TKMcG est soutenu par une bourse de la Société canadienne de thoracologie. CONTRIBUTION DES AUTEURS Tous les auteurs ont participé à la conception du manuscrit. En outre, TKMcG a initié le projet, a recueilli les résultats expérimentaux, ont contribué à la rédaction du manuscrit et son examen critique. AR recueilli et analysé les résultats expérimentaux, a rédigé le manuscrit et a contribué à son examen critique. LF recueillies résultats expérimentaux et a contribué à l&#39;examen critique du manuscrit. TFS et JGM contribué à l&#39;examen critique du manuscrit.

Les procédures décrites ci-dessous ont été approuvés par le Comité de protection des animaux institutionnelle Université McGill en conformité avec les lignes directrices du Conseil canadien de protection des animaux (CCPA). 1. Les étapes préparatoires <ol><li> Solutions: <ol><li> Methacholine: Préparer une solution stock à 50 mg / ml et faire des dilutions en série (1:1) en fonction des concentrations à tester 5. Laisser les solutions pour atteindre la température ambiante avant de nébulisation 5. </li><li> Agents anesthésiques: Différents schémas ont été rapportés dans la littérature dans diverses souches de souris (Tableau 1). Remarque: Régime 1 a été utilisé dans le cadre du présent protocole. </li></ol></li><li> Equipement: Le présent protocole s&#39;applique à l&#39;une des deux générations flexiVent pris en charge par le logiciel flexiWare 7. Les fonctions du logiciel sont regroupées en trois modules: une étude de définition et de planification, expérimentation Session et de l&#39;examen et de rapports. <ol><li> Allumez le système (flexiVent FX seulement) et / ou de lancer le logiciel. </li><li> Lors de la première séance d&#39;expérimentation ou à tout moment avant, ouvrez la définition de l&#39;étude et le module de planification de prédéfinir la structure de l&#39;étude. </li><li> Cliquez sur le bouton Créer une nouvelle d&#39;étude et suivez l&#39;assistant pour créer une étude, un aperçu du protocole et de définir les groupes expérimentaux et les sujets à étudier. </li><li> Initier une séance d&#39;expérimentation en ouvrant le module de session d&#39;expérimentation et après la séquence de démarrage pour l&#39;étude et la sélection de modèle. </li><li> Attribuer un sujet sur le site de mesure et confirmer son poids. </li><li> Procéder à l&#39;étalonnage du système en suivant les étapes décrites dans le logiciel d&#39;exploitation. Vous serez invité à un moment de fixer la canule doit être utilisé (étape 1.3.3) pour le Y-tube pour l&#39;étalonnage. </li><li> Étape critique. REPEAt étape 1.2.6 si les valeurs de calibrage obtenues sont en dehors de la plage acceptable. (Reportez-vous à la flexiVent FX ou notice flexiWare 7 pour les plages acceptables propres modules de valeurs d&#39;étalonnage). </li><li> Annuler invite à démarrer la ventilation et l&#39;enregistrement de données à moins prêt à commencer l&#39;expérience. Ceux-ci peuvent être lancées à une date ultérieure. </li></ol></li><li> Sujets: <ol><li> Anesthésier le sujet en utilisant des doses appropriées des agents anesthésiques (tableau 1). </li><li> Vérifiez que le sujet a atteint un niveau chirurgical de l&#39;anesthésie. Le sujet doit montrer aucune réaction à un pincement de l&#39;orteil et sa respiration doit être régulière et pas travaillé. </li><li> Effectuer une trachéotomie et cathétériser la trachée. <ol><li> Placez l&#39;animal sur son dos et de fournir une source de chaleur (température couverture chauffante contrôlée ou une lampe avec une ampoule de 60 watts situés à environ 45 cm de la souris afin d&#39;éviter un échauffement excessif). </li><li> E Cleane région de la gorge à l&#39;alcool et à exposer la trachée en faisant une incision de la peau et à séparer en douceur la glande sous-maxillaire et la couche musculaire recouvrant. </li><li> Soulever légèrement la trachée à l&#39;aide d&#39;une paire de micro-pinces et passer une suture en dessous. </li><li> Couper entre deux anneaux de cartilage le plus proche du larynx à faire une petite incision dans la trachée sans sectionnement elle. </li><li> Insérez la canule préalablement étalonné dans l&#39;incision et avancer doucement dans la trachée de la longueur d&#39;environ 5 anneaux. Remarque: Les présentes expériences ont été réalisées à l&#39;aide de 1,2 cm de long métalliques de 18 canule de jauge. </li><li> Étape critique. Sécurisez la canule en place avec la suture. La fixation doit former un joint étanche autour de la canule. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. Ventilation mécanique <ol><li> Apportez l&#39;animal à proximité du ventilateur. </li><li> Démarrer une ventilation mécanique en sélectionnant un prédéfiniou un profilé de ventilation personnalisée dans le menu fixe de ventilation. </li><li> Branchez l&#39;animal pour le ventilateur via le Y-tube. </li><li> Étape critique. Align l&#39;animal au ventilateur et faire en sorte que la canule trachéale est au même niveau que le ventilateur pour éviter une occlusion possible canule trachéale ou torsion. </li><li> Étape critique. Exécuter une perturbation profonde de l&#39;inflation en double-cliquant sur ​​le nom de la perturbation de vérifier l&#39;insertion de la canule et d&#39;attachement. En l&#39;absence d&#39;une fuite, le système devrait être capable de tenir une pression de 30 cmH 2 O sur un délai de 3 secondes sans déplacement de volume excessive (Figure 1). Le volume enregistré et traces de pression devraient également être lisse, sans aucun signe de décalage ou de déformation que ceux-ci pourraient indiquer une obstruction canule ou égarement. </li><li> Si nécessaire, connectez capteurs de signes vitaux de la fréquence cardiaque et la surveillance de la température du corps. L&#39;enregistrement des données peut être lancée either manuellement ou automatiquement via un script. </li></ol> 3. Mesures de la fonction pulmonaire Des mesures ou des commandes (par exemple activation du nébuliseur, des marqueurs d&#39;événements) peuvent être automatisées en utilisant des scripts prédéfinis ou personnalisés pour un processus expérimental très contrôlée et reproductible (Figure 2). Six familles de perturbations donnant lieu à un certain nombre de paramètres peuvent être utilisés pour décrire l&#39;objet respiratoires mécanique du système au départ et suite à une faute donnée (tableau 2). <ol><li> Étape critique. Lorsque vous êtes prêt à commencer à prendre des mesures, exécutez une inflation profonde de recruter des zones pulmonaires fermés et normaliser poumon historique de volume. </li><li> Étape critique. Vérifier l&#39;absence d&#39;efforts inspiratoires spontanés en exécutant une mesure de test (par exemple PVS-P ou PV-V). Observez les traces du signal de pression dans la vue de dataset sélectionné. Avec des courbes PV par étapes,plateaux de pression doit être bien défini, sans déviations vers le bas. Un mouvement à la baisse de la pression indiquerait un effort inspiratoire de l&#39;animal (Figure 3). </li><li> Lancer le script sélectionné en double-cliquant sur son titre. Les scripts utilisés dans la présente étude généralement inclus pour les mesures: <ul><li> Une séquence de mesures de référence en triple. </li><li> Activation du nébuliseur pour l&#39;évaluation de la réactivité bronchique à la métacholine inhalée. Remarque: Lorsque vous êtes invité par le système, charger environ 100 pi d&#39;une solution saline ou d&#39;une solution de méthacholine dans le nébuliseur. Nébulisation démarre et s&#39;arrête automatiquement. </li><li> Une séquence de mesures rapprochées (toutes les 10-15 secondes) pendant une période d&#39;environ 3 min après l&#39;activation du nébuliseur. </li><li> Une invite à effectuer un autre défi et répéter une séquence de mesures. Remarque: Le séchage à l&#39;intérieur de la monture nébuliseur avec un écouvillon en bntre défis peuvent aider à prévenir la condensation des gouttelettes ou des bâtiments dans la ligne inspiratoire. </li></ul></li><li> A la fin de l&#39;expérience, arrêter la ventilation et détacher le sujet. </li><li> Basculer vers le prochain sujet dans le logiciel d&#39;exploitation et confirmer son poids. </li><li> Étape critique. Rincez et séchez nébuliseur, adaptateur, Y-tube et canule entre les sujets. </li><li> Répéter les étapes 1.2.6 à 3.6. </li><li> A la fin de la journée, fermer la session expérimentale. N&#39;oubliez pas de rincer et sécher nébuliseur, adaptateur, Y-tube et canule et pour nettoyer la valve expiratoire du système avant de quitter le laboratoire en suivant les instructions du fabricant. </li></ol> 4. Analyse des données Le logiciel calcule et affiche automatiquement les paramètres associés à une perturbation. Il fournit également un coefficient de détermination (COD) qui reflète l&#39;ajustement du modèle mathématique aux données. Chaque jeu de données avec une isolationCOD FFICIENT est étiqueté comme exclu par le logiciel. Examen des sessions expérimentales, les données de réanalyse et la création de scénarios d&#39;exportation sont effectuées dans le module d&#39;examen et de rapports du logiciel. <ol><li> Ouvrez le module d&#39;examen et de rapports et créer un scénario d&#39;exportation, en prenant soin d&#39;inclure uniquement les ensembles de données ayant un COD suffisante. </li><li> Exporter en tant que paramètres nécessaires, courbe de pression ou de débit-volume, les signaux d&#39;ensembles de données brutes ou soumis des informations à un tableur (voir le tableau 3). </li><li> Les mesures moyennes de référence pour chaque paramètre et l&#39;intrigue toutes les mesures en fonction du temps (voir Figure 4). Vous pouvez alors choisir de calculer l&#39;aire sous la courbe, d&#39;analyser le profil général des courbes ou d&#39;effectuer une analyse statistique. </li><li> Pour exprimer voies respiratoires résultats de réactivité en fonction de la concentration de méthacholine, de déterminer pour chaque sujet, paramètre et l&#39;état expérimental soit un particulierPoint (par exemple pic) ou un moment précis après chaque provocation à la méthacholine. Calculer des moyennes de groupe et les résultats de l&#39;intrigue rapport ou pour chaque condition expérimentale (tableau 4, figure 5). </li><li> Vous pouvez également envisager de calculer la concentration produisant un doublement de la valeur de référence du paramètre donné (PC 200; figure 5C), l&#39;application d&#39;une normalisation (par exemple% de base) ou d&#39;effectuer une analyse statistique. </li></ol>

