспроизводить смешанные очаговые/диффузные травмы; Тем не менее, этот метод связан с низкой точностью и повторяемостью места травмы, рикошетной травмой и более высокой смертностью из-за переломов черепа 3,11,12. Модель CCI включает в себя применение металла с пневматическим приводом для прямого воздействия на открытую твердую мозговую оболочку. По сравнению с моделью WD, модель CCI является более точной и воспроизводимой, но она не приводит к диффузным травмам из-за малого диаметра ударного наконечника11. Во время моделирования FPI ткань мозга кратковременно смещается и деформируется под действием перкуссии. FPI может вызывать смешанное очаговое/диффузное повреждение и воспроизводить внутричерепное кровоизлияние, отек мозга и прогрессирующее повреждение серого вещества после ЧМТ. Тем не менее, FPI имеет высокий уровень смертности из-за повреждения ствола мозга и длительного апноэ 3,12. Трепанация черепа, используемая в обычных моделях WD, CCI и FPI, может привести к кортикальной контузии, геморрагическим поражениям, повреждению гематоэнцефалического барьера, инфильтрации иммунных клеток, активации глиальных клеток, увеличению времени моделирования и возможным летальным исходам 3,12.

Легкая ЧМТ характеризуется оценкой по шкале GCS (шкала комы Глазго, GCS) в диапазоне от 13 до 152. Легкая ЧМТ может быть как очаговой, так и диффузной и связана как с острыми травмами, такими как нарушение клеточного гомеостаза, эксайтотоксичность, истощение глюкозы, митохондриальная дисфункция, нарушение кровотока и повреждение аксонов, так и с подострыми травмами, включая повреждение аксонов, нейровоспаление и глиоз 2,3. Несмотря на значительный прогресс в описании сложной патофизиологии ЧМТ, основные механизмы легкой ЧМТ/ЧМТ остаются неясными и требуютдальнейшего изучения. Учитывая, что ЧН является наиболее распространенным типом ЧМТ12, этот протокол представляет собой новый подход к созданию более точно контролируемой мышиной модели ЧМТ с использованием модифицированного устройства FPI для выполнения удара в окне13 с истонченным черепом. Избегая травм, вызванных трепанацией черепа, переменной толщины черепа и неточностей, вызванных формой, а также рикошетной травмы, этот подход направлен на преодоление основных недостатков, связанных с моделями WD, CCI и FPI. Применение воздействия FPI на окно истонченного черепа удобно для оценки повреждения сосудов головного мозга после ЧМТ и помогает свести к минимуму высокие показатели смертности в некоторых моделях, что приводит к более близкому сходству с клиническими особенностями пациентов с ЧМТ.

протокол

Все процедуры, включенные в этот протокол, были выполнены с одобрения Комитета по уходу за животными и их использованию (Чжэцзянский педагогический университет, номер разрешения, dw2019005) и в соответствии с ARRIVAL и Руководством NIH по уходу и использованию лабораторных животных. С техническими характеристиками можно ознакомиться в Таблице материалов.

1. Порядок обращения с животными

  1. Домашние мыши в контролируемой среде с температурой 22-24 °C, влажностью в пределах 40%-60%, 12-часовым циклом свет/темнота, а также обеспечивают свободный доступ к воде и стандартному мышиному чау. Для проведения эксперимента было использовано 25 самцов мышей ICR (25-30 г, возраст 8 недель).
  2. Случайным образом распределите мышей либо в контрольную группу (n=12), либо в группу rmTBI (n=13). Чтобы предотвратить потенциальную агрессию со стороны фиктивных мышей по отношению к мышам, перенесшим ЧМТ, разделите их по отдельным клеткам.
  3. Дайте мышам не менее 1 недели на акклиматизацию к условиям клетки перед началом эксперимента. Этот период акклиматизации гарантирует, что мыши привыкнут к окружающей среде и сводит к минимуму потенциальное воздействие стресса или тревоги на физиологические или поведенческие реакции во время исследования.

