Nous remercions Colby Carpenter et Spencer Mathias pour leur aide dans la conception de l’impression 3D. Nous remercions Ellen Klinger pour son aide dans la production des figures photographiques et Jonathan B. Koch pour son aide aux révisions. Le financement a été fourni par l’USDA-ARS-Pollinating Insect Biology, Management, and Systematics Research Unit.

1. Imprimer les structures des pièges à pollen
<ol><li>Téléchargez le fichier STL approprié pour le nichoir dans lequel nichent les bourdons (p. ex., ruches de style Biobest ou Koppert, https://www.ars.usda.gov/pacific-west-area/logan-ut/pollinating-insect-biology-management-systematics-research/docs/pollen-traps/). Les fichiers sont disponibles au public, gratuitement pour téléchargement et modification par l’utilisateur final.</li>
	<li>Ouvrez le fichier STL dans le programme d’impression. Suivez les instructions du fabricant de l’imprimante pour créer les quatre composants d’interruption. REMARQUE: Prévoyez environ 3 h pour que le corps du piège imprime, 2 h pour que le bassin de captage imprime et 30 min chacun pour que le filtre et l’insert de fermeture du piège impriment. La taille du corps du piège est de 6 cm x 3,8 cm x 7 cm.</li>
</ol>2. Assemblage du piège à pollen
<ol><li>Retirer les structures de support imprimées avec le corps du piège et le bassin de captage, y compris celles de la structure du tamis du corps du piège (Figure 1).</li>
	<li>Utilisez un foret de 3/16 po (0,476 cm) monté dans une perceuse à main pour dégager tous les brins de plastique traversant les bords surélevés du filtre à pollen qui pourraient empêcher une abeille de se déplacer à travers les trous du filtre. Utilisez une lame de rasoir de coupe de boîte et du papier de verre pour égaliser les bosses ou les bords surélevés sur le côté plat du filtre à pollen.</li>
	<li>Placez le filtre à pollen dans le corps du piège en poussant doucement le filtre en plastique à travers un côté du corps du piège. Le filtre ne s’adaptera que d’une seule façon, car le côté gauche du piège a une ouverture plus grande pour permettre le passage des cônes de filtre surélevés.<ol>
<li>Si les fentes latérales sont trop petites pour que le filtre à pollen puisse glisser en douceur, grattez suffisamment de plastique loin de la fente dans le corps du piège avec un rasoir ou un autre outil qui peut enlever de petites portions de plastique à la fois. Assurez-vous que le filtre à pollen s’adapte solidement en place avec un espace ne dépassant pas 2 mm entre le filtre à pollen et le corps du piège.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Fixez le bassin de captage au corps du piège en faisant glisser les bords surélevés au bas du corps du piège dans la rainure en haut du bassin de capture. Le bassin de captage doit être placé directement sous la région du tamis du corps du piège (Figure 1A\u2012E).</li>
	<li>Apportez les modifications appropriées en coupant ou en ponçant le plastique pour permettre un placement et un retrait en douceur du bassin de captage du corps du piège. L’emplacement du bassin de capture fixera le filtre à pollen en place et il ne pourra pas être retiré tant que le bassin de capture n’est pas retiré, et le filtre à pollen ne peut pas non plus être inséré pendant que le bassin de capture est en place. REMARQUE: Si plusieurs ruches sont placées à proximité les unes des autres, fournir à chaque ruche une combinaison de couleurs unique du corps du piège, du bassin de capture et des structures de filtre à pollen en plus de déployer des ruches avec une orientation variée aidera les travailleurs de retour à trouver leurs nids.</li>
</ol>3. Préparation de la colonie de bourdons
<ol><li>Arrêtez de nourrir le pollen 24\u201248 h avant de déployer les colonies. Cela amènera les travailleurs à utiliser tout pollen stocké et les incitera à quitter le nid à la recherche de pollen.</li>
	<li>Préparez le corps du piège à ruche pour l’installation en insérant un insert de fermeture du piège dans la fente du filtre pour empêcher les abeilles de s’échapper lors de l’installation du piège.</li>
	<li>En travaillant sous la lumière rouge pour empêcher les abeilles de voler, soulevez le nichoir en plastique hors de la boîte extérieure en carton.</li>
	<li>Localisez l’entrée du nid en plastique à l’avant du nid. Il existe deux styles d’entrée selon le fournisseur du nid : les boîtes de style Koppert (étape 3.5) et les boîtes de style Biobest (étape 3.6).</li>
