Nous remercions Yutian Gan pour l&#39;utilisation de la figure 3. Ce travail a été soutenu par la National Science Foundation 0420971; Smith College Blakeslee, Wilens et des fonds de Holmes, et le Howard Hughes Medical Institute.

1. La préparation des échantillons <ol><li> Utilisez frais, tissus congelés ou flash-RNAlater-traitée chez la souris comme matériel de départ. Blot l&#39;écart aucun conservateur excédent avec un Kimwipe avant de procéder. </li><li> Retirez tous les tendons et le fascia qui entoure le muscle et émincer le tissu avec une seule lame de rasoir tranchant pendant 2 min sur les plaques de verre refroidi dans une chambre froide (4 ° C) jusqu&#39;à ce que le tissu est bien hachée ou en poudre. Recueillir l&#39;échantillon dans un tube pré-pesé microcentrifugeuse et déterminer le poids du tissu. N&#39;utilisez pas plus de 10 mg de tissu que votre matériel de départ. </li><li> Ajouter 45 uL de tampon d&#39;extraction (8 M d&#39;urée, 50 mM DTT, CHAPS 4%, 0,2% des ampholytes porteuse 5 / 8, 0,0002% bleu de bromophénol) pour 1 mg de tissu hachée, à température ambiante. Si le volume est supérieur à 350 uL, ajouter 350 uL d&#39;abord et homogénéiser (étape 1.4), puis ajouter le reste de la mémoire tampon pour minimiser les éclaboussures. </li><li> Homogénéiser le tissu sept fois avec un pilon motorisés (Kontes Corp) pendant 15 secondes à4 ° C, avec deux minutes de refroidissement sur la glace entre chaque homogénéisation. </li><li> Centrifuger les échantillons à 15600 xg pendant 30 minutes à 4 ° C. Enregistrer le surnageant et mesurer son volume. Les débris culot cellulaire est jeté. </li><li> Précipiter les protéines dans le surnageant avec glacée de qualité réactif d&#39;acétone (3 fois v: rapport V). Vortex les tubes pendant 15 secondes. Centrifuger pendant 15 600 xg pendant 10 secondes pour former des boulettes, et remettre en suspension dans un tampon d&#39;extraction avec le moteur Kontes et tiges polypropylène agitation (BioSpec Prod) </li><li> Répétez 1,6 étape. </li><li> Soit procéder à l&#39;estimation concentration en protéines des échantillons ou les stocker à -20 ° C. </li></ol> 2. Estimation de la concentration de protéines Utilisez le dosage de Lowry 7 ou le dosage BCA 8 (Pierce); objectif pour environ 4,5 mg -1 ml. 3. Focalisation isoélectrique <ol><li> Retirez une bande ReadyStrip IPG (11 cm, pH 5-8, Bio-Rad)de -20 ° C et le laisser se stabiliser à la température ambiante pendant 10-15 min. </li><li> Vortex de l&#39;échantillon et la pipette de 600 à 800 mg (volume total 200 pi) de l&#39;échantillon de protéines dans une ligne droite sur le bord arrière d&#39;un canal dans le plateau de réhydratation de l&#39;échantillon, en laissant environ 1 cm à chaque extrémité. </li><li> En utilisant une pince, retirez le couvercle en plastique de la bande de GPI - assurez-vous de traiter seulement les extrémités de la bande et éviter tout contact avec le gel. Notez la fin de la bande de base et le positionner sur le côté gauche du bac. Placez la bande de gel IPG vers le bas sur le dessus de l&#39;échantillon, éviter les bulles piégeage dessous. Permettez-lui de se réhydrater pendant une heure. </li><li> Superposition avec 2,5 mL d&#39;huile minérale (BioRad). Couvrir le bac avec le couvercle, et laisser réhydrater une nuit à température ambiante. </li><li> Placez une mèche de papier aux deux extrémités de la chaîne Bac concentrant et humide chacun avec 10 uL d&#39;eau Millipore. </li><li> Sortez IPG bande et tenir verticalement pendant environ 10 secondes de la vidange de l&#39;huile. Éponger la matière plastique BACKing avec un Kimwipe. </li><li> Placez le côté bande de gel IPG bas et avec la fin de base pour la gauche dans la barre de focalisation. Couvrir la bande avec 2,5 mL d&#39;huile minérale. </li><li> Placez le bac dans la cellule PROTEAN IEF (Bio-Rad) et le programme d&#39;un protocole en 3 étapes (tableau 1) à la température de cellule par défaut de 20 ° C, un courant maximal de 50 mA / bande, et pas le temps de réhydratation. <table border="1"><tbody><tr><td></td><td> Tension </td><td> Temps </td><td> Volt-Hrs </td><td> Rampe </td></tr><tr><td> Etape 1 </td><td> 250 </td><td> 20 min </td><td></td><td> Linéaire </td></tr><tr><td> Etape 2 </td><td> 8000 </td><td> 2,5 heures </td><td></td><td> Linéaire </td></tr><tr><td> Etape 3 </td><td> 8000 </td><td></td><td> 40000 </td><td> Rapide </td></tr><tr><td> Total des </td><td></td><td> 6,5 h </td><td> 40000 </td><td></td></tr></tbody></table> Tableau 1. Trois étapes du protocole d&#39;PROTEAN IEF cellule pour 11 cm IPG strips. </li><li> Prenez les bandes IPG hors de la cellule en utilisant une pince IEF. Blot le support plastique avec un Kimwipe et placer le côté bande de gel IPG dans un bac de réhydratation propre. Vous pouvez couvrir le plateau de réhydratation et l&#39;envelopper d&#39;une pellicule plastique et conserver à - 80 ° C ou procéder. </li></ol> 4. Électrophorèse sur gel de polyacrylamide SDS <ol><li> Transfert de la bande (côté gel) dans un bac de 11 cm d&#39;équilibration. </li><li> Ajouter 4 mL de tampon de réduction (6 M d&#39;urée, 2% SDS, 0,05 M Tris / HCl pH 8,8, glycérol 20%, 2% TNT) pour le canal et équilibrer la bande pendant 10 min avec agitation légère. </li><li> Retirer le tampon de réduction, ajouter 4 ml de tampon d&#39;alkylation (6 M d&#39;urée, 2% SDS, 0,05 M Tris / HCl pH 8,8, glycérol 20%, 2,5% iodoacétamide) et équilibrer la bande pendant 10 minutes avec agitation légère. </li><li> Rincer la bande IPG en plongeant le STRIbrièvement p 1 x tampon SDS course (Tris 25 mM, glycine 192 mM, SDS 0,1%, pH 8,2). </li><li> Lay le côté gel de la bande de monter sur la plaque arrière de la 11 cm Critère préfabriqués 10,5% -14% de Tris-HCl gel de polyacrylamide SDS (Bio-Rad) et poussez-le délicatement dans le de sorte qu&#39;il fasse plein contact avec le gel SDS; Assurez-vous pas de bulles sont emprisonnées entre les deux surfaces de gel. </li><li> Superposition la bande IPG avec 1 ml de solution fondue d&#39;agarose (0,5% d&#39;agarose, Tris 25 mM, glycine 192 mM, SDS 0,1%, bleu de bromophénol) et de laisser l&#39;agarose solidifier pendant 5 minutes. </li><li> Charge 5 pi de marqueur protéique de 10 à 225 kDa (USB, P / N: 76740) dans le seul puits que les normes de poids moléculaire. </li><li> Exécutez le gel dans du tampon SDS (Tris 25 mM, glycine 192 mM, SDS 0,1%, pH 8,2) à 200 V à température ambiante ou dans une chambre froide (4 ° C) en utilisant le bleu de bromophénol migrations devant colorant pour suivre l&#39;électrophorèse. </li><li> Retirer le gel de la fonte en plastique et aux taches nuit en secouant doucement dans Coomassie Brilliant BlueR-250 tache (45,5% de méthanol, de 45,5% dH2O, 9,0% d&#39;acide acétique, 0,25% bleu de Coomassie R-250). </li><li> Agiter le gel dans une solution de Décolorer (45,5% de méthanol, de 45,5% dH 2 O, 9,0% d&#39;acide acétique) à deux reprises pour 3 heures chacune et Décolorer 2 (5% de méthanol, 90% dH 2 O, 5% d&#39;acide acétique) pendant la nuit. Stocker le gel dans l&#39;acide acétique 7% pour l&#39;analyse. </li></ol> 5. Gel d&#39;imagerie et d&#39;analyse <ol><li> Capturez des images des gels à l&#39;aide du logiciel Quantity One qui exploite le système d&#39;imagerie VersaDoc (BioRad). Cultures des zones d&#39;image de manière uniforme pour tous les gels dans votre expérience. </li><li> Chargez les images recadrées sur l&#39;PDQuest 8.0 logiciel pour créer un ensemble expérience. Suivez l&#39;assistant de configuration des essais pour définir les paramètres de détection de l&#39;angle et la place correspondant à travers le gel. Inspectez et affiner l&#39;endroit correspondant résultats manuellement si nécessaire. </li><li> Effectuer une analyse quantitative et statistique des gels de protéines pour détecter les points correspondant aux two fois ou plus de différence statistiquement significative de l&#39;expression entre les deux groupes de gel. Créer une analyse exposée avec ces taches d&#39;intérêt et les couper à l&#39;aide d&#39;un cutter place EXQuest (BioRad) pour la digestion de la trypsine et l&#39;identification des protéines par LC-MS-base. </li></ol> 6. En-gel digestion tryptique Pour cette étape, une Pierce modifiés en gel digestion trypsique Kit (# 89871X, Pierce) est un protocole utilisé. <ol><li> Ajouter 200 ul de solution de décoloration (25 mM de bicarbonate d&#39;ammonium, de l&#39;acétonitrile 50%) pour les bouchons de gel. Vortex et laisser incuber les échantillons à 37 ° C pendant 30 minutes avec agitation. Soigneusement enlever et jeter la solution. </li><li> Répétez l&#39;étape 6.1. </li><li> Ajouter 30 uL de tampon réduisant fraîchement préparés (50 mM Tris [2-carboxyéthyl] phosphine, 22,5 mM de bicarbonate d&#39;ammonium) pour les tubes contenant les fiches de gel et incuber à 60 ° C pendant 10 minutes. </li><li> Laisser les échantillons refroidir, puis retirez et jetez le tampon de réduction.