2. Подготовка аппарата ЧМТ

  1. Изготовьте модель rmTBI на мышах с использованием модифицированного устройства FPI (см. Таблицу материалов; Рисунок 1А) 13. Перед использованием устройства FPI внимательно осмотрите все соединения на наличие признаков утечки или растрескивания, уделяя особое внимание местам соединения между цилиндром и трубкой, а также между трехконтактным соединителем и трубкой. Для точного определения давлений удара был установлен преобразователь давления в точке удара на устройстве 13 ударной травмыжидкостью.
  2. Проведите тщательный осмотр устройства FPI, чтобы убедиться, что поршень плавно движется внутри цилиндра и что удары могут быть эффективными (Рисунок 1B). Убедитесь, что в системе нет пузырьков воздуха. При обнаружении пузырьков воздуха осторожно добавьте в систему дистиллированную воду с помощью шприца объемом 50 мл и удалите пузырьки воздуха, быстро протолкнув стержень цилиндра через ближайший 3-ходовой разъем и/или через шприц.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Система FPI состоит из дистиллированной воды внутри цилиндра и подсоединенных трубок. Крайне важно откалибровать устройство перед началом работы, чтобы обеспечить точность и надежность результатов.

3. Подготовка истонченного черепа

ПРИМЕЧАНИЕ: Хирургическое вмешательство на животных и подготовка истонченного черепа не должны проводиться в присутствии других мышей. Окно истонченного черепа полезно для оценки повреждения сосудов головного мозга после процедуры FPI.

  1. Придерживайтесь требований центра для животных, проинструктировав оператора экспериментатора о необходимости носить стерильный халат и маску во время всех процедур обращения с животными.
  2. Перед началом эксперимента продезинфицируйте столешницу лабораторного стола, устройство FPI, анестезиологическую трубку и прилегающее противостоечное пространство с помощью спрея с использованием 70% этанола.
  3. Взвесьте мышей в обеих группах перед операцией и сравните их вес с весом, зарегистрированным за 1 неделю до эксперимента. Исключите из исследования мышей с плохим здоровьем, такими как грубая шубка, диарея, потеря веса или вялость. Кроме того, исключите мышей весом менее 20 г, чтобы обеспечить их способность переносить повторные удары. Эти меры имеют решающее значение для поддержания благополучия животных и обеспечения надежных результатов экспериментов.
  4. Обезболивайте мышей 4%-5% изофлураном (в 100% кислороде со скоростью потока 1 л/мин) в течение 3-4 мин в индукционной камере. Введите офтальмологическую смазку (см. Таблицу материалов) в глаза животного для поддержания смазки на протяжении всей операции. Чтобы уменьшить боль, вводите бупренорфин подкожно (0,05 мг/кг) в середину между ушами за 20 минут до анестезии, а затем каждые 6 часов в течение 24 часов. Кроме того, в конце анестезии введите каждому животному однократную подкожную дозу 5 мг/кг карпрофена.
  5. Дезинфицируйте голову после того, как мышь потеряла рефлексы выпрямления и отвода педалей. Подстригите шерсть на голове мыши с помощью хирургических ножниц и с помощью бритвы удалите остатки шерсти. Продезинфицируйте кожу головы тремя последовательными применениями 2% хлоргексидина, вперемешку с 75% этанолом.
  6. Положите одноразовую стерильную хирургическую прокладку под животное и прилегающую территорию, чтобы обеспечить надлежащую гигиену. Сделайте разрез 1,5 см с помощью тонких маленьких хирургических ножниц вдоль средней линии кожи головы мыши, чтобы полностью обнажить место операции (рисунок 2A).
  7. Закрепите мышь с помощью нетерминальных ушных накладок в обычной стереотаксической раме (см. Таблицу материалов). Отрегулируйте положение головки мыши в стереотаксической рамке на ровном уровне или под небольшим углом наклона в зависимости от конкретной целевой области, которая будет исследоваться. Очистите область операции от шерсти, чтобы избежать воспаления в дальнейшем.
  8. Поддерживайте температуру тела мыши на уровне 37 °C с помощью обычной изотермической грелки (см. Таблицу материалов).
  9. Во время установки хирургического и ударного концентратора (женского замка Luer Lock) поддерживайте мышиную анестезию (без реакции на защемление пальца ноги или хвоста) с помощью носового конуса, который обеспечивает непрерывную концентрацию изофлурана 2%, регулируемую откалиброванным испарителем.
  10. Осторожно очистите операционную область вокруг истонченного окна с помощью стерильного ватного тампона, смоченного в физрастворе.
  11. Создайте окно с утонченным черепом, примерно 2,5 мм в диаметре и 20 мкм в толщине, в правой лобной моторной коре с помощью микросверла с плоским наконечником (см. Таблицу материалов, рис. 2B) и микрохирургического лезвия. Расположите операционное поле на расстоянии 1,5 мм от брегмы и на 1,3-2,0 мм латеральнее от средней линии (рис. 2C).
    1. Чтобы предотвратить проникновение микросверла в череп во время создания окна истонченного черепа, периодически смачивайте череп физиологическим раствором во время шлифовки микродрели.
    2. Подтвердите толщину черепа, осторожно прощупав истонченный череп уплощенным кончиком тонкой иглы шприца и оценив его мягкость. Оцените чистоту обнаженных корковых микрососудов визуально, чтобы определить толщину черепа.
    3. Чтобы проверить толщину черепа, нанесите стерильный физиологический раствор на истонченный участок и визуально осмотрите с помощью обычного препарирующего микроскопа (см. Таблицу материалов). Этот метод может помочь убедиться, что череп был адекватно истончен.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Смазывайте мышиный глаз на протяжении всей процедуры подготовки истонченного черепа и моделирования rmTBI, чтобы предотвратить высыхание. Истончение черепа до менее чем 15 мкм сопряжено с риском легкой корковой травмы, которая может привести к легкому воспалению коры головного мозга14.
  12. Прикрепите отрегулированный внутренний замок Luer Lock (внутренний диаметр 2,2 мм, созданный из ступицы иглы 19G, как показано на рисунке 2D) к участку истонченного черепа. Закрепите замок Люэра с помощью клея и стоматологического цемента (Рисунок 2E).
    ПРИМЕЧАНИЕ: При использовании клея для крепления женского замка Люэра к области вокруг истонченного окна с черепом, крайне важно тщательно высушить область черепа и предотвратить попадание клея внутрь самого окна. Клей внутри окна может значительно снизить силу удара FPI.