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AR, LF, TFS sont employés par SCIREQ scientifiques respiratoires Equipment Inc. TFS possède également des stocks. Le libre accès à cet article est sponsorisé par SCIREQ Scientific Respiratory Equipment, Inc.

L&#39;étude continue de dysfonctionnement des voies aériennes en ce qui concerne l&#39;asthme et d&#39;autres troubles pulmonaires demeure primordiale à la compréhension des mécanismes sous-jacents de la maladie et le développement d&#39;options de traitement. L&#39;utilisation de la souris pour modéliser les maladies des voies respiratoires a été essentielle pour gagner la compréhension dans ces mécanismes de la maladie. Lorsque l&#39;on considère un dysfonctionnement des voies respiratoires évaluer dans un sujet aussi petit qu&#39;une souris, disposer d&#39;outils fiables et précis permettant de mesurer la fonction pulmonaire est critique. En outre, avoir des outils capables de fournir des indications sur l&#39;emplacement d&#39;un dysfonctionnement des voies aériennes ou de l&#39;effet thérapeutique est inestimable. La technique FOT combine toutes ces caractéristiques et offre une approche puissante, intégrée et translationnelle pour évaluer les changements physiologiques. Afin de réussir avec ce type de mesure chez la souris, une attention particulière devrait être accordée aux quelques étapes, à savoir l&#39;étalonnage du système, la résistance de la ca endotrachéalennula, du type de nébuliseur (ainsi que ses paramètres de fonctionnement), le positionnement de l&#39;animal et la normalisation de poumon historique de volume. En outre, il est impératif afin d&#39;obtenir des ensembles de données valides que le système respiratoire du sujet reste passive pendant les mesures. Ceci peut être réalisé par l&#39;administration d&#39;un agent paralysant musculaire, travailler à un plan d&#39;anesthésie profonde ou par hyperventilation le sujet pour induire l&#39;apnée (voir tableau 1). Les enquêteurs peuvent commencer par la maîtrise du système et son logiciel d&#39;exploitation, le cas échéant, avec les charges d&#39;essai, tout en acquérant les compétences nécessaires pour les mesures chez la souris. Il serait alors logique pour générer des résultats reproductibles chez les animaux naïfs avant de passer à des modèles de maladies ou les souris traitées. Depuis une proportion importante des modèles de maladies respiratoires dans la recherche implique d&#39;exposer les animaux à des agents tels que les allergènes, de toxines, les polluants, la fumée de cigarette ou des gaz, de la variabilité dans les résultats obtenus avec les mesureurst technique décrite dans cet article pourrait donc être influencée par la procédure d&#39;exposition utilisé. Standardisation des processus expérimentaux clés (par exemple, en utilisant une exposition contrôlée par ordinateur et les systèmes de mesure 6, 13, 14) pourrait avoir un impact significatif dans la réduction de la variabilité. Exemples présentés dans cet article représentent une sélection des résultats typiques de naïfs et de chlore-exposée expériences sur des souris tout en soulignant les points forts ainsi que les limites de la technique. Comme on peut le voir par exemple dans la figure 6, la technique est capable de générer des mesures de la fonction pulmonaire reproductibles. Alors que les valeurs similaires de résistance de base ont été signalés entre les souches de souris, les différences de elastance ont toutefois été observées 15. D&#39;importants changements sont également à prévoir entre le nourrisson et souris adultes 16. Comme pour d&#39;autres dans l&#39;évaluation physiologique in vivo, des résultats de haute précision, tels que eose généré par l&#39;OFT, venez avec une concession à l&#39;état naturel des sujets. Ce principe, qui est désigné comme le principe d&#39;incertitude de phénotypage 1, s&#39;applique au présent protocole en ce sens que des mesures doivent être prises dans anesthésié, trachéotomie (ou intubés par voie orale) et ventilés mécaniquement sujets. Une autre limitation de la technique est observable dans la figure 5D-5F où les données ne sont pas disponibles sur les concentrations les plus élevées pour le groupe chlore exposée parce que l&#39;ajustement de la phase du modèle constant aux données est mauvaise au-dessus des niveaux modérés de bronchoconstriction. Toutefois, les animaux sévèrement bronchoconstriction pourraient être évalués en analysant directement Zrs 15, ou en utilisant un logiciel tiers de post-analyse partie à s&#39;adapter à des modèles mathématiques plus complexes, par exemple en tenant compte de l&#39;hétérogénéité de la fonction mécanique 17. Jeux de données exclus peuvent également être observés si les voies respiratoires de l&#39;animal ne sont pas suffisamment passive ou si la résistance de la canule est trop élevée. En règle générale, la résistance de la canule ne doit pas dépasser la résistance de l&#39;animal à l&#39;inclusion. Travailler avec une canule de plus grand diamètre intérieur et / ou de courte durée permettra de réduire la résistance canule. Enfin, la manifestation présente des mesures FOT chez la souris peut être perçu comme une méthode fastidieuse et donc moins efficace ou moins applicable aux études longitudinales par rapport à des techniques moins invasives. Mais ces derniers sont associés à une grande incertitude quant à la base de leurs résultats et sont considérés par beaucoup comme étant défectueux 1. Mesures invasives répétées sont possibles chez les animaux intubés par voie orale, bien que techniquement plus difficile 17. A partir des exemples fournis, les résultats ont démontré l&#39;équivalence des deux générations du système flexiVent à produire des mesures de la mécanique des voies respiratoires, ainsi que des voies respiratoires hyperreactivité et l&#39;hypersensibilité à la métacholine inhalée suite chlore-exposition chez la souris. Lorsqu&#39;il est utilisé pour caractériser ou comprendre les changements physiologiques ou des modèles de la maladie, l&#39;aspect détaillées de mesure liée à la technique peut contribuer à étendre l&#39;état actuel des connaissances.

