אנו רוצים להכיר את רוח שיתוף פעולה של כל חברי המעבדה קולדוול. הפרעות תנועה מחקר במעבדה כבר נתמך על ידי דיסטוניה בכמן-Strauss &amp; פרקינסון קרן, קרן הברית פרקינסון, מחלת פרקינסון האגודה האמריקאית, מחלת פרקינסון איגוד אלבמה, ג&#39;יי מייקל פוקס, קרן למחקר פרקינסון מחקר לתואר ראשון.

הביטוי פלסמיד בנייה שני פלסמידים נדרשים: אחד עבור הביטוי רקמות ספציפיות של הגן ריבית שנייה כסמן שינוי לבחירה. ניסיוני פלסמיד <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר האמרגן אשר באה לידי ביטוי סוג רקמה / תא של עניין, למשל, עצב או שריר ספציפי האמרגן. אם אחד הוא להביע גנים מרובים בתוך הרקמה באותו קלטת האמרגן פלסמיד במערכת Gateway (Invitrogen) יכול לשמש. גישה זו מאפשרת החדרת גן כל הזרם עניין של האמרגן על ידי 4 שיבוט recombinational. ככלל, 2-5 קילו של רצפים הזרם מספיקה יש ביטוי נכון ומדויק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> CDNA של הגן של עניין ניתן לשכפל בשתי דרכים: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שיבוט קונבנציונלי באמצעות אנזימי הגבלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבור שיבוט Gateway, הוא מוגבר באמצעות PCR primers המכילים את עו&quot;ד Gateway רצף B recombinational. CDNA הגברה הוא recombined הראשון לתוך pDONR201 התורם וקטור כדי ליצור את וקטור הערך ולאחר מכן הפך E. coli זן DH5a. להלן מבחר של recombinants מוצלח ומיני הכנה הבידוד של ה-DNA, וקטור הכניסה recombined לתוך וקטור המכיל מקדם היעד כדי ליצור את הביטוי פלסמיד. פרטים על שיבוט recombinational זמינים ידנית או Gateway Invitrogen או קולדוול et al. 5. </li></ol></li></ol> דה מרקר לבחירה פלסמיד דוגמאות של פלסמידים סמן מהונדס כוללים רול-6 או שימוש מקדם קיר השרירים בגוף UNC-54 לנהוג ביטוי חלבון פלואורסצנטי. אלה פלסמידים סמן זמינים בדרך כלל מתוך הקהילה מחקר על פי דרישה. Microinjection של C. elegans הכנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ביצוע בידוד DNA של שני פלסמידים, כי הם להיות מוזרק. לכמת אותם ומערבבים יחד ביחס של 1:1 של 50 ng / μl כל אחד. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנת כריות אגר: <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך את פתרון 2% agarose במים; חום או במיקרוגל עד שהיא נמסה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הגדר את מספר 22 x 50 מ&quot;מ על המשקפיים לכסות benchtop. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת פיפטה פסטר, במקום ירידה של agarose נמס על כוס אחת לכסות מיד במקום זכוכית העטיפה השנייה על ירידה בזווית של 90 על הראשונה. חזור על מספר המשקפיים לכסות אחרים. הקוטר של הדיסק שטוח של agarose צריך להיות בין 15-20 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר agarose יש הקרושה (זה לוקח רק רגעים), להסיר את הזכוכית המכסה ולאפשר כרית אוויר יבש לגמרי (כמה שעות בלילה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חנות כריות בתא זכוכית לכסות בטמפרטורת החדר. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך את מעמיסים מחט פתרון ה-DNA: מעמיסים מחט נוצרות 100 צינורות נימי μl כי מחוממים באמצע מעל להבה פתוחה ומשך במהירות אורך כ פעמיים שלהם. שני חצאים הם התיז מלבד פעם את צינור נימי מתקרר. לאגור 10-20 מעמיסים מחט להזרקה. חנות זקוף מתלה צינור microcentrifuge. היזהר שלא לדקור את עצמך על הנקודות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפוך את המחטים microinjection: המחט עשוי צינור נימי מיוחד המכיל סיב זכוכית פנימית; נימה זו משמשת הפתיל עבור פתרון ה-DNA. אלה משכו במחשב מחט חולץ. אנו משתמשים PP-830 Narishige חולץ עם הגדרה חום של 24.8. כמה מחטים נמשכים בכל פעם מאוחסנים בקופסת פלסטיק קטנה. מחטים מרובות ניתן בקלות &quot;רכוב&quot; על פיסת פלסטלינה עבור אחסון לטווח ארוך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> קצה המחט &quot;פורעי&quot;: קצה המחט microinjection נמשך קנס כך שהיא למעשה סגורה על זה בסוף וצריך שבור פתוח באמצעות רסיסים קטנים של זכוכית המכסה. אלה מוכנים על ידי לפפה 18 x 18 מ&quot;מ זכוכית לכסות במגבת נייר ובעדינות הפעלת לחץ עד שהוא נשבר לחתיכות מספר. שברי גודל שימושי כ 3 x 4 מ&quot;מ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגדול פרא (N2) תולעים סוג לשלב הבגרות המוקדמת להזרקה באמצעות נהלים תקן 6. הכן על 100 מבוים כהלכה תולעים / לבנות מוזרק. </li></ol> נוהל <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתח את השסתום הראשי על טנק הליום המחובר זרוע microinjection המחט מחזיק. סגור את שסתום הרגולטור על מנת לאפשר הגז כדי להזין את הקו, להביא את הלחץ עד 35 psi. שימו לב כי גז ניתן לשחרר באמצעות דוושת רגל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס מטעין מחט לתוך צינורות pipetter תקן הפה (נמצא במיכלים של צינורות זכוכית נימי) וכן להכין כמות קטנה של התערובת פלסמיד (~ 1 μl). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מטעין המחט ממוקם בזהירות לתוך האחורי של מחט מזרק ונוסף בעדינות לאורך כל הדרך באורך שלהמחט עד התנגדות מורגשת. לגרש את פתרון ה-DNA על ידי נושבת בעדינות, ולאחר מכן להסיר את מטעין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס את המחט בזרוע microinjection, נזהר כדי למקם אותה בתוך אטם גומי קטן הפנימי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקום שבר מחט שבירת הכוס לכסות על קצה אחד של משטח אגר. מכסים את הרסיס, כמו גם את פני השטח של כל כרית אגר, עם שמן halocarbon. הנח את כרית אגר על הבמה של מיקרוסקופ הפוכה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מקמו את המחט במרכז השדה צפייה באמצעות המטרה 4X ואת התאורה שדה בהיר, אבל עדיין לא הורידו אותה לתוך השמן. כמו כן, עמדת הקצה הפנימי של רסיס של זכוכית לכסות במרכז, ולאחר מכן להתמקד בה (עדיין משתמש המטרה 4X). מנמיכים את מחט לתוך השמן, להביא אותו לתוך המטוס מוקד כמו רסיס של זכוכית המכסה. תרים את ההגדלה ידי מעבר המטרה 40X. מקדו מחדש על סף שבר ואת למקם את קצה המחט, במידת הצורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כדי לפתוח את קצה מחט הזריקה, דחיפה בעדינות את המחט על קצה הזכוכית המכסה שבר, ואילו באותו זמן החלת פולסים קצרים של גז באמצעות דוושת רגל. המחט יהיה שבור מספיק פתוח כאשר טיפות קטנות של נוזל לברוח לסוף המחט. זרימת נוזל עודף בשל פתיחת גדולה מדי אינו רצוי, שכן הוא יהרוג את החיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את כרית אגר משלב ידי הרמת את המחט, אבל לא לשנות את ה-X או ציר Y המיקום. החלק את הבמה החוצה מתחת למחט, הסר את פנקס אגר ומניחים אותו על גבי מיקרוסקופ לנתח. העברת תולעת על כרית, מתחת לפני השטח של השמן. אם תולעת מתפתלת, שבץ בעדינות עד שהוא קשר את הפנקס אגר. התולעת לח צריך לדבוק agarose יבש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> במהירות למקום לרפד אגר בחזרה אל הבמה, מרכוז תולעת בתחום התצוגה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מנמיכים את מחט לתוך המטוס אותו להתמקד כמו התולעת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החלף את המסננים כדי הופמן תאורה (סוג של מסנן ניגודיות). זה מאפשר פרט המורפולוגי של התולעת להיות גלוי. אם Nomarski / אופטיקה DIC זמינים על היקף הפוך זה יעבוד גם. שימוש המטרה 40X, להתמקד במרכז &quot;מגורען&quot; סינסיציאלי של בלוטת המין התולעת, מתחת דפוס &quot;חלת דבש&quot; של גרעיני נבט (לבחור לפי אשך ממוקם בצד של התולעת מול מחט). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לכוונן את המיקום של המחט עד קצה גם בפוקוס (את המטוס כמו &quot;גרעיניות&quot; את בלוטת המין). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכנס בעדינות את המחט למרכז אשך ולהחיל הדופק קצרה של לחץ הגז לגרש טיפה או שתיים של דנ&quot;א לתוך הזרוע בלוטת המין. אתה צריך לראות גל של התפשטות הנוזל על פני אשך הדיסטלית. אל תניחו נוזלי יותר הוא טוב יותר, שכן נוזלי מדי יכול לזרום לתוך העיקול הפרוקסימלי של הזרוע בלוטת המין, אשר יכול לסגור ייצור הביצית. במידת האפשר, בהתאם למיקום של התולעת, להזריק הזרוע בלוטת המין השני באותו אופן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חשוב לעבוד במהירות תוך הזרקת תולעת, כפי שהוא יכול בקלות ליבש. ההחלטה להזרים הזרוע בלוטת המין השני הוא תלוי כמה מהר אתה יכול מחדש לתפקיד תולעת המחט. התהליך כולו רצוי לקחת פחות מ 1-2 דקות. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מכסה זכוכית משלב ולמקם אותו על היקף הניתוחים. החל 1μl של M9 חיץ (22mm KH 2 PO 4, 42mM Na 2 HPO 4, NaCl 85mm, 1mm MgSO 4) ישירות על גבי התולעת מוזרק (זו עלולה להביא לפעולה והטביע את קצה פיפטה מתחת לפני השטח של הנפט halocarbon). המאגר אמור רעננותם התולעת, הוא יהיה אז לצוף מעל פני השטח משטח agarose. מעבירים את התולעת לצלחת קבוע באמצעות לאסוף תולעת. כרית agarose ניתן לעשות שימוש חוזר כמה פעמים עד שזה יותר הפך רווי מדי עם חיץ התולעים כבר לא לדבוק. </li></ol> טראנסגנטי בחירה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תולעים מוזרק, דור P 0, מועברים הפרט, צלחות טרי seeded bacterially (60 מ&quot;מ) מותר להתרבות. בדרך כלל, בעלי חיים מוזרק מודגרת על 20 מעלות צלזיוס במשך 2-3 ימים עד הצאצאים להופיע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הצאצאים 1 F הם נצפו ראיות של הסמן מהונדס (כגון פלואורסצנטי) באמצעות stereomicroscope ניאון. כל נושא ניאון, F 1, בעלי חיים משובטים היא בנפרד לצלחת חדשה (מאז צאצאים של F כל 1 נחשבים קו מובהק). F 1 הרמפרודיטים מותר להתרבות. שוב, זה מתבצע בדרך כלל על 20 מעלות צלזיוס במשך 2-3 ימים עד הצאצאים להופיע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> דור 2 F הוא ציין לבעלי חיים מהונדס גם כן. F 2 חיות ירשו ולהביע את מערך מהונדס נחשבים קו &quot;יציב&quot;. הערה: לכל 1 F רחובגיל ייתכנו חיים מהונדס רבים, אך הם אינם יציבים. רוב F 1 חיות טרנסגניות לא יופצו לתוך F 2 קווי יציב. הערה: כדי לשלוט על השתנות במספר עותק הגן, ליצור מינימום של שלוש שורות יציב עצמאית לכל לבנות מוזרק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כל שורה יציבה עצמאי צריך להישמר כפי בשורה נפרדת של תולעים. כל שורה יכולה להיות מופצות על ידי העברת בעלי חיים מהונדס מספר לוחית חדשה בכל דור, זה חייב להתבצע באמצעות stereomicroscope פלורסנט אם את הסמן לבחירה הוא פלורסנט. </li></ol>