4. Процедура моделирования rmTBI, ассоциированной с CHI

  1. Введение rmTBI с использованием метода латеральной перкуссии жидкости с модифицированным устройством FPI, как описано ранее13,15.
  2. После завершения процедур с утонченным окном черепа и ударным концентратором перенесите мышь из стереотаксического аппарата на платформу ударного устройства.
  3. Учитывая потенциальное влияние анестезии на время рефлекса выпрямления животных и тяжесть травмы после перкуссии 9,16, контролируйте глубину анестезии, оценивая глазные рефлексы и рефлексы отведения лапы (рис. 2F).
  4. Подсоедините замок Люэра с внутренней резьбой, который был наклеен на окно с утонченным черепом, к замку Люэра с внутренней резьбой на конце трубки устройства FPI (рис. 2G).
    Примечание: При моделировании rmTBI индуцированная изофлураном анестезия у мышей была продлена из-за индукции апноэ и потери сознания при перкуссии.
  5. Введите две легкие ЧМТ (интервал 48 часов) с помощью модифицированного устройства. Нанесите первый удар FPI сразу после завершения операции по установке окна с истонченным черепом и установки замка Люэра. Применяйте воздействие FPI только после того, как мышь каждый раз демонстрирует возврат рефлекса отвода при щиплении лапы (рисунок 2H). Применение воздействия FPI на мышей с глубоким наркозом может вызвать длительное апноэ и смерть.
    1. Для приложения удара FPI необходимо поднять маятник на заданный градус вдоль транспортира на устройстве и отпустить маятник с помощью программного управления13,15. Удар должен достигать интенсивности удара 2,0 ± 0,1 атм, в соответствии с установленными протоколами, используемыми в исследованиях на грызунах 10,17,18. Исключить животных из дальнейших испытаний, если удар не был зарегистрирован в диапазоне от 1,9 до 2,1 атм или если во время FPI произошло перелом черепа.
    2. Для бутафорских мышей закрепите их на аппарате, но не наносите удар.
  6. После удара немедленно отсоедините соединение замка Люэра и переложите мышей на изотермическую грелку для восстановления. После того как мышь восстановит бдительность и сознание, верните ее в домашнюю клетку, не снимая замок Луэра самки. Выполните второе воздействие FPI таким же образом, через 48 часов.
  7. После ЧМТ осторожно удалите женский замок Люэра и стоматологический цемент. Наложите швы на кожу головы с помощью тканевого клея и используйте плоские щипцы для ущипывания кожи головы, чтобы облегчить процесс склеивания (см. Таблицу материалов; Рисунок 2I).
  8. Чтобы предотвратить воспаление, инфекцию и облегчить послеоперационную боль и дискомфорт, нанесите на рану смесь мази эритромицина и диклофенака натрия в соотношении 1:1 (см. Таблицу материалов). Перенесите мышей на изотермическую грелку для восстановления.
  9. Запишите продолжительность рефлекса выпрямления, который начинается, когда мышь извлекается из стереотаксического аппарата и помещается латерально на ударную платформу для FPI, и продолжается до тех пор, пока мышь не сможет самостоятельно стоять в вертикальном положении.
  10. После того как мышь восстановит бдительность и сознание, верните ее в домашнюю клетку. Мыши, как правило, находятся в полном сознании и могут ходить в течение 1,5 ч после травмы.
  11. В течение нескольких дней после моделирования ЧМТ наблюдайте за мышами на предмет различных признаков, включая характер дыхания, наличие слизи вокруг носа и рта, а также покраснение, отек, экссудат или повторное открытие области раны. Исключите из исследования животных с одним или несколькими из вышеперечисленных аномальных симптомов.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Предварительная микроинъекция AAV-GCaMP6s позволяет наблюдать за основным нейронным гомеостазом Ca2+ и возбудимостью в поврежденной коре через окно истонченного черепа с помощью двухфотонной лазерной сканирующей микроскопии15.