	<li>Pour les entrées de ruche de style Koppert, montez le piège à pollen sur l’entrée du nid en tirant sur la languette d’entrée jusqu’à ce que les deux trous d’entrée soient ouverts.<ol>
<li>Insérez les deux tubes du piège à pollen dans les trous d’entrée, en vous assurant que le tamis du piège à pollen est sur le fond. Appuyez doucement sur la languette d’entrée en plastique pour fixer le piège à pollen en place.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Pour installer le piège à pollen dans les entrées de ruche de style Biobest, utilisez un tournevis à tête plate pour arracher doucement le dispositif d’entrée en plastique du nichoir. Insérez le piège à pollen dans les trous d’entrée du nid jusqu’à ce que le piège à pollen soit fermement contre le nid (Figure 1E).<ol>
<li>Fixez le piège au nid à l’aide de ruban adhésif ou de colle à séchage rapide à l’endroit où le piège entre en contact avec le nichoir si nécessaire.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Retournez le nichoir en plastique dans la boîte en carton. Le carton peut avoir besoin d’être coupé pour accueillir le piège à pollen.</li>
</ol>4. Déploiement des nids
<ol><li>Placez les nichoirs dans la zone d’étude. Fournir une couverture pour protéger des précipitations et un mouillage contre le vent, car ceux-ci peuvent nuire à la qualité et à la quantité de pollen collecté. Fournir aux ruches placées dans les serres une couverture solaire adéquate pour réduire la surchauffe.</li>
	<li>Retirez l’insert de fermeture du piège du corps du piège pour permettre aux abeilles de se nourrir librement afin que les butineuses puissent s’orienter avec la zone environnante et l’emplacement de leur nid. Le temps de vol d’orientation doit être complet en 24 h dans des conditions normales.</li>
</ol>5. Collecte de pollen
<ol><li>Pour engager le piège, faites glisser le filtre à pollen dans la fente du filtre, en vous assurant qu’il est bien en place.</li>
	<li>Installez le bassin de captage en le faisant glisser sur le corps du piège par l’avant jusqu’à ce qu’il soit complètement fermé. Si le bassin de captage est trop lâche ou tombe du corps du piège, utilisez un élastique pour le fixer au corps du piège.</li>
	<li>Observez les abeilles entrer et sortir du piège à pollen lors du premier déploiement pour s’assurer que les trous de filtre à pollen sont suffisamment grands pour accueillir les abeilles.<ol>
<li>Si les travailleurs ne peuvent pas passer à travers le filtre à pollen, retirez le filtre, puis utilisez des forets de plus de 3/16 po (0,476 cm) pour augmenter la taille des trous. Faites-le de manière séquentielle, en augmentant le diamètre du trou de 1/32 po (0,079 cm) à chaque fois, car les trous trop grands ne collecteront pas de pollen.</li>
		<li>Une fois que les abeilles sont capables de passer à travers le filtre, continuez à observer l’entrée pour vous assurer que le pollen est éliminé à la rentrée. REMARQUE: Les abeilles devraient avoir de la difficulté à se déplacer dans les trous du filtre à pollen, en particulier les premières fois qu’elles passent. S’ils passent trop facilement, le pollen ne peut pas être délogé des corbicules.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Après la période désignée de collecte du pollen, glissez et retirez le bassin de capture du corps du piège.</li>
	<li>Traitez les charges de pollen selon votre conception expérimentale.</li>
	<li>Retirez le filtre à pollen pour permettre aux travailleurs de se nourrir librement jusqu’à la prochaine période de collecte du pollen. Le corps du piège peut rester attaché à la ruche pendant toute la durée de l’expérience. REMARQUE: Les pièges à pollen peuvent être engagés aussi longtemps que le chercheur souhaite collecter le pollen d’une colonie. Cependant, le déploiement de pièges à pollen pendant plus de 24 heures en une semaine peut entraîner la famine du couvain dans une ruche et retarder le développement de la colonie.</li>
</ol>

<ol>
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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

La collecte du pollen des entrées des colonies de bourdons peut permettre une variété d’études écologiques et agricoles. L’identification des sources florales à partir desquelles les bourdons collectent le pollen fournit des informations précieuses et un aperçu de la diversité des plantes qui contribuent à l’alimentation globale d’une colonie19. L’identification de la source de pollen a des implications à la fois pour la production agricole et les études des services écosyst...

Les bourdons(Bombus spp.) sont de grands insectes robustes que l’on trouve dans les régions tempérées, alpines et arctiques du monde1. Ils sont importants pour les communautés végétales et fournissent un service de pollinisation important pour les cultures agricoles qu’ils visitent2. Le déclin récent de l’abondance et de la répartition de plusieurs espèces a mis leur importance en tant que pollinisateurs au premier plan de la sensibilisation du public3. Les chercheurs ont identifié plusieurs facteurs de stress qui contribuent probablement au déclin de la population, notamment un manque de ressources florales diverses et abondantes sur lesquelles les bourdons se nourrissent4. L’identification des espèces végétales dont les bourdons se nourrissent permet aux chercheurs et aux gestionnaires des terres de comprendre comment les bourdons peuvent réagir aux changements dans la disponibilité des ressources, la concurrence et les perturbations anthropiques5,6.
Les études portant sur les préférences de recherche de pollen des bourdons sont souvent menées par des chercheurs attrapant des abeilles individuelles en train de se nourrir des fleurs, puis enlevant les charges de pollen corbiculaire des spécimens pour un traitement et une identification ultérieurs7,8,9,10. Bien que cette méthode donne un aperçu de la façon dont une espèce ou un assemblage d’espèces de bourdons utilise les ressources d’une zone7,elle prend beaucoup de temps et les différences potentielles de préférences entre les ruches ne peuvent être discernées sans analyses moléculaires supplémentaires pour identifier la colonie d’origine de l’abeille butineuse11.
Pour certaines études de la dynamique de la recherche de nourriture, il est souhaitable de mener les études dans des colonies individuelles; cependant, les nids de bourdons sauvages sont généralement situés sous terre ou au niveau du sol, ce qui les rend difficiles à localiser12. Les ruches de bourdons produites commercialement offrent aux chercheurs un meilleur accès et un meilleur contrôle expérimental et l’élimination du pollen des travailleurs est toujours principalement effectuée en capturant les butineuses lorsqu’elles retournent à la ruche et en retirant manuellement leurs charges de pollen corbiculaire13,14. L’élimination du pollen à la main de la corbicule d’une abeille prend beaucoup de temps avec un faible rendement horaire de pollen, en particulier aux entrées de ruches où le taux de retour des butineuses de pollen peut être faible. De plus, l’élimination manuelle du pollen des abeilles peut entraîner des piqûres de travailleurs perturbés.
Les pièges à pollen sont utilisés pour l’élimination expérimentale du pollen des abeilles mellifères depuis des décennies15; pourtant, une méthode passive pour éliminer le pollen des bourdons n’a pas été mise au point. Le principal obstacle à la mise au point d’un mécanisme permettant d’éliminer le pollen des bourdons butineux qui reviennent est la grande variation de la taille des travailleurs qui existe dans une colonie de bourdons16. Les pièges à pollen d’abeilles mellifères sont efficaces en grande partie parce que la taille des travailleurs des abeilles mellifères ne varie pas beaucoup. De plus, ces pièges ne nécessitent que des manipulations mineures après l’installation et ne nécessitent pas que les abeilles soient sacrifiées17. Ceci est réalisé à l’aide d’écrans ou de surfaces en plastique qui délogent le pollen des pattes postérieures des travailleurs lorsqu’ils retournent à la ruche. Ces pièges n’enlèvent qu’une partie des charges de pollen des butineuses qui reviennent et les différentes conceptions de celles-ci se traduisent par des efficacités variées lors de la collecte du pollen. Lorsque le pollen est retiré des pattes d’abeille, il tombe à travers un écran et dans un bassin de collecte auquel les abeilles n’ont pas accès, de sorte que le chercheur peut l’enlever avec seulement une perturbation mineure de la ruche.
Le but de la présente étude est d’adapter les techniques utilisées pour collecter le pollen des ruches d’abeilles mellifères et de les appliquer aux nids de bourdons en utilisant des structures imprimées en 3D et de tester les conceptions de pièges sur des colonies de Bombus huntii. Le processus de conception a suivi l’hypothèse selon laquelle les pièges devraient être peu coûteux à produire, adaptables à une variété d’espèces de bourdons, causer un minimum de dommages ou de perturbations aux abeilles, et que le taux d’élimination du pollen devrait dépasser la collecte de pollen à la main. La technologie d’impression tridimensionnelle est polyvalente, facilement accessible et constitue un outil rentable permettant aux chercheurs de reproduire et de modifier des objets à des fins spécifiques18. La technique présentée ici demande à l’utilisateur de construire des pièges à pollen et de les attacher à des colonies de bourdons disponibles dans le commerce. Les pièges ne sont pas conçus pour être utilisés avec des colonies sauvages. Ces pièges enlèvent passivement les charges de pollen corbiculaire des pattes postérieures du pollen transportant les bourdons lorsqu’ils retournent dans leurs nichoirs.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:461px;" width="462">
	<colgroup>
		<col />
		<col span="2" />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="35">
			<td height="35" style="height:35px;width:71px;">MakerBot Replicator+</td>
			<td style="width:87px;">MakerBot</td>
			<td style="width:87px;">Model PABH65</td>
			<td style="width:217px;"></td>
		</tr>
		<tr height="52">
			<td height="52" style="height:52px;width:71px;">MakerBot Tough Material</td>
			<td style="width:87px;">PLA Filament</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td>various colors</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:71px;">Nest Box</td>
			<td style="width:87px;">Biobest</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td>Not sold publicly without bee purchase</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a 3d printed pollen trap for bumble bee (bombus) hive entrances

Pour vérifier les sources végétales à partir desquelles les bourdons se nourrissent de pollen, les individus doivent être collectés pour enlever leurs charges de pollen corbiculaire pour analyse. Cela se fait traditionnellement en filet les butineuses à l’entrée des nids ou sur les fleurs, en refroidissant les abeilles sur la glace, puis en enlevant les charges de pollen des corbicules avec une pince ou une brosse. Cette méthode demande beaucoup de temps et de main-d’œuvre, peut modifier le comportement normal de recherche de nourriture et peut entraîner des incidents cinglants pour le travailleur effectuant la tâche. Les pièges à pollen, tels que ceux utilisés sur les ruches d’abeilles mellifères, recueillent le pollen en délogeant les charges de pollen corbiculaire des pattes des travailleurs lorsqu’elles traversent des écrans à l’entrée du nid. Les pièges peuvent éliminer une grande quantité de pollen des abeilles butineuses qui reviennent avec un minimum de travail, mais à ce jour, aucun piège de ce type n’est disponible pour une utilisation avec les colonies de bourdons. Les travailleurs d’une colonie de bourdons peuvent varier en taille, ce qui rend difficile le choix de la taille des entrées pour adapter ce mécanisme aux ruches de bourdons élevées commercialement. En utilisant des programmes de conception d’impression 3D, nous avons créé un piège à pollen qui élimine avec succès les charges de pollen corbiculaire des pattes des butineuses bourdons de retour. Cette méthode réduit considérablement le temps nécessaire aux chercheurs pour collecter le pollen des butineuses bourdons retournant dans la colonie. Nous présentons la conception, les résultats des tests d’efficacité de l’élimination du pollen et suggérons aux chercheurs des zones de modifications pour adapter les pièges à une variété d’espèces de bourdons ou de nichoirs.

Huit modèles différents de filtres à pollen ont été testés pour déterminer leur efficacité et leur efficacité à éliminer les charges de pollen corbiculaire des travailleurs des bourdons de retour. Toutes les conceptions ont réussi à éliminer au moins une charge de pollen corbiculaire d’une butineuse de retour. Cependant, certains ont été trouvés pour ralentir les travailleurs de quitter ou d’entrer dans la ruche ou n’ont pas réussi à éliminer les charges de pollen(tableau 1). D...

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A 3D Printed Pollen Trap for Bumble Bee Bombus Hive Entrances

Nous présentons un mécanisme non létal et automatisé pour collecter le pollen des travailleurs des bourdons(Bombus)retournant dans une ruche. Des instructions pour la production, la préparation, l’installation et l’utilisation des appareils sont incluses. En utilisant des objets imprimés en 3D, la modification de la conception a été opportune, efficace et a permis un délai d’exécution rapide pour les tests.

Un piège à pollen imprimé en 3D pour les entrées de ruche Bumble Bee (Bombus)

To verify the plant sources from which bumble bees forage for pollen, individuals must be collected to remove their corbicular pollen loads for analysis.  ...

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Research

JoVE Journal

Biology

A 3D Printed Pollen Trap for Bumble Bee (Bombus) Hive Entrances

5.0K vues.  Utah State University. Nous présentons un mécanisme non létal et automatisé pour collecter le pollen des travailleurs des bourdons(Bombus)retournant dans une ruche. Des instructions pour la production, la préparation, l’installation et l’utilisation des appareils sont incluses. En utilisant des objets imprimés en 3D, la modification de la conception a été opportune, efficace et a permis un délai d’exécution rapide pour les tests.

Vidéo: A 3D Printed Pollen Trap for Bumble Bee Bombus Hive Entrances

Measuring the Bending Stiffness of Bacterial Cells Using an Optical Trap

We developed a protocol to measure the bending rigidity of filamentous rod-shaped bacteria. Forces are applied with an optical trap, a microscopic three-dimensional spring made of light that is formed when a high-intensity laser beam is focused to a very small spot by a microscope's objective lens. To bend a cell, we first bind live bacteria to a chemically-treated coverslip. As these cells grow, the middle of the cells remains bound to the coverslip but the growing ends are free of this restraint. By inducing filamentous growth with the drug cephalexin, we are able to identify cells in which one end of the cell was stuck to the surface while the other end remained unattached and susceptible to bending forces. A bending force is then applied with an optical trap by binding a polylysine-coated bead to the tip of a growing cell. Both the force and the displacement of the bead are recorded and the bending stiffness of the cell is the slope of this relationship.

We present a protocol for bending filamentous bacterial cells attached to a cover-slip surface with an optical trap to measure the cellular bending stiffness.

Mesure de la rigidité à la flexion des cellules bactériennes utilisant un piège optique

We developed a protocol to measure the bending rigidity of filamentous rod-shaped bacteria. Forces are applied with an optical trap, a microscopic ...

Recherche

Biologie

Associated Chromosome Trap for Identifying Long-range DNA Interactions

Genetic information encoded by DNA is organized in a complex and highly regulated chromatin structure. Each chromosome occupies a specific territory, that may change according to stage of development or cell cycle. Gene expression can occur in specialized transcriptional factories where chromatin segments may loop out from various chromosome territories, leading to co-localization of DNA segments which may exist on different chromosomes or far apart on the same chromosome. The Associated Chromosome Trap (ACT) assay provides an effective methodology to identify these long-range DNA associations in an unbiased fashion by extending and modifying the chromosome conformation capture technique. The ACT assay makes it possible for us to investigate mechanisms of transcriptional regulation in trans, and can help explain the relationship of nuclear architecture to gene expression in normal physiology and during disease states.

The associated chromosome trap (ACT) assay is a novel unbiased method for identifying long-range DNA interactions. The characterization of long range DNA interactions will allow us to determine the relationship of nuclear architecture to gene expression in both normal physiology and in diseased states.

Piège chromosomes associés pour identifier les interactions ADN à longue distance

Genetic information encoded by DNA is organized in a complex and highly regulated chromatin structure.  Each chromosome occupies a specific territory, ...

Methods for Comparing Nutrients in Beebread Made by Africanized and European Honey Bees and the Effects on Hemolymph Protein Titers

Honey bees obtain nutrients from pollen they collect and store in the hive as beebread. We developed methods to control the pollen source that bees collect and convert to beebread by placing colonies in a specially constructed enclosed flight area. Methods were developed to analyze the protein and amino acid composition of the pollen and beebread. We also describe how consumption of the beebread was measured and methods used to determine adult worker bee hemolymph protein titers after feeding on beebread for 4, 7 and 11 days after emergence. Methods were applied to determine if genotype affects the conversion of pollen to beebread and the rate that bees consume and acquire protein from it. Two subspecies (European and Africanized honey bees; EHB and AHB respectively) were provided with the same pollen source. Based on the developed methods, beebread made by both subspecies had lower protein concentrations and pH values than the pollen. In general, amino acid concentrations in beebread made by either EHB or AHB were similar and occurred at higher levels in beebread than in pollen. Both AHB and EHB consumed significantly more of the beebread made by AHB than by EHB. Though EHB and AHB consumed similar amounts of each type of beebread, hemolymph protein concentrations in AHB were higher than in EHB. Differences in protein acquisition between AHB and EHB might reflect environmental adaptations related to the geographic region where each subspecies evolved. These differences could contribute to the successful establishment of AHB populations in the New World because of the effects on brood rearing and colony growth.

Here are methods to quantify nutrients in pollen before and after its conversion to beebread by two subspecies of honeybees. We describe techniques to measure beebread consumption and resulting protein titers in both subspecies.

Méthodes de comparaison des éléments nutritifs dans gelée royale faites par africanisées et Honey Bees européenne et les effets sur hémolymphe Les titres de protéines

Honey bees obtain nutrients from pollen they collect and store in the hive as beebread. We developed methods to control the pollen source that bees ...

Monitoring Colony-level Effects of Sublethal Pesticide Exposure on Honey Bees

The effects of sublethal pesticide exposure to honey bee colonies may be significant but difficult to detect in the field using standard visual assessment methods. Here we describe methods to measure the quantities of adult bees, brood, and food resources by weighing hives and hive parts, by photographing frames, and by installing hives on scales and with internal sensors. Data from these periodic evaluations are then combined with running average and daily detrended data on hive weight and internal hive temperature. The resulting datasets have been used to detect colony-level effects of imidacloprid applied in a sugar syrup as low as 5 parts per billion. The methods are objective, require little training, and provide permanent records in the form of sensor output and photographs.

Sublethal doses of pesticides may affect colonies in ways that are difficult to detect using only periodic or visual methods. Methods to measure total adult bee mass, brood, and food resources by weighing hives and hive parts, photographing frames, and installing sensors, are provided. Data analysis is also addressed.

Surveiller les effets de la colonie-niveau d’exposition aux pesticides sublétale sur les abeilles à miel

The effects of sublethal pesticide exposure to honey bee colonies may be significant but difficult to detect in the field using standard visual assessment ...

Collection and Identification of Pollen from Honey Bee Colonies

Researchers often collect and analyze corbicular pollen from honey bees to identify the plant sources on which they forage for pollen or to estimate pesticide exposure of bees via pollen. Described herein is an effective pollen-trapping method for collecting corbicular pollen from honey bees returning to their hives. This collection method results in large quantities of corbicular pollen that can be used for research purposes. Honey bees collect pollen from many plant species, but typically visit one species during each collection trip. Therefore, each corbicular pollen pellet predominantly represents one plant species, and each pollen pellet can be described by color. This allows the sorting of samples of corbicular pollen by color to segregate plant sources. Researchers can further classify corbicular pollen by analyzing the morphology of acetolyzed pollen grains for taxonomic identification. These methods are commonly used in studies related to pollinators such as pollination efficiency, pollinator foraging dynamics, diet quality, and diversity. Detailed methodologies are presented for collecting corbicular pollen using pollen traps, sorting pollen by color, and acetolyzing pollen grains. Also presented are results pertaining to the frequency of pellet colors and taxa of corbicular pollen collected from honey bees in five different cropping systems.

We describe methods for collecting corbicular pollen from honey bees as well as protocols for color sorting, acetolysis, and microscope slide preparation of pollen for taxonomic identification. In addition, we present pellet color and taxonomic diversity of corbicular pollen collected from five cropping systems using pollen traps.

Collecte et identification du pollen des colonies d’abeilles mellifères

Researchers often collect and analyze corbicular pollen from honey bees to identify the plant sources on which they forage for pollen or to estimate ...

Assessing Agrochemical Risk to Mated Honey Bee Queens

Current risk assessment strategies for honey bees rely heavily upon laboratory tests performed on adult or immature worker bees, but these methods may not accurately capture the effects of agrochemical exposure on honey bee queens. As the sole producer of fertilized eggs inside a honeybee colony, the queen is arguably the most important single member of a functioning colony unit. Therefore, understanding how agrochemicals affect queen health and productivity should be considered a critical aspect of pesticide risk assessment. Here, an adapted method is presented to expose honey bee queens and worker queen attendants to agrochemical stressors administered through a worker diet, followed by tracking egg production in the laboratory and assessing first instar eclosion using a specialized cage, referred to as a Queen Monitoring Cage. To illustrate the method&#39;s intended use, results of an experiment in which worker queen attendants were fed diet containing sublethal doses of imidacloprid and effects on queens were monitored are described.

This protocol was developed to enhance the understanding of how agrochemicals affect honey bee (Apis mellifera) reproduction by establishing methods to expose honey bee queens and their worker caretakers to agrochemicals in a controlled, laboratory setting and carefully monitoring their relevant responses.

Évaluation du risque agrochimique pour les reines d’abeilles mellifères accouplées

Current risk assessment strategies for honey bees rely heavily upon laboratory tests performed on adult or immature worker bees, but these methods may not ...

An Innovative 3D-Printed Insert Designed to Enable Straightforward 2D and 3D Cell Cultures

The classical analyses of indirect communication between different cell types necessitate the use of conditioned media. Moreover, the production of conditioned media remains time-consuming and far from physiological and pathological conditions. Although a few models of co-culture are commercially available, they remain restricted to specific assays and are mostly for two types of cells. 
Here, 3D-printed inserts are used that are compatible with numerous functional assays. The insert allows the separation of one well of a 6-well plate into four compartments. A wide range of combinations can be set. Moreover, windows are designed in each wall of the compartments so that potential intercellular communication between every compartment is possible in the culture medium in a volume-dependent manner. For example, paracrine intercellular communication can be studied between four cell types in monolayer, in 3D (spheroids), or by combining both. In addition, a mix of different cell types can be seeded in the same compartment in 2D or 3D (organoids) format. The absence of a bottom in the 3D-printed inserts allows the usual culture conditions on the plate, possible coating on the plate containing the insert, and direct visualization by optical microscopy. The multiple compartments provide the possibility to collect different cell types independently or to use, in each compartment, different reagents for RNA or protein extraction. In this study, a detailed methodology is provided to use the new 3D-printed insert as a co-culture system. To demonstrate several capacities of this flexible and simple model, previously published functional assays of cell communication were performed in the new 3D-printed inserts and were demonstrated to be reproducible. The 3D-printed inserts and the conventional cell culture using conditioned media led to similar results. In conclusion, the 3D-printed insert is a simple device that can be adapted to numerous models of co-cultures with adherent cell types.

In this paper, a newly designed 3D-printed insert is presented as a model of co-culture and validated through the study of the paracrine intercellular communication between endothelial cells and keratinocytes.

Un insert innovant imprimé en 3D conçu pour permettre des cultures cellulaires 2D et 3D simples

The classical analyses of indirect communication between different cell types necessitate the use of conditioned media. Moreover, the production of ...

Une méthode améliorée pour mesurer les profils d’hydratation du pollen chez Arabidopsis thaliana

A High-Resolution, Single-Grain, In Vivo Pollen Hydration Bioassay for Arabidopsis thaliana

Sexual reproduction in flowering plants requires initial interaction between the pollen grain and the stigmatic surface, where a molecular dialog is established between the interacting partners. Studies across a range of species have revealed that a series of molecular checkpoints regulate the pollen-stigma interaction to ensure that only compatible, generally intraspecific pollen is successful in effecting fertilization. In species that possess a 'dry stigma', such as the model plant Arabidopsis thaliana, the first post-pollination, prezygotic compatibility checkpoint is the establishment of pollen hydration. 
This phase of pollination is tightly regulated, whereby signals from the pollen grain elicit the release of water from the stigma, thus permitting pollen hydration. The ability to accurately measure and track pollen hydration over time is key to the design of experiments directed at understanding the regulation of this critical step in reproduction. Published protocols frequently utilize flowers that have been excised from the parent plant, maintained on liquid or solid media, and bulk pollinated. 
This paper describes a noninvasive, in vivo pollination bioassay that permits minute-by-minute hydration tracking of individual A. thaliana pollen grains at high resolution. The assay is highly reproducible, able to detect very subtle variations of pollen hydration profiles, and thus is suitable for the analysis of mutants that affect pathways regulating pollination. Although the protocol is lengthier than those described for bulk pollinations, the precision and reproducibility it provides, along with its in vivo nature, make it ideal for the detailed dissection of pollination phenotypes.

Pleins feux sur l’auteur : Un essai biologique d’hydratation du pollen in vivo à grain unique à haute résolution pour Arabidopsis thaliana  

An improved method to measure pollen hydration profiles in Arabidopsis thaliana is described here. The new method offers higher resolution, is noninvasive, and is highly reproducible. The protocol represents a new tool for a finer dissection of the processes that regulate the early stages of pollination.

Un essai biologique in vivo à haute résolution sur l’hydratation du pollen à grain unique pour Arabidopsis thaliana

Sexual reproduction in flowering plants requires initial interaction between the pollen grain and the stigmatic surface, where a molecular dialog is ...