</li><li> Ajouter 30 uL de tampon d&#39;alkylation (100 iodoacétamide mM, 20 mM de bicarbonate d&#39;ammonium, préparée immédiatement avant utilisation en papillote tubes. Incuber les échantillons dans l&#39;obscurité à température ambiante pendant 1 heure. </li><li> Retirez et jetez le tampon d&#39;alkylation. Lavez les bouchons de gel en ajoutant 200 uL de solution de décoloration à chaque tube. Incuber les échantillons à 37 ° C pendant 15 minutes. </li><li> Enlevez et jetez la solution de décoloration et répéter le lavage. </li><li> Ajouter 50 uL d&#39;acétonitrile pour les bouchons de gel et les incuber pendant 10 minutes à température ambiante pour leur permettre de réduire à sec, puis retirez délicatement l&#39;acétonitrile. </li><li> Répétez 6,8 étape une fois de plus. Morceaux de gel devrait ressembler blanches et petites. </li><li> Laisser des morceaux de gel à sécher dans un concentrateur Centrivap (Labconco, modèle EX1245) pendant 10 minutes. </li><li> Swell les morceaux de gel en ajoutant 10 ul de solution de trypsine activée (10 trypsine ng / uL, 25 mM de bicarbonate d&#39;ammonium). Incuber à température ambiante pendant 15 minutes. </li><li> Ajouter 25 uL de tampon de digestion (25 mM de bicarbonate d&#39;ammonium) pour les tubes. Incuber les échantillons à température ambiante pendant la nuit avec agitation. </li><li> Soniquer les échantillons pendant 10 minutes (Branson, modèle sonicateur de bain 2510) et les spin-down avant de retirer le surnageant dans un nouveau tube. Enregistrer le surnageant. </li><li> Afin d&#39;extraire des peptides, ajouter 10 ul d&#39;acide formique 0,1% et incuber pendant 5 minutes à température ambiante sous agitation. Soniquer les échantillons pendant 10 minutes, recueillir le surnageant et de combiner avec le surnageant enregistré à l&#39;étape 6.13. </li></ol> 7. Dessalage Microscale des extraits peptidiques <ol><li> Retirer du bicarbonate d&#39;ammonium et autres sels dans les extraits peptidiques avec l&#39;aide de PepClean C-18 colonnes de centrifugation (ThermoFisher) selon les instructions du fabricant. </li><li> Peptides Eluer deux fois avec 20 uL d&#39;acétonitrile 70%, évaporer les échantillons secs par centrifugation dans le concentrateur Centrivap pendant 1 heure et resuspendreles peptides dans 10 uL d&#39;acide formique 0,1% pour l&#39;analyse de la SEP. </li></ol> 8. Identification de protéines par HPLC-spectrométrie de masse couplée <ol><li> Séparé 5 uL du mélange peptidique sur un chromatographe en phase liquide à haute performance (CLHP) en 40 minutes, en utilisant un gradient linéaire d&#39;acétonitrile 2-50% d&#39;acide formique 0,2% sur un Pepswift monolithiques PS-DVB colonne (Dionex) couplé à un Nanospray j&#39;ai source sur un spectromètre de masse à trappe ionique (LCQ Deca XP Max, Thermo Fisher Scientific) à un débit de 400 Nl / min à la pointe. </li><li> Détecter les signaux peptidiques MS1 entre 400 - 1400 m / z et de permettre pour les 3 pics d&#39;ions les plus intenses d&#39;être isolé pour MS2 séquençage par CID avec l&#39;exclusion dynamique. </li><li> Pour l&#39;identification des protéines, l&#39;analyse des résultats peptide via une recherche SEQUEST souris base de données de référence (BioWorks logiciels, Thermo-Fisher Scientific) avec une modification cystéine alkylés statiques et dynamiques pour les modifications de phosphorylation (sérine, la thréonine, la tyrosine), méthylationtion (histidine), l&#39;oxydation (méthionine), ADP-ribosylation (arginine), et l&#39;acétylation N-terminale. Appliquer conservatrice des critères d&#39;appariement (par exemple, tolérance peptide fixé à 2 UMA et la tolérance 1,00 fragment, protéines contiennent au moins 2 peptides passant une Xcorr vs l&#39;état de charge du filtre [z = 1 / x = 1,5, z = 2 / x = 2,00, z = 3 / x = 2,50, z = 4 / x = 3,00] et une probabilité de p &lt;0,05) 5 et inspecter manuellement les spectres MS pour l&#39;identification des protéines confiant. </li></ol> 9. Les résultats représentatifs: Mâle et femelle non exercées, murin muscle squelettique (biceps brachial) a été extrait et séparé en une carte en deux dimensions 5, le premier niveau du muscle comparative du protéome (figure 2). Une fois visualisées en utilisant à haute résolution de l&#39;imagerie numérique; environ 800 spots de protéines ont été détectées dans chaque. En utilisant la carte masculine protéome comme une référence, il est clair qu&#39;il existe de nombreuses taches qui changent en abondance dans le protéome des femmes. Les intensités d&#39;accompagnement sont<html> des mesures de la variation des montants des protéines (figure 3). L&#39;identité des spots protéiques qui changent plus de deux fois (vers le haut ou le bas) et sont statistiquement significatifs (p &lt;0,05) avec un n = 5 souris, sont déterminées par analyse des séquences d&#39;acides aminés en utilisant la spectrométrie de masse de liquide chromatographie couplée. Ces résultats montrent que les femelles montrent une diminution de l&#39;abondance dans les enzymes du sucre métabolisme énergétique et dans l&#39;enzyme créatine kinase (CK) isoformes, un système d&#39;énergie différentes approvisionnement dans les muscles. Les humains et les animaux d&#39;affichage plus élevée des hommes les taux sériques de CK au repos et après l&#39;exercice 9,10, mais les taux sériques de CK ne sont pas nécessairement en corrélation avec la quantité de perturbation myofibrillaire 11,12. Ce dimorphisme entre les sexes dans l&#39;abondance cellulaire de la CK dans le muscle du biceps brachial murin est un roman finding5 et peuvent répondre aux différents physiologiquement les taux sériques de CK. Chiffres: g1.jpg &quot;/&gt; Figure 1. Un schéma d&#39;ensemble du protocole de protéomique comparative. Le protocole est subdivisé en trois groupes: préparation d&#39;échantillons, l&#39;analyse de l&#39;échantillon, et l&#39;identification des protéines. Les extrémités de chacun de ces trois groupes de protocoles sont aussi des lieux raisonnables pause, bien que les meilleurs résultats sont engrangés si le protocole global est effectué sans s&#39;arrêter. <img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/3536/3536fig2.jpg" /> Figure 2. Comparaison des femelles protéines murines biceps brachial taches relatives à l&#39;identique dans les taches biceps brachial masculin (cercles verts o). Spots qui a augmenté supérieur ou égal à deux fois chez les femelles sont encerclés rouge (o) et ceux qui ont diminué inférieur ou égal à deux fois sont encerclés bleu (o). <img alt="Figure 3" src="/files/ftp_upload/3536/3536fig3.jpg" /> Figure 3: Analyse de l&#39;intensité Gel Spot:. Axe X, les femmespré-exercice (contrôle, n = 5); axe Y, seule femme du groupe épisode 0 h point dans le temps (n = 5). La ligne de régression: coefficient de corrélation = 0,919; pente = 0,976; l&#39;origine = -0,0293. Spots-dessus de la ligne rouge et en dessous de la ligne bleue changer plus de + / - deux fois.