5. Испытание водного лабиринта Морриса (MWM)

ПРИМЕЧАНИЕ: MWM (см. Таблицу материалов) является широко признанным методом оценки пространственного обучения и дефицита памяти у мышей после ЧМТ.

  1. Проводите тест MWM, начиная с 7 дня после травмы (DPI). Круглый бассейн MWM имел диаметр 120 см и высоту 50 см, температура воды поддерживалась на уровне 25 °C. Разделите круглый бассейн на четыре квадранта, с аварийной платформой, круглой платформой диаметром 6 см и высотой 30 см, погруженной на глубину 1 см под поверхность воды в северо-восточном квадранте.
  2. Расположите камеру прямо над круглым бассейном, чтобы зафиксировать траекторию движения мышей. Пометьте мышей черной лентой на спине, чтобы облегчить распознавание с помощью программного обеспечения для получения изображений и для записи данных, включая задержку, расстояние плавания и траекторию движения.
  3. Поместите мышей в воду лицом к внутренней стенке каждого из четырех квадрантов, по одному разу для каждого квадранта. Как только мыши найдут платформу, дайте им отдохнуть там в течение 10 секунд. Если мышь не может найти платформу в течение 60 секунд, попросите оператора направить мышь к платформе, дайте ей отдохнуть на платформе в течение 10 секунд, а затем верните мышь в исходную клетку для отдыха.
  4. Повторяйте для каждой мыши пробную попытку получения 4 раза в день. После испытаний на 12 DPI проведите эксперимент с пространственным зондом с длительностью 60 с и запишите количество раз, когда мыши пересекали исходную область платформы, и продолжительность пребывания мыши в квадранте, где была расположена платформа.
  5. После каждого испытания быстро вытирайте мышей полотенцем или подкладывайте под нагревательную лампу, чтобы поддерживать температуру их тела и предотвратить переохлаждение во время 60-секундного исследования с DPI 7 до DPI 11.
  6. После завершения описанных выше экспериментальных процедур обезболить мышей пентобарбиталом (45 мг/кг, в/в) в дозе 13 DPI. Перфузируйте изотонический физиологический раствор транскардиально с последующей перфузией 4% параформальдегидом в фосфатно-солевом буфере (pH 7,2). Извлеките мозг для традиционного окрашивания HE, чтобы оценить грубые изменения морфологии коры головного мозга и гиппокампа. Подробное описание протокола окрашивания ПЭ можно найти в предыдущих публикациях13,15.
  7. После завершения всех экспериментов усыпить мышей путем введения передозировки пентобарбитала (≥100 мг/кг, внутримышечно), если нет необходимых образцов мыши. Прежде чем собирать ткани или утилизировать тушку, следите за мышью до тех пор, пока сердцебиение не исчезнет в течение как минимум 60 секунд.

Результаты

Протокол, описанный в этом исследовании, описывает метод индуцирования rmTBI через окно с истонченным черепом, который предлагает решение для травмы головного мозга, вызванной подготовкой к трепанации черепа во время традиционного моделирования перкуссии ЧМТ. Использование этой модифи...

Обсуждение

ЧМТ относится к двум основным типам: закрытым и проникающим, причем последний характеризуется разрушением черепа и твердой мозговой оболочки. Клинические данные свидетельствуют о том, что ЦИ более распространены, чем проникающие ранения 1,2. После одной ?...

Раскрытие информации

У авторов нет конфликта интересов, который можно было бы раскрыть.