Caractérisation adéquate des propriétés mécaniques des poumons chez les petits animaux est devenue indispensable depuis l&#39;éclosion de modèles murins en sciences respiratoires. Quand elle est réalisée en utilisant la technique d&#39;oscillation forcée (OFT), une technique également utilisée chez l&#39;homme, ces mesures fournissent une approche puissante, intégrée et translationnelle pour étudier les changements physiologiques significatifs. FOT mesures sont généralement obtenus par l&#39;analyse de signaux de pression et de volume acquis, en réaction à une prédéfini, de faible amplitude, forme d&#39;onde oscillatoire flux d&#39;air (également dénommé perturbation ou de signal d&#39;entrée) appliquée à l&#39;ouverture des voies respiratoires du sujet 1. Dans sa forme la plus simple, une perturbation OFT serait une seule forme d&#39;onde sinusoïdale à une fréquence bien définie. Perturbations plus complexes se composent généralement d&#39;une superposition d&#39;une sélection de spécifique (premiers entre eux) des formes d&#39;onde fréquence couvrant un large spectre. La décomposition de la multi-fréquencesignaux d&#39;entrée et de sortie en leurs constituants en utilisant la transformée de Fourier permet de calculer respiratoire impédance d&#39;entrée de système (Zrs), c&#39;est à dire la fonction de transfert entre l&#39;entrée et les signaux de sortie, à toutes les fréquences incluses dans la perturbation 2. Par conséquent, l&#39;OFT permet l&#39;évaluation simultanée de la mécanique respiratoire sur une gamme de fréquences dans une seule 2 de manœuvre. Modèles mathématiques avancés de montage (par exemple la phase Modèle Constant 3) aux données d&#39;impédance permettent alors un partitionnement de la réponse en voies respiratoires (central et périphérique) et paramètres dépendants de tissus du parenchyme pulmonaire 1, 3. Parce que de nombreux facteurs influent sur ​​la réponse physiologique (par exemple, la fréquence respiratoire, volume courant, le volume du poumon, des voies respiratoires supérieures, les efforts de respiration spontanée, le calendrier des mesures) sont contrôlés et étalonnés par le système de mesure et les procédures expérimentales, 1 la technique est capcapable de générer des mesures précises et reproductibles à condition qu&#39;elle soit effectuée correctement. L&#39;objectif de cet article est de fournir une description chronologique détaillée de la procédure nécessaire pour exécuter de telles mesures chez la souris. Le protocole se compose de quatre parties: les étapes préparatoires (réactifs, du matériel et des sujets), la ventilation mécanique, la mesure de la fonction pulmonaire et l&#39;analyse des données. Exemples de résultats représentatifs de la mécanique du système respiratoire générés à l&#39;aide d&#39;un ventilateur de piston commandé par ordinateur (flexiVent, SCIREQ Inc, Montréal, Qc, Canada) sont prévus. Ceux-ci ont été obtenus à partir de souris naïves, ainsi que d&#39;un modèle axé sur le stress oxydatif de dommages des voies respiratoires caractérisée par une inflammation des voies respiratoires, lésions des cellules épithéliales et une augmentation de la réactivité bronchique à la méthacholine inhalation d&#39;aérosol 4. Bien que ce protocole est souvent utilisé pour évaluer la réactivité bronchique à la métacholine inhalée, elle s&#39;étend à d&#39;autres résultats et various pathologies comme l&#39;asthme, la maladie pulmonaire obstructive chronique (COPD), l&#39;emphysème, la fibrose pulmonaire, la lésion pulmonaire ainsi que pour le modèle de souris transgéniques de pathologies similaires à la maladie humaine. Les résultats des recherches à l&#39;aide de cet outil peut contribuer à une meilleure caractérisation et la compréhension des changements physiologiques ou des modèles de la maladie ainsi que de l&#39;expansion dans de nouveaux domaines de recherche.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>REAGENTS</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acetyl-&beta;-methylcholine chloride </td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A-2251</td>
 <td>Methacholine</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micro-Adson forceps, serrated 12 cm</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>11018-12</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Moria MC31 forceps, serrated-curved</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>11370-31</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iris scissors-tough cut, straight 11.5 cm</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>14058-11</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spring scissors-2.5 mm blades, straight</td>
 <td>Fine Science Tools</td>
 <td>15000-08</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Non-sterile blunt needle (18g x &frac12;")</td>
 <td>Brico Medical Supplies Inc.</td>
 <td>BN1805</td>
 <td>Endotracheal cannula</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Non-sterile 5-0 silk suture</td>
 <td>Seraflex</td>
 <td>IDI58000</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Phosphate buffered solution</td>
 <td>Gibco</td>
 <td>14190-144</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>15 ml conical tubes</td>
 <td>Starstedt</td>
 <td>SS-4001</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>1 ml TB syringes</td>
 <td>Becton Dickinson</td>
 <td>309626</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>200 &mu;l filter tips</td>
 <td>Biosphere</td>
 <td>70.760.211</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>EQUIPMENT</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>flexiVent FX</td>
 <td>SCIREQ Inc. </td>
 <td>sales@scireq.com</td>
 <td><a href="http://www.scireq.com/" target="_blank">www.scireq.com</a></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Aerogen Aeroneb nebulizer</td>
 <td>SCIREQ Inc.</td>
 <td>sales@scireq.com</td>
 <td><a href="http://www.scireq.com/" target="_blank">www.scireq.com</a></td>
 </tr>
 </tbody>
 </table>