<ol>
	<li>Stinchcomb, D. T., Shaw, J. E., Carr, S. H., Hirsh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extrachromosomal+DNA+transformation+of+Caenorhabditis+elegans.">Extrachromosomal DNA transformation of Caenorhabditis elegans.</a> Mol. Cell. Biol. 5, 3484-3496 (1985).</li><li>Mello, C. C., Kramer, J. M., Stinchcomb, D., Ambros, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+gene+transfer+in+C.elegans:+extrachromosomal+maintenance+and+integration+of+transforming+sequences.">Efficient gene transfer in C.elegans: extrachromosomal maintenance and integration of transforming sequences.</a> EMBO J. 10, 3959-3970 (1991).</li><li>Kelly, W. G., Xu, S., Montgomery, M. K., Fire, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+requirements+for+somatic+and+germline+expression+of+a+generally+expressed+Caenorhabditis+elegans+gene.">Distinct requirements for somatic and germline expression of a generally expressed Caenorhabditis elegans gene.</a> Genetics. 146, 227-238 (1997).</li><li>Cao, S., Gelwix, C. C., Caldwell, K. A., Caldwell, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Torsin-mediated+neuroprotection+from+cellular+stresses+to+dopaminergic+neurons+of+C.+elegans.">Torsin-mediated neuroprotection from cellular stresses to dopaminergic neurons of C. elegans.</a> J Neurosci. 25, 3801-3812 (2005).</li><li>Caldwell, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Integrated Genomics: A Discovery-Based Laboratory Course. , (2006).</li><li>Brenner, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+genetics+of+Caenorhabditis+elegans.">The genetics of Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 77, 71-94 (1974).</li></ol>

