Name: mouse kidney transplantation: models of allograft rejection
Uploaded: 2014-10-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 15 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection at JoVE.com

Böbrek Araştırma İngiltere&#39;den finansman, Edinburgh ve Organ Nakli European Society of Surgeons Royal College of bu çalışmayı destekledi.

Uygun ulusal ve yerel kurumsal etik hayvan deneyleri gerçekleştirmeden önce bir yerde olmalıdır. Alıcı cerrah 2,1-2,8 gerçekleştirir iken Özellikle Birleşik Krallık&#39;ta şu deneyleri donör cerrah yapmalıdır iki mikrocerrah aynı anda çalıştırmak için kullanılabilir Hayvanlar (Bilimsel Prosedürleri) Yasası 1986 altında yapılmıştır, 1,1-1,16 sonra 3,1-3,5 adımları . Tek bir operatör için adımlar sırayla takip edilebilir. 1. Donör Hazırlığı Not: Burada sunulan prosedür, verici, C57BL / 6 BM12 ve alıcı 20 g veya daha büyük bir vücut ağırlığı olan 8-16 haftalık yaş arası, C57BL / 6 erkek farelere içindir. Bununla birlikte, bu prosedür, yeniden üretilebilir bir fare suşlarının çeşitli gerçekleştirilebilir. Örnek sonuçlar bölümünde sunulan veriler, C57BL / 6, C57BL / 6 BM12 ve BALB / c farelerinden elde edilmiştir. <ol><li> Davranış prosedürleri istimaluğraşlarla g steril cerrahi aletler ve malzemeler (otoklav), mümkün olduğunca steril çalışma alanını tutmak. İki cerrah olup olmadığını alıcı hazırlanması ile eşzamanlı olarak donör hazırlık yapın. </li><li> Medetomidin (0.5 mg / kg) ve ketamin hidroklorür (/ Kg 200 mg), intraperitoneal enjeksiyon (31G iğne) ile fare anestezisi. Tüm işlemi için yeterli zaman sağlayarak, 4 saat boyunca muhafaza edilen bir anestezik düzlemde Bu sonuç, gerçekleştirilmelidir. Ek anestezi gerekli değildir. </li><li> Fare (ayak tutam hiçbir yanıt) anestezi doğrulayın. </li><li> Farenizin karın Tıraş ve yapışkan bant ile herhangi bir gevşek saç kaldırmak. </li><li> Bir steril drape ısıtılmış mat sırtında fare yerleştirin ve gevşek steril maskeleme bandı ile bacaklarda hareketsiz. </li><li> Termal yanıklar için işlem boyunca fare izleyin. Mümkünse olmayan bir elektrikli ısı kaynağı kullanın. </li><li> Bir göz yağ ve sa UygulaBir iyot çözeltisi ile seyreltilmiş karın duvarı nitize. </li><li> Periton boşluğuna girin ve 3 cm Calibri karın ekartörünü eklemek için karın orta hat kesi olun. </li><li> Nemli bağırsakları ve cerrahi alanda tutmak ve organların gereksiz kurumayı önlemek için ısıtılmış serum fizyolojik uygulayın. </li><li> Steril örtüler ile fare Kapak ve aorta, vena kava ve sol böbrek maruz operatörün sol (Farenizin sağ) için bağırsakları hareket ettirin. </li><li> Mide bir kastanyollanmıştır forcep uygulayın ve tamamen büyük damarları ve sol böbrek maruz superiorda çekin. Uzak gibi karaciğer lobları, seminal kesecikler ve bağırsak gibi cerrahi alanında, dokuların geri çekmek için karın içine steril bezlerden (2 mm x 2 mm) nemli paketleyin. </li><li> Çevre adventia, yağ ve açık açık, ince uçlu forseps kullanılarak bağ dokusu diseksiyon ile periton boşluğuna sol adrenal bezden sol böbrek izole eder. Ne sebeple alanlar arasındaki forseps kapalı ipuçları yerleştirined ayrılır ve yavaş yavaş forcep ipuçları alanı incelemek için açmaya imkan vermek için. </li><li> Bağlanması ve daha sonra 9 / Ç naylon adrenal ven ve sol gonadal ven sol bölerek sol renal ven izole. Renal ven yakın dikiş yerleştirin. </li><li> Ligatı ve dikiş bırakarak mesaneye yakın 7 / Ç ipek sütür ile üreteri bölmek uzun biter. Böbrek toplandı ve üreter anastomoz için gerekli olan zaman, bu uzun ameliyat dikiş ipliği ucu kullanılacaktır. </li><li> Harekete ve tam renal arter superiorda ve alt aort ve vena kava incelemek ve açık açık gemilerin ön ve yanlardan lenfatik damarları ve yağ incelemek için ince uçlu forseps kullanabilir ven için. </li><li> Aorta ve vena kava ve yavaş yavaş yayıldı forseps arasındaki doku uçağı bulun. Yavaş yavaş minimal travma ile doku yaymak için ince uçlu forseps ipuçları açın. </li><li> Açılı cezası geçerek renal arter üstün ve aşağı aorta etrafında gevşek 7 / Ç ipek kravatucu forseps gemilerin arkasına etrafında ve üzerinden bir dikiş çizim. Bu dikişler University of Wisconsin solüsyonu retrograd perfüzyon izin böbrek alma önce sıkılır. </li></ol> 2. Alıcı Hazırlık Donör hazırlığı takip başına 1,2-1,8 adımları. <ol><li> Aort, vena kava maruz operatörün sağ (Farenizin sol) için bağırsakları hareket ettirin. Steril tuzlu batırılmış bezle bağırsakları örtün. </li><li> Sağ renal arter bağlanarak bir sağ nefrektomi gerçekleştirin ve 7/0 ipek sütür ile birlikte ven ve sonra da bölmek. </li><li> 7 / Ç ipek sütür ve bölünmesine doğru üreter Arter. </li><li> Harekete geçirmek ve adım 1.14 ve 1.15 açıklandığı gibi tamamen renal arter ve ven aşağı aorta ve vena kava teşrih. Aorta ve vena kava arasında tam diseksiyonu olun. Vena kava ve aort anterior çalışan internal spermatik arteri korumak için özenBir lenfatik paket ile birlikte. </li><li> , Omurga vena kava ve damardan retroperitonda çalışan lomber damarlarını tanımlamak süreklilik 9 / Ç ipek ile lige, damarları bölmek için gerek yoktur. </li><li> Vasküler anastomozlar için arasındaki boşluk mikrovasküler kelepçeleri yerleştirmek için yeterli alan tanımlayın. </li><li> Dorsal penil ven yoluyla intravenöz heparin (5 adet) uygulayın. </li></ol> 3. Donör Böbrek Alma Arteriyel dolaşımın böbrek izole etmek alt ve üst aort etrafında yerleştirilmiş 7 / Ç ipek bağları sıkın. <ol><li> Aort içine bir iğne (31 g) ile University of Wisconsin çözeltisi, 0.5 ml - retrograd soğuk 0.2 infüze. </li><li> Dikişler içinde aorta bölmek ve böbrek ve aort uzunluğu ile renal arter kaldırmak için vena kava ile kavşakta renal ven bölün. Varsa w, aort kaynaklanan bel damarları Bölildirimde ligasyon. </li><li> Bir kültür kabı içinde steril bir pamuk ile soğuk tuzlu su içinde böbrek yerleştirin. </li><li> Servikal dislokasyon ile, verici bir fare öldürülür. </li></ol> 4. Böbrek Nakli - Böbrek Hazırlık <ol><li> Renal arter karşısında uzunlamasına doğrudan aort duvarı bölerek bir aort yama oluşturun. Arteriyel anastomoz yaparken bağlandı veya kaçınılması gereken yama herhangi bir damar lümen tanımlayın. </li><li> Inferiorda superiorda renal ven lümen ve ikinci ayrı dikiş dışarıdan içeriye bir 10 / Ç dikiş yerleştirin. Dikişler adrenal damar bölmek için kullanılır ve gonadal damar damar yönlendirmek için kullanılabilir. </li><li> Alıcı (Şekil 1.1) sağ kanadını böbrek yerleştirin ve dikişler de vasküler anastomozlar bezlerden veya diğer araçlar dolaşık olma dikişler olmadan tamamlanabilir sağlamak için yerleştirilir emin olun. </li></ol> 5. Böbrek Transplanlama - Vasküler Anastomoz İlk inferiorda sonra superiorda vena kava ve aorta kapsayan mikrovasküler kelepçeleri uygulayın. <ol><li> Vena kava ön duvarı delmek suretiyle bir iğne (31G) ile bir ventomy olun. % 0.9 NaCl yaklaşık 50 ul enjekte ederek vena kava yıkayın kan. </li><li> Uzunluğu, donor böbrek toplar damarı çapına denk olacak şekilde venotomi içinde açarak, ince uçlu forseps kullanılarak venotomi Widen. </li><li> Venotomi (Şekil 1.2) tepesinde birinci (renal ven lümeninde zaten) 10 / Ç üstün dikiş yerleştirin ve alt tepe ulaşana kadar (Şekil çalışan bir dikiş içinde anastomoz arka duvarını katılmak 1.3). </li><li> 10 / Ç alt dikiş yerleştirin ve sonra arka duvarından çalışan sütür kravat tek bir düğüm (Şekil 1.4) ilk kravat. </li><li> Ön wal oluşturmak alt dikiş kullanılarakanastomoz l çalışan bir dikiş ile (Şekil 1.5) ve üstün apeks (Şekil 1.6) de üstün dikiş sonuna kadar kravat. </li><li> Forseps ile aort duvarı çekme ve makas ile elips yama (yaklaşık aortotomy aortun çevresi ve uzunluğu üç kez renal arter lümeninin beşinci olmalı) keserek aortotomy oluşturun. </li><li> Içeriden dışarıdan aort yama üstün noktasında (Şekil 1.7) bir 10 / Ç dikiş yerleştirin ve aortotomy üstün tepesinde gemilere dışında kravat aorta geçer. </li><li> Çok sıkı sütür (Şekil 1.9) bağlayarak anastomoz daraltmak özen, çalışan bir dikiş superiorda alıcı aorta donör yama anastomoz (Şekil 1.8) başlayan arteriyel anastomoz oluşturun. </li><li> (Böbrek reperfüze sonra ilk üstün kelepçesini alt damar kelepçeleri sökünŞekil 1.10 ve 1.11). Üreter yeterli kan temini sağlandığı takdirde üreter Görünür peristaltizmin belki görülmektedir. </li></ol> 6. Böbrek Nakli - Üreterden Anastomoz <ol><li> Karın duvarından mesane ekleri bölün. </li><li> Her iki duvar aracılığıyla mesane sağa soldan iğne (21G) geçirin. </li><li> Iğne lümeninde düz forcep ipuçları yerleştirin ve geçmek hem de geri forseps artık mesanenin sol tarafında dışarı sağdan sola geçiyoruz şekilde mesane yoluyla. </li><li> Üreter sağ tarafında dışarı sonra sol mesane defekt geçecek şekilde mesane yoluyla donör üreter üzerinde dikiş çizin. </li><li> Yuvarlak gövdeli iğne 9 / Ç naylon sütür ile giriş noktası etrafında üç tek sütürler ile mesane adventisiyal üreter adventisya dikin. </li><li> Düğümlendikten için üreter proksimalinde kesti, böylece açılış inciE üreter idrar akışı ve üreter uç mesane vücuda geri çekilmesi için elde edilmesine olanak tanıyacak. Idrar Görünür üretim peri-üreter damarlardan kanama ile birlikte görülebilir. </li><li> Tek bir kesintiye 9 / Ç ipek sütür ile sağ yan mesane defekti kapatmak. </li></ol> 7. Kurtarma ve Post-operatif Bakım Orijinal yönde karın içine gastrointestinal organlara değiştirin ve 6 / Ç emilebilir sütür ile rektus kasları yaklaştırmayı karın duvarı kapatmak. <ol><li> Metal deri klipler ile cildi yaklaşır. </li><li> Kısmen atipamazole hidroklorür (10 g / ml) bir deri altından enjeksiyon ile anestezi ters. </li><li> Deri altından% 0.9 NaCl, 1 ml deri altından buprenorfin hidroklorür (0.05 mg / kg) ile ve akışkan destek enjeksiyon için analjezi uygulayın. </li><li> 24-48 saat boyunca 28 ° C&#39;de ısıtıldıktan kabininde fare kurtarmak. Için hastalık up fareyi gözlemleyinDeneyin tamamlanması. </li><li> 10 gün postoperativ - metal deri kliplerini 7 çıkartın. </li><li> Deney tamamlandıktan sonra, servikal dislokasyon ile fare euthanize. </li><li> Çıkarın ve histolojik analiz için, karşı böbrek allograftı ve toplar. </li></ol>

<ol>
	<li>Guild, W. R., Harrison, J. H., Merrill, J. P., Murray, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+homotransplantation+of+the+kidney+in+an+identical+twin.">Successful homotransplantation of the kidney in an identical twin.</a> Trans. Am. Clin. Climatol Assoc. 67, 167-173 (1955).</li><li>Wolfe, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+mortality+in+all+patients+on+dialysis,+patients+on+dialysis+awaiting+transplantation,+and+recipients+of+a+first+cadaveric+transplant.">Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant.</a> N. Engl. J. Med. 341, 1725-1730 (1999).</li><li>Nankivell, B. J., Alexander, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Rejection of the Kidney Allograft. N. Engl. J. Med. 363, 1451-1462 (2010).</li><li>Tse, G. H., Hughes, J., Marson, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+review+of+mouse+kidney+transplantation.">Systematic review of mouse kidney transplantation.</a> Transplant International. 26, 1149-1160 (2013).</li><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity.+Transplant.">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant.</a> Proc. 5, 721-725 (1973).</li><li>Zhang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pattern+of+liver,+kidney,+heart,+and+intestine+allograft+rejection+in+different+mouse+strain+combinations.">Pattern of liver, kidney, heart, and intestine allograft rejection in different mouse strain combinations.</a> Transplantation. 62, 1267-1272 (1996).</li><li>Qi, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depletion+of+cells+of+monocyte+lineage+prevents+loss+of+renal+microvasculature+in+murine+kidney+transplantation.">Depletion of cells of monocyte lineage prevents loss of renal microvasculature in murine kidney transplantation.</a> Transplantation. 86, 1267-1274 (2008).</li><li>Dang, Z., Mackinnon, A., Marson, L. P., Sethi, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tubular+atrophy+and+interstitial+fibrosis+after+renal+transplantation+is+dependent+on+galectin-3.">Tubular atrophy and interstitial fibrosis after renal transplantation is dependent on galectin-3.</a> Transplantation. 93, 477-484 (2012).</li><li>Jabs, W. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterogeneity+in+the+Evolution+and+Mechanisms+of+the+Lesions+of+Kidney+Allograft+Rejection+in+Mice.">Heterogeneity in the Evolution and Mechanisms of the Lesions of Kidney Allograft Rejection in Mice.</a> Am. J. Transplant. 3, 1501-1509 (2003).</li><li>Lin, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deficiency+of+C4+from+Donor+or+Recipient+Mouse+Fails+to+Prevent+Renal+Allograft+Rejection.">Deficiency of C4 from Donor or Recipient Mouse Fails to Prevent Renal Allograft Rejection.</a> Am. J. Pathol. 168, 1241-1248 (2006).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Arteriyel anastomoz gerçekleştirmek için en iyi tarif şekilde alıcı aorta uç-yan bir şekilde, devamında renal arter ile, donörün uzak aorta kullanmaktır. Daha uygun olması için inanıyoruz insan böbrek nakli yapılan &#39;Carrell ve yama &quot;ikizleme benzer bir aort yama, kullanımını tarif etmektedir. Donör ve alıcı operasyon süresi literatürde raporlar seyrek olsa biz alıcı aorta için uç-yan donör aort yerine alıcı aort, aort yama kullanan tercih olduğuna inanıyorum. Bir yama kullanarak tüm lomber donör aort dallarını incelemek için gereksinimini ortadan kaldırır ve aynı zamanda zaman doğal olarak bu dışlayan bir yama örgülü olarak, bunları tek tek Arter götürüldü. Bu modeli elde etmek için kritik adımlar olarak arteriyel yama anastomoz içinde renal arter dışında başka arteriyel lümen olmasını sağlamak için özen içerir onlarmikro-vasküler kelepçeler çıkarılınca sızdırıyor. Anastamoses inşa dikişler eliptik aortotomy sağlanan biz gözlemledik pratiklik, anastomoz ve nedeni iskemi daraltmak ya da herhangi bir kan akışını önleyebilir çanta-string etkisinin farkında sıkı ancak bağlı olabilir yeterli büyüklükte çanta-string olduğunu etkisi görülmemektedir. Venotomi forseps ile germe tarafından genişletilmiş bir iğne ile yapılır, biz bu forseps ile germe gibi kesim tercih istikrarlı bir anastomoz oluşturmak için venöz kolayca görülebilir doku ve yardım dikildikten bir halka oluşturur inanıyorum. Mesaneye üreter anastomoz biz idrar sızıntısı ve üreter darlık nedeniyle muhtemelen iskemi ile ilişkili olmuştur mesane yeniden inşası için bir mesane kubbe yerine burada açıklanan tekniği savunmak, dikkate almak çok önemli bir bileşenidir. Bizim açıklanan teknik doğrudan bladd anastomoz gibi daha kısa bir uzunluğu verici üreter kullanılmasına izin verirer 5. Bu teknik gelişmeleri kullanarak önemli ölçüde bu deneysel modeli tamamlamak için gereken süreyi azaltmak mümkün olmuştur. Nitekim, aynı anda beş transplant alıcılarını çalışan iki operatörleri ile farelerin kurtarma ve izlenmesini sağlamak için yeterli zaman günde yapılabilir. Bu yazıda tarif edilen modeli ve teknikte önemli bir sınırlama, fare, fare hayatta kalmak için böbrek bağımlı değildir, öyle ki, yerinde yerli böbrek biri sol olmasıdır. Bazı yazarlar, böylece nakledilen böbreğin güvenen fare bırakarak, hemen nakli sırasında ya da transplantasyon sonrası beş ile on gün de ikinci yerli böbreğin çıkarılmasını bildirmiştir. Bu hayatta kalma, serum kreatinin ya da kan üre gibi böbrek işlevi gösteren işaretçilerin ölçmek için deneysel bir sonucu olarak, örnekleme kan olarak kullanılmak üzere izin verir. Ancak histolojik sonuçlarda hiçbir fark yokturAllografta bağımlı ve tek bir yerel böbrek 9 olan fareler karşılaştırırken. Bu ikinci dışlamaz tarif protokolü ve aslında ikinci yerel böbrek, belirli bir zaman aralığında çıkarılabilir. Ek bir kısıtlama gelişmiş mikro-cerrahi uzmanlık olsa eğitim ve bu aşılabilir eğitimi için teknik rakam kullanarak, bir arteriyel ve venöz anastomoz gerçekleştirmek için gerekli olmasıdır. Vasküler komplikasyonlar, bu varlık renal arter veya ven trombozu oluşabilir, bu kaçınılmaz sıkıntı belirtileri, hasta-sağlık veya özel hind-ekstremite felci gösteren fare sonuçlanır. Bu modeli kullanan nedenle sıkı yönetim ve farelerin izlenmesi zorunludur. Böbrek nakli akut ret ölçüde ancak hücre-aracılı ret bölüm yine böbrek greft boyunca oluşabilir, immünosüpresyonun ve indüksiyon tedavisi tüketicidir dolaşımdaki lenfositlerin tarafından tedavi edilmişhayat. Bu nedenle, bu altta yatan mekanizmaların çalışmaları halen önemini ve tedavi için yeni yollar tespit edebilir. Böyle C57BL / BALB / c içine 6 olarak tam MHC uyumsuzluğu, içinde, böbrek nakli bağlı sağkalım 7.4 gün 10 gibi düşük olduğu bildirilmiştir demek. Histolojik akut hücresel ve vasküler ret glomerüler ve tübüler nekroz ile lenfositik infiltrasyon, kanama ve ödem interstisyumda, tubulitis, vaskülit, tarafından tespit edilebilir. Kronik allogreft hasarına katkıda kombine işlemler incelemek için bu alanda zor yaptık. Histolojik özellikleri interstisyel fibrozis, tübüler atrofi, glomerüloskleroza ve intimal çoğalması bulunmaktadır. Ilerici yaralanma, ancak giderek diğer birçok faktörler etkili olabilir takdir, kalıcı T hücre infiltrasyonu ile ilişkilidir. Kalıcı yaralanma potansiyeli nedeniyle verici aracılık eden özel antikorlar, B hücreleri, doğal katil hücreler kompleman birikmesini içerirBu endotel 3 olarak, makrofajlar ve greft iç hücreleri. Bu nedenle, bu model, reddinin bu çeşitli yönleriyle bir çalışma sağlar. Erken açıklaması 4 rağmen bu modeli kullanan yaklaşık 70 yayınlanmış çalışmalar olmuştur, bu birkaç yüz haberler olmuştur böbrek iskemi-reperfüzyon hasarı fare modelleri ile karşılaştırıldığında olduğunu. Karın içi böbrek nakli bu fare modeline önemi ayrıca rejeksiyonun farklı etki mekanizmalarına modellemek için kullanılabilir, iyi tanımlanmış bir fare soylannda kullanımından yarar, doğrudan insan böbrek nakli işlemini yaratır olmasıdır. Dolayısıyla bu model kullanılarak çalışmalar son derece çevrilebilir. Bu modelin diğer gelecekteki uygulamalar belirli vahşi tip farelere nakavt modelleri fenotipleri veya genetik olarak tersine vahşi tip böbrekler ile böbrekleri nakli ile renal içsel anormallikleri okuyor dahildeğişmiş alıcılar. Bu model başarılı insan böbrek nakli sürecini çoğaltabilirsiniz. Fare soylannda kullanılması MHC farklılıklar değişik donor-alıcı kombinasyonları seçimine izin verir. Bundan başka, farelerin kullanılması reddi farklı yönlerini incelemek için eleme ve uyarılabilir sistemler dahil olmak üzere çeşitli tekniklerin kullanılmasına izin verir.

Uzunluk ve yaşam 2 kalitesinde iki gelişme sunan, dünya çapında son dönem böbrek yetmezliği olan hastalar için devrimci bir tedavi haline gelmiştir o zamandan bu yana böbrek yetmezliği tedavisi için başarılı böbrek nakli ilk, tek yumurta ikizleri 1 arasında 1955 yılında tarif edilmiştir. Ancak uzun dönem greft sağkalım kronik allogreft hasar 3 sonuçlanan patolojik süreçlerin bir çok engel olmuştur. İnsanlarda nakledilen böbreğin reddedilmesi immunosupporessive rejimlerinde önemli gelişmelere rağmen, önemli bir morbidite nedenidir. Böbrek nakli, bir fare modeli geliştirilmesi amacı yakından insan renal transplantasyon 4 bulundu süreci ve patolojiyi çoğaltmak. Skoskiewicz ve ark., 1973 5 böbrek nakli fare modelini tarif. Gelişmiş mikrocerrahi becerileri gerekli olmasına rağmen, değerli bir tçeşitli nedenlerden dolayı ool: fare genomu iyi karakterize ve deneysel yöntemler ve fare çalışmaları için mevcut tekniklerin büyük bir çeşitlilik söz konusudur olmuştur. Böbrek nakli fare modeli kullanılarak çok grup, ancak deney 4 süresince yerinde bırakılır diğer çalışmalarda ve alıcı farelerin saf böbreklerin bizim tarif edilen metodoloji, bir de, hayatı destekleyen organ olarak böbrek nakli kullandık. Yararı, fare ve böylece fare morbidite ve ikinci bir prosedür ölüm riskini azaltan, tek ve anestezi sergilemesidir. Ayrıca fare kademeli böbrek yetmezliği olumsuz etkilerinden muzdarip değil. Allojenik ret modelleri, kalp ve deri gibi diğer organlarda mevcut olmasına rağmen, bu her zaman böbrek nakli ile doğrudan ilgili değildir. Bu modeller farklı modları ve dy ortaya kanıtlar vardırreddinin iç- sel, örneğin kalp alograft ve böbrek nakli reddi, zaman süreci, belirli gerilme kombinasyonları 6 önemli ölçüde farklıdır. Bu transjenik olmayan FVB / NJ farelerine, BALB / c donörlerinde akut renal alograft reddi, kalıpları tarif etmişlerdir, bu model T hücreleri ve makrofajlar 7 birikimi ile hücresel kaynaklı yaralanma sergiledi. Bu farenin tek bir MHC sınıf II loci mis ile karakterizedir Alternatif olarak biz de interstisyel fibrozis ve tübüler atrofi sergileyen kronik allogreft hasar modeli tarif var, bu, C57BL / 6 alıcılar içine C57BL / 6 BM12 bağışçıları bir böbrek nakli sonucu -match 8. Naklinin çok yönlü olarak akut rejeksiyon, hücresel ve hümoral rejeksiyon, iskemi reperfüzyon yaralanması, ve yeni tedavi edici ajanlar da dahil olmak üzere ana hatlarını açıklar böbrek nakli fare modeli kullanarak çalışılmıştır. Biz cerrahi t değiştirdinizechnique çalışma süresini azaltmak ve cerrahi kolaylığını artırmak için. Özellikle simultane donör ve alıcı hazırlık ve sürekli aort yama anastomoz kullanarak basitleştirilmiş bir vasküler anastomoz tekniğini tarif var. Bu video ve el yazması bu tekniğin kurulması yardımcı olmak için kilit noktaları sağlayacaktır.

<table><tbody><tr><td colspan="4">Surgical Instruments</td></tr><tr><td>Blunt Dissecting Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>&amp;nbsp;14072-10</td><td>For skin cutting</td></tr><tr><td>Curved Castoviejo scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15017-10</td><td>For tissue cutting</td></tr><tr><td>Spring Scissors &amp;ndash; straight</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td>For suture cutting</td></tr><tr><td>Toothed forceps 1x2 teeth</td><td>Fine Science Tools</td><td>11021-12</td><td></td></tr><tr><td>2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-20</td><td></td></tr><tr><td>Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11253-25</td><td>For blunt dissecting</td></tr><tr><td>Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7)</td><td>Fine Science Tools</td><td>11273-22</td><td>Useful to pass around vessels</td></tr><tr><td>Curved Crile Haemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>1300-04</td><td></td></tr><tr><td>Micro clip applicator with lock</td><td>Fine Science Tools</td><td>18056-14</td><td></td></tr><tr><td>2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-04</td><td>Microvascular clamps</td></tr><tr><td>2 x Colibri 3cm wire retractor</td><td>Fine Science Tools</td><td>17000-03</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo needle holder with lock</td><td>Fine Science Tools</td><td>120660-01</td><td></td></tr><tr><td>Wound clip applicator</td><td>Fine Science Tools</td><td>12031-07</td><td></td></tr><tr><td>7mm wound clips</td><td>Fine Science Tools</td><td>12032-07</td><td>Remove 7 to 10 days after surgery</td></tr><tr><td colspan="4">Equipment</td></tr><tr><td>OPMI pico microscope</td><td>Carl Zeiss</td><td>S100</td><td></td></tr><tr><td>Thermal cautery unit with fine tip</td><td>Geiger</td><td>150A</td><td></td></tr><tr><td>Heat electronic pad</td><td>Cozee Cumfort</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>Euroklav 23-S</td><td>Melag</td><td>n/a</td><td>Autoclave</td></tr><tr><td colspan="4">Disposable equipment</td></tr><tr><td>7/O Silk braided suture</td><td>Pearsall</td><td>30514</td><td></td></tr><tr><td>10/O Dafilon (polyamide) suture</td><td>B-Braun</td><td>&amp;nbsp;G1118099</td><td></td></tr><tr><td>6/O Vicryl (plygalectin)</td><td>Ethicon</td><td>W9537</td><td></td></tr><tr><td>Regular bevel needle, 1 inch, 21G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>305175</td><td>For ureteric anastamosis</td></tr><tr><td>Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>305122</td><td></td></tr><tr><td>Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>304000</td><td></td></tr><tr><td>Insulin needle 1ml, 29G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>324827</td><td></td></tr><tr><td>Insulin needle 0.3ml, 30G</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>324826</td><td></td></tr><tr><td>1 ml syringe slip tip</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>300184</td><td></td></tr><tr><td>5 ml syringe slip tip</td><td>Bection, Dickinson and Company</td><td>302187</td><td></td></tr><tr><td>Wypall paper swabs</td><td>Kimberley-Clark</td><td>L40</td><td>sterilised by autoclave</td></tr><tr><td>Cotton wool buds</td><td>Johnson and Johnson</td><td>n/a</td><td>sterilised by autoclave</td></tr><tr><td>Plain drapes</td><td>Guardian</td><td>CB03</td><td>sterilised by autoclave</td></tr><tr><td>Cell culture dish 60mm x 15mm</td><td>Corning Incorporated</td><td>430166</td><td></td></tr><tr><td>Dispensing Pin</td><td>B-Braun</td><td>DP3500L / 413501</td><td>Used with NaCl 0.9%</td></tr><tr><td>Re-agents and Drugs</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2%</td><td>Allergan Ltd</td><td>21956GB10X</td><td></td></tr><tr><td>(Videne) Povidone-iodine 10%</td><td>Ecolab Ltd</td><td>PL 04509/0041</td><td></td></tr><tr><td>(Vetalar V) Ketamine hydrochloride</td><td>Pfizer Animal Health</td><td>Vm 42058/4165</td><td>100mg/ml solution (dose 200mg/kg)</td></tr><tr><td>(Domitor) Medetomidine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td>Orion Pharma</td><td>Vm 06043/4003</td><td>1mg/ml (dose 0.5mg/kg)</td></tr><tr><td>(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride&amp;nbsp;</td><td>Alsto Animal Health</td><td>Vm 00063/4002</td><td>0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg)</td></tr><tr><td>(Antisedan) Atipamezole hydrochoride</td><td>Orion Pharma</td><td>Vm 06043/4004</td><td>5mg/ml (dose 2mg/kg)</td></tr><tr><td>University of Wisconsin Solution</td><td>Belzer Bridge to Life</td><td>n/a</td><td>dose approximately 500 microlitres/mouse</td></tr><tr><td>NaCl 0.9%</td><td>Baxter</td><td>FKE1323</td><td></td></tr><tr><td>Heparin Sulphate</td><td>non-proprietary</td><td>n/a</td><td>5000units/ml (dose 5units/mouse)</td></tr></tbody></table>

mouse kidney transplantation: models of allograft rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

Renal alograft reddi, nakledilen böbreğin (Şekil 2) metakarn sabitlenmiş parafine gömülü doku bölümleri histolojik analiz ile değerlendirilebilir. Renal iskemi reperfüzyon hasarı sinjeneiktir farenin sonuçları arasında böbreklerin Isograft nakli, ancak 4 hafta tübüller kurtarıldı ve yerli böbrekler için histolojik karşılaştırılabilir var. Akut rejeksiyon böbrek parankimi genelinde yaygın mononükleer hücre infiltrasyonu İnterstisyum, glomerüller ve tübüllerini içeren, orada 1 hafta içinde, BALB / c alıcıya içine C57BL / 6 böbrek nakli ile modellenebilir. Kronik allogreft hasar C57BL / 6 alıcıya naklediliyor C57BL / 6 BM12 böbrekler tarafından örnek alınabilir, bu interstisyel fibrozis ve kademeli tübül kaybı oluşan insan patoloji bulunan tipik özellikleri sonuçlanır. Yüksek-enerjili alanında (x200 büyütme) başına brüt tübül sayısı (Fi fonksiyonel nefron kütlesinin kantifizasyonunuGüre 3), tübüller kaybı reddi nedeniyle tübüler hasarı yansıtır. İnterstisyel fibrozis pan-kollajen leke picrosirius kırmızı (Şekil 4) kullanılarak tespit edilebilir. Normal endojen kolajen ancak ilerleyici fibrozis sonuçlanan yatırılır kronik hasar yeni kolajen sırasında görülmektedir. Kronik nakli sonrası belirgin bir hasar 8 ve 12 hafta (Şekil 5) olur. Önemli bir öğrenme eğrisi modeli (Şekil 6) oluşturulması için üstesinden gelinmesi gereken. Tahminen 40 prosedürler tekrarlanabilir vasküler anastomoz zamanı komplikasyonların ücretsiz kabul sağkalım ulaşıldı önce kurtarılan farelerde yapılmıştır. Fareyi euthanizing için en yaygın nedeni bizim deneyim sistemik heparization bu insidansını azaltır ancak içinde ve arter trombozu bağlı spinal kord iskemi-uzvu düşürmek için ikincil arka bacak felç nedeniyle oldu. Fareler rutin mo vardıdeneyleri sona erdirmek için yerel kabul edilen kriterlere uygun nitored. Öğrenme eğrisinin plato fazda gerçekleştirilir Survival deneyler 28.9 ± 0.47 dakika ortalama vasküler anastomoz sürede sonuçlandı. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/52163/52163fig1highres.jpg" /> Vasküler anastomoz tekniği Şekil 1. şematik gösterimi. Donör böbrek alıcı fare sağ kanadında yerleştirilir. Donör renal ven uç-yan şekilde anastomoz edilir ve aortun bir yama üzerinde donör renal arter alıcı aorta anastomoz edilir. <img alt="Şekil 2" src="/files/ftp_upload/52163/52163fig2highres.jpg" /> Nakledilen böbreğin Şekil 2. Temsilcisi histolojik boru şeklinde yaralanma. Metil Carnoyl çözümü dokularında tespit edildikten sonra parafın gömüldü4μm yüzgeçleri ve doku bölümleri hemotoksilin ve Eosin ile boyandı. Böbrekler boru şeklinde yaralanma sergilemek ve görünüm yerli böbrekler karşılaştırılabilir yok isograft nakli sonrası 4 hafta. BALB / c alıcılara transplante, C57BL / 6 BM12 böbrekler yaygın tek çekirdekli hücre süzüntülerinin (x) ve nekrotik tübüller (**) ile tubulitis akut alograft reddini tabi tutulur. Perivasküler lenfositik infiltrasyonlar (blok ok ⬆) ile karakterize kronik allogreft hasar ve interstisyel fibrozis ve tübüler atrofi (içi boş oklar ⇧) C57BL / 6 sonuçlarından nakledilen C57BL / 6 BM12 böbrekler. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52163/52163fig2highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/52163/52163fig3highres.jpg" /> Tr tübüler yaralanma Şekil 3. Kantitasyonu<html> ansplanted böbrek. Sağlıklı ine (sağlam bir temel zarın, sağlam tübül lümen, sağlıklı sitoplazmik hacmi ve bir muhafaza apikal mikrovilluslar fırça bordürü varlığı ile tanımlanan) saptanmıştır nefron kütle yansıtma alanı başına borucuklar ortalama sayısının sayılmasıyla tayin edilebilir (x200 büyütme ) (n = 6, 10 ardışık alanlar arasında ortalama, ** p &lt;0.01). <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/52163/52163fig4highres.jpg" /> Şekil 4. Kronik allogreft hasar nakledilen böbrek kollajen picrosirius kırmızı boyama tespiti ile belirgindir içinde interstisyel fibrozis (temsilcisi görüntüler). Kollajen birikmesi ile tespit edilebilir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52163/52163fig4highres.jpg" target="_blank">, bu rakamın büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> Güre 5 &quot;src =&quot; / files / ftp_upload / 52163 / 52163fig5highres.jpg &quot;/&gt; Interstisyel fibrozis Şekil 5. Kantitasyonu. Kırmızı pozitifliği C57BL / 6BM12 olarak yetişmesini picrosirius ile ölçülen İnterstisyel fibrozis (n = nakli sonrası C57BL / 6 alıcıları oniki hafta ⇒ 6, 10 ardışık alanların ortalama, ** p &lt;0.01, * p &lt; 0.05). <img alt="Şekil 6," src="/files/ftp_upload/52163/52163fig6highres.jpg" /> Şekil 6. Öğrenme eğrisi. Ölümcül narkoz verilen farelerde İlk non-kurtarma deneyler cerrahi tekniği geliştirmek için yapılmıştır. Bu komplikasyon olmadan hayatta kalan fare ile başarılı bir şekilde re-perfüze böbrek nakli elde etmek için geri deneyleri ile takip edildi.

Watch this Scientific Journal Video about Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection at JoVE.com

Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Fare Böbrek Transplantasyonu: Allogreft Reddi Modelleri

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

mouse-kidney-transplantation-models-of-allograft-rejection

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Medicine

20.5K Görüntüleme.  The University of Edinburgh. Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

Video: Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Murin Islet İzolasyon ve subkapsüler Böbrek Nakli Bir Yöntem

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

Tıp

Murine Skin Transplantation

As one of the most stringent and least technically challenging models, skin transplantation is a standard method to assay host T cell responses to MHC-disparate donor antigens. The aim of this video-article is to provide the viewer with a step-by-step visual demonstration of skin transplantation using the mouse model. The protocol is divided into 5 main components: 1) harvesting donor skin; 2) preparing recipient for transplant; 3) skin transplant; 4) bandage removal and monitoring graft rejection; 5) helpful hints. Once proficient, the procedure itself should take &lt;10 min to perform.

Allogeneic skin transplantation is a standard model to assay host T cell responses to MHC-disparate donor antigens. This video-article provides a visual tutorial of each step involved in performing a BALB/c--&gt;C57BL/6 skin transplant.

Murin Deri nakli

As one of the most stringent and least technically challenging models, skin transplantation is a standard method to assay host T cell responses to ...

Biyoloji

Murine Corneal Transplantation: A Model to Study the Most Common Form of Solid Organ Transplantation

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each year. While several animal models exist for this procedure and mice are the species that is most commonly used. The reasons for using mice are the relative cost of using this species, the existence of many genetically defined strains that allow for the study of immune responses, and the existence of an extensive array of reagents that can be used to further define responses in this species. This model has been used to define factors in the cornea that are responsible for the relative immune privilege status of this tissue that enables corneal allografts to survive acute rejection in the absence of immunosuppressive therapy. It has also been used to define those factors that are most important in rejection of such allografts. Consequently, much of what we know concerning mechanisms of both corneal allograft acceptance and rejection are due to studies using a murine model of corneal transplantation. In addition to describing a model for acute corneal allograft rejection, we also present for the first time a model of late-term corneal allograft rejection.

Mice have been used as a model for studying many forms of transplantation, including corneal transplantation. We describe in this report a murine model for both acute and late-term corneal transplantation.

Sıçangiller Kornea Nakli: Katı Organ Nakli En Yaygın Formu Eğitim için Bir Model

Corneal transplantation is the most common form of organ transplantation in the United States with between 45,000 and 55,000 procedures performed each ...

Mouse Model of Alloimmune-induced Vascular Rejection and Transplant Arteriosclerosis

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune system of the recipient causes damage of the arterial wall and dysfunction of endothelial cells and smooth muscle cells. This triggers a pathological repair response that is characterized by intimal thickening and luminal occlusion. Understanding the mechanisms by which the immune system causes vasculature rejection and TA may inform the development of novel ways to manage graft failure. Here, we describe a mouse aortic interposition model that can be used to study the pathogenic mechanisms of vascular rejection and TA. The model involves grafting of an aortic segment from a donor animal into an allogeneic recipient. Rejection of the artery segment involves alloimmune reactions and results in arterial changes that resemble vascular rejection. The basic technical approach we describe can be used with different mouse strains and targeted interventions to answer specific questions related to vascular rejection and TA.

We describe a protocol for aortic interposition grafting in mice. The goal of the protocol is to provide a model with which to study pathological processes and therapeutic strategies relevant to alloimmune reactions in arteries and the resultant arterial changes that contribute to organ transplant failure.

Aloimmün kaynaklı Vasküler Reddi ve Nakli arterioskleroz Fare Modeli

Vascular rejection that leads to transplant arteriosclerosis (TA) is the leading representation of chronic heart transplant failure. In TA, the immune ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Murin Böbrek nakli Tekniği

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

In Vitro and In Vivo Assessment of T, B and Myeloid Cells Suppressive Activity and Humoral Responses from Transplant Recipients

The main concern in transplantation is to achieve specific tolerance through induction of regulatory cells. The understanding of tolerance mechanisms requires reliable models. Here, we describe models of tolerance to cardiac allograft in rat, induced by blockade of costimulation signals or by upregulation of immunoregulatory molecules through gene transfer. Each of these models allowed in vivo generation of regulatory cells such as regulatory T cells (Tregs), regulatory B cells (Bregs) or regulatory myeloid cells (RegMCs). In this manuscript, we describe two complementary protocols that have been used to identify and define in vitro and in vivo regulatory cell activity to determine their responsibility in tolerance induction and maintenance. First, an in vitro suppressive assay allowed rapid identification of cells with suppressive capacity on effector immune responses in a dose dependent manner, and can be used for further analysis such as cytokine measurement or cytotoxicity. Second, the adoptive transfer of cells from a tolerant treated recipient to a newly irradiated grafted recipient, highlighted the tolerogenic properties of these cells in controlling graft directed immune responses and/or converting new regulatory cells (termed infectious tolerance). These methods are not restricted to cells with known phenotypic markers and can be extended to any cell population. Furthermore, donor directed allospecificity of regulatory cells (an important goal in the field) can be assessed by using third party donor cells or graft either in vitro or in vivo. Finally, to determine the specific tolerogenic capacity of these regulatory cells, we provide protocols to assess the humoral anti-donor antibody responses and the capacity of the recipient to develop humoral responses against new or former known antigens. The models of tolerance described can be used to further characterize regulatory cells, to identify new biomarkers, and immunoregulatory molecules, and are adaptable to other transplantation models or autoimmune diseases in rodent or human.

In Vitro and In Vivo Assessment of T, B and Myeloid Cells Suppressive Activity and Humoral Responses from Transplant Recipients

Here, we present a protocol to induce tolerance in transplantation, and assess in vitro and in vivo the suppressive capacity of distinct cell subsets from the recipient and the immune status of the recipient toward donor or exogenous antigens.

Vitro ve In Vivo değerlendirme T, B ve Myeloid hücrelerin süpresif etkinlik ve nakli alıcılardan gelen Humoral yanıt

The main concern in transplantation is to achieve specific tolerance through induction of regulatory cells. The understanding of tolerance mechanisms ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Orthotopic Hind Limb Transplantation in the Mouse

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and translational research in the field of transplantation medicine. A vast array of reagents is available exclusively in this setting, including mono- and polyclonal antibodies for both diagnostic and interventional applications. In addition, a vast number of genotyped, inbred, transgenic, and knock out strains allow detailed investigation of the individual contributions of humoral and cellular components to the complex interplay of an immune response and make the mouse the gold standard for immunological research. 
Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) delineates a novel field of transplantation using allografts to replace "like with like" in patients suffering traumatic or congenital tissue loss. This surgical methodological protocol shows the use of a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis in an orthotopic mouse hind limb transplantation model. The model specifically allows for comparison between established paradigms in solid organ transplantation with a novel form of transplants consisting of various different tissue components. Uniquely, this model allows for the transplantation of a viable vascularized bone marrow compartment and niche that have the potential to exert a beneficial effect on the balance of immune acceptance and rejection. This technique provides a tool to investigate alloantigen recognition and allograft rejection and acceptance, as well as enables the pursuit of functional nerve regeneration studies to further advance this novel field of transplantation.

This novel model for orthotopic hind limb transplantation in the mouse, applying a non-suture cuff technique for super-microvascular anastomosis, provides a powerful tool for in&#160;vivo mechanistic immunological research related to vascularized composite allotransplantation (VCA).

Fare Ortotopik Hind Ekstremite nakli

In vivo animal model systems, and in particular mouse models, have evolved into powerful and versatile scientific tools indispensable to basic and ...

A Modified Surgical Technique for Kidney Transplantation in Mice

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this operation. Therefore, this article introduces the technique and points out the surgical caveats associated with this operation. In addition, important modifications in comparison to the conventional procedure are demonstrated. Firstly, a patch of the abdominal aorta is cut and prepared so that the proximal bifurcations of the renal artery, including the ureteral artery are transected together with the donor kidney en bloc. This reduces the risk of a ureter necrosis and avoids the development of a urinary tract occlusion. Secondly, a new method of the vascular anastomosis is demonstrated that allows the operator to flexibly increase or decrease the size of the anastomosis after renal transplant reperfusion has already been initiated. This avoids the development of vessel strictures and intraabdominal bleeding. Thirdly, a technique that enables the anastomosis of the delicate donor ureter and the recipient bladder that does not cause a trauma is shown. Adopting this protocol can shorten the operation time and reduces the damage to the recipient's bladder, thereby significantly increasing the operation success rate for the recipient mice.

This protocol presents a new surgical technique of mouse kidney transplantation focusing on a modified arterial anastomosis strategy. A vascular suture technique including a simple and safer ureter-bladder anastomosis method is also presented. These modifications shorten the operation time and improve the success rate of the mouse kidney transplantation procedure.

Farelerde Böbrek Nakli için Modifiye Bir Cerrahi Teknik

Kidney transplantation in mice is a complicated and challenging surgery procedure. There are very few publications demonstrating the key steps of this ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

Ortootopik Rat böbrek nakli: bir roman ve Basitleştirilmiş cerrahi yaklaşım

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

A Rat Orthotopic Renal Transplantation Model for Renal Allograft Rejection

Renal allograft rejection limits the long-term survival of patients after renal transplantation. Rat orthotopic renal transplantation is an essential model to investigate the mechanism of renal allograft rejection in pre-clinical studies and could aid in the development of novel approaches to improve the long-term survival of renal allografts. Donor kidney implantation in rat orthotopic renal transplantation is commonly performed by end-to-side anastomosis to recipients' aorta and inferior vena cava. In this model, the donor's kidney was implanted using end-to-end anastomosis to the recipients' renal artery and renal vein. The donor's ureter was anastomosed to the recipient's bladder in an end-to-side 'tunnel' method. This model contributes to better healing of ureter-bladder anastomosis and increases the recipients' survival by avoiding interference with blood supply and venous reflux of the lower body. This model can be used to investigate the mechanisms of acute and chronic immune and pathologic rejection of renal allografts. Here, the study describes the detailed protocols of this orthotopic renal transplantation between rats.

The rat orthotopic renal transplantation model contributes to investigating the mechanism of renal allograft rejection. The current model increases the recipients' survival without interference with blood supply and venous reflux of the lower body using an end-to-end anastomosis of kidney implantation and an end-to-side "tunnel" method of ureter-bladder anastomosis.

Renal Allogreft Rejeksiyonu için Sıçan Ortotopik Böbrek Transplantasyonu Modeli

Renal allograft rejection limits the long-term survival of patients after renal transplantation. Rat orthotopic renal transplantation is an essential ...