K.E.H. was supported by the Training Grant in Molecular Biology NIH-T32-GM08730. This work was supported by NIH, NIDDK Grant 5K01DK095932 and AHA Award 12BGIA11930014 to T.R.

1. איסוף ביצים מפני זבובים עם גנוטיפים של ריבית הערה: צלבים אידיאליים המורכבים של 150 זבובי בתולה ולפחות 75 גברים. אוספי צילומים צריכים להיות מורכבים של 200 זבובים לפחות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן צלחות ענבים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף אגר 37.5 גרם ל -1.5 מים מזוקקים L בבקבוק 4 L. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מים / אגר חיטוי לערבב למשך 50 דקות ב 121 מעלות צלזיוס (250 פרנהייט). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעוד מים / לערבב אגר הוא מעוקר, להוסיף סוכרוז 50 גרם מיץ ענבים 500 מ&quot;ל ומערבבים עם בר ומערבבים בצלחת ומערבבים מחומם עד להמסה סוכרוז. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכבים את האש וממשיכים לבחוש כדי לקרר את התערובת מיץ ענבים / סוכרוז אל מתחת ל -70 מעלות צלזיוס. בדוק את הטמפרטורה הפנימית עם מדחום אלכוהול. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף 3 גרם תסיסנית סוכן אנטי פטרייתי (למשל, Tegosept) לחמם מיץ ענבים / תערובת סוכרוז ומערבבים לפזר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר מים / תערובת אגרה הוא מתוך החיטוי, לאפשר את הבקבוק כדי לקרר למגע ידי מתערבל מדי פעם. </li><li&gt; שלב מים / תערובת אגר מיץ ענבים / תערובת סוכרוז ומערבבים עד גם מעורב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש פיפטה סרולוגיות להוסיף 8 - 10 מ&quot;ל של תערובת הענבים את המכסה של צלחת פטרי קטנה (35 x 10 מ&quot;מ בסגנון). אפשר התערובת להכתיר גבוהה יותר מאשר גובה הקירות המכסים כדי ליצור צורה קמורה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר צלחות ענבים להתקרר במשך 2 שעות בטמפרטורת החדר ולאחר מכן לאחסן בכלי אטום על 4 מעלות צלזיוס. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן להדביק שמרים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 6 מ&quot;ל פתרון חיץ פוספט (PBS) ל -4 שמרים יבשים פעילים חי g בתוך שפופרת 50 מ&quot;ל חרוטי ומערבבים במרית עד שהתערובת חלקה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמרים חנות ולהדביק ב 4 ºC. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף מנה קטנה (כ 1/8 כפית) של רסק שמרים לאמצע צלחת ענבים. להחליק כל קצוות גסים עם מרית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים צלחות ענבים באינקובטור עד שהם הגיעו לטמפרטורת הסביבה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עבר זבובי עניין לתוך צלחת ענבי תא מורכב ביצה ומניח wלהדביק שמרים ה- i מול פנימה על גבי. צלחת ענבי סרט לתא אוסף ביצה כדי להימנע מהמצב שבו הצליח לנשור. הקפד לכתוב מידע גנוטיפ ותאריך חשוב על החלק התחתון של צלחת ענבים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעמיד על הקצה את תא אוסף ביצה לאפשר הזבובים להטיל ביצים על צלחת ענבים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים קופסה או לכסות על תאי אוסף ביצה ומניחים אותם באינקובטור ב 25 ºC. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר זבובים להטיל ביצים עבור 4 - 6 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בסופו של אוסף ידי לקיחת צלחת ענבים מתוך החדר אוסף ביצה והעברת הזבובים בחזרה לתוך בקבוק מזונם. השתמש מרית לנגב את רסק שמרים עודף מהצלחת הענבים. צלחת ענבי חנות בצלחת פטרי גדולה בתוך חממת humidified ב 25 ºC עבור ~ 24 שעות. </li></ol> העברת 2. זחלי מזון הניסיון <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להכין אוכל ניסיוני. הערה: מתכון אוכל זה מבוסס על מתכון מרכז מניות Bloomington 18. שינויים חשוביםכוללים העלאת כמות השמרים כדי לייעל את הערך התזונתי של המזון לפי הערכת עיתוי של נדודי במה (בין 112 - 120 שעות לאחר איסוף הביצים ב 25 ºC). בעוד שמצאנו המתכון הזה אידיאלי עבור הבריאות וההתפתחות של זחלי הניסוי שלנו, כל מתכון אוכל כיול נתון מקובל עם בקרות חיוביות ושליליות, דוגמאות של ורשומי צעד 3.10. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מדוד 1,600 מ&quot;ל מים מזוקקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים 134 גרם קמח תירס, 10.6 גרם תסיסנית אגר Type II, ואת חלק מהמים (~ 500 מ&quot;ל) בכוס L 1. ערבבו 2 דקות עם מערבל יד ממונע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים 70 גרם שמרים יבשים פעילים חי, 18.4 גרם קמח סויה, 84.8 גרם תמצית מאלט, וחלק מהמים (~ 500 מ&quot;ל) ב 1 אחר כוס L. ערבבו 2 דקות עם מערבל יד ממונע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבולת כל כוס ויוצקים לתוך בקבוק 4 L. השתמש שאריות מים כדי לשטוף את הכוסות ולהוסיף לתוך הבקבוק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מדוד סירופ תירס בהיר 140 מ&quot;ל ולהוסיף את הבקבוק, ומערבבים על ידי מתערבל. &lt;/ Li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> חיטוי במשך 50 דקות ב 121 מעלות צלזיוס (250 פרנהייט) בסביבה הנוזלית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר מעוקר, לשפוך מזון לתוך מבחנה 4 L להתקרר. עזרה בתהליך הקירור על ידי מיזוג עם מיקסר יד ממונע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר הבקבוק מתקרר מספיק לגעת, להוסיף 8.8 מ&quot;ל חומצה propionic ו -16.8 מ&quot;ל תסיסנית אנטי פטרייתי פתרון סוכן / אתנול. לערבב היטב. (בצע פתרון סוכן אנטי פטרייתי תסיסנית על ידי הוספת 380 גרם תסיסנית אנטי פטרייתי סוכן עד 1 L 200 אתנול הוכחה ערבוב על צלחת חמה עד שהיא נמסה, מוודא הפתרון אינו עולה על 70 מעלות צלזיוס.) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יוצקים מזון לתוך צלוחיות עד שהאוכל הוא כ 1 ס&quot;מ עמוק להתקרר ב RT במשך 2 - 3 שעות. חבר צלוחיות בחנות באינקובטור ב 25 ºC. השתמשו בהם במשך השבוע. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לצלול מרית מספר פעמים לתוך השכבה העליונה של בקבוקון מזון להבקיע אותו. זה יעזור הזחלים להתחפר ולהאכיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> 22 - 24 שעות לאחר איסוף ביצים ישהסתיים, להשתמש במכחול קטן כדי לאסוף 50 instar הראשונים (L1) זחלים באותו הגודל למידע. מניח זחלים במזון הניסיוני. נקה את המכחול על מעבדה לנגב ולהבטיח שאין זחלים הנותרים על המכחול לפני שאתה ממשיך גנוטיפ אחר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים בקבוקון של הזחלים באינקובטור ב 25 ºC ולאפשר לפתח. </li></ol> 3. לקבוע רמות שומן זחלים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכינו פתרונות. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן 1 L 10x מניית PBS. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להוסיף 80 גרם NaCl, 2 גרם KCl, 14.4 גרם Na 2 HPO 4, ו -2.4 גרם KH 2 PO 4 כדי 800 מ&quot;ל מים בכוס L 2 המכיל בר ומערבבים. מערבבים ללא חום עד שכל המלחים משולבים. תביא pH ל -7.4. הגבר את עוצמת 1 ליטר עם מים. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כן 2 L 1x PBS. הוספת 200 מ&quot;ל פתרון 10x PBS המניות 1,800 מ&quot;ל מים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשתמש במלאי זה של 1x PBS לעשות 20% w / v סוכרוז. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את הבקבוקון של זחלים מןחממה אחת יש 20 - 40 זחלים פסעו במעלה הצדדים של הבקבוקון (בדרך כלל ביום החמישי לאחר אוספי ביצה). רשמו את התאריך והשעה של assay, כמו גם את מספר נודד הזחלים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן פתרון ניסיוני על ידי הוספת 11.5 מ&quot;ל PBS ו -9 מ&quot;ל סוכרוז 20% צינור חרוטי 50 מ&quot;ל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 20% סוכרוז הבקבוקון עד 0.5 - 1 ס&quot;מ מהחלק העליון של המכל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשתמש במרית לעורר את השכבה העליונה בעדינות מזון הזחלים בחינם שעדיין מתחפרים האוכל. כל הזחלים יעלו אל פני השטח של הפתרון סוכרוז. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים להעביר את הזחלים בעדינים לתוך ריכוז סוכרוז הראשוני משלבים 3.3. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להשתמש במרית לעורר הזחלים בעדינות בפתרון זה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כיסוי או צינור חרוטי להעמיד על הקצה כמה פעמים כדי לערבב הפתרון ביסודיות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Uncap צינור החרוטים ו מערבולת ליצור מערבולת עדינה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אפשר הזחלים להתיישב, או צף העליון של פתרון או סיnking לתחתית. חכה 2 - 5 דקות עבור הזחלים להתיישב. הערה: אם יש עדיין זחלים שאינם בהחלט גם צפו או שוקע, להרים קו להשתמש כנקודת חיתוך לתייג את הזחלים כמילת מצוף או משקולת. החל אותה אמת מידה זו לכל גנוטיפים. אנו משתמשים הזווית בתחתית צינור החרוטים כמו זחלים שלנו 17 מוטצית גבול. ADP או Sir2 ניתן להשתמש כביקורת חיובית lsd2 19 מוטציות עשויות לשמש כביקורת שלילית לכיול של assay. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את מספר הזחלים צף ואת ריכוז מסוים נבדק. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוסף 1 מ&quot;ל סוכרוז 20% לפתרון ניסיוני להגדיל צפיפות שלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על שלבים 3.7 כדי 3.10. רשום את מספר זחלים צפו והריכוז החדש הזה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המשך הצעדים 3.12 ו 3.13 עד לפחות 95% של הזחלים הם צפים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש במלקחיים כדי לאסוף את כל הזחלים לתוך צלחת לנתיחה מלאה PBS. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> obsזחלי erve תחת מיקרוסקופ הערה אם יש זחלים קטנים,-גלמים מראש, גלמים, או הבדלים אחרים בין גנוטיפים. הערה: באופן אידיאלי, כל הזחלים אמורים להופיע הומוגנית ובאותו השלב ההתפתחותי. ראינו רק מדידות שומן עקביות בתנאים אלה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> רשום את מספר הזחלים הכולל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים, להעביר 10 זחלים למעבדה לנגב להתייבש. לייבל צינור microcentrifuge ומניח 10 זחלים בצינור. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פלאש להקפיא את הזחלים בחנקן נוזלי. אחסן את הצינור ב -20 ºC. </li></ol>

<ol>
	<li>Bier, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila,+the+golden+bug,+emerges+as+a+tool+for+human+genetics.">Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics.</a> Nat Rev Genet. 6, 9-23 (2005).</li><li>Liu, Z., Huang, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lipid+metabolism+in+Drosophila+development+and+disease+Using+Drosophila+System+to+Study+Lipid+Metabolism+Lipids+Function+in+Drosophila+Early+Development.">Lipid metabolism in Drosophila development and disease Using Drosophila System to Study Lipid Metabolism Lipids Function in Drosophila Early Development.</a> Acta Biochim Biophys Sin. 45 (1), 44-50 (2013).</li><li>Ruden, D. M., Lu, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolutionary+conservation+of+metabolism+explains+howDrosophila+nutrigenomics+can+help+us+understand+human+nutrigenomics.">Evolutionary conservation of metabolism explains howDrosophila nutrigenomics can help us understand human nutrigenomics.