evaluation of respiratory system mechanics in mice using the forced oscillation technique

La technique d&#39;oscillation forcée (OFT) est un outil puissant, intégrée et translationnelle permettant l&#39;évaluation expérimentale de la fonction pulmonaire chez la souris d&#39;une manière globale, détaillée, précise et reproductible. Il fournit des mesures de la mécanique du système respiratoire à travers l&#39;analyse des signaux de pression et le volume acquis en réaction aux prédéfini, de faible amplitude, oscillant air formes d&#39;ondes, qui sont généralement appliquées à l&#39;ouverture des voies aériennes du sujet. Les présentes détails du protocole décrit les étapes nécessaires à l&#39;exécution adéquate des mesures d&#39;oscillations forcées dans des souris en utilisant un ventilateur de piston commandé par ordinateur (flexiVent; SCIREQ Inc, Montréal, Qc, Canada). La description est divisée en quatre parties: les étapes préparatoires, ventilation mécanique, la mesure de la fonction pulmonaire et l&#39;analyse des données. Il inclut également des détails sur la façon d&#39;évaluer la réactivité bronchique à la métacholine inhalée chez des souris anesthésiées, une application courante de cette technique qui s&#39;étend également à d&#39;autres résultats et diverses pathologies pulmonaires. Les mesures obtenues chez des souris naïves, ainsi que d&#39;un modèle axé sur le stress oxydatif de dommages des voies respiratoires sont présentés pour illustrer comment cet outil peut contribuer à une meilleure caractérisation et la compréhension des changements physiologiques étudiés ou des modèles de maladies ainsi que pour des applications dans de nouveaux domaines de recherche.

Le système respiratoire mécanique mesures. Tableau 4 montre des résultats typiques de naïfs souris A / J obtenus au départ et une bronchoconstriction induite par la méthacholine suivante (12,5 mg / ml) en utilisant l&#39;une des deux générations flexiVent pris en charge par le logiciel flexiWare 7. Mécanique de l&#39;appareil respiratoire, soit dans des conditions de poitrine fermées, ont été évalués par des perturbations de la fréquence d&#39;oscillation familles forcées simples et à large bande en alternance de manière rapprochées (snapshot-150, Quick Prime-3, respectivement). Depuis ventilation est en pause pendant les mesures, le Quick Prime-3, qui couvre une gamme de fréquence similaire à celle du premier-8, mais a une durée plus courte (3 vs 8 sec), a été choisi afin de raccourcir la période d&#39;apnée, de minimiser l&#39;effet de la perturbation sur les gaz du sang et de fournir une meilleure résolution de la réponse. Les paramètres associés à chaque perturbation ont été calculés automatically par le logiciel d&#39;exploitation. Résultats montrent que les deux générations du système flexiVent produites mesures équivalentes de la mécanique respiratoire. Site de la réponse du poumon. Distinguer le site de la réponse du poumon permet au chercheur de cerner davantage les régions touchées ainsi que d&#39;identifier les points d&#39;intervention potentiels pharmacologique 6. Par exemple, naïfs souris A / J montrent une augmentation de la résistance de référence lorsque la pression expiratoire contre laquelle les mesures sont effectuées est augmentée de 3 à 9 cm H 2 O (figure 6A, instantané-150). Dans le présent exemple, l&#39;utilisation de mesures de FOT haut débit (Quick Prime-3) a fourni des détails à clarifier la base de la variation de la résistance: Le changement de pression en fin d&#39;expiration a entraîné une diminution de la résistance des voies aériennes (R N) compatible avec l&#39; effets bronchodilatateurs d&#39;un volume pulmonaire supérieur et de la presse d&#39;inflation plusure (figure 6D) et une augmentation de l&#39;amortissement de tissu (G, figure 6E), un paramètre étroitement liée à la résistance des tissus qui reflète la viscoélasticité du tissu et éventuellement la résistance des petites voies aériennes 7. Ce dernier est connu pour augmenter avec le volume pulmonaire augmente. hyperréactivité bronchique. Après une exposition de chlore gazeux, la réactivité bronchique à la métacholine inhalée augmente par rapport à l&#39;exposition de l&#39;air dans des souris Balb / c à la suite de voies dommages 4 (Figure 2). Le chlore est connu pour induire un stress oxydatif, conduisant à la destruction des cellules structurelles dans les voies respiratoires, en particulier les cellules épithéliales, et induisant le recrutement de cellules inflammatoires. Comme représenté sur la figure 5, les changements dans les paramètres décrivant la mécanique du système respiratoire peuvent être vus en réponse à des défis croissants à la méthacholine. En comparaison avec les souris exposées à l&#39;air, les souris exposées à des chlorationgaz ne s&#39;affiche plus réponses maximales à tous les paramètres FOT (figure 5A, 5B, 5D-5F) ainsi que d&#39;un déplacement vers la gauche statistiquement significative de la courbe concentration-réponse exemplifié par une réduction de la concentration de méthacholine nécessaire pour provoquer un doublement de la résistance et elastance (PC 200; figure 5C). Ces résultats illustrent, respectivement, l&#39;hyperréactivité bronchique et l&#39;hypersensibilité à la méthacholine après une exposition par inhalation de gaz de chlore. Autres mesures. En plus de l&#39;OFT, le système flexiVent peut également être utilisé pour recueillir d&#39;autres types de 8-10 de la fonction pulmonaire ou cardio-vasculaires 11 mesures. Figure 7 affiche un pas à pas, la pression axée sur la courbe pression-volume représentant dans naïfs A / J souris dans des conditions de base . La partie supérieure du membre de dégonflage de la courbe est adaptée à l&#39;équation Salazar-Knowles 12 </<html> sup&gt; et les paramètres sont calculés automatiquement par le logiciel. <img src="/files/ftp_upload/50172/50172table1.jpg" alt="Tableau 1" fo:src="/files/ftp_upload/50172/50172table1highres.jpg" fo:content-width="6in" /> Tableau 1. Des exemples de schémas anesthésiques utilisés chez la souris. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50172/50172table1large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir le tableau</a> . <img src="/files/ftp_upload/50172/50172table2.jpg" alt="Tableau 2" fo:src="/files/ftp_upload/50172/50172table2highres.jpg" fo:content-width="5in" /> Tableau 2. Perturbations utilisés pour les mesures de la fonction pulmonaire chez la souris. * Extension nécessaire au système. Le sujet doit également être dans une chambre de plethysmograph fermé pendant les mesures.Lank &quot;&gt; Cliquez ici pour agrandir l&#39;table. <img src="/files/ftp_upload/50172/50172table3.jpg" alt="Tableau 3" fo:src="/files/ftp_upload/50172/50172table3highres.jpg" fo:content-width="6in" /> Tableau 3. Exemple de paramètres exportés de la fréquence contraint les familles de perturbation d&#39;oscillation simples et à large bande. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50172/50172table3large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir le tableau</a> . <img src="/files/ftp_upload/50172/50172table4.jpg" alt="Tableau 4" fo:src="/files/ftp_upload/50172/50172table4highres.jpg" fo:content-width="6in" /> Tableau 4. Comparaison du système. Comparaison des paramètres de la mécanique du poumon recueillies en utilisant les deux générations du système flexiVent exploités par des logiciels flexiWare 7. Les résultats ont été générés dans naïfs souris A / J (n = 5 /<html> groupe) au départ et la bronchoconstriction induite par la méthacholine suivante (SMI 12,5 mg / ml). * Les groupes ont été comparées en utilisant une analyse de variance à deux voies pour les mesures répétées et le journal 10 des réponses individuelles à l&#39;homogénéité des variances (GraphPad Prism, la version 5.03; GraphPad Software, San Diego, USA). <img src="/files/ftp_upload/50172/50172fig1.jpg" alt="Figure 1" fo:content-width="4.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50172/50172fig1highres.jpg"/> Figure 1. Capture d&#39;écran d&#39;une inflation du poumon profond. Le panneau supérieur montre le volume déplacé par le piston du ventilateur (trace rouge) et le volume livré au sujet (gris trace). Le panneau inférieur affiche la pression dans le cylindre et portant à une pression réglée de 30 cmH 2 O, sur une période de 3 secondes et maintenue constante pendant la même période de temps. 172/50172fig2.jpg &quot;alt =&quot; Figure 2 &quot;/&gt; Figure 2. Exemple d&#39;un script typique utilisée pour évaluer la mécanique du système respiratoire au départ. <img src="/files/ftp_upload/50172/50172fig3.jpg" alt="Figure 3" /> Figure 3. Efforts inspiratoires spontanés au cours de l&#39;exécution d&#39;une courbe pression-volume par paliers. <img src="/files/ftp_upload/50172/50172fig4.jpg" alt="Figure 4" fo:content-width="2.6in" fo:src="/files/ftp_upload/50172/50172fig4highres.jpg"/> Figure 4. Time-cours suivant de réponse des défis croissants à la méthacholine inhalés. Résultats sont exprimés comme la moyenne (± écart-type) d&#39;un groupe de 5 naïfs spontanément hyperréactives souris A / J. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50172/50172fig4large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> . &lt;p class = &quot;jove_content&quot; fo: keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/50172/50172fig5.jpg" alt="Figure 5" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50172/50172fig5highres.jpg"/> Figure 5. Les changements dans la mécanique du système respiratoire suite à des défis croissants à la méthacholine en chlore et souris Balb / c exposées à l&#39;air. Valeur maximale a été identifié pour chaque paramètre dans chaque sujet et des conditions expérimentales. Les moyennes des groupes ont ensuite été calculées (moyenne ± écart-type, n = 4-6). Les différences entre les groupes ont été évalués par analyse de variance en utilisant le log 10 des réponses individuelles à l&#39;homogénéité des variances. La concentration de méthacholine produire un doublement de la ligne de base (PC 200) a été obtenu en ajustant un polynôme du second degré de courbes dose-réponse individuelles et l&#39;interpolation de la courbe ajustée. Les points de données sont manquantes dans D, E et F chez les souris exposées au chloreaux deux concentrations les plus élevées de méthacholine en raison de coefficients insuffisamment élevés de détermination reflétant un mauvais ajustement du modèle mathématique aux données. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50172/50172fig5large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> . <img src="/files/ftp_upload/50172/50172fig6.jpg" alt="Figure 6" fo:content-width="6in" fo:src="/files/ftp_upload/50172/50172fig6highres.jpg"/> Figure 6. Partitionnement de la réponse respiratoire en voies respiratoires et la mécanique des tissus pulmonaires. Trace expérimentale d&#39;une naïve souris A / J illustrant une seule fréquence (2,5 Hz) et le haut débit (1-20.5Hz) contraints mesures d&#39;oscillation mécanique respiratoire en triple exemplaire, à deux pressions expiratoires finaux différents (3 &amp; 9 cmH 2 O). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50172/50172fig6large.jpg" target="_blank">Cliquez ici pour agrandir la figure</a> </a&gt;. <img src="/files/ftp_upload/50172/50172fig7.jpg" alt="Figure 7" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/50172/50172fig7highres.jpg"/> Figure 7. Courbe pression-volume dans naïfs A / J souris dans des conditions de base. Courbes pression-volume ont été générées par une perturbation de pression entraînée par étapes (PV-P) pour s&#39;assurer que chaque poumons de souris ont été gonflés à la même pression, indépendamment de leur état. Salazar-Knowles paramètres de l&#39;équation extraites à partir des courbes pression-volume individuels ont également été signalés en moyenne et dans un format de tableau. Les résultats sont exprimés en moyenne ± écart-type (n = 6).

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Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique

Le présent protocole fournit une description étape par étape détaillée des procédures nécessaires à l&#39;exécution des mesures de la mécanique du système respiratoire, ainsi que l&#39;évaluation de la réactivité bronchique à la métacholine inhalée chez des souris en utilisant la technique d&#39;oscillation forcée (flexiVent; SCIREQ Inc, Montréal, Qc , Canada).

