This study is supported by the Dutch Heart Foundation and the Netherlands Institute for Regenerative Medicine.

Ce protocole suit les directives LUMC de comité d&#39;éthique de la recherche de l&#39;animal. 1. Préparation des instruments, milieu de culture, et MTCS Remarque: Effectuez toutes les préparations dans la hotte à flux laminaire. La chambre de perfusion MTCS, piège à bulles et un support sont décrits dans Lieber et al., 2010 11. <ol><li> Désinfecter les pinces et ciseaux micro avec 70% d&#39;éthanol. Préparer une seringue de 5 ml avec une aiguille 21G avec du tampon (130 mM de NaCl stérile de Tyrode mM, KCl 5,4 mM, Hepes 6,0, 1,2 mM de MgSO 4, 1,2 mM de KH 2 PO 4, 20 mM de glucose, 1,5 mM de CaCl 2, 2H 2 O, pH = 7,2). Préparer une seringue de 5 ml avec une aiguille 21G avec une solution stérile de KCl (100 mM). </li><li> Préparer 65 ml de milieu par du DMEM supplémenté cœur: avec 10% de sérum de veau foetal, des antibiotiques / antimycosiques (A / A, 100 unités de pénicilline, 100 ug de streptomycine, et 0,25 pg d&#39;amphotéricine B / ml), Insuline-transferrineLe sélénium (STI; 10 pg / ml d&#39;insuline, 5,5 pg / ml de transferrine, 6,7 ng / ml de sélénite de sodium) et stériliser par filtration. </li><li> Stériliser la chambre de perfusion et de piège à bulles par pulvérisation avec 70% d&#39;éthanol et sécher avec une serviette de papier. Assemblez le MTCS (figure 1D), cependant, d&#39;abord sans la chambre de perfusion. Placer le piège à bulles sur le stand. Utilisez une pompe péristaltique à rouleaux avec Easy-charge têtes de pompe. <ol><li> En utilisant un tube de silicium faire des liens entre le réservoir (de tube de 50 ml) et de la pompe, la pompe et le piège à bulles, le piège à bulles et le réservoir (voir figure 1D). Ajouter le tube intérieur de l&#39;incubateur suffisamment longue pour permettre d&#39;atteindre l&#39;équilibre moyen de gaz avec le gaz dans l&#39;incubateur à travers le tube perméable aux gaz de silicium (1 m) et le tube extérieur de l&#39;incubateur le plus court possible. </li></ol></li><li> Remplir le tube de 50 ml avec 70% d&#39;éthanol, tourner sur la pompe (vitesse d&#39;écoulement d&#39;environ 1 ml / min pour permettre une bonne circulation) et de laisser le CIR de l&#39;éthanolculer pendant 30 min à stériliser tous les tubes. Éliminer l&#39;éthanol en vidant le réservoir et le pompage de l&#39;éthanol à partir du système. </li><li> Remplir le tube de 50 ml avec de l&#39;eau distillée stérile, tourner sur la pompe et laissez circuler l&#39;eau pendant 30 min pour se débarrasser de l&#39;éthanol restant. Éliminer l&#39;eau en vidant le réservoir et le pompage de l&#39;eau du système. </li><li> Remplir le tube de 50 ml avec 45 ml de milieu, mettre le pied dans l&#39;incubateur. Allumez le (la vitesse d&#39;écoulement autour de 1 ml / min) de la pompe et faire circuler le moyen de remplir tous les tuyaux, enlever toutes les bulles d&#39;air et laisser le moyen d&#39;adapter la composition du gaz dans l&#39;incubateur pendant au moins 1 h. Maintenir l&#39;incubateur dans des conditions de culture de tissus standard (5% de CO 2 et 37 ° C). Assurez-vous qu&#39;aucun des bulles sont présentes dans le tube. </li></ol> 2. Isolement de coeur de souris <ol><li> Injecter la souris avec 500 unités d&#39;héparine. Cela permettra d&#39;éviter la coagulation du sang et permet la suppression de blood du cœur. Après 10 min, anesthésier les souris dans une chambre d&#39;induction avec 4% d&#39;isoflurane l&#39;aide d&#39;un vaporisateur de précision. L&#39;anesthésie est suffisante lorsque la souris ne répond pas au pincement de l&#39;orteil. </li><li> Transférer la souris pour un conseil de dissection et maintenir une anesthésie au moyen d&#39;un masque relié à un circuit coaxial. Désinfectez la fourrure de la souris avec 70% d&#39;alcool. Utilisation de ciseaux ouvrir la cavité abdominale pour exposer la veine cave et le diaphragme. </li><li> Pour exposer le coeur, faire des incisions latérales à partir de la dernière à la première côtes et refléter la cage thoracique sur la tête de la souris. Arrêtez l&#39;anesthésie que la souris ne soit pas plus respire. Observez le battement de coeur. </li><li> Insérer l&#39;aiguille 21G fixée à une seringue de 5 ml contenant du tampon de Tyrode stérile dans la veine cave inférieure de l&#39;abdomen dans la cavité thoracique (à travers la membrane). Assurez-vous que le sang puisse sortir de la caudale de la veine cave de l&#39;insertion de l&#39;aiguille. Perfuser etampon de Tyrode e en douceur et avec une pression constante dans la veine cave jusqu&#39;à ce que le cœur perd partiellement sa couleur rouge. Remarque: Le cœur battant reste permettant