כשעושים הליך זה, חשוב לזכור: - להזריק ישירות למרכז אשך - לא להזריק יותר מדי נוזלים - עובדים מהר כדי למנוע dessication. אם אתה נתקל בבעיות עם מחט, כגון זה נשבר גדול מדי, עדיף מהדורה מחודשת מחט טריים, במקום לנסות להזריק עם מחט פחות אידיאלי. <p style=";text-align...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Agarose</td>
<td>Ultrapure</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>15510-027</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Halocarbon Oil, Voltalef</td>
<td>Hulle 10S</td>
<td>elfatochem, France</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Coverglass 18x18 mm</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>12-548-A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Coverglass 20x30 mm</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>12-548-5A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Coverglass 22x50 mm</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>12-545-E</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>100 ul Capillary</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR</td>
<td>53432-921</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glass Capillary for Needles</td>
<td>"Kwik-Fil"</td>
<td>World Precision Instruments</td>
<td>1B100F-4</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Needle Puller</td>
<td>Tool</td>
<td>Narishige</td>
<td>Model PP-830</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>microINJECTOR System</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Tritech Research</td>
<td>MINJ-1000</td>
<td>Scope, Stage, Manipulator</td>
</tr>
<tr>
<td>Dissecting, with Fluorescence</td>
<td>Microscope</td>
<td>Nikon</td>
<td>SMZ800</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dissecting</td>
<td>Microscope</td>
<td>Nikon</td>
<td>SMZ645</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

generation of stable transgenic c. elegans using microinjection

טראנסגנטי Caenorhabditis elegans ניתן ליצור בקלות דרך microinjection של פתרון ה-DNA פלסמיד לתוך בלוטת המין 1. ה-DNA פלסמיד מארגן מחדש כדי ליצור concatamers extrachromosomal כי הם ירשו ביציבות, למרות שלא כמו כרומוזומים בפועל 2 עם יעילות זהה. הגן של עניין הוא שיתוף מוזרק עם סמן פנוטיפי ברור, כגון רול-6 או ה-GFP, כדי לאפשר בחירה של בעלי חיים מהונדס תחת מיקרוסקופ לנתח. הגן אקסוגני יכול להיות מבוטא מן האמרגן שלו דובר ללימודי לוקליזציה הסלולר. לחלופין, transgene יכול להיות מונע על ידי האמרגן שונה ברקמות ספציפיות על מנת להעריך את התפקיד של המוצר גנים תא רקמה מסוימת. טכניקה זו יעילה כוננים ביטוי הגן בכל רקמות של C. elegans למעט העובר germline או בתחילת 3. יצירת חיות טרנסגניות הוא מנוצל באופן נרחב עבור מגוון של פרדיגמות הניסוי. וידאו זה מדגים את הליך microinjection לייצר תולעים מהונדס. יתר על כן, הבחירה ותחזוקה של יציבה מהונדס C. elegans קווי מתואר.

Watch this Scientific Journal Video about Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection at JoVE.com

Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection

וידאו זה מדגים את הטכניקה של microinjection לתוך בלוטת המין של C. elegans כדי ליצור חיות טרנסגניות.