Благодарности

Эта работа была поддержана Ключевым фондом социального развития муниципалитета Цзиньхуа (No 2020-3-071), Программой обучения студентов Чжэцзянского колледжа инновациям и предпринимательству (No: S202310345087, S202310345088) и Проектом плана научно-технической инновационной деятельности студентов колледжа провинции Чжэцзян (2023R404044). Авторы благодарят мисс Эмму Оуянг (студентку первого курса Университета Джона Хопкинса, бакалавр наук, Балтимор, США) за языковое редактирование статьи.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
75% ethanol Shandong XieKang Medical Technology Co., Ltd. 220502
Buprenorphine hydrochlorideTianjin Pharmaceutical Research Institute Pharmaceutical Co., LtdH12020272Solution, Analgesic
CarprofenShanghai Guchen Biotechnology Co., Ltd53716-49-7Powder, Analgesic
Chlorhexidine digluconateShanghai Macklin Biochemical Co.,Ltd.18472-51-019%-21% aqueous solution, Antimicrobial
Dental cement and solvent kitShanghai New Century Dental Materials Co., Ltd.20220405, 3#Powder reconsituted in matching solvent
Dissecting microscopeShenzhen RWD Life Science Inc.77019
Erythromycin ointment Wuhan Mayinglong Pharmaceutical Group Co.,Ltd.220412Antibiotic
Fiber Optic Cold Light SourceShenzhen RWD Life Science Inc.F-150C
Flat-tipped micro-drill bit Shenzhen RWD Life Science Inc.HM310082 mm, steel
FPI device softwareJiaxing Bocom Biotech Inc.Biocom Animal Brain Impactor V1.0
ICR miceJinhua Laboratory Animal Center  Stock#202309125 Male mice, 25-30g, 8 weeks old
IsofluraneShandong Ante Animal Husbandry Technology Co., Ltd. 2023090501
Isothermal heating pad Wenzhou Repshop Pet Products Co., Ltd. 
Luer Loc hupCustom made using a 19G needle hub
Micro hand-held skull drillShenzhen RWD Life Science Inc.78001Max: 38,000rpm
Modified FPI deviceJiaxing Bocom Biotech Inc.
Morris water mazeShenzhen RWD Life Science Inc.63031Evaluate mouse spatial learning and memory abilities
Open fieldShenzhen RWD Life Science Inc.63008Evaluate mouse locomoation and anxiety
Ophthalmic lubricant Suzhou Tianlong Pharmaceutical Co., Ltd. SC230724B
Sodium diclofenac ointment Wuhan Mayinglong Pharmaceutical Group Co.,Ltd.221207nonsteroidal anti-inflammatory drug
Small animal anesthesia system-Enhanced Shenzhen RWD Life Science Inc.R530IP
Smart video-tracking systemPanlab Harvard Apparatus Inc., MA, USAV3.0Animal tracking and analysis
Stereotactic frame Shenzhen RWD Life Science Inc.68043
Vetbond Tissue Adhesive3M, St Paul, MN, USA202402AXSuture the animal wound
Y mazeShenzhen RWD Life Science Inc.63005Evaluate mouse spatial working memory