l&#39;élimination du sang du cœur. </li><li> Remplacer l&#39;aiguille avec l&#39;aiguille de 21G fixée à une seringue de 5 ml contenant une solution stérile de KCl. Perfuser doucement la solution de KCl dans la veine cave jusqu&#39;à ce que le cœur cesse de battre et enlever l&#39;aiguille. Remarque: La solution de KCl conserve le coeur dans la phase diastolique détendu, ce qui permettra l&#39;insertion facile des aiguilles de perfusion et le système de perfusion coronaire. </li><li> Soulever légèrement le cœur en utilisant des pinces courbes et l&#39;aide de ciseaux disséquer le cœur libre du tissu environnant mais laissent artères et les veines proximales au cœur intact et fixée au cœur. Transférer le coeur dans un tube de 15 ml contenant du PBS glacé additionné de l&#39;antibiotique / antimycotique (A / A). Conservez le cœur dans PBS glacé jusqu&#39;à 3 h. </li></ol> 3. Cannulation des coeurs de la souris dans la Chambre Perfusion <ol><li> Effectuez toutes les procédures dans une hotte à flux laminaire. Transférer le coeur isolé du tube de 15 ml à une boîte de 10 cm de Pétri et ajouter PBS complété avec A / A. </li><li> Sous un microscope de dissection, utilisez le micro ciseaux et des pinces pour enlever tous les tissus non cardiaque, mais de préserver l&#39;aorte ascendante au moins la bifurcation avec l&#39;artère brachiocéphalique et les veines pulmonaires, 2 mm en amont vers le cœur. Couper le bout de la pointe du cœur pour créer l&#39;accès à la lumière du ventricule gauche (généralement 2 mm). Placer la chambre de perfusion dans la hotte à flux sous le microscope à dissection. </li><li> Attacher une seringue de 5 ml avec du milieu de l&#39;aiguille d&#39;insertion à l&#39;aide du tube de silicone. Remplir la chambre de perfusion avec 20 ml de milieu et de mettre le coeur sur la scène de rotation entre les 2 aiguilles émoussées dans la chambre de perfusion (figure 1). Réglez la hauteur de l&#39;étage de rotation de sorte que le coeur est positionné en face de laaiguilles. </li></ol> 4. La ligature pour la culture de la valve mitrale (voir Figure 1) <ol><li> Ligaturer l&#39;aorte avec une suture (soie 7,0). Ligaturer l&#39;appendice auriculaire gauche avec suture. Insérer l&#39;aiguille (nr. 1 sur la figure 1) à travers la veine pulmonaire dans l&#39;atrium gauche et ligaturer avec suture proximale à son entrée dans l&#39;oreillette gauche. Assurez-vous que l&#39;aiguille est pas trop loin dans l&#39;oreillette gauche, comme cela endommagerait la valve mitrale. </li><li> Insérer l&#39;aiguille (nr.2 sur la figure 1) avec un mouvement linéaire dans le ventricule gauche. Transférer le milieu de la chambre de perfusion à un tube de 50 ml. Sceller l&#39;aiguille vers le myocarde avec de la colle biocompatible. </li><li> Après séchage de la colle, injecter attentivement moyen dans le cœur en connectant une seringue remplie de moyen à l&#39;aiguille nr.1 et vérifier si il ya une fuite. Veiller à ce que les sorties moyennes de nr.2 de l&#39;aiguille et le dernier reste du sang est perfusé sur le cœur. </li></ol> 5. Ligation pour la culture de la valve aortique (voir Figure 1) <ol><li> Insérer l&#39;aiguille (numéro 1 sur la figure 1) dans l&#39;aorte et ligaturer avec suture. Assurez-vous que l&#39;aiguille est pas trop loin dans l&#39;aorte, car cela nuirait à la valve aortique. Insérer l&#39;aiguille (nr.2 sur la figure 1) avec un mouvement linéaire dans le ventricule gauche. Transférer le milieu de la chambre de perfusion à un tube de 50 ml. Sceller l&#39;aiguille vers le myocarde avec de la colle biocompatible. </li><li> Après séchage de la colle, injecter attentivement milieu dans le coeur en connectant une seringue remplie de moyen à l&#39;aiguille nr.2 et vérifier si il ya une fuite. Veiller à ce que les sorties moyennes de nr.1 de l&#39;aiguille et le dernier reste du sang est perfusé sur le cœur. </li></ol> 6. Placez Chambre perfusion sur le Stand <ol><li> Remplissez chambre de perfusion avec les 20 ml de milieu transférés. Placez le joint et le couvercle sur la chambre et serrer avec la rondelle et vis. </li><li> Retirez les MTCS assemblés à partir de l&#39;incubaTor. Fixez la chambre de perfusion sur le stand. Connectez le tuyau (voir figure 1D). Placer le support dans l&#39;incubateur (5% de CO 2 et 37 ° C). Connectez le tuyau à la pompe. Tournez sur la pompe à la vitesse de l&#39;écoulement autour de 600 pi / min. </li><li> Assurez-vous que dans le réservoir et / ou le piège à bulles au niveau du milieu permet les visualisations de la présence de l&#39;écoulement par la chute des gouttes moyennes entrants. Après culture, le cœur est éliminée du système, fixées et traitées pour l&#39;examen histologique. </li></ol>

<ol>
	<li>Go, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+Disease+and+Stroke+Statistics--2014+Update:+A+Report+From+the+American+Heart+Association.">Heart Disease and Stroke Statistics--2014 Update: A Report From the American Heart Association.</a> Circulation. 129, e28-e292 (2013).</li><li>Gould, S. T., Srigunapalan, S., Simmons, C. A., Anseth, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamic+and+Cellular+Response+Feedback+in+Calcific+Aortic+Valve+Disease.">Hemodynamic and Cellular Response Feedback in Calcific Aortic Valve Disease.</a> Circulation Research. 113 (2), 186-197 (2013).</li><li>Kruithof, B. P. T., Krawitz, S. A., Gaussin, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Atrioventricular+valve+development+during+late+embryonic+and+postnatal+stages+involves+condensation+and+extracellular+matrix+remodeling.">Atrioventricular valve development during late embryonic and postnatal stages involves condensation and extracellular matrix remodeling.</a> Developmental biology. 302 (1), 208-217 (2007).</li><li>Schoen, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+valves+and+valvular+pathology:+update+on+function,+disease,+repair,+and+replacement.">Cardiac valves and valvular pathology: update on function, disease, repair, and replacement.</a> Cardiovascular pathology: the official journal of the Society for Cardiovascular Pathology. 14 (4), 189-194 (2005).</li><li>Balachandran, K., Sucosky, P., Yoganathan, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hemodynamics+and+mechanobiology+of+aortic+valve+inflammation+and+calcification.">Hemodynamics and mechanobiology of aortic valve inflammation and calcification.</a> International journal of inflammation. , 263870 (2011).</li><li>Butcher, J. T., Simmons, C. A., Warnock, J. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanobiology+of+the+Aortic+Heart+Valve.">Mechanobiology of the Aortic Heart Valve.</a> The Journal of heart valve disease. 17 (1), 62-73 (2008).</li><li>Balachandran, K., Konduri, S., Sucosky, P., Jo, H., Yoganathan, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+ex+vivo+study+of+the+biological+properties+of+porcine+aortic+valves+in+response+to+circumferential+cyclic+stretch.">An ex vivo study of the biological properties of porcine aortic valves in response to circumferential cyclic stretch.</a> Annals of biomedical engineering. 34 (11), 1655-1665 (2006).</li><li>Weiler, M., Hwai Yap, C., Balachandran, K., Padala, M., Yoganathan, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regional+analysis+of+dynamic+deformation+characteristics+of+native+aortic+valve+leaflets.">Regional analysis of dynamic deformation characteristics of native aortic valve leaflets.</a> Journal of Biomechanics. 44, 1459-1465 (2011).</li><li>Combs, M. D., Yutzey, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+valve+development:+Regulatory+networks+in+development+and+disease.">Heart valve development: Regulatory networks in development and disease.</a> Circulation Research. 105, 408-421 (2009).</li><li>Kruithof, B. P. T., Duim, S. N., Moerkamp, A. T., Goumans, M. -. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TGF&#946;+and+BMP+signaling+in+cardiac+cushion+formation:+lessons+from+mice+and+chicken.">TGF&#946; and BMP signaling in cardiac cushion formation: lessons from mice and chicken.</a> Differentiation; research in biological diversity. 84 (1), 89-102 (2012).</li><li>Lieber, S. C., Kruithof, B. P. T., Aubry, N., Vatner, S. F., Gaussin, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Design+of+a+miniature+tissue+culture+system+to+culture+mouse+heart+valves.">Design of a miniature tissue culture system to culture mouse heart valves.</a> Annals of biomedical engineering. 38 (3), 674-682 (2010).</li></ol>

The authors declare no conflicts of interest.

Les étapes critiques dans la mise en culture des soupapes de souris cardiaques comprennent rendant le temps entre l&#39;excision du coeur de la souris et la ligature dans la chambre de perfusion le plus court possible pour assurer la viabilité et la ligature des aiguilles perpendiculaires aux soupapes pour assurer une orientation adéquate de l&#39;écoulement . De plus, le contrôle du débit après la ligature dans la chambre de perfusion sans moyen assure l&#39;insertion d&#39;aiguilles et la ligature appropriée. ...

Maladie de la valvule cardiaque est une cause majeure de morbidité et de mortalité dans le monde occidental; sa prévalence augmente avec l&#39;âge et elle affecte plus de 10% de la population de 75 ans et plus 1. Les vannes de la partie systémique du cœur, les valves aortique et mitrale, sont principalement touchés. Coeur maladie de soupape est caractérisé par la perte de la structure hautement organisée des soupapes, ce qui entraîne la modification des propriétés mécaniques 2. L&#39;intégrité de la structure est donc essentiel pour le fonctionnement de la soupape. Les feuillets de la valvule sont constitués de cellules interstitielles valvulaires (CIV), les cellules endothéliales valvulaires (CVE), et la matrice extracellulaire, qui est hautement organisée selon un motif en couches 3,4. Les CIV sont responsables de la synthèse de l&#39;ECM, de la dégradation et de l&#39;organisation. Facteurs émanant de la circulation sanguine, ECS ou résidant dans l&#39;acte d&#39;ECM sur les CIV orchestrant sa fonction. De plus,forces mécaniques agissent sur ​​la valve pendant le cycle cardiaque en résultant ou laminaire oscillatoire contrainte de cisaillement, contraintes de compression ou de traction qui influent sur ​​le comportement des 5 CIE. Afin de comprendre comment la structure de la vanne est réglée, il faut d&#39;abord comprendre comment CIV répondent à l&#39;ensemble diversifié de stimuli vécus pendant le cycle cardiaque. Des études in vitro ont été très instructif sur les caractéristiques et les capacités des cellules valvulaires. La réponse de ces cellules in vitro, cependant, peut ne pas toujours reproduire avec précision la réponse in vivo 6; par exemple, la réponse à des stimuli de VIC est dépendante de la présence d&#39;EC et la composition 5 de l&#39;ECM. En outre, la réponse des cellules à des stimuli valvulaires dépend de leur emplacement spécifique dans la notice 7. En plus des stimuli biochimiques, le comportement des cellules valvulaires est déterminée par des forces mécaniques agissant on la vanne 8. Chaque région de la soupape est soumis à son propre ensemble spécifique de contraintes hémodynamiques. Bien que les modèles actuels ex vivo ont montré que les forces mécaniques sont des déterminants importants de la structure valvulaire 5, les mécanismes associés sont encore peu claires. Alors que les modèles in vivo ont permis de mieux comprendre les mécanismes moléculaires sous-jacents développement valvulaire 9,10, un aperçu de la biologie valvulaire adulte est toujours insaisissable. Par conséquent, un modèle ex vivo de l&#39;écoulement est développé, dans lequel les valves cardiaques peuvent être cultivées dans leur position naturelle dans le coeur pendant une période de temps prolongée 11. Cela présente l&#39;avantage que les vannes restent dans leur configuration naturelle et les CIV éprouvent le même environnement que in vivo, ce qui rend les réponses des CIV à des stimuli aussi naturel que possible. En outre, la culture des soupapes dans leur position naturelle au coeur facilite la soumission de chaquerégion valvulaire aux contraintes hémodynamiques pertinents. Dans ce modèle ex vivo, à savoir, le système de culture de tissu miniature (MTCS), les soupapes peut être soumis à différents stimuli biochimiques et hémodynamiques permettant l&#39;investigation de leur rôle dans le remodelage cardiaque de la vanne.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Dulbecco&#8217;s Modified Eagle Medium</td>
			<td>life technolgies</td>
			<td>10569-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum</td>
			<td>life technolgies</td>
			<td>26140</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin-Transferrin-Selenium</td>
			<td>life technolgies</td>
			<td>41400-045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antibiotic-Antimycotic</td>
			<td>life technolgies</td>
			<td>15240-06</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silk 7-0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>768G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 mm culture dish</td>
			<td>Greiner bio-one</td>
			<td>664160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml tube</td>
			<td>Greiner bio-one</td>
			<td>227261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>309649</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 G needle</td>
			<td>BD</td>
			<td>304432</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin</td>
			<td>LEO</td>
			<td>012866-08</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11295-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Scissors, Economy, Vannas-type</td>
			<td>Tedpella</td>
			<td>1346</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon tubing</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>8060-0020</td>
			<td>I.D. x O.D. x Wall: 1.59 x 3.18 x 0.79 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Silicon tubing for pump</td>
			<td>Masterflex</td>
			<td>96400-13</td>
			<td>I.D. x O.D. x Wall: 0,8 x1,59 x 0,40 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Biocompatible glue (Histoacryl)</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>1050071</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>precision vaporizer</td>
			<td>Dr&#228;ger</td>
			<td>Vapor 200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>peristaltic roller pump</td>
			<td>Masterflex</td>
			<td>7521-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Easy-load pump head</td>
			<td>Masterflex</td>
			<td>7518-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chamber</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>see Lieber et al., 2010</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bubble trap</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>see Lieber et al., 2010</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

culturing mouse cardiac valves in the miniature tissue culture system

Heart valve disease is a major burden in the Western world and no effective treatment is available. This is mainly due to a lack of knowledge of the molecular, cellular and mechanical mechanisms underlying the maintenance and/or loss of the valvular structure. 
Current models used to study valvular biology include in vitro cultures of valvular endothelial and interstitial cells. Although, in vitro culturing models provide both cellular and molecular mechanisms, the mechanisms involved in the 3D-organization of the valve remain unclear. While in vivo models have provided insight into the molecular mechanisms underlying valvular development, insight into adult valvular biology is still elusive. 
In order to be able to study the regulation of the valvular 3D-organization on tissue, cellular and molecular levels, we have developed the Miniature Tissue Culture System. In this ex vivo flow model the mitral or the aortic valve is cultured in its natural position in the heart. The natural configuration and composition of the leaflet are maintained allowing the most natural response of the valvular cells to stimuli. The valves remain viable and are responsive to changing environmental conditions. This MTCS may provide advantages on studying questions including but not limited to, how does the 3D organization affect valvular biology, what factors affect 3D organization of the valve, and which network of signaling pathways regulates the 3D organization of the valve.

La valve aortique (figure 2) ou la valvule mitrale 11 peuvent être cultivées pendant au moins 3 jours. Par la mise en culture dans la position ouverte (qui représente la position systolique pour la valve aortique diastolique et la position de la valve mitrale), les cellules restent viables valvulaires. Aucune mort cellulaire est observée comme déterminé par l&#39;absence de cellules TUNEL-positives (figure 2H, I) ou de la caspase-3 clivée expression (non représenté e...

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Culturing Mouse Cardiac Valves in the Miniature Tissue Culture System

Here, we present an ex vivo flow model in which murine cardiac valves can be cultured allowing the study of the biology of the valve.

La culture de la souris cardiaque Vannes dans le système de culture de tissus Miniature

Heart valve disease is a major burden in the Western world and no effective treatment is available. This is mainly due to a lack of knowledge of the ...

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