Évaluation de la mécanique de l&#39;appareil respiratoire chez les souris en utilisant la technique d&#39;oscillation forcée

The  forced oscillation technique (FOT) is a powerful, integrative and translational  tool permitting the experimental assessment of lung function in mice ...

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Research

JoVE Journal

Biology

56.0K vues.  McGill University. Le présent protocole fournit une description étape par étape détaillée des procédures nécessaires à l'exécution des mesures de la mécanique du système respiratoire, ainsi que l'évaluation de la réactivité bronchique à la métacholine inhalée chez des souris en utilisant la technique d'oscillation forcée (flexiVent; SCIREQ Inc, Montréal, Qc , Canada).

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Evaluation of the Spatial Distribution of &gamma;H2AX following Ionizing Radiation

An early molecular response to DNA double-strand breaks (DSBs) is phosphorylation of the Ser-139 residue within the terminal SQEY motif of the histone H2AX1,2. This phosphorylation of H2AX is mediated by the phosphatidyl-inosito 3-kinase (PI3K) family of proteins, ataxia telangiectasia mutated (ATM), DNA-protein kinase catalytic subunit and ATM and RAD3-related (ATR)3. The phosphorylated form of H2AX, referred to as &gamma;H2AX, spreads to adjacent regions of chromatin from the site of the DSB, forming discrete foci, which are easily visualized by immunofluorecence microscopy3. Analysis and quantitation of &gamma;H2AX foci has been widely used to evaluate DSB formation and repair, particularly in response to ionizing radiation and for evaluating the efficacy of various radiation modifying compounds and cytotoxic compounds4.
Given the exquisite specificity and sensitivity of this de novo marker of DSBs, it has provided new insights into the processes of DNA damage and repair in the context of chromatin. For example, in radiation biology the central paradigm is that the nuclear DNA is the critical target with respect to radiation sensitivity. Indeed, the general consensus in the field has largely been to view chromatin as a homogeneous template for DNA damage and repair. However, with the use of &gamma;H2AX as molecular marker of DSBs, a disparity in &gamma;-irradiation-induced &gamma;H2AX foci formation in euchromatin and heterochromatin has been observed5-7. Recently, we used a panel of antibodies to either mono-, di- or tri- methylated histone H3 at lysine 9 (H3K9me1, H3K9me2, H3K9me3) which are epigenetic imprints of constitutive heterochromatin and transcriptional silencing and lysine 4 (H3K4me1, H3K4me2, H3K4me3), which are tightly correlated actively transcribing euchromatic regions, to investigate the spatial distribution of &gamma;H2AX following ionizing radiation8. In accordance with the prevailing ideas regarding chromatin biology, our findings indicated a close correlation between &gamma;H2AX formation and active transcription9. Here we demonstrate our immunofluorescence method for detection and quantitation of &gamma;H2AX foci in non-adherent cells, with a particular focus on co-localization with other epigenetic markers, image analysis and 3D-modeling.

Evaluation of the Spatial Distribution of &amp;#947;H2AX following Ionizing Radiation

Microscopic analysis of &gamma;H2AX foci, which form following the phosphorylation of H2AX at Ser-139 in response to DNA double-strand breaks, has become an invaluable tool in radiation biology. Here we used an antibody to mono-methylated histone H3 at lysine 4 as an epigenetic marker of actively transcribing euchromatin, to evaluate the spatial distribution of radiation-induced &gamma;H2AX formation within the nucleus.

Évaluation de la distribution spatiale des rayonnements ionisants suivantes γH2AX

An early molecular response to DNA double-strand breaks (DSBs) is phosphorylation of the Ser-139 residue within the terminal SQEY motif of the histone ...

Recherche

Biologie

Visualization of DNA Replication in the Vertebrate Model System DT40 using the DNA Fiber Technique

Maintenance of replication fork stability is of utmost importance for dividing cells to preserve viability and prevent disease. The processes involved not only ensure faithful genome duplication in the face of endogenous and exogenous DNA damage but also prevent genomic instability, a recognized causative factor in tumor development.
Here, we describe a simple and cost-effective fluorescence microscopy-based method to visualize DNA replication in the avian B-cell line DT40. This cell line provides a powerful tool to investigate protein function in vivo by reverse genetics in vertebrate cells1. DNA fiber fluorography in DT40 cells lacking a specific gene allows one to elucidate the function of this gene product in DNA replication and genome stability. Traditional methods to analyze replication fork dynamics in vertebrate cells rely on measuring the overall rate of DNA synthesis in a population of pulse-labeled cells. This is a quantitative approach and does not allow for qualitative analysis of parameters that influence DNA synthesis. In contrast, the rate of movement of active forks can be followed directly when using the DNA fiber technique2-4. In this approach, nascent DNA is labeled in vivo by incorporation of halogenated nucleotides (Fig 1A). Subsequently, individual fibers are stretched onto a microscope slide, and the labeled DNA replication tracts are stained with specific antibodies and visualized by fluorescence microscopy (Fig 1B). Initiation of replication as well as fork directionality is determined by the consecutive use of two differently modified analogues. Furthermore, the dual-labeling approach allows for quantitative analysis of parameters that influence DNA synthesis during the S-phase, i.e. replication structures such as ongoing and stalled forks, replication origin density as well as fork terminations. Finally, the experimental procedure can be accomplished within a day, and requires only general laboratory equipment and a fluorescence microscope.

DT40, a model vertebrate genetic system, provides a powerful tool to analyze protein function. Here we describe a simple method that allows qualitative analysis of parameters that influence DNA synthesis during the S-phase in DT40 cells at the single molecule level.

Visualisation de la réplication de l&#39;ADN dans le système DT40 modèle vertébré utilisant la technique de fibre d&#39;ADN

Maintenance of replication fork stability is of utmost importance for dividing cells to preserve viability and prevent disease. The processes involved not ...

Visualization of Caenorhabditis elegans Cuticular Structures Using the Lipophilic Vital Dye DiI

The cuticle of C. elegans is a highly resistant structure that surrounds the exterior of the animal1-4. The cuticle not only protects the animal from the environment, but also determines body shape and plays a role in motility4-6. Several layers secreted by epidermal cells comprise the cuticle, including an outermost lipid layer7.
Circumferential ridges in the cuticle called annuli pattern the length of the animal and are present during all stages of development8. Alae are longitudinal ridges that are present during specific stages of development, including L1, dauer, and adult stages2,9. Mutations in genes that affect cuticular collagen organization can alter cuticular structure and animal body morphology5,6,10,11. While cuticular imaging using compound microscopy with DIC optics is possible, current methods that highlight cuticular structures include fluorescent transgene expression12, antibody staining13, and electron microscopy1. Labeled wheat germ agglutinin (WGA) has also been used to visualize cuticular glycoproteins, but is limited in resolving finer cuticular structures14. Staining of cuticular surface using fluorescent dye has been observed, but never characterized in detail15. We present a method to visualize cuticle in live C. elegans using the red fluorescent lipophilic dye DiI (1,1'-dioctadecyl-3,3,3',3'-tetramethylindocarbocyanine perchlorate), which is commonly used in C. elegans to visualize environmentally exposed neurons. This optimized protocol for DiI staining is a simple, robust method for high resolution fluorescent visualization of annuli, alae, vulva, male tail, and hermaphrodite tail spike in C. elegans.