Ссылки

  1. Jiang, J. Y., et al. Traumatic brain injury in china. Lancet Neurol. 18 (3), 286-295 (2019).
  2. Naumenko, Y., Yuryshinetz, I., Zabenko, Y., Pivneva, T. Mild traumatic brain injury as a pathological process. Heliyon. 9 (7), e18342 (2023).
  3. Zhao, Q., Zhang, J., Li, H., Li, H., Xie, F. Models of traumatic brain injury-highlights and drawbacks. Front Neurol. 14, 1151660 (2023).
  4. Grant, D. A., et al. Repeat mild traumatic brain injury in adolescent rats increases subsequent β-amyloid pathogenesis. J Neurotrauma. 35 (1), 94-104 (2018).
  5. Clark, A. L., et al. Repetitive mtbi is associated with age-related reductions in cerebral blood flow but not cortical thickness. J Cereb Blood Flow Metab. 41 (2), 431-444 (2021).
  6. Mcallister, T., Mccrea, M. Long-term cognitive and neuropsychiatric consequences of repetitive concussion and head-impact exposure. J Athl Train. 52 (3), 309-317 (2017).
  7. Xiong, Y., Mahmood, A., Chopp, M. Animal models of traumatic brain injury. Nat Rev Neurosci. 14 (2), 128-142 (2013).
  8. Pham, L., et al. proteomic alterations following repeated mild traumatic brain injury: Novel insights using a clinically relevant rat model. Neurobiol Dis. 148, 105151 (2021).
  9. Fehily, B., Fitzgerald, M. Repeated mild traumatic brain injury: Potential mechanisms of damage. Cell Transplant. 26 (7), 1131-1155 (2017).
  10. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal models of traumatic brain injury and assessment of injury severity. Mol Neurobiol. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  11. Freeman-Jones, E., Miller, W. H., Work, L. M., Fullerton, J. L. Polypathologies and animal models of traumatic brain injury. Brain Sci. 13 (12), 1709 (2023).
  12. Petersen, A., Soderstrom, M., Saha, B., Sharma, P. Animal models of traumatic brain injury: A review of pathophysiology to biomarkers and treatments. Exp Brain Res. 239 (10), 2939-2950 (2021).
  13. Ouyang, W., et al. Modified device for fluid percussion injury in rodents. J Neurosci Res. 96 (8), 1412-1429 (2018).
  14. Yang, G., Pan, F., Parkhurst, C. N., Grutzendler, J., Gan, W. B. Thinned-skull cranial window technique for long-term imaging of the cortex in live mice. Nat Protoc. 5 (2), 201-208 (2010).
  15. Liu, Y., Fan, Z., Wang, J., Dong, X., Ouyang, W. Modified mouse model of repeated mild traumatic brain injury through a thinned-skull window and fluid percussion. J Neurosci Res. 101 (10), 1633-1650 (2023).
  16. Bolton-Hall, A. N., Hubbard, W. B., Saatman, K. E. Experimental designs for repeated mild traumatic brain injury: Challenges and considerations. J Neurotrauma. 36 (8), 1203-1221 (2019).
  17. Aleem, M., Goswami, N., Kumar, M., Manda, K. Low-pressure fluid percussion minimally adds to the sham craniectomy-induced neurobehavioral changes: Implication for experimental traumatic brain injury model. Exp Neurol. 329, 113290 (2020).
  18. Katz, P. S., Molina, P. E. A lateral fluid percussion injury model for studying traumatic brain injury in rats. Methods Mol Biol. 1717, 27-36 (2018).
  19. Xiong, B., et al. Precise cerebral vascular atlas in stereotaxic coordinates of whole mouse brain. Front Neuroanat. 11, 128 (2017).
  20. Hoogenboom, W. S., et al. Evolving brain and behaviour changes in rats following repetitive subconcussive head impacts. Brain Commun. 5 (6), 316 (2023).
  21. Lipton, M. L., et al. Soccer heading is associated with white matter microstructural and cognitive abnormalities. Radiology. 268 (3), 850-857 (2013).
  22. Rubin, T. G., et al. Mri-defined white matter microstructural alteration associated with soccer heading is more extensive in women than men. Radiology. 289 (2), 478-486 (2018).
  23. Mcinnes, K., Friesen, C. L., Mackenzie, D. E., Westwood, D. A., Boe, S. G. Mild traumatic brain injury (mtbi) and chronic cognitive impairment: A scoping review. PLoS One. 12 (4), e0174847 (2017).
  24. Marschner, L., et al. Single mild traumatic brain injury results in transiently impaired spatial long-term memory and altered search strategies. Behav Brain Res. 365, 222-230 (2019).
  25. Hoogenboom, W. S., Branch, C. A., Lipton, M. L. Animal models of closed-skull, repetitive mild traumatic brain injury. Pharmacol Ther. 198, 109-122 (2019).
  26. Cunningham, J., Broglio, S. P., O'grady, M., Wilson, F. History of sport-related concussion and long-term clinical cognitive health outcomes in retired athletes: A systematic review. J Athl Train. 55 (2), 132-158 (2020).
  27. Fidan, E., et al. Repetitive mild traumatic brain injury in the developing brain: Effects on long-term functional outcome and neuropathology. J Neurotrauma. 33 (7), 641-651 (2016).
  28. Nguyen, T., et al. Repeated closed-head mild traumatic brain injury-induced inflammation is associated with nociceptive sensitization. J Neuroinflammation. 20 (1), 196 (2023).
  29. Ren, H., et al. Enriched endogenous omega-3 fatty acids in mice ameliorate parenchymal cell death after traumatic brain injury. Mol Neurobiol. 54 (5), 3317-3326 (2017).
  30. Lillie, E. M., Urban, J. E., Lynch, S. K., Weaver, A. A., Stitzel, J. D. Evaluation of skull cortical thickness changes with age and sex from computed tomography scans. J Bone Miner Res. 31 (2), 299-307 (2016).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

FPIRmTBI

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены