The authors thank the DFG (Hu 997/2-2) for financial support. FS acknowledges the Hanns-Seidel-Stiftung (HSS). SKr was supported by the Elitenetzwerk Bayern in the framework of the doctorate program Material Science of Complex Interfaces. SKi thanks the SFB 863 for financial support.

REMARQUE: Voir la Figure 2 pour un aperçu du flux de traitement comprenant la préparation, l&#39;acquisition des données et d&#39;analyse de données étapes. 1. Réactif Setup REMARQUE: Tous les produits chimiques doivent être manipulés avec soin, et donc une blouse de laboratoire, des gants et des lunettes de protection devraient être utilisées. Toutes les opérations doivent être effectuées dans une hotte de laboratoire. En particulier, des gants spéciaux doivent être portés en cas d&#39;utilisation de chloroforme. <ol><li> Utiliser des produits chimiques avec faible teneur en eau tel que le chloroforme sèche rapidement et de stockage à sec, mais pas plus d&#39;une semaine. Stocker à la fois les produits chimiques à -20 ° C et sous atmosphère d&#39;azote ou d&#39;argon gazeux car APTES ((3-aminopropyl) triethoxysilan) (voir tableau 1) et PEG (polyéthylèneglycol) sont hygroscopiques et PEG est soumis à une oxydation à l&#39;air. </li><li> Pour éviter l&#39;exposition fréquente du stock à l&#39;oxygène atmosphérique et de l&#39;humidité, de préparer des aliquotes plus petites, idéalement au sein d&#39;un système de boîte à gants en salle et d&#39;azotere. </li></ol> 2. Installation du matériel NOTE: Pour éviter la contamination croisée, utiliser des récipients frais et propre pour chaque étape. <ol><li> Nettoyer la verrerie et des pinces dans une solution de détergent pendant 30 min dans un bain à ultrasons à 60 ° C. </li><li> Rincer et équipements de traitement par ultrasons de l&#39;étape 2.1 deux fois avec de l&#39;eau ultra-pure. </li><li> Matériel de chaleur provenant de l&#39;étape 2.1 en solution RCA (eau ultra-pure, l&#39;eau oxygénée et d&#39;ammoniaque (5: 1: 1)) à 75 ° C dans un four pendant 45 min, puis les rincer avec de l&#39;eau ultrapure. </li><li> Enfin, sécher la verrerie et pinces sous un courant d&#39;azote sec ou dans un four (100 ° C, 3 h). </li></ol> 3. Conseil fonctionnalisation REMARQUE: Utilisez une pince à épiler, navires, etc. en acier inoxydable, PTFE, verre ou tout autre matériau qui est chimiquement stable dans des solutions organiques le cas échéant. Sauf indication contraire, effectuer toutes les étapes à RT. La quantité de solution d&#39;incubation nécessaire dépend du nombre de puces en porte à faux. Assurez-vous que les leviers sont immergés dans les solutions respectives à tous les temps. REMARQUE: Utilisez une hotte pour éviter l&#39;inhalation de vapeurs organiques. <ol><li> Formation de groupes OH sur la surface de cantilever («d&#39;activation») (environ 0,5 h): <ol><li> Utilisez des pinces pour placer frites fraîches cantilever (matériel: SiN, constants de printemps: 10-100 PN / nm) sur une lame de verre propre et les mettre dans une chambre à plasma (100 W). </li><li> Évacuer chambre (~ 0,1 mbar). </li><li> chambre de Flood avec du gaz d&#39;oxygène et d&#39;évacuer à nouveau. </li><li> Activer le processus de plasma (puissance: 20%, durée: 15 min, la pression du procédé: 0,25 mbar). </li></ol></li><li> Amino-silanisation des cantilevers (environ 1 h): <ol><li> Préparer les 2,5 ml de solution APTES (voir le tableau 1) dans une boîte de Pétri en verre - le faire idéalement pendant le processus de plasma. </li><li> Immediately après le processus de plasma, chaque cantilever tremper pendant 1 sec dans de l&#39;acétone et les placer immédiatement après, dans la solution d&#39;APTES. </li><li> Incuber pendant 15 min à température ambiante. </li><li> Rincer soigneusement les copeaux de cantilever deux fois dans 10 ml d&#39;acétone et une fois dans 10 ml de chloroforme. </li><li> Finales étape facultative: puces place en porte à faux de l&#39;étape précédente sur une lame de verre propre et les faire cuire pendant 30 min à 70 ° C. Notez qu&#39;il existe également des stratégies alternatives pour l&#39;activation de surface, par exemple, le traitement UV 12. </li></ol></li><li> PEGylation (environ 2 h): REMARQUE: Effectuer les étapes 3.3.1-3.3.4 pendant amino-silanisation. NHS et groupes maléimide sont soumis à l&#39;hydrolyse en milieu aqueux et le PEG lui-même est soumis à une oxydation à l&#39;air. Par conséquent cadencement (notamment entre les étapes) est un paramètre critique. Reportez-vous à 13 pour plus d&#39;informations. <ol><li> Préparer la solution de chloroforme (voir le tableau 1). </li><li> Pour éviter la condensation, Chaleureux PEG saupoudre à TA avant d&#39;ouvrir l&#39;aliquote et en pesant le montant approprié. </li><li> Pour le couplage de polymères ou de lipides avec des groupes amino, de résoudre séparément NHS-PEG-NHS (6 kDa) et la méthyl-NHS-PEG (5 kDa) dans la solution de chloroforme en les vortexant jusqu&#39;à ce qu&#39;ils soient complètement résolus. Reportez-vous au tableau 1 pour les concentrations. <ol><li> Alternativement. pour le couplage de polymères avec des groupes thiol résoudre séparément Mal-NHS- PEG et PEG-méthyl-NHS dans la solution de chloroforme. </li></ol></li><li> Mélanger les solutions selon les besoins pour ajuster un certain rapport entre le nombre de NHS- ou la maleimide- et les molécules de PEG à terminaison méthyle (typiquement 1: 500). On notera que le rapport idéal doit être déterminée de manière itérative à une série de cycles de préparation-expérimentation. </li><li> Incuber puces en porte à faux dans la solution de PEG pendant 1 heure dans une atmosphère saturée en chloroforme pour empêcher l&#39;évaporation du chloroforme. </li></ol></li><li> Sonder la conjugaison molécule(&gt; 1 h): NOTE: Dans le 3.4.1-3.4.3 suivante, trois exemples pour le couplage covalent de différentes molécules de sonde à la pointe de l&#39;AFM sont décrits. Pour chaque molécule du protocole doit être ajusté. Note en outre, que dans l&#39;exemple 1 et de 3-chimie NHS est utilisé que dans l&#39;exemple 2, le polymère fonctionnalisé thiol PI- g -PS est couplé au PEG maléimide via la chimie. Pour plus de détails, voir 14. <ol><li> Pour le poly (acide aminé) le poly-D-tyrosine (40-100 kDa) <ol><li> Dissoudre le polytyrosine conjugué molécule sonde dans 1 M de NaOH. Ajuster la concentration de 1 mg / ml. </li><li> Remplacez le NaOH pour le tampon de borate de sodium (pH 8,1) en utilisant des colonnes de spin de dessalage (7 kDa MWCO) immédiatement avant la fonctionnalisation </li><li> Rincer les leviers d&#39;abord avec 5 ml de chloroforme, puis avec 5 ml d&#39;éthanol et finalement avec 5 ml de tampon borate. </li><li> Incuber les puces en porte à faux pendant 1 h dans la solution tampon de borate polytyrosine puis rincer avec un tampon borateet de l&#39;eau ultrapure. Conserver dans l&#39;eau ultra pure jusqu&#39;à la mesure. </li></ol></li><li> Pour les polymères à squelette linéaire (polyisoprène, 119 kDa) ayant des chaînes latérales greffées (polystyrène, 88 kDa) 14 <ol><li> Dissoudre le PI g -PS dans le chloroforme sec. Ajuster la concentration de la solution de conjugaison à 4 mg / ml. </li><li> Rincer les cantilevers avec 5 ml de chloroforme et incuber pendant au moins 1 heure dans la solution de conjugaison. </li><li> Rincer à nouveau dans 5 ml de chloroforme et de stocker dans le chloroforme dans un environnement saturé de chloroforme (pour éviter l&#39;évaporation du chloroforme) jusqu&#39;à ce que la mesure. </li></ol></li><li> Pour le pape lipidique <ol><li> Dissoudre PAPE dans le chloroforme sec. Ajuster la concentration à 20 mM. </li><li> Rincer les cantilevers avec 5 ml d&#39;éthanol et 5 ml d&#39;eau ultrapure avant incubation des cantilevers pendant 1 heure dans la solution lipidique. </li><li> Après incubation, rincer avec cantilevers 5 ml de chloroforme, 5 ml d&#39;éthanol et 5 ml d&#39;eau chaude ultra-pure (dans cet ordre) pour éliminer les molécules de la sonde non liée et de se débarrasser des résidus de chloroforme. Utiliser immédiatement conseils fonctionnalisés. Alternativement, les stocker dans le chloroforme jusqu&#39;à ce que nécessaire. </li></ol></li></ol></li></ol><img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52456/52456fig1.jpg" /> Figure 1. (A) Schéma montrant le processus de fonctionnalisation de renseignements en utilisant l&#39;exemple de la chimie NHS. Liaison (B) chimique utilisé pour fixer une molécule sonde à la pointe via un groupe amino. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52456/52456fig1large.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> 4. Préparation de Surface <ol><li> monocouche auto-assemblées (SAM) NOTE: En surface pour le premier exemple, une monocouche auto-assemblée a été choisi. Reportez-vous à la littérature 15 </sjusqu&#39;à&gt; pour plus de détails. <ol><li> Nettoyer les lames de verre avec une solution détergente, puis deux fois dans de l&#39;eau ultra pure dans un bain à ultrasons pendant 30 min chacune. Puis, comme une étape de nettoyage supplémentaire, placez-les dans la solution RCA (voir l&#39;étape 2.3) à 75 ° C pendant 15 min. </li><li> Enduire les lames avec 10 nickel chrome nm et 100 nm d&#39;or dans une coucheuse à vide. Puis stocker dans le réfrigérateur et propre à nouveau dans la solution RCA directement avant l&#39;étape suivante. </li><li> Incuber les lames de l&#39;étape précédente en solution 1-dodecanthiol / éthanol 2 mM pendant 12 heures. Les groupes thiol se lient à la surface d&#39;or et une monocouche auto assemble hydrophobe. Rincer les lames avec de l&#39;éthanol et de l&#39;eau ultra pure et sécher par un flux d&#39;azote gazeux. Confirmer le caractère hydrophobe de la surface préparée avec des mesures d&#39;angle de contact statique dans un goniomètre avec une caméra CCD 10. </li></ol></li><li> Hydrogène diamant terminé NOTE: En tant que surface pour le deuxième exemple, un diamant à terminaison hydrogène a été choisi. La préparation de surface a été réalisée comme décrit précédemment 16. </li><li> Soutenu bicouche lipidique NOTE: Dans le dernier exemple, une surface soutenue bicouche lipidique (SLB) a été utilisé comme une surface. Pour obtenir une telle surface, une solution (0,1 mg / ml) de grandes vésicules unilamellaires (LUV) consistant en phospholipide de la POPC ont été formées par le procédé d&#39;extrusion. Ensuite, 50 ul de la solution de LUV ont été placés sur une feuille de mica fraîchement clivé (A = 1 cm²) et incubées pendant 30 min. Enfin, la solution a été rincé avec 20 ml d&#39;eau ultrapure. Voir 17,18 pour une description détaillée de la préparation de SLBS. </li></ol> 5. Acquisition de données NOTE: Pour les expériences, utiliser un AFM, qui offre la possibilité de mesurer dans les liquides. Les procédures d&#39;acquisition de données et d&#39;analyse des données sont applicables indépendamment du modèle AFM utilisé. En outre, dans certaines expériences, il est avantageux d&#39;avoir la possibilité de contrôler la température dans la cellule liquide. Cantilever déviation a été détectée par le procédé de déviation du faisceau laser 19. constantes de rappel ont été déterminées par la méthode 20 de bruit thermique. <ol><li> Insérez le cantilever fonctionnalisé dans un support de cantilever AFM qui est adapté à la mesure dans des liquides. </li><li> Mettez la surface (préparation, voir ci-dessus) doit être échantillonné en l&#39;AFM et le couvrir avec du liquide. Les deux, en porte à faux et la surface devrait maintenant être immergé dans le liquide avec la pointe cantilever pointant vers la surface. A noter que dans de nombreux cas, une goutte de liquide est suffisante. Dans tous les cas, l&#39;évaporation du liquide doit être évitée, par exemple en utilisant une cellule de fluide fermé. </li><li> Le cas échéant, régler la température désirée sur le contrôleur. </li><li> Laisser le système se équilibrer pendant au moins une demi-heure. </li><li> Enregistrer un spectre de bruit thermique du cantilever avec le cantilever loin de la surface afin d&#39;exclure ne importe quelle surface effets d&#39;amortissement. Notez que généralement une0 ou plusieurs spectres doivent être accumulés pour obtenir un rapport suffisant signal-sur-bruit. </li><li> Approcher la surface. Notez que dans le but de conserver la géométrie de la buse et la buse fonctionnalisation le processus d&#39;approche doit être réalisée avec soin. Ceci peut être accompli, par exemple, se rapprochant en mode contact intermittent. </li><li> Déterminer la sensibilité optique inverse de levier (de InvOLS) mesurée en nm / volt. Pour ce faire, en poussant la pointe cantilever contre une surface dure. <ol><li> Déterminer les InvOLS en mesurant la pente de la distance de Voyage piézo contre le changement de tension de la photodiode. Monter une ligne à la partie de la courbe force-distance à laquelle la pointe cantilever est en contact avec la surface. Dans les expériences impliquant une surface molle comme bicouches lipidiques, réaliser cette étape sur les zones qui ne sont pas couverts par une bicouche lipidique (les «points défaut»). </li></ol></li><li> Déterminer la constante de ressort (pN / nm) en ajustant un oscillateur harmonique du spectre de bruit thermique. Utilisationfonction de logiciel automatisé pour le printemps volonté constante; sinon, contacter la littérature 20. </li><li> Commencez l&#39;expérience. <ol><li> Courbes force-distance de nombreux records à chaque condition expérimentale. Typiquement, utiliser les valeurs suivantes pour les paramètres expérimentaux: Taux d&#39;échantillonnage de 5 kHz, la vitesse de 1 pm / s de bout, retirer distance de 1 um. REMARQUE: Parfois, en fonction de la dynamique de l&#39;expérience étudiée, il peut être nécessaire d&#39;attendre un certain temps avec la pointe en contact avec la surface («temps de pause»). REMARQUE: les paramètres spécifiques L&#39;expérience peut se écarter sensiblement des valeurs indiquées ci-dessus. </li><li> Lors des mesures à long terme, la position zéro du laser sur la photodiode de temps à autre par le repositionnement de la photodiode. </li><li> Facultatif: Après chaque courbe de force, déplacer l&#39;AFM pointe à un autre poste de xy. </li><li> A la fin de l&#39;expérience, de déterminer la sensibilité et le ressort constant à nouveau pour vérifier la cohérence et la stabilité du système. REMARQUE: La comparaison de la constante de rappel et de la sensibilité avant et après l&#39;expérience est aussi un moyen pour se assurer que les propriétés du système et les propriétés de la pointe sont restées inchangées au cours de l&#39;expérience. Si la différence des constantes de ressort ne est pas trop grande (&lt;= 15%), ils peuvent être en moyenne, depuis le incertitude intrinsèque du printemps volonté constante est aussi autour de 15%. Pour des différences plus importantes, il est conseillé de d&#39;abord trouver et éliminer la cause de la constante de rappel apparente changer avant de poursuivre d&#39;autres expériences. </li></ol></li></ol> 6. Préparation des données NOTE: Dans cette section générale étapes de préparation de données qui sont généralement effectué indépendamment du type spécifique de l&#39;expérience pour convertir les unités Newton et nanomètre ainsi que pour corriger les données sont décrits. Les analyses de données spécifiques d&#39;expérimentation sont briefly décrite plus en détail ci-dessous dans la section des exemples représentatifs respectifs. <ol><li> Typiquement, effectuer toute la préparation des données et étapes d&#39;analyse automatiquement par un algorithme maison écrite, par exemple, basé sur le logiciel IGOR Pro 6. </li><li> Convertir le signal de déviation brut (Defl) [V] en vigueur en multipliant avec les InvOLS [nm / V] et la constante du ressort [nN / nm]. </li><li> La force de décalage de telle sorte que la force exercée sur la poutre à une distance suffisante de la surface (en porte-charge) devient 0 nN. </li><li> Calculer la position de la pointe réelle (également appelé de séparation lorsqu&#39;il est mesuré par rapport à la surface) z *, qui prend la flexion de la poutre en compte: <img alt="Equation 1" fo:content-width="2in" src="/files/ftp_upload/52456/52456eq1.jpg" /></li><li> Z * Décalage de telle sorte que z * = 0 correspond à la position z de la surface. REMARQUE: Ici, F est la force qui agit sur ​​la pointe et donc courbureest le cantilever (déterminée à l&#39;étape 6.2.), z est la position z du capteur mesurée (donnée directement par l&#39;instrument) et k représente la constante d&#39;élasticité (déterminé à l&#39;étape 5.8). </li></ol><img alt="Figure 2" src="/files/ftp_upload/52456/52456fig2.jpg" /> Figure 2. organigramme du processus montrant la préparation de l&#39;échantillon, l&#39;acquisition de données et l&#39;analyse des données. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52456/52456fig2large.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a>

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S., Cwiklik, L., Jungwirth, P., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+Lipid+Extraction:+The+Anchoring+Strength+of+Cholesterol+in+Liquid-Ordered+and+Liquid-Disordered+Phases.">Single Lipid Extraction: The Anchoring Strength of Cholesterol in Liquid-Ordered and Liquid-Disordered Phases.</a> Biophysical Journal. 107 (5), 1167-1175 (2014).</li><li>Horinek, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peptide+adsorption+on+a+hydrophobic+surface+results+from+an+interplay+of+solvation,+surface,+and+intrapeptide+forces.">Peptide adsorption on a hydrophobic surface results from an interplay of solvation, surface, and intrapeptide forces.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 105 (8), 2842-2847 (2008).</li><li>Ebner, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functionalization+of+probe+tips+and+supports+for+single-molecule+recognition+force+microscopy.">Functionalization of probe tips and supports for single-molecule recognition force microscopy.</a> Topics in current chemistry. 285 (April), 29-76 (2008).</li><li>Geisler, M., Balzer, B. N., Hugel, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polymer+Adhesion+at+the+Solid-Liquid+Interface+Probed+by+a+Single-Molecule+Force+Sensor.">Polymer Adhesion at the Solid-Liquid Interface Probed by a Single-Molecule Force Sensor.</a> Small. 5 (24), 2864-2869 (2009).</li><li>Morfill, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Affinity-matured+recombinant+antibody+fragments+analyzed+by+single-molecule+force+spectroscopy.">Affinity-matured recombinant antibody fragments analyzed by single-molecule force spectroscopy.</a> Biophysical journal. 93 (10), 3583-3590 (2007).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Durant les dernières décennies, des expériences de molécules simples ont donné un aperçu sans précédent sur les mécanismes moléculaires et se est avéré être une approche précieuse en sciences de la vie et au-delà. Pour obtenir de bons et significatives expériences statistiques de SMF, idéalement une seule et même molécule est utilisée sur toute la durée de l&#39;expérience. Contrairement aux expériences avec des ensembles de molécules, des expériences SMF sont capables de détecter des événeme...

Au cours des 30 dernières années, la microscopie à force atomique (AFM) se est avérée être une technique d&#39;imagerie précieux pour étudier biologiques 1,2 synthétiques et des matériaux et des surfaces 3, car il fournit une résolution spatiale moléculaire dans les trois dimensions et peut être utilisé dans divers solvant environnements. En outre, la force de molécule spectroscopie AFM-unique (SMFS) permet de mesurer des forces allant de la PN μN régime et a donné un aperçu sans précédent par exemple dans le repliement des protéines 4,5, la physique des polymères 6-8, et seule interaction molécule-surface 9 - 12 .La raison d&#39;étudier des molécules simples plutôt que d&#39;un ensemble de molécules est d&#39;éviter les effets qui masquent souvent des événements rares ou états moléculaires cachés moyenne. En outre, une multitude de paramètres moléculaires telles que la longueur du contour, la longueur Kuhn, l&#39;énergie libre d&#39;adhérence, etc., peuvent êtreobtenu. Ceci est détaillé dans les exemples ci-dessous. Dans une expérience typique AFM-SMFS, la molécule sonde est couplé à une pointe très fine par une molécule de liaison. L&#39;embout lui-même est situé à l&#39;extrémité d&#39;un cantilever flexible. Si l&#39;embout est mis en contact avec la surface de la molécule sonde va interagir avec cette surface. En observant la déviation du levier lors de la rétraction de la pointe, la force, et donc l&#39;énergie libre, à détacher de la molécule de la surface peut être déterminé. Pour obtenir des statistiques significatives, un grand nombre de soi-disant courbes force-distance doivent être acquises. En outre, d&#39;avoir de véritables expériences seule molécule (ce est à dire, en utilisant une seule et même molécule sonde sur la durée de l&#39;ensemble de l&#39;expérience) la molécule de la sonde doit être couplé de manière covalente à la pointe de l&#39;AFM. Ici, un protocole expérimental pour la fonctionnalisation cantilever avec une seule molécule par l&#39;intermédiaire d&#39;une liaison covalente est présentée. La seule molécule peut être soit couplé par un amino ou un thiol Groupe à la pointe de l&#39;AFM. Le procédé de conjugaison peut être effectuée dans une large variété de solvants organiques et aqueux () pour tenir compte des propriétés de solvatation des polymères utilisés. Dans la première partie, un protocole général pour fixer de manière covalente une molécule unique (&quot;molécule de sonde») via une molécule de liaison à une pointe d&#39;AFM est décrit. À cette fin, NHS- organique ou maléimide-chimie est utilisé 13. Avec le protocole de trois molécules d&#39;exemple, le processus d&#39;acquisition de données et d&#39;analyse de données sont décrites et les références de lectures complémentaires sont fournis. Les exemples de molécules sont: le (linéaire) de la tyrosine de polymère, le polymère greffé PI g -PS et la POPE lipidique. Cela inclut de légères variations du protocole, par exemple pour fixer de manière covalente cystéines. En outre, une partie est consacrée à la préparation des surfaces différentes, comme une surface de diamant, un groupe CH 3 -self-assemblé monocouche et les bicouches lipidiques. Ces interfaces ont proven être de bonnes références et des exemples.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hellmanex III alkaline liquid concentrate (detergent solution)</td>
			<td>Hellma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RCA (ultrapure water, hydrogen peroxide (35 %), ammonia (32%); 5:1:1(v/v/v))</td>
			<td>Sigma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vectabond reagent / APTES (3-Aminopropyl)triethoxysilane</td>
			<td>Vectorlabs</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry acetone (&#60; 50 ppm H2O)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry chloroform (&#62; 99.9 %)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triethylamine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultrapure water</td>
			<td>Biochrom, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Di-sodium tetraborate (&#62; 99.5 %)</td>
			<td>Biochrom, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Boric Acid</td>
			<td>Biochrom, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Monofunctional &#945;-methoxy-&#969;-NHS PEG, 5kDa, &#8220;methyl-PEG-NHS&#8221;</td>
			<td>Rapp, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heterobifunctional &#945;,&#969;-bis-NHS PEG, 6 kDa, &#8220;NHS-PEG-NHS&#8221;</td>
			<td>Rapp, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heterobifunctional &#945;-maleimidohexanoic- &#969;-NHS PEG, 5 kDa, &#8220;Mal-PEG-NHS&#8221;</td>
			<td>Rapp, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Probe molecule (polymer, lipid, etc.)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sufficient amount of glass crystallising dishes with spout (10 ml), glass petri dishes (500 &#181;l) and glass lids</td>
			<td>VWR International GmbH, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Laboratory oven model UF30</td>
			<td>Memmert, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Temperature controlled sonicator</td>
			<td>VWR International GmbH, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plasma system &#34;Femto&#34;, 100 W</td>
			<td>Diener, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>One separate glass syringe for each organic solvent</td>
			<td>VWR International GmbH, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex mixer</td>
			<td>VWR International GmbH, Germany</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microcentrifuge tubes (0.5 ml or 1.5 ml)</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pipettes: 10-100 &#181;l, 50-200 &#181;l and 100-1000 &#181;l</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AFM with temperature controlled fluid cell (e.g. MFP-3D with BioHeater)</td>
			<td>Asylulm Research, Santa Barbara</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft SiN cantilevers cantilever, typically made from silicon nitride (SiN) (spring constant less than 100 pN/nm, e.g. MLCT)</td>
			<td>Bruker AXS, Santa Barbara</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

investigating single molecule adhesion by atomic force spectroscopy

La spectroscopie de force atomique est un outil idéal pour étudier des molécules sur des surfaces et des interfaces. Un protocole expérimental pour coupler une grande variété de molécules simples de manière covalente sur une pointe d&#39;AFM est présenté. Dans le même temps la pointe AFM est passive pour prévenir les interactions non spécifiques entre la pointe et le substrat, qui est une condition préalable pour étudier molécules simples attachés à la pointe de l&#39;AFM. Analyses pour déterminer la force d&#39;adhérence, la longueur d&#39;adhérence, et l&#39;énergie libre de ces molécules sur des surfaces solides et bio-interfaces sont peu présentés et références externes pour davantage de lecture sont fournis. molécules d&#39;exemple sont les polytyrosine poly (acides aminés), le polymère greffé PI g -PS et la POPE phospholipide (1-palmitoyl-2-oléoyl-sn-glycéro-3-phosphoéthanolamine). Ces molécules sont désorbés de surfaces différentes, comme CH 3 -SAMs, l&#39;hydrogène fin diamant et soutenus bicouches lipidiques dans diverses conditions de solvant. Enfin, laavantages de la force spectroscopiques expériences de molécules simples sont discutés comprenant des moyens pour décider si vraiment une seule molécule a été étudié dans l&#39;expérience.

Dans ce qui suit, les résultats décrits ci-dessus pour l&#39;exemple des molécules, à savoir la polytyrosine polymères poly (acide aminé), le polymère greffé PI g -PS et la POPE phospholipide, sont présentés. Première pour chaque exemple, expérimenter des détails spécifiques pour l&#39;acquisition des données et la préparation des données sont fournies. Ensuite, les résultats exemplaires pour des expériences où ces molécules ont été désorbé de surfaces différentes (CH 3 -SAM...

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Investigating Single Molecule Adhesion by Atomic Force Spectroscopy

A protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. Procedures and examples to determine the adhesion force and free energy of these molecules on solid supports and bio-interfaces are provided.

Enquête molécule unique adhérence par force atomique Spectroscopie

Atomic force spectroscopy is an ideal tool to study molecules at surfaces and interfaces. An experimental protocol to couple a large variety of single ...

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Research

JoVE Journal

Engineering

10.2K vues.  Technische Universität München. A protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. Procedures and examples to determine the adhesion force and free energy of these molecules on solid supports and bio-interfaces are provided.

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Compact Quantum Dots for Single-molecule Imaging

Single-molecule imaging is an important tool for understanding the mechanisms of biomolecular function and for visualizing the spatial and temporal heterogeneity of molecular behaviors that underlie cellular biology 1-4. To image an individual molecule of interest, it is typically conjugated to a fluorescent tag (dye, protein, bead, or quantum dot) and observed with epifluorescence or total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy. While dyes and fluorescent proteins have been the mainstay of fluorescence imaging for decades, their fluorescence is unstable under high photon fluxes necessary to observe individual molecules, yielding only a few seconds of observation before complete loss of signal. Latex beads and dye-labeled beads provide improved signal stability but at the expense of drastically larger hydrodynamic size, which can deleteriously alter the diffusion and behavior of the molecule under study.
Quantum dots (QDs) offer a balance between these two problematic regimes. These nanoparticles are composed of semiconductor materials and can be engineered with a hydrodynamically compact size with exceptional resistance to photodegradation 5. Thus in recent years QDs have been instrumental in enabling long-term observation of complex macromolecular behavior on the single molecule level. However these particles have still been found to exhibit impaired diffusion in crowded molecular environments such as the cellular cytoplasm and the neuronal synaptic cleft, where their sizes are still too large 4,6,7.
Recently we have engineered the cores and surface coatings of QDs for minimized hydrodynamic size, while balancing offsets to colloidal stability, photostability, brightness, and nonspecific binding that have hindered the utility of compact QDs in the past 8,9. The goal of this article is to demonstrate the synthesis, modification, and characterization of these optimized nanocrystals, composed of an alloyed HgxCd1-xSe core coated with an insulating CdyZn1-yS shell, further coated with a multidentate polymer ligand modified with short polyethylene glycol (PEG) chains (Figure 1). Compared with conventional CdSe nanocrystals, HgxCd1-xSe alloys offer greater quantum yields of fluorescence, fluorescence at red and near-infrared wavelengths for enhanced signal-to-noise in cells, and excitation at non-cytotoxic visible wavelengths. Multidentate polymer coatings bind to the nanocrystal surface in a closed and flat conformation to minimize hydrodynamic size, and PEG neutralizes the surface charge to minimize nonspecific binding to cells and biomolecules. The end result is a brightly fluorescent nanocrystal with emission between 550-800 nm and a total hydrodynamic size near 12 nm. This is in the same size range as many soluble globular proteins in cells, and substantially smaller than conventional PEGylated QDs (25-35 nm).

We describe the preparation of colloidal quantum dots with minimized hydrodynamic size for single-molecule fluorescence imaging. Compared to conventional quantum dots, these nanoparticles are similar in size to globular proteins and are optimized for single-molecule brightness, stability against photodegradation, and resistance to nonspecific binding to proteins and cells.

Compact points quantiques pour une seule molécule d&#39;imagerie

Single-molecule imaging is an important tool for  understanding the mechanisms of biomolecular function and for visualizing the  spatial and temporal ...

Recherche

Ingénierie

Scanning-probe Single-electron Capacitance Spectroscopy

The integration of low-temperature scanning-probe techniques and single-electron capacitance spectroscopy represents a powerful tool to study the electronic quantum structure of small systems - including individual atomic dopants in semiconductors. Here we present a capacitance-based method, known as Subsurface Charge Accumulation (SCA) imaging, which is capable of resolving single-electron charging while achieving sufficient spatial resolution to image individual atomic dopants. The use of a capacitance technique enables observation of subsurface features, such as dopants buried many nanometers beneath the surface of a semiconductor material1,2,3. In principle, this technique can be applied to any system to resolve electron motion below an insulating surface.
As in other electric-field-sensitive scanned-probe techniques4, the lateral spatial resolution of the measurement depends in part on the radius of curvature of the probe tip. Using tips with a small radius of curvature can enable spatial resolution of a few tens of nanometers. This fine spatial resolution allows investigations of small numbers (down to one) of subsurface dopants1,2. The charge resolution depends greatly on the sensitivity of the charge detection circuitry; using high electron mobility transistors (HEMT) in such circuits at cryogenic temperatures enables a sensitivity of approximately 0.01 electrons/Hz&frac12; at 0.3 K 5.

Scanning-probe single-electron capacitance spectroscopy facilitates the study of single-electron motion in localized subsurface regions. A sensitive charge-detection circuit is incorporated into a cryogenic scanning probe microscope to investigate small systems of dopant atoms beneath the surface of semiconductor samples.

Sonde à balayage spectroscopie de capacité unique électron

The integration of low-temperature scanning-probe techniques and single-electron capacitance spectroscopy represents a powerful tool to study the ...

Single Wavelength Shadow Imaging of Caenorhabditis elegans Locomotion Including Force Estimates

This study demonstrates an inexpensive and straightforward technique that allows the measurement of physical properties such as position, velocity, acceleration and forces involved in the locomotory behavior of nematodes suspended in a column of water in response to single wavelengths of light. We demonstrate how to evaluate the locomotion of a microscopic organism using Single Wavelength Shadow Imaging (SWSI) using two different examples.
The first example is a systematic and statistically viable study of the average descent of C. elegans in a column of water. For this study, we used living and dead wildtype C. elegans. When we compared the velocity and direction of nematode active movement with the passive descent of dead worms within the gravitational field, this study showed no difference in descent-times. The average descent was 1.5 mm/sec &#177; 0.1 mm/sec for both the live and dead worms using 633 nm coherent light.
The second example is a case study of select individual C. elegans changing direction during the descent in a vertical water column. Acceleration and force are analyzed in this example. This case study demonstrates the scope of other physical properties that can be evaluated using SWSI while evaluating the behavior using single wavelengths in an environment that is not accessible with traditional microscopes. Using this analysis we estimated an individual nematode is capable of thrusting with a force in excess of 28 nN.
Our findings indicate that living nematodes exert 28 nN when turning, or moving against the gravitational field. The findings further suggest that nematodes passively descend in a column of water, but can actively resist the force of gravity primarily by turning direction.

Single Wavelength Shadow Imaging of Caenorhabditis elegans Locomotion Including Force Estimates

The technique presented here measures the path of freely swimming microscopic species using single wavelength exposure. C. elegans are used to demonstrate shadow imaging as an inexpensive alternative to costly microscopes. This technique can be adapted to accommodate various orientations, environments and species to measure direction, speed, acceleration and forces.

Longueur d&#39;onde unique Ombre d&#39;imagerie de<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Locomotion y compris la force des dépenses

This study demonstrates an inexpensive and straightforward technique that allows the measurement of physical properties such as position, velocity, ...

Atomic Force Microscopy of Red-Light Photoreceptors Using PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be measured to ~10 pN by a laser and sectored detector, which can be converted to image topography. Amplitude modulation or &#8220;tapping mode&#8221; AFM involves the probe making intermittent contact with the surface while oscillating at its resonant frequency to produce an image. Used in conjunction with a fluid cell, tapping-mode AFM enables the imaging of biological macromolecules such as proteins in physiologically relevant conditions. Tapping-mode AFM requires manual tuning of the probe and frequent adjustments of a multitude of scanning parameters which can be challenging for inexperienced users. To obtain high-quality images, these adjustments are the most time consuming.
PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) produces an image by measuring a force response curve for every point of contact with the sample. With ScanAsyst software, PF-QNM can be automated. This software adjusts the set-point, drive frequency, scan rate, gains, and other important scanning parameters automatically for a given sample. Not only does this process protect both fragile probes and samples, it significantly reduces the time required to obtain high resolution images. PF-QNM is compatible for AFM imaging in fluid; therefore, it has extensive application for imaging biologically relevant materials.
The method presented in this paper describes the application of PF-QNM to obtain images of a bacterial red-light photoreceptor, RpBphP3 (P3), from photosynthetic R. palustris in its light-adapted state. Using this method, individual protein dimers of P3 and aggregates of dimers have been observed on a mica surface in the presence of an imaging buffer. With appropriate adjustments to surface and/or solution concentration, this method may be generally applied to other biologically relevant macromolecules and soft materials.

A method for investigating the structure of a protein photoreceptor using atomic force microscopy (AFM) is described in this paper. PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) reveals intact protein dimers on a mica surface.

Microscopie à force atomique de Red-Light photorécepteurs Utilisation de l&#39;association PeakForce quantitative nanomécanique propriété

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be ...

Making Record-efficiency SnS Solar Cells by Thermal Evaporation and Atomic Layer Deposition

Tin sulfide (SnS) is a candidate absorber material for Earth-abundant, non-toxic solar cells. SnS offers easy phase control and rapid growth by congruent thermal evaporation, and it absorbs visible light strongly. However, for a long time the record power conversion efficiency of SnS solar cells remained below 2%. Recently we demonstrated new certified record efficiencies of 4.36% using SnS deposited by atomic layer deposition, and 3.88% using thermal evaporation. Here the fabrication procedure for these record solar cells is described, and the statistical distribution of the fabrication process is reported. The standard deviation of efficiency measured on a single substrate is typically over 0.5%. All steps including substrate selection and cleaning, Mo sputtering for the rear contact (cathode), SnS deposition, annealing, surface passivation, Zn(O,S) buffer layer selection and deposition, transparent conductor (anode) deposition, and metallization are described. On each substrate we fabricate 11 individual devices, each with active area 0.25 cm2. Further, a system for high throughput measurements of current-voltage curves under simulated solar light, and external quantum efficiency measurement with variable light bias is described. With this system we are able to measure full data sets on all 11 devices in an automated manner and in minimal time. These results illustrate the value of studying large sample sets, rather than focusing narrowly on the highest performing devices. Large data sets help us to distinguish and remedy individual loss mechanisms affecting our devices.

Tin sulfide (SnS) is a candidate material for Earth-abundant, non-toxic solar cells. Here, we demonstrate the fabrication procedure of the SnS solar cells employing atomic layer deposition, which yields 4.36% certified power conversion efficiency, and thermal evaporation which yields 3.88%.

Faire Enregistrez-efficacité SnS cellules solaires par évaporation thermique et Atomic Layer Deposition

Tin sulfide (SnS) is a candidate absorber material for Earth-abundant, non-toxic solar cells. SnS offers easy phase control and rapid growth by congruent ...

Sub-nanometer Resolution Imaging with Amplitude-modulation Atomic Force Microscopy in Liquid

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown that when operated in amplitude-modulation (tapping) mode, atomic or molecular-level resolution images can be achieved over a wide range of soft and hard samples in liquid. In these situations, small oscillation amplitudes (SAM-AFM) enhance the resolution by exploiting the solvated liquid at the surface of the sample. Although the technique has been successfully applied across fields as diverse as materials science, biology and biophysics and surface chemistry, obtaining high-resolution images in liquid can still remain challenging for novice users. This is partly due to the large number of variables to control and optimize such as the choice of cantilever, the sample preparation, and the correct manipulation of the imaging parameters. Here, we present a protocol for achieving high-resolution images of hard and soft samples in fluid using SAM-AFM on a commercial instrument. Our goal is to provide a step-by-step practical guide to achieving high-resolution images, including the cleaning and preparation of the apparatus and the sample, the choice of cantilever and optimization of the imaging parameters. For each step, we explain the scientific rationale behind our choices to facilitate the adaptation of the methodology to every user's specific system.

We present a method for achieving sub-nanometer resolution images with amplitude-modulation (tapping mode) atomic force microscopy in liquid. The method is demonstrated on commercial atomic force microscopes. We explain the rationale behind our choices of parameters and suggest strategies for resolution optimization.

Imaging Résolution Sous-nanomètre avec modulation d&#39;amplitude en microscopie à force atomique en liquide

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown ...

Quantitative Analysis of Vacuum Induction Melting by Laser-induced Breakdown Spectroscopy

Vacuum induction melting is a popular method for refining high purity metal and alloys. Traditionally, standard process control in metallurgy involves several steps, include drawing samples, cooling, cutting, transport to the laboratory, and analysis. The whole analysis process requires more than 30 minutes, which hinders on-line process control. Laser-induced breakdown spectroscopy is an excellent on-line analysis method that can satisfy the requirements of vacuum induction melting because it is fast and noncontact and does not require sample preparation. The experimental facility uses a lamp-pumped Q-switched laser to ablate melted liquid steel with an output energy of 80 mJ, a frequency of 5 Hz, a FWHM pulse width of 20 ns, and a working wavelength of 1,064 nm. A multi-channel linear charge coupled device (CCD) spectrometer is used to measure the emission spectrum in real time, with a spectral range from 190 to 600 nm and a resolution of 0.06 nm at a wavelength of 200 nm. The protocol includes several steps: standard alloy sample preparation and an ingredient test, smelting of standard samples and determination of the laser breakdown spectrum, and construction of the elements concentration quantitative analysis curve of each element. To realize the concentration analysis of unknown samples, the spectrum of a sample also needs to be measured and disposed with the same process. The composition of all main elements in the melted alloy can be quantitatively analyzed with an internal standard method. The calibration curve shows that the limit of detection of most metal elements ranges from 20-250 ppm. The concentration of elements, such as Ti, Mo, Nb, V, and Cu, can be lower than 100 ppm, and the concentrations of Cr, Al, Co, Fe, Mn, C, and Si range from 100-200 ppm. The R2 of some calibration curves can exceed 0.94.

During vacuum induction melting, laser-induced breakdown spectroscopy is used to perform real-time quantitative analysis of the main-ingredient elements of a molten alloy.

Analyse quantitative de la fusion par induction sous vide par spectroscopie de répartition induite par laser

Vacuum induction melting is a popular method for refining high purity metal and alloys. Traditionally, standard process control in metallurgy involves ...

An Efficient Method for Selective Desalination of Radioactive Iodine Anions by Using Gold Nanoparticles-Embedded Membrane Filter

Here, we demonstrate a detail protocol for the preparation of nanomaterials-embedded composite membranes and its application to the efficient and ion-selective removal of radioactive iodines. By using citrate-stabilized gold nanoparticles (mean diameter: 13 nm) and cellulose acetate membranes, gold nanoparticle-embedded cellulose acetate membranes (Au-CAM) have easily been fabricated. The nano-adsorbents on Au-CAM were highly stable in the presence of high concentration of inorganic salts and organic molecules. The iodide ions in aqueous solutions could rapidly be captured by this engineered membrane. Through a filtration process using an Au-CAM containing filter unit, excellent removal efficiency (&gt;99%) as well as ion-selective desalination result was achieved in a short time. Moreover, Au-CAM provided good reusability without significant decrease of its performances. These results suggested that the present technology using the engineered hybrid membrane will be a promising process for the large-scale decontamination of radioactive iodine from liquid wastes.

An efficient method for the rapid and ion-selective desalination of radioactive iodine in several aqueous solutions is described by using gold nanoparticles-immobilized cellulose acetate membrane filters.

Une méthode efficace pour le dessalement sélectif des Anions d’iode radioactif à l’aide du filtre à Membrane de nanoparticules-Embedded or

Here, we demonstrate a detail protocol for the preparation of nanomaterials-embedded composite membranes and its application to the efficient and ...

Atomic Force Microscopy Cantilever-Based Nanoindentation: Mechanical Property Measurements at the Nanoscale in Air and Fluid

An atomic force microscope (AFM) fundamentally measures the interaction between a nanoscale AFM probe tip and the sample surface. If the force applied by the probe tip and its contact area with the sample can be quantified, it is possible to determine the nanoscale mechanical properties (e.g., elastic or Young&#39;s modulus) of the surface being probed. A detailed procedure for performing quantitative AFM cantilever-based nanoindentation experiments is provided here, with representative examples of how the technique can be applied to determine the elastic moduli of a wide variety of sample types, ranging from kPa to GPa. These include live mesenchymal stem cells (MSCs) and nuclei in physiological buffer, resin-embedded dehydrated loblolly pine cross-sections, and Bakken shales of varying composition.
Additionally, AFM cantilever-based nanoindentation is used to probe the rupture strength (i.e., breakthrough force) of phospholipid bilayers. Important practical considerations such as method choice and development, probe selection and calibration, region of interest identification, sample heterogeneity, feature size and aspect ratio, tip wear, surface roughness, and data analysis and measurement statistics are discussed to aid proper implementation of the technique. Finally, co-localization of AFM-derived nanomechanical maps with electron microscopy techniques that provide additional information regarding elemental composition is demonstrated.

Quantifying the contact area and force applied by an atomic force microscope (AFM) probe tip to a sample surface enables nanoscale mechanical property determination. Best practices to implement AFM cantilever-based nanoindentation in air or fluid on soft and hard samples to measure elastic modulus or other nanomechanical properties are discussed.

Microscopie à force atomique Nanoindentation basée sur le porte-à-faux: mesures des propriétés mécaniques à l’échelle nanométrique dans l’air et les fluides

An atomic force microscope (AFM) fundamentally measures the interaction between a nanoscale AFM probe tip and the sample surface. If the force applied by ...

Réseaux de porte-à-faux actifs parallèles dans l’AFMS pour permettre des inspections à haut débit

Active Probe Atomic Force Microscopy with Quattro-Parallel Cantilever Arrays for High-Throughput Large-Scale Sample Inspection

An Atomic Force Microscope&#160;(AFM) is&#160;a powerful and versatile tool for nanoscale surface studies to capture 3D topography images of samples. However, due to their limited imaging throughput, AFMs have not been widely adopted for large-scale inspection purposes. Researchers have developed high-speed AFM systems to record dynamic process videos in chemical and biological reactions at tens of frames per second, at the cost of a small imaging area of up to several square micrometers. In contrast, inspecting large-scale nanofabricated structures, such as semiconductor wafers, requires nanoscale spatial resolution imaging of a static sample over hundreds of square centimeters with high productivity. Conventional AFMs use a single passive cantilever probe with an optical beam deflection system, which can only collect one pixel at a time during AFM imaging, resulting in low imaging throughput. This work utilizes an array of active cantilevers with embedded piezoresistive sensors and thermomechanical actuators, which allows simultaneous multi-cantilever operation in parallel operation for increased imaging throughput. When combined with large-range nano-positioners and proper control algorithms, each cantilever can be individually controlled to capture multiple AFM images. With data-driven post-processing algorithms, the images can be stitched together, and defect detection can be performed by comparing them to the desired geometry. This paper introduces principles of the custom AFM using the active cantilever arrays, followed by a discussion on practical experiment considerations for inspection applications. Selected example images of silicon calibration grating, highly-oriented pyrolytic graphite, and extreme ultraviolet lithography masks are captured using an array of four active cantilevers (&#34;Quattro&#34;) with a 125 &#181;m tip separation distance. With more engineering integration, this high-throughput, large-scale imaging tool can provide 3D metrological data for extreme ultraviolet (EUV) masks, chemical mechanical planarization (CMP) inspection, failure analysis, displays, thin-film step measurements, roughness measurement dies, and laser-engraved dry gas seal grooves.

Pleins feux sur l’auteur : Introduction à la microscopie à force atomique à sonde active avec réseaux de porte-à-faux quattro-parallèles

Large-scale sample inspection with nanoscale resolution has a wide range of applications, especially for nanofabricated semiconductor wafers. Atomic force microscopes can be a great tool for this purpose, but are limited by their imaging speed. This work utilizes parallel active cantilever arrays in AFMs to enable high-throughput and large-scale inspections.

Microscopie à force atomique à sonde active avec réseaux en porte-à-faux quattro-parallèles pour l’inspection d’échantillons à grande échelle à haut débit

An Atomic Force Microscope&#160;(AFM) is&#160;a powerful and versatile tool for nanoscale surface studies to capture 3D topography images of samples. ...