Visualization of Caenorhabditis elegans Cuticular Structures Using the Lipophilic Vital Dye DiI

We present a method to visualize cuticle in live C. elegans using the red fluorescent lipophilic dye DiI (1,1'-dioctadecyl-3,3,3',3'-tetramethylindocarbocyanine perchlorate), which is commonly used in C. elegans to visualize environmentally exposed neurons. With this optimized protocol, alae and annular cuticular structures are stained by DiI and observed using compound microscopy.

Visualisation des Caenorhabditis elegans</emOuvrages cuticules> Utilisation du colorant lipophile Vital, Dii

The cuticle of C. elegans is a highly resistant structure that surrounds the exterior of the animal1-4. The cuticle not only protects the animal from the ...

Do-It-Yourself Device for Recovery of Cryopreserved Samples Accidentally Dropped into Cryogenic Storage Tanks

Liquid nitrogen is colorless, odorless, extremely cold (-196 &deg;C) liquid kept under pressure. It is commonly used as a cryogenic fluid for long term storage of biological materials such as blood, cells and tissues 1,2. The cryogenic nature of liquid nitrogen, while ideal for sample preservation, can cause rapid freezing of live tissues on contact - known as 'cryogenic burn'2, which may lead to severe frostbite in persons closely involved in storage and retrieval of samples from Dewars. Additionally, as liquid nitrogen evaporates it reduces the oxygen concentration in the air and might cause asphyxia, especially in confined spaces2.
In laboratories, biological samples are often stored in cryovials or cryoboxes stacked in stainless steel racks within the Dewar tanks1. These storage racks are provided with a long shaft to prevent boxes from slipping out from the racks and into the bottom of Dewars during routine handling. All too often, however, boxes or vials with precious samples slip out and sink to the bottom of liquid nitrogen filled tank. In such cases, samples could be tediously retrieved after transferring the liquid nitrogen into a spare container or discarding it. The boxes and vials can then be relatively safely recovered from emptied Dewar. However, the cryogenic nature of liquid nitrogen and its expansion rate makes sunken sample retrieval hazardous. It is commonly recommended by Safety Offices that sample retrieval be never carried out by a single person. Another alternative is to use commercially available cool grabbers or tongs to pull out the vials3. However, limited visibility within the dark liquid filled Dewars poses a major limitation in their use.
In this article, we describe the construction of a Cryotolerant DIY retrieval device, which makes sample retrieval from Dewar containing cryogenic fluids both safe and easy.

Here we present a low cost, durable cryotolerant device for sample retrieval from Dewar tanks filled with liquid nitrogen. The ease of construction and modular design of the device makes the process of sample retrieval from cryogenic tanks safe and easy.

Do-It-Yourself dispositif de récupération d&#39;échantillons cryoconservés tombé accidentellement dans les réservoirs de stockage cryogéniques

Liquid nitrogen is colorless, odorless, extremely cold (-196 &deg;C) liquid kept under pressure. It is commonly used as a cryogenic fluid for long term ...

A High-throughput Method for Measurement of Glomerular Filtration Rate in Conscious Mice

The measurement of glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard in kidney function assessment. Currently, investigators determine GFR by measuring the level of the endogenous biomarker creatinine or exogenously applied radioactive labeled inulin (3H or 14C). Creatinine has the substantial drawback that proximal tubular secretion accounts for ~50% of total renal creatinine excretion and therefore creatinine is not a reliable GFR marker. Depending on the experiment performed, inulin clearance can be determined by an intravenous single bolus injection or continuous infusion (intravenous or osmotic minipump). Both approaches require the collection of plasma or plasma and urine, respectively. Other drawbacks of radioactive labeled inulin include usage of isotopes, time consuming surgical preparation of the animals, and the requirement of a terminal experiment. Here we describe a method which uses a single bolus injection of fluorescein isothiocyanate-(FITC) labeled inulin and the measurement of its fluorescence in 1-2 &mu;l of diluted plasma. By applying a two-compartment model, with 8 blood collections per mouse, it is possible to measure GFR in up to 24 mice per day using a special work-flow protocol. This method only requires brief isoflurane anesthesia with all the blood samples being collected in a non-restrained and awake mouse. Another advantage is that it is possible to follow mice over a period of several months and treatments (i.e. doing paired experiments with dietary changes or drug applications). We hope that this technique of measuring GFR is useful to other investigators studying mouse kidney function and will replace less accurate methods of estimating kidney function, such as plasma creatinine and blood urea nitrogen.

Measurement of glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard for kidney function assessment. Here we describe a high-throughput method which allows the determination of GFR in conscious mice by using a single bolus injection, determination of fluorescein isothiocyanate (FITC)-inulin in plasma and calculation of GFR by a two-phase exponential decay model.

Une méthode à haut débit pour la mesure de débit de filtration glomérulaire chez des souris conscientes

The measurement of  glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard in kidney function  assessment. Currently, investigators determine GFR by ...

Using Caenorhabditis elegans as a Model System to Study Protein Homeostasis in a Multicellular Organism

The folding and assembly of proteins is essential for protein function, the long-term health of the cell, and longevity of the organism. Historically, the function and regulation of protein folding was studied in vitro, in isolated tissue culture cells and in unicellular organisms. Recent studies have uncovered links between protein homeostasis (proteostasis), metabolism, development, aging, and temperature-sensing. These findings have led to the development of new tools for monitoring protein folding in the model metazoan organism Caenorhabditis elegans. In our laboratory, we combine behavioral assays, imaging and biochemical approaches using temperature-sensitive or naturally occurring metastable proteins as sensors of the folding environment to monitor protein misfolding. Behavioral assays that are associated with the misfolding of a specific protein provide a simple and powerful readout for protein folding, allowing for the fast screening of genes and conditions that modulate folding. Likewise, such misfolding can be associated with protein mislocalization in the cell. Monitoring protein localization can, therefore, highlight changes in cellular folding capacity occurring in different tissues, at various stages of development and in the face of changing conditions. Finally, using biochemical tools ex vivo, we can directly monitor protein stability and conformation. Thus, by combining behavioral assays, imaging and biochemical techniques, we are able to monitor protein misfolding at the resolution of the organism, the cell, and the protein, respectively.