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	<li>Fehrenbach, E., Mooren, F. C., V&#246;lker, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Molecular and Cellular Exercise Physiology. , 199-217 (2005).</li><li>Mooren, F. C., Mooren, F. C., V&#246;lker, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Cell.">The Cell.</a> Molecular and Cellular Exercise Physiology. , 3-18 (2005).</li><li>Thompson, H. S., Clarkson, P. M., Scordilis, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+repeated+bout+effect+and+heat+shock+proteins:+intra-muscular+HSP27+and+HSP70+expression+following+two+bouts+of+eccentric+exercise+in+humans.">The repeated bout effect and heat shock proteins: intra-muscular HSP27 and HSP70 expression following two bouts of eccentric exercise in humans.</a> Acta. Physiol. Scand. 174, 47-56 (2002).</li><li>McHugh, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+advances+in+the+understanding+of+the+repeated+bout+effect:+the+protective+effect+against+muscle+damage+from+a+single+bout+of+eccentric+exercise.">Recent advances in the understanding of the repeated bout effect: the protective effect against muscle damage from a single bout of eccentric exercise.</a> Scand. J. Med. Sci. Sports. 13, 88-97 (2003).</li><li>Metskas, L. A., Kulp, M., Scordilis, S. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gender+Dimorphism+in+the+Exercise-Naïve+Murine+Skeletal+Muscle+Proteome.">Gender Dimorphism in the Exercise-Naïve Murine Skeletal Muscle Proteome.</a> Cell Molec. Biol. Lett. 15, 507-516 (2010).</li><li>Lopez, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-dimensional+electrophoresis+in+proteome+expression+analysis.">Two-dimensional electrophoresis in proteome expression analysis.</a> J. Chromatogr. B. 849, 190-202 (2007).</li><li>Lowry, O. H., Rosenburg, N. J., Farr, A. L., Randall, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+measurement+with+the+Folin+phenol+reagent.">Protein measurement with the Folin phenol reagent.</a> J. Biol. Chem. 193, 265-275 (1951).</li><li>Smith, P. K., Krohn, R. I., Hermanson, G. T., Mallia, A. K., Gartner, F. H., Provenzano, M. D., Fujimoto, E. K., Goeke, N. M., Olson, B. J., Klenk, D. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measurement+of+Protein+Using+Bicinchoninic+Acid.">Measurement of Protein Using Bicinchoninic Acid.</a> Anal. Biochem. 150, 76-85 (1985).</li><li>Norton, J. P., Clarkson, P. M., Graves, J. E., Litchfield, P. L., Kirwan, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serum+creatine+kinase+activity+and+body+composition+in+males+and+females.">Serum creatine kinase activity and body composition in males and females.</a> Hum. Biol. 57, 591-598 (1985).</li><li>Amelink, G. J., Kamp, H. H., B&#228;r, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creatine+kinase+isoenzyme+profiles+after+exercise+in+the+rat:+sex-linked+differences+in+leakage+of+CK-MM.">Creatine kinase isoenzyme profiles after exercise in the rat: sex-linked differences in leakage of CK-MM.</a> Pfl&#252;gers. Arch. 412, 417-421 (1988).</li><li>Kendall, B., Eston, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercise-induced+muscle+damage+and+the+potential+protective+role+of+estrogen.">Exercise-induced muscle damage and the potential protective role of estrogen.</a> Sports Med. 32 (2), 103-123 (2002).</li><li>Tiidus, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Can+oestrogen+influence+skeletal+muscle+damage,+inflammation,+and+repair?.">Can oestrogen influence skeletal muscle damage, inflammation, and repair?.</a> Br. J. Sports Med. 39, 251-253 (2005).</li></ol>

Pas de conflits d&#39;intérêt déclarés.

La méthode LC / MS protéomique présenté ici est un protocole plus fiable et reproductible pour une analyse rapide du premier niveau du protéome du muscle squelettique. Il permet une comparaison relativement utile de la spécificité des sexes. Protéines de faible abondance, il faudrait un fractionnement de l&#39;échantillon de muscle pour enlever autant de protéines contractiles que possible, augmentant ainsi les protéines de faible abondance. Adapter le profil du protéome peut être accompli avec des bandes de pH différents IPG large et suppléants des gels de gradient de pourcentage si désiré. Plus sensible taches fluorescentes existent, mais nous recommandons à chaque laboratoire de déterminer la linéarité de ces taches dans votre système. Pour une analyse plus rigoureuse de l&#39;expression des protéines du système DIGE (bidimensionnelle en gel d&#39;électrophorèse, GE Healthcare Life Sciences) peut être utilisé, cependant cela ajoute un niveau de complexité de la méthodologie. En outre, le protocole décrit ici peut être utilisé avec la plupart des animauxtissus mal pour lequel un génome a été séquencé, ainsi que le séquençage de novo d&#39;une protéine à partir de n&#39;importe quelle source, tant il peut être résolu sur un gel à deux dimensions, depuis les fragments qui se chevauchent enzymatiques peuvent être générés en utilisant les enzymes de haute pureté en plus à la trypsine. Des échantillons provenant de sources autres tissus peuvent exiger certaines modifications dans la méthodologie d&#39;extraction, surtout si la recherche de protéines membranaires et hydrophobes, cependant, nous avons eu de bons résultats en utilisant ce protocole avec les cardiaques, hépatiques, rénaux et les tissus du cerveau. Autres modifications post-traductionnelles peuvent être détectées en modifiant les critères spectre de masse de bases de données de recherche. En somme, nous avons présenté un protocole assez détaillé pour l&#39;analyse initiale de profilage protéome.