הדור של Stable טראנסגנטי C. elegans שימוש Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1.  The plasmid DNA rearranges to ...

generation-of-stable-transgenic-c-elegans-using-microinjection

Research

JoVE Journal

Biology

52.7K Views.  University of Alabama. וידאו זה מדגים את הטכניקה של microinjection לתוך בלוטת המין של C. elegans כדי ליצור חיות טרנסגניות.

Video: Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection

Microinjection of A. aegypti Embryos to Obtain Transgenic Mosquitoes

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever.  The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever. The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

Microinjection עוברים א aegypti לקבל יתושים טראנסגנטי

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue ...

Generation of Transgenic C. elegans by Biolistic Transformation

The number of laboratories using the free living nematode C. elegans is rapidly growing. The popularity of this biological model is attributed to a rapid generation time and short life span, easy and inexpensive maintenance, fully sequenced genome, and array of RNAi resources and mutant animals. Additionally, analysis of the C. elegans genome revealed a great similarity between worms and higher vertebrates, which suggests that research in worms could be an important adjunct to studies performed in whole mice or cultured cells. A powerful and important part of worm research is the ability to use transgenic animals to study gene localization and function. Transgenic animals can be created either via microinjection of the worm germline or through the use of biolistic bombardment. Bombardment is a newer technique and is less familiar to a number of labs. Here we describe a simple protocol to generate transgenic worms by biolistic bombardment with gold particles using the Bio-Rad PDS-1000 system. Compared with DNA microinjection into hermaphrodite germline, this protocol has the advantage of not requiring special skills from the operator with regards to identifying worm anatomy or performing microinjection. Further multiple transgenic lines are usually obtained from a single bombardment. Also in contrast to microinjection, biolistic bombardment produces transgenic animals with both extrachromosomal arrays and integrated transgenes. The ability to obtain integrated transgenic lines can avoid the use of mutagenic protocols to integrate foreign DNA. In conclusion, biolistic bombardment can be an attractive method for the generation of transgenic animals, especially for investigators not interested in investing the time and effort needed to become skilled at microinjection.

Generation of Transgenic C. elegans by Biolistic Transformation

Transgenic worms are commonly used in C. elegans research. Described is a simple, yet effective, protocol to introduce transgenes into worms using biolistic bombardment with DNA-coated gold particles. The effort involved and results of bombardment compare favorably with microinjection for the generation of transgenic animals.

דור טראנסגנטי ג elegans על ידי שינוי Biolistic

The number of laboratories using the free living nematode C. elegans is rapidly growing. The popularity of this biological model is attributed to a rapid ...

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using fluorescent-labeled reporter proteins or differential interference contrast (DIC) microscopy, allows for the examination of the temporal progression of these dynamic events which is otherwise inferred from analysis of fixed samples1,2. Moreover, the study of the developmental regulations of cellular processes necessitates conducting time-lapse experiments on an intact organism during development. The Caenorhabiditis elegans embryo is light-transparent and has a rapid, invariant developmental program with a known cell lineage3, thus providing an ideal experiment model for studying questions in cell biology4,5and development6-9. C. elegans is amendable to genetic manipulation by forward genetics (based on random mutagenesis10,11) and reverse genetics to target specific genes (based on RNAi-mediated interference and targeted mutagenesis12-15). In addition, transgenic animals can be readily created to express fluorescently tagged proteins or reporters16,17. These traits combine to make it easy to identify the genetic pathways regulating fundamental cellular and developmental processes in vivo18-21. In this protocol we present methods for live imaging of C. elegans embryos using DIC optics or GFP fluorescence on a compound epifluorescent microscope. We demonstrate the ease with which readily available microscopes, typically used for fixed sample imaging, can also be applied for time-lapse analysis using open-source software to automate the imaging process.

Imaging C. elegans Embryos using an Epifluorescent Microscope and Open Source Software

The C. elegans embryo is a powerful system for studying cell biology and development. We present a protocol for live imaging of C. elegans embryos utilizing DIC optics or fluorescence using readily available epifluorescent microscopes and open-source software.

הדמיה ג elegans עוברים באמצעות מיקרוסקופ Epifluorescent ותוכנות קוד פתוח

Cellular processes, such as chromosome assembly, segregation and cytokinesis,are inherently dynamic. Time-lapse imaging of living cells, using ...