Using Caenorhabditis elegans as a Model System to Study Protein Homeostasis in a Multicellular Organism

To study the relationship between protein homeostasis, stress and aging, we monitored changes in protein folding by following protein dysfunction, protein localization in the cell and protein stability at the organismal, cellular and protein levels, using the genetically tractable metazoan Caenorhabditis elegans as a model system.

The folding and assembly of proteins is essential for protein function, the long-term health of the cell, and longevity of the organism. Historically, the ...

Measuring Respiratory Function in Mice Using Unrestrained Whole-body Plethysmography

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative assessment of lung function in rodent models is an important tool in the development of future therapies. Commonly used techniques for assessing respiratory function including invasive plethysmography and forced oscillation. While these techniques provide valuable information, data collection can be fraught with artefacts and experimental variability due to the need for anesthesia and/or invasive instrumentation of the animal. In contrast, unrestrained whole-body plethysmography (UWBP) offers a precise, non-invasive, quantitative way by which to analyze respiratory parameters. This technique avoids the use of anesthesia and restraints, which is common to traditional plethysmography techniques. This video will demonstrate the UWBP procedure including the equipment set up, calibration and lung function recording. It will explain how to analyze the collected data, as well as identify experimental outliers and artefacts that results from animal movement. The respiratory parameters obtained using this technique include tidal volume, minute volume, inspiratory duty cycle, inspiratory flow rate and the ratio of inspiration time to expiration time. UWBP does not rely on specialized skills and is inexpensive to perform. A key feature of UWBP, and most appealing to potential users, is the ability to perform repeated measures of lung function on the same animal.

The assessment of respiratory physiology has traditionally relied upon techniques, which require restraint or sedation of the animal. Unrestrained whole-body plethysmography, however, provides precise, non-invasive, quantitative analysis of respiratory physiology in animal models. In addition, the technique allows repeated respiratory assessment of mice allowing for longitudinal studies.

Mesure de la fonction respiratoire chez la souris utilisant effrénée pléthysmographie corps entier

Respiratory dysfunction is one of the leading causes of morbidity and mortality in the world and the rates of mortality continue to rise. Quantitative ...

A New Technique for Quantitative Analysis of Hair Loss in Mice Using Grayscale Analysis

Alopecia is a common form of hair loss which can occur in many different conditions, including male-pattern hair loss, polycystic ovarian syndrome, and alopecia areata. Alopecia can also occur as a side effect of chemotherapy in cancer patients. In this study, our goal was to develop a consistent and reliable method to quantify hair loss in mice, which will allow investigators to accurately assess and compare new therapeutic approaches for these various forms of alopecia. The method utilizes a standard gel imager to obtain and process images of mice, measuring the light absorption, which occurs in rough proportion to the amount of black (or gray) hair on the mouse. Data that has been quantified in this fashion can then be analyzed using standard statistical techniques (i.e., ANOVA, T-test). This methodology was tested in mouse models of chemotherapy-induced alopecia, alopecia areata and alopecia from waxing. In this report, the detailed protocol is presented for performing these measurements, including validation data from C57BL/6 and C3H/HeJ strains of mice. This new technique offers a number of advantages, including relative simplicity of application, reliance on equipment which is readily available in most research laboratories, and applying an objective, quantitative assessment which is more robust than subjective evaluations. Improvements in quantification of hair growth in mice will improve study of alopecia models and facilitate evaluation of promising new therapies in preclinical studies.

Alopecia is a common form of hair loss which can occur in many different conditions, including as a side-effect of chemotherapy. We have developed a method to quantify hair loss in mice, utilizing a standard gel imager to perform a grayscale analysis, to facilitate study of promising new alopecia therapies.

Une nouvelle technique pour l&#39;analyse quantitative de la perte de cheveux chez la souris Utilisation de l&#39;analyse des niveaux de gris

Alopecia is a common form of hair loss which can occur in many different conditions, including male-pattern hair loss, polycystic ovarian syndrome, and ...

The Mouse Isolated Perfused Kidney Technique

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. This is a prerequisite for studying the physiology of the isolated organ and for many innovative applications that may be possible in the future, including perfusion decellularization for kidney bioengineering or the administration of anti-rejection or genome-editing drugs in high doses to prime the kidney for transplantation. During the time of the perfusion, the kidney can be manipulated, renal function can be assessed, and various pharmaceuticals administered. After the procedure, the kidney can be transplanted or processed for molecular biology, biochemical analysis, or microscopy.
This paper describes the perfusate and the surgical technique needed for the ex vivo perfusion of mouse kidneys. Details of the perfusion apparatus are given and data are presented showing the viability of the kidney&#39;s preparation: renal blood flow, vascular resistance, and urine data as functional, transmission electron micrographs of different nephron segments as morphological readouts, and western blots of transport proteins of different nephron segments as molecular readout.

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. The buffers and surgical technique are described in detail.

La perfusé Technique du rein de souris isolé

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. This is a ...

Induction of Right Ventricular Failure by Pulmonary Artery Constriction and Evaluation of Right Ventricular Function in Mice

The mechanism of right ventricular failure (RVF) requires clarification due to the uniqueness, high morbidity, high mortality, and refractory nature of RVF. Previous rat models imitating RVF progression have been described. Compared with rats, mice are more accessible, economical, and widely used in animal experiments. We developed a pulmonary artery constriction (PAC) approach which is comprised of banding the pulmonary trunk in mice to induce right ventricular (RV) hypertrophy. A special surgical latch needle was designed that allows for easier separation of the aorta and the pulmonary trunk. In our experiments, the use of this fabricated latch needle reduced the risk of arteriorrhexis and improved the surgical success rate to 90%. We used different padding needle diameters to precisely create quantitative constriction, which can induce different degrees of RV hypertrophy. We quantified the degree of constriction by evaluating the blood flow velocity of the PA, which was measured by noninvasive transthoracic echocardiography. RV function was precisely evaluated by right heart catheterization at 8 weeks after surgery. The surgical instruments made inhouse were composed of common materials using a simple process that is easy to master. Therefore, the PAC approach described here is easy to imitate using instruments made in the lab and can be widely used in other labs. This study presents a modified PAC approach that has a higher success rate than other models and an 8-week postsurgery survival rate of 97.8%. This PAC approach provides a useful technique for studying the mechanism of RVF and will enable an increased understanding of RVF.

Here, we provide a useful approach for studying the mechanism of right ventricular failure. A more convenient and efficient approach to pulmonary artery constriction is established using surgical instruments made inhouse. In addition, methods to evaluate the quality of this approach by echocardiography and catheterization are provided.

Induction de l'échec ventriculaire droit par constriction pulmonaire d'artère et évaluation de la fonction ventriculaire droite chez les souris

The mechanism of right ventricular failure (RVF) requires clarification due to the uniqueness, high morbidity, high mortality, and refractory nature of ...