<table border="1"><tbody><tr><th> Nom du réactif </th><th> Tapez </th><th> Société </th><th> Numéro de catalogue </th><th> Commentaires </th></tr><tr><td> PepClean C-18 Spin Colonnes </td><td> Consommables </td><td> ThermoFisher Scientifique </td><td> PI-89870 </td><td></td></tr><tr><td> Monolithiques Pepswift colonne (100um x 5 cm) </td><td> Consommables </td><td> Dionex </td><td> 162348 </td><td></td></tr><tr><td> Critère préfabriqués 10,5% -14% SDS Tris-HCl des gels de polyacrylamide </td><td> Consommables </td><td> BioRad </td><td> 345-0106 </td><td></td></tr><tr><td> Readystrip bandes IPG </td><td> Consommables </td><td> BioRad </td><td> PH variable gammes </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;acide acétique </td><td> Réactif </td><td> Fisher Scientific </td><td> A465-1 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;acétone </td><td> Réactif </td><td> Pharmco </td><td> 329000 </td><td></td></tr><tr><td> Acétonitrile </td><td> Réactif </td><td> Fisher Scientific </td><td> A955 </td><td></td></tr><tr><td> Unegarose </td><td> Réactif </td><td> BioRad </td><td> 163-2111 </td><td> Revêtement solution </td></tr><tr><td> Bicarbonate d&#39;ammonium </td><td> Réactif </td><td> Fluka </td><td> 40867 </td><td></td></tr><tr><td> Bleu de bromophénol </td><td> Réactif </td><td> Fisher Scientific </td><td> BP114 </td><td></td></tr><tr><td> Bio-Lyte Ampholytes </td><td> Réactif </td><td> BioRad </td><td></td><td> PH variable gammes </td></tr><tr><td> CHAPS </td><td> Réactif </td><td> USB </td><td> 13361 </td><td></td></tr><tr><td> Commassie bleu R-250 </td><td> Réactif </td><td> ThermoFisher Scientifique </td><td> 20278 </td><td></td></tr><tr><td> Dithiothréitol (DTT) </td><td> Réactif </td><td> USB </td><td> 15395 </td><td></td></tr><tr><td> L&#39;acide formique </td><td> Réactif </td><td> ThermoFisher Scientifique </td><td> 28905 </td><td></td></tr><tr><td> Glycérol </td><td> Réactif </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> G6279 </td><td></td></tr><tr><td> Glycine </td><td> Réactif </td><td> USB </td><td> 16407 </td><td></td&gt; </tr><tr><td> Iodoacétamide </td><td> Réactif </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> I6125 </td><td></td></tr><tr><td> Méthanol </td><td> Réactif </td><td> Fisher Scientific </td><td> A452 </td><td></td></tr><tr><td> D&#39;huile minérale </td><td> Réactif </td><td> BioRad </td><td> 163-2129 </td><td></td></tr><tr><td> Dodécyl sulfate de sodium </td><td> Réactif </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> L6026 </td><td></td></tr><tr><td> Tris base </td><td> Réactif </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> 93349 </td><td></td></tr><tr><td> Tris [2-carboexyethyl] phosphine </td><td> Réactif </td><td> ThermoFisher Scientifique </td><td> 77720 </td><td></td></tr><tr><td> Trypsine endoprotéinase, TPCK traités, le grade MS </td><td> Réactif </td><td> Pierce </td><td> 90055 </td><td> modifiés </td></tr><tr><td> L&#39;urée </td><td> Réactif </td><td> USB </td><td> 75826 </td><td></td></tr><tr><td> Eau </td><td> Réactif </td><td> Burdick &amp; Jackson </td><td> 365 </td><td></td></tr><tr><td> Concentrateur Centrivap </td><td> Tool </td><td> Labconco </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Cutter place Exquest </td><td> Outil </td><td> BioRad </td><td></td><td></td></tr><tr><td> LCQ Deca XP Max ions spectromètre de masse piège </td><td> Outil </td><td> ThermoFisher Scientifique </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Motorisé pilon </td><td> Outil </td><td> Kontes Corp </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Polypropylène remuant </td><td> Outil </td><td> BioSpec Prod </td><td></td><td></td></tr><tr><td> tiges </td><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> PROTEAN IEF cellulaire </td><td> Outil </td><td> BioRad </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Sonicator </td><td> Outil </td><td> Branson </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Arpenteur plus HPLC système de </td><td> Outil </td><td> ThermoFisher Scientifique </td><td></td><td></td></tr><tr><td> VersaDoc imagerie système de </td><td> Outil </td><td> BioRad </td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

skeletal muscle gender dimorphism from proteomics

Contraction de brut dans le muscle squelettique est principalement déterminée par un nombre relativement faible de protéines contractiles, cependant ce tissu est également remarquable capacité d&#39;adaptation aux facteurs environnementaux tels que l&#39;hypertrophie 1 par des exercices de résistance et de l&#39;atrophie par désuétude. Elle a ainsi des expositions de remodelage et d&#39;adaptations à des stresseurs (chaleur, l&#39;ischémie, les métaux lourds, etc.) 2,3. Les dommages peuvent se produire au muscle par une force musculaire exerçant tout en allongeant, le 4 dite de contraction excentrique. Les protéines contractiles peuvent être endommagées dans ces efforts et ont besoin d&#39;être réparé, dégradé et / ou resynthétisé; ces fonctions ne font pas partie des protéines contractiles, mais d&#39;autres protéines beaucoup moins abondant dans la cellule. Pour déterminer ce sous-ensemble de protéines est impliquée dans l&#39;amélioration de ce type de dommages, un protéome global doit être établi avant l&#39;exercice 5, puis suivis à la suite de l&#39;exercice pour déterminer le différentiell&#39;expression des protéines et ainsi mettre en évidence de protéines candidates dans les adaptations à des dommages et de sa réparation. Par ailleurs, la plupart des études sur les muscles squelettiques ont été menées sur le mâle de l&#39;espèce et donc ne peuvent pas être représentatifs des muscles féminins. Dans cet article nous présentons une méthode pour extraire les protéines des muscles reproductible masculins et féminins, et les séparer par électrophorèse sur gel à deux dimensions suivie par imagerie de haute résolution numérique 6. Ceci fournit un protocole pour les taches (et des protéines par la suite identifié) qui montrent une réduction statistiquement significative (p &lt;0,05) deux fois augmenter ou diminuer, apparaissent ou disparaissent de l&#39;état du contrôle. Ces derniers sont ensuite excisés, digérés à la trypsine et séparés par chromatographie liquide à haute pression couplée à un spectromètre de masse (LC / MS) pour l&#39;identification des protéines (LC / MS / MS) 5. Cette méthodologie (figure 1) peut être utilisé sur de nombreux tissus, avec peu ou aucune modification (foie, cerveau, entendret etc.).

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Skeletal Muscle Gender Dimorphism from Proteomics

Un ensemble straight-forward de méthodes pour isoler et déterminer l&#39;identité des protéines les plus abondantes ont exprimé dans le muscle squelettique. Environ 800 places sont discernées sur un gel à deux dimensions à partir de 10 mg de muscle, ce qui permet pour la détermination du sexe d&#39;expression de protéines spécifiques. Ces méthodes donnent des résultats équivalents dans la plupart des tissus.

Skeletal Muscle dimorphisme des sexes de la protéomique

Gross contraction in skeletal muscle is primarily determined by a relatively small number of contractile proteins, however this tissue is also remarkably ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

12.4K vues.  Smith College. Un ensemble straight-forward de méthodes pour isoler et déterminer l'identité des protéines les plus abondantes ont exprimé dans le muscle squelettique. Environ 800 places sont discernées sur un gel à deux dimensions à partir de 10 mg de muscle, ce qui permet pour la détermination du sexe d'expression de protéines spécifiques. Ces méthodes donnent des résultats équivalents dans la plupart des tissus.

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Myo-mechanical Analysis of Isolated Skeletal Muscle

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force generation and fatigability in treated muscle. We describe a detailed approach to evaluating myo-mechanical properties in freshly explanted hindlimb muscle from the mouse. We describe the atraumatic harvest of mouse extensor digitorum longus muscle, mounting the muscle in a muscle strip myograph (Model 820MS; Danish Myo Technology), and the measurement of maximal twitch and tetanic tension, contraction time, and half-relaxation time, using a square pulse stimulator (Model S48; Grass Technologies). Using these measurements, we demonstrate the calculation of specific twitch and tetanic tension normalized to muscle cross-sectional area, the twitch-to-tetanic tension ratio, the force-frequency relationship curve and the low frequency fatigue curve 4. This analysis provides a method for quantitative comparison between therapeutic interventions in mouse models of muscle disease 1,2,3,5, as well as comparison of the effects of genetic modification on muscle function 6,7,8,9.

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for muscle disease, methods are needed to quantitate force generation and fatigability in treated muscle. We detail an approach to evaluating myo-mechanical properties in explanted mouse hindlimb muscle. This analysis provides a robust approach to quantitating the effects of genetic modification on muscle function, as well as comparison of therapies in mouse models of muscle disease.

Myo-mécanique Analyse des muscles squelettiques isolés

To assess the in vivo effects of therapeutic interventions for the treatment of muscle disease 1,2,3, quantitative methods are needed that measure force ...

Recherche

Médecine

Tibial Nerve Transection - A Standardized Model for Denervation-induced Skeletal Muscle Atrophy in Mice

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of denervation-induced skeletal muscle atrophy in rodents. Although originally developed and used extensively in the rat due to its larger size, the tibial nerve in mice is big enough that it can be easily manipulated with either crush or transection, leaving the peroneal and sural nerve branches of the sciatic nerve intact and thereby preserving their target muscles. Thus, this model offers the advantages of inducing less morbidity and impediment of ambulation than the sciatic nerve transection model and also allows investigators to study the physiologic, cellular and molecular biologic mechanisms regulating the process of muscle atrophy in genetically engineered mice. The tibial nerve supplies the gastrocnemius, soleus and plantaris muscles, so its transection permits the study of denervated skeletal muscle composed of fast twitch type II fibers and/or slow twitch type I fibers. Here we demonstrate the tibial nerve transection model in the C57Black6 mouse. We assess the atrophy of the gastrocnemius muscle, as a representative muscle, at 1, 2, and 4 weeks post-denervation by measuring muscle weights and fiber type specific cross-sectional area on paraffin-embedded histologic sections immunostained for fast twitch myosin.

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of skeletal muscle atrophy. The model surgical protocol is described and demonstrated in C57Black6 mice. &#160;

Tibial Nerve Transection - un modèle standardisé pour dénervation induit l&#39;atrophie musculaire chez les souris

The tibial nerve transection model is a well-tolerated, validated, and reproducible model of denervation-induced skeletal muscle atrophy in rodents. ...

Human Skeletal Muscle Biopsy Procedures Using the Modified Bergstr&#246;m Technique

The percutaneous biopsy technique enables researchers and clinicians to collect skeletal muscle tissue samples. The technique is safe and highly effective. This video describes the percutaneous biopsy technique using a modified Bergstr&#246;m needle to obtain skeletal muscle tissue samples from the vastus lateralis of human subjects. The Bergstr&#246;m needle consists of an outer cannula with a small opening (&#8216;window&#8217;) at the side of the tip and an inner trocar with a cutting blade at the distal end. Under local anesthesia and aseptic conditions, the needle is advanced into the skeletal muscle through an incision in the skin, subcutaneous tissue, and fascia. Next, suction is applied to the inner trocar, the outer trocar is pulled back, skeletal muscle tissue is drawn into the window of the outer cannula by the suction, and the inner trocar is rapidly closed, thus cutting or clipping the skeletal muscle tissue sample. The needle is rotated 90&#176;&#160;and another cut is made. This process may be repeated three more times. This multiple cutting technique typically produces a sample of 100-200 mg or more in healthy subjects and can be done immediately before, during, and after a bout of exercise or other intervention. Following post-biopsy dressing of the incision site, subjects typically resume their activities of daily living right away and can fully participate in vigorous physical activity within 48-72 hr. Subjects should avoid heavy resistance exercise for 48 hr to reduce the risk of herniation of the muscle through the incision in the fascia.