Activation of Apoptosis by Cytoplasmic Microinjection of Cytochrome c

Apoptosis, or programmed cell death, is a conserved and highly regulated pathway by which cells die1. Apoptosis can be triggered when cells encounter a wide range of cytotoxic stresses. These insults initiate signaling cascades that ultimately cause the release of cytochrome c from the mitochondrial intermembrane space to the cytoplasm2. The release of cytochrome c from mitochondria is a key event that triggers the rapid activation of caspases, the key cellular proteases which ultimately execute cell death3-4.
The pathway of apoptosis is regulated at points upstream and downstream of cytochrome c release from mitochondria5. In order to study the post-mitochondrial regulation of caspase activation, many investigators have turned to direct cytoplasmic microinjection of holocytochrome c (heme-attached) protein into cells6-9. Cytochrome c is normally localized to the mitochondria where attachment of a heme group is necessary to enable it to activate apoptosis10-11. Therefore, to directly activate caspases, it is necessary to inject the holocytochrome c protein instead of its cDNA, because while the expression of cytochrome c from cDNA constructs will result in mitochondrial targeting and heme attachment, it will be sequestered from cytosolic caspases. Thus, the direct cytosolic microinjection of purified heme-attached cytochrome c protein is a useful tool to mimic mitochondrial cytochrome c release and apoptosis without the use of toxic insults which cause cellular and mitochondrial damage.
In this article, we describe a method for the microinjection of cytochrome c protein into cells, using mouse embryonic fibroblasts (MEFs) and primary sympathetic neurons as examples. While this protocol focuses on the injection of cytochrome c for investigations of apoptosis, the techniques shown here can also be easily adapted for microinjection of other proteins of interest.

Activation of Apoptosis by Cytoplasmic Microinjection of Cytochrome c

In this protocol, we describe the direct cytoplasmic microinjection of cytochrome c protein into fibroblasts and primary sympathetic neurons. This technique allows for the introduction of cytochrome c protein into the cytoplasm of cells and mimics the release of cytochrome c from mitochondria, which occurs during apoptosis.

הפעלה של אפופטוזיס על ידי Microinjection cytoplasmic של ציטוכרום ג</em

Apoptosis, or programmed cell death, is a conserved and highly regulated pathway by which cells die1.  Apoptosis can be triggered when cells encounter a ...

Determining Genetic Expression Profiles in C. elegans Using Microarray and Real-time PCR

Synapses are composed of a presynaptic active zone in the signaling cell and a postsynaptic terminal in the target cell. In the case of chemical synapses, messages are carried by neurotransmitters released from presynaptic terminals and received by receptors on postsynaptic cells. Our previous research in Caenorhabditis elegans has shown that VSM-1 negatively regulates exocytosis. Additionally, analysis of synapses in vsm-1 mutants showed that animals lacking a fully functional VSM-1 have increased synaptic connectivity. Based on these preliminary findings, we hypothesized that C. elegans VSM-1 may play a crucial role in synaptogenesis. To test this hypothesis, double-labeled microarray analysis was performed, and gene expression profiles were determined. First, total RNA was isolated, reversely transcribed to cDNA, and hybridized to the DNA microarrays. Then, in-silico analysis of fluorescent probe hybridization revealed significant induction of many genes coding for members of the major sperm protein family (MSP) in mutants with enhanced synaptogenesis. MSPs are the major component of sperm in C. elegans and appear to signal nematode oocyte maturation and ovulation . In fruit flies, Chai and colleagues 1 demonstrated that MSP-like molecules regulate presynaptic bouton number and size at the neuromuscular junction. Moreover, analysis performed by Tsuda and coworkers 2 suggested that MSPs may act as ligands for Eph receptors and trigger receptor tyrosine kinase signaling cascades. Lastly, real time PCR analysis corroborated that the gene coding for MSP-32 is induced in vsm-1(ok1468) mutants. Taken together, research performed by our laboratory has shown that vsm-1 mutants have a significant increase in synaptic density, which could be mediated by MSP-32 signaling.

Determining Genetic Expression Profiles in C. elegans Using Microarray and Real-time PCR

Microarray analysis was conducted to determine genetic expression profiles in C. elegans, and real-time PCR was used to validate and quantify microarray data.

קביעת פרופילים ביטוי גנטיים ג elegans שימוש microarray בזמן אמת PCR

Synapses are composed of a presynaptic active zone in the signaling cell and a postsynaptic terminal in the target cell. In the case of chemical synapses, ...

C. elegans Chemotaxis Assay

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates. Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis behavior.
 The premise behind testing the response of the worms to an odorant is to place them in an area and observe the movement evoked in response to an odorant. Even with the many available assays, optimizing worm starting location relative to both the control and test areas, while minimizing the interaction of worms with each other, while maintaining a significant sample size remains a work in progress 1-10. The method described here aims to address these issues by modifying the assay developed by Bargmann et al.1. A Petri dish is divided into four quadrants, two opposite quadrants marked "Test" and two are designated "Control". Anesthetic is placed in all test and control sites. The worms are placed in the center of the plate with a circle marked around the origin to ensure that non-motile worms will be ignored. Utilizing a four-quadrant system rather than one 2 or two 1 eliminates bias in the movement of the worms, as they are equidistant from test and control samples, regardless of which side of the origin they began. This circumvents the problem of worms being forced to travel through a cluster of other worms to respond to an odorant, which can delay worms or force them to take a more circuitous route, yielding an incorrect interpretation of their intended path. This method also shows practical advantages by having a larger sample size and allowing the researcher to run the assay unattended and score the worms once the allotted time has expired.

C. elegans Chemotaxis Assay

A method of quantitatively evaluating the chemotactic response of Caenorhabditis elegans is described. A chemotactic index (CI) was employed as a way to precisely evaluate the response of worms to certain targets, and serve as a platform of comparison between strains and compounds of interest.

Assay Chemotaxis סי אלגנס

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates.  Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis ...

Antibody Staining in C. Elegans Using &quot;Freeze-Cracking&quot;

To stain C. elegans with antibodies, the relatively impermeable cuticle must be bypassed by chemical or mechanical methods. "Freeze-cracking" is one method used to physically pull the cuticle from nematodes by compressing nematodes between two adherent slides, freezing them, and pulling the slides apart. Freeze-cracking provides a simple and rapid way to gain access to the tissues without chemical treatment and can be used with a variety of fixatives. However, it leads to the loss of many of the specimens and the required compression mechanically distorts the sample. Practice is required to maximize recovery of samples with good morphology. Freeze-cracking can be optimized for specific fixation conditions, recovery of samples, or low non-specific staining, but not for all parameters at once. For antibodies that require very hard fixation conditions and tolerate the chemical treatments needed to chemically permeabilize the cuticle, treatment of intact nematodes in solution may be preferred. If the antibody requires a lighter fix or if the optimum fixation conditions are unknown, freeze-cracking provides a very useful way to rapidly assay the antibody and can yield specific subcellular and cellular localization information for the antigen of interest.

Antibody Staining in C. Elegans Using &quot;Freeze-Cracking&quot;

"Freeze-cracking," a method for exposing the inner tissues of the nematode C. elegans to antibodies for protein localization, is demonstrated.

נוגדן מכתים ב<em&gt; ג Elegans</em&gt; שימוש &quot;Freeze-פיצוח&quot;

To stain C.  elegans with antibodies, the relatively impermeable cuticle must be  bypassed by chemical or mechanical methods.  "Freeze-cracking" is one ...

Measuring the Effects of Bacteria on C. Elegans Behavior Using an Egg Retention Assay

C. elegans egg-laying behavior is affected by environmental cues such as osmolarity1 and vibration2. In the total absence of food C. elegans also cease egg-laying and retain fertilized eggs in their uterus3. However, the effect of different sources of food, especially pathogenic bacteria and particularly Enterococcus faecalis, on egg-laying
	behavior is not well characterized. The egg-in-worm (EIW) assay is a useful tool to quantify the effects of different types of bacteria, in this case E. faecalis, on egg- laying behavior.
	
	EIW assays involve counting the number of eggs retained in the uterus of C. elegans4. The EIW assay involves bleaching staged, gravid adult C. elegans to remove the cuticle and separate the retained eggs from the animal. Prior to bleaching, worms are exposed to bacteria (or any type of environmental cue) for a fixed period of time. After bleaching, one is very easily able to count the number of eggs retained inside the uterus of the worms. In this assay, a quantifiable increase in egg retention after E. faecalis exposure can be easily measured. The EIW assay is a behavioral assay that may be used to screen for potentially pathogenic bacteria or the presence of environmental toxins. In addition, the EIW assay may be a tool to screen for drugs that affect neurotransmitter signaling since egg-laying behavior is modulated by neurotransmitters such as serotonin and acetylcholine5-9.

Measuring the Effects of Bacteria on C. Elegans Behavior Using an Egg Retention Assay

An egg-in-worm (EIW) assay is a useful method to quantify egg-laying behavior. Alterations in egg laying can be a behavioral response of the model organism Caenorhabditis elegans to potentially harmful environmental substances such as those produced by pathogenic bacteria.

מדידת ההשפעות של חיידקים על<em&gt; ג Elegans</em&gt; התנהגות באמצעות Assay שימור ביצה

C. elegans egg-laying behavior is  affected by environmental cues such as osmolarity1 and  vibration2. In the total absence of food C. elegans also cease ...

Generation of Transgenic Hydra by Embryo Microinjection

As a member of the phylum Cnidaria, the sister group to all bilaterians, Hydra can shed light on fundamental biological processes shared among multicellular animals. Hydra is used as a model for the study of regeneration, pattern formation, and stem cells. However, research efforts have been hampered by lack of a reliable method for gene perturbations to study molecular function. The development of transgenic methods has revitalized the study of Hydra biology1. Transgenic Hydra allow for the tracking of live cells, sorting to yield pure cell populations for biochemical analysis, manipulation of gene function by knockdown and over-expression, and analysis of promoter function. Plasmid DNA injected into early stage embryos randomly integrates into the genome early in development. This results in hatchlings that express transgenes in patches of tissue in one or more of the three lineages (ectodermal epithelial, endodermal epithelial, or interstitial). The success rate of obtaining a hatchling with transgenic tissue is between 10% and 20%. Asexual propagation of the transgenic hatchling is used to establish a uniformly transgenic line in a particular lineage. Generating transgenic Hydra is surprisingly simple and robust, and here we describe a protocol that can be easily implemented at low cost.

Generation of Transgenic Hydra by Embryo Microinjection

Stably transgenic Hydra are made by microinjection of plasmid DNA into embryos followed by random genomic integration and asexual propagation to establish a uniform line. Transgenic Hydra are used to track cell movements, overexpress genes, study promoter function, or knock down gene expression using RNAi.

דור של הטרנסגניים<em&gt; הידרה</em&gt; על ידי Microinjection העובר

As a member of the phylum Cnidaria, the sister group to all bilaterians, Hydra can shed light on fundamental biological processes shared among ...

Investigating the Spreading and Toxicity of Prion-like Proteins Using the Metazoan Model Organism C. elegans

Prions are unconventional self-propagating proteinaceous particles, devoid of any coding nucleic acid. These proteinaceous seeds serve as templates for the conversion and replication of their benign cellular isoform. Accumulating evidence suggests that many protein aggregates can act as self-propagating templates and corrupt the folding of cognate proteins. Although aggregates can be functional under certain circumstances, this process often leads to the disruption of the cellular protein homeostasis (proteostasis), eventually leading to devastating diseases such as Alzheimer&#8217;s disease (AD), Parkinson&#8217;s disease (PD), Amyotrophic lateral sclerosis (ALS), or transmissible spongiform encephalopathies (TSEs). The exact mechanisms of prion propagation and cell-to-cell spreading of protein aggregates are still subjects of intense investigation. To further this knowledge, recently a new metazoan model in Caenorhabditis elegans, for expression of the prion domain of the cytosolic yeast prion protein Sup35 has been established. This prion model offers several advantages, as it allows direct monitoring of the fluorescently tagged prion domain in living animals and ease of genetic approaches. Described here are methods to study prion-like behavior of protein aggregates and to identify modifiers of prion-induced toxicity using C. elegans.

Investigating the Spreading and Toxicity of Prion-like Proteins Using the Metazoan Model Organism C. elegans

Prion-like propagation of protein aggregates has recently emerged as being implicated in many neurodegenerative diseases. The goal of this protocol is to describe, how to use the nematode C. elegans as a model system to monitor protein spreading and to investigate prion-like phenomena.

חוקר את החלבונים כמו פריון-הפצת ורעילות של שימוש במטזואניים דגם אורגניזם<em&gt; C. elegans</em

Prions are unconventional self-propagating proteinaceous particles, devoid of any coding nucleic acid. These proteinaceous seeds serve as templates for ...