Human Skeletal Muscle Biopsy Procedures Using the Modified Bergstr&amp;#246;m Technique

The purpose of this video is to present the modified Bergstr&#246;m skeletal muscle biopsy technique on human subjects.

Procédures Muscle squelettique humain biopsie aide de la technique de modification Bergström

The percutaneous biopsy technique enables researchers and clinicians to collect skeletal muscle tissue samples. The technique is safe and highly ...

Preparation and Respirometric Assessment of Mitochondria Isolated from Skeletal Muscle Tissue Obtained by Percutaneous Needle Biopsy

Respirometric profiling of isolated mitochondria is commonly used to investigate electron transport chain function. We describe a method for obtaining samples of human Vastus lateralis, isolating mitochondria from minimal amounts of skeletal muscle tissue, and plate based respirometric profiling using an extracellular flux (XF) analyzer. Comparison of respirometric profiles obtained using 1.0, 2.5 and 5.0 &#956;g of mitochondria indicate that 1.0 &#956;g is sufficient to measure respiration and that 5.0 &#956;g provides most consistent results based on comparison of standard errors. Western blot analysis of isolated mitochondria for mitochondrial marker COX IV and non-mitochondrial tissue marker GAPDH indicate that there is limited non-mitochondrial contamination using this protocol. The ability to study mitochondrial respirometry in as little as 20 mg of muscle tissue allows users to utilize individual biopsies for multiple study endpoints in clinical research projects.

Methods for biopsy of Vastus lateralis, preparation of purified mitochondria, and respirometric profiling are described. The use of small muscle volume makes this technique suitable for clinical research applications.

Préparation et respirométrique évaluation des mitochondries isolées de tissu musculaire squelettique Obtenu par biopsie percutanée aiguille

Respirometric profiling of isolated mitochondria is commonly used to investigate electron transport chain function. We describe a method for obtaining ...

Quantitative Magnetic Resonance Imaging of Skeletal Muscle Disease

Quantitative magnetic resonance imaging (qMRI) describes the development and use of MRI to quantify physical, chemical, and/or biological properties of living systems. Neuromuscular diseases often exhibit a temporally varying, spatially heterogeneous, and multi-faceted pathology. The goal of this protocol is to characterize this pathology using qMRI methods. The MRI acquisition protocol begins with localizer images (used to locate the position of the body and tissue of interest within the MRI system), quality control measurements of relevant magnetic field distributions, and structural imaging for general anatomical characterization. The qMRI portion of the protocol includes measurements of the longitudinal and transverse relaxation time constants (T1 and T2, respectively). Also acquired are diffusion-tensor MRI data, in which water diffusivity is measured and used to infer pathological processes such as edema. Quantitative magnetization transfer imaging is used to characterize the relative tissue content of macromolecular and free water protons. Lastly, fat-water MRI methods are used to characterize fibro-adipose tissue replacement of muscle. In addition to describing the data acquisition and analysis procedures, this paper also discusses the potential problems associated with these methods, the analysis and interpretation of the data, MRI safety, and strategies for artifact reduction and protocol optimization.

Neuromuscular diseases often exhibit a temporally varying, spatially heterogeneous, and multi-faceted pathology. The goal of this protocol is to characterize this pathology using non-invasive magnetic resonance imaging methods.

Quantitative Imagerie par résonance magnétique de la maladie du muscle squelettique

Quantitative magnetic resonance imaging (qMRI) describes the development and use of MRI to quantify physical, chemical, and/or biological properties of ...

Human Vastus Lateralis Skeletal Muscle Biopsy Using the Weil-Blakesley Conchotome

Percutaneous muscle biopsy using the Weil-Blakesley conchotome is well established in both clinical and research practice. It is a safe, effective and well tolerated technique. The Weil-Blakesley conchotome has a sharp biting tip with a 4 - 6 mm wide hollow. It is inserted through a 5 - 10 mm skin incision and can be maneuvered for controlled tissue penetration. The tip is opened and closed within the tissue and then rotated through 90 -180&#176; to cut the muscle. The amount of muscle obtained following repeated sampling can vary from 20 mg to 290 mg which can be processed for both histology and molecular studies. The wound needs to be kept dry and vigorous physical activity kept to a minimum for approximately 72 hr although normal levels of activity can restart immediately following the procedure. This procedure is safe and effective when close attention is paid to the selection of subjects, full asepsis and post procedure care. &#160;Both right and left vastus lateralis are suitable for biopsy dependent on participant preference.

Human Vastus Lateralis Skeletal Muscle Biopsy Using the Weil-Blakesley Conchotome

This video demonstrates the technique of percutaneous muscle biopsy of the human vastus lateralis using the Weil-Blakesley conchotome.

Humain<em&gt; Vaste externe</em&gt; Biopsie de muscle squelettique Utilisation de la Weil-Blakesley Conchotome

Percutaneous muscle biopsy using the Weil-Blakesley conchotome is well established in both clinical and research practice. It is a safe, effective and ...

Induction and Assessment of Exertional Skeletal Muscle Damage in Humans

Contraction-induced muscle damage via voluntary eccentric (lengthening) contractions offers an excellent model for studying muscle adaptation and recovery in humans. Herein we discuss the design of an eccentric exercise protocol to induce damage in the quadriceps muscles, marked by changes in strength, soreness, and plasma creatine kinase levels. This method is simple, ethical, and widely applicable since it is performed in human participants and eliminates the interspecies translation of the results. Subjects perform 300 maximal eccentric contractions of the knee extensor muscles at a speed of 120&#176;/sec on an isokinetic dynamometer. The extent of the damage is measurable using relatively non-invasive isokinetic and isometric measures of strength loss, soreness, and plasma creatine kinase levels over several days following the exercise. Therefore, its application can be directed to specific populations in an attempt to identify mechanisms for muscle adaptation and regeneration.

This article describes a safe and reliable method to induce and quantify exertional skeletal muscle damage in human subjects.

Induction et évaluation des Exertional Skeletal dommages musculaires chez les humains

Contraction-induced muscle damage via voluntary eccentric (lengthening) contractions offers an excellent model for studying muscle adaptation and recovery ...

Phosphorus-31 Magnetic Resonance Spectroscopy: A Tool for Measuring In Vivo Mitochondrial Oxidative Phosphorylation Capacity in Human Skeletal Muscle

Skeletal muscle mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity, which is critically important in health and disease, can be measured in vivo and noninvasively in humans via phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS). However, the approach has not been widely adopted in translational and clinical research, with variations in methodology and limited guidance from the literature. Increased optimization, standardization, and dissemination of methods for in vivo 31PMRS would facilitate the development of targeted therapies to improve OXPHOS capacity and could ultimately favorably impact cardiovascular health. 31PMRS produces a noninvasive, in vivo measure of OXPHOS capacity in human skeletal muscle, as opposed to alternative measures obtained from explanted and potentially altered mitochondria via muscle biopsy. It relies upon only modest additional instrumentation beyond what is already in place on magnetic resonance scanners available for clinical and translational research at most institutions. In this work, we outline a method to measure in vivo skeletal muscle OXPHOS. The technique is demonstrated using a 1.5 Tesla whole-body MR scanner equipped with the suitable hardware and software for 31PMRS, and we explain a simple and robust protocol for in-magnet resistive exercise to rapidly fatigue the quadriceps muscle. Reproducibility and feasibility are demonstrated in volunteers as well as subjects over a wide range of functional capacities.

Phosphorus-31 Magnetic Resonance Spectroscopy: A Tool for Measuring In Vivo Mitochondrial Oxidative Phosphorylation Capacity in Human Skeletal Muscle

This work demonstrates the feasibility of an in vivo phosphorus-31 magnetic resonance spectroscopy (31PMRS) technique to quantify mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity in human skeletal muscle.

Phosphore-31 Spectroscopie par résonance magnétique: un outil de mesure<em&gt; In Vivo</em&gt; Capacité mitochondrial phosphorylation oxydative dans le muscle squelettique humain

Skeletal muscle mitochondrial oxidative phosphorylation (OXPHOS) capacity, which is critically important in health and disease, can be measured in vivo ...

Semi-automated Analysis of Mouse Skeletal Muscle Morphology and Fiber-type Composition

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of myosin heavy chain (MyHC) isoforms has emerged as a finer discriminator of fiber-type. Type I, type IIA, type IIX and type IIB fibers can now be identified with precision based on their MyHC profile; however, manual analysis of these data can be slow and down-right tedious. In this regard, rapid, accurate assessment of fiber-type composition and morphology is a very desirable tool. Here, we present a protocol for state-of-the-art immunohistochemical staining of MyHCs in frozen sections obtained from mouse hindlimb muscle in concert with a novel semi-automated algorithm that accelerates analysis of fiber-type and fiber morphology. As expected, the soleus muscle displayed staining for type I and type IIA fibers, but not for type IIX or type IIB fibers. On the other hand, the tibialis anterior muscle was composed predominantly of type IIX and type IIB fibers, a small fraction of type IIA fibers and little or no type I fibers. Several image transformations were used to generate probability maps for the purpose of measuring different aspects of fiber morphology (i.e., cross-sectional area (CSA), maximal and minimal Feret diameter). The values obtained for these parameters were then compared with manually-obtained values. No significant differences were observed between either mode of analysis with regards to CSA, maximal or minimal Feret diameter (all p &#62; 0.05), indicating the accuracy of our method. Thus, our immunostaining analysis protocol may be applied to the investigation of effects on muscle composition in many models of aging and myopathy.

Immunohistochemical staining of myosin heavy chain isoforms has emerged as the state-of-the-art discriminator of skeletal muscle fiber-type (i.e., type I, type IIA, type IIX, type IIB). Here, we present a staining protocol along with a novel semi-automated algorithm that facilitates rapid assessment of fiber-type and fiber morphology.

Analyse semi-automatique de souris Muscle squelettique morphologie et la Composition de la fibre de type

For years, distinctions between skeletal muscle fiber types were best visualized by myosin-ATPase staining. More recently, immunohistochemical staining of ...

Skeletal Muscle Neurovascular Coupling, Oxidative Capacity, and Microvascular Function with 'One Stop Shop' Near-infrared Spectroscopy

Exercise represents a major hemodynamic stress that demands a highly coordinated neurovascular response in order to match oxygen delivery to metabolic demand. Reactive hyperemia (in response to a brief period of tissue ischemia) is an independent predictor of cardiovascular events and provides important insight into vascular health and vasodilatory capacity. Skeletal muscle oxidative capacity is equally important in health and disease, as it determines the energy supply for myocellular processes. Here, we describe a simple, non-invasive approach using near-infrared spectroscopy to assess each of these major clinical endpoints (reactive hyperemia, neurovascular coupling, and muscle oxidative capacity) during a single clinic or laboratory visit. Unlike Doppler ultrasound, magnetic resonance images/spectroscopy, or invasive catheter-based flow measurements or muscle biopsies, our approach is less operator-dependent, low-cost, and completely non-invasive. Representative data from our lab taken together with summary data from previously published literature illustrate the utility of each of these end-points. Once this technique is mastered, application to clinical populations will provide important mechanistic insight into exercise intolerance and cardiovascular dysfunction.

Skeletal Muscle Neurovascular Coupling, Oxidative Capacity, and Microvascular Function with &#039;One Stop Shop&#039; Near-infrared Spectroscopy

Here, we describe a simple, non-invasive approach using near-infrared spectroscopy to assess reactive hyperemia, neurovascular coupling and skeletal muscle oxidative capacity in a single clinic or laboratory visit.

Couplage neurovasculaire Muscle squelettique, la capacité oxydative et microvasculaire fonction avec « One Stop Shop » de spectroscopie proche infrarouge

Exercise represents a major hemodynamic stress that demands a highly coordinated neurovascular response in order to match oxygen delivery to metabolic ...