</a> Genes Nutr. 1 (2), 75-84 (2006).</li><li>Wolf, M. J., Rockman, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila,+genetic+screens,+and+cardiac+function.">Drosophila, genetic screens, and cardiac function.</a> Circ. Res. 109, 794-806 (2011).</li><li>Trinh, I., Boulianne, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+obesity+and+its+associated+disorders+in+Drosophila.">Modeling obesity and its associated disorders in Drosophila.</a> Physiology (Bethesda). 28 (2), 117-124 (2013).</li><li>Azeez, O. I., Meintjes, R., Chamunorwa, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fat+body,+fat+pad+and+adipose+tissues+in+invertebrates+and+vertebrates:+the+nexus.">Fat body, fat pad and adipose tissues in invertebrates and vertebrates: the nexus.</a> Lipids Health Dis. 13, 71 (2014).</li><li>Dourlen, P., Sujkowski, A., Wessells, R., Mollereau, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fatty+acid+transport+proteins+in+disease:+New+insights+from+invertebrate+models.">Fatty acid transport proteins in disease: New insights from invertebrate models.</a> Prog. Lipid Res. 60, 30-40 (2015).</li><li>Hildebrandt, A., Bickmeyer, I., K&#252;hnlein, R. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+Drosophila+body+fat+quantification+by+a+coupled+colorimetric+assay.">Reliable Drosophila body fat quantification by a coupled colorimetric assay.</a> PLoS One. 6 (9), e23796 (2011).</li><li>Tennessen, J. M., Barry, W. E., Cox, J., Thummel, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+studying+metabolism+in+Drosophila.">Methods for studying metabolism in Drosophila.</a> Methods. 68, 105-115 (2014).</li><li>Al-Anzi, B., Zinn, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Colorimetric+measurement+of+triglycerides+cannot+provide+an+accurate+measure+of+stored+fat+content+in+Drosophila.">Colorimetric measurement of triglycerides cannot provide an accurate measure of stored fat content in Drosophila.</a> PLoS One. 5 (8), e12353 (2010).</li><li>Thanh, N. T. K., Stevenson, G., Obatoml, D., Bach, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+Lipids+in+Animal+Tissues+by+High-Performance+Thin-Layer+Chromatography+with+Densitometry.">Determination of Lipids in Animal Tissues by High-Performance Thin-Layer Chromatography with Densitometry.</a> J. Planar Chromatogr. 13, 375-381 (2000).</li><li>Borrull, A., Lopez-Martinez, G., Poblet, M., Cordero-Otero, R., Rozes, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+for+the+separation+and+quantification+of+neutral+lipid+species+using+GC-MS.">A simple method for the separation and quantification of neutral lipid species using GC-MS.</a> Eur. J. Lipid Sci. Technol. 117, 274-280 (2015).</li><li>Shui, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toward+one+step+analysis+of+cellular+lipidomes+using+liquid+chromatography+coupled+with+mass+spectrometry:+application+to+Saccharomyces+cerevisiae+and+Schizosaccharomyces+pombe+lipidomics.">Toward one step analysis of cellular lipidomes using liquid chromatography coupled with mass spectrometry: application to Saccharomyces cerevisiae and Schizosaccharomyces pombe lipidomics.</a> Mol. Biosyst. 6, 1008-1017 (2010).</li><li>Farvid, M. S., Ng, T. W. K., Chan, D. C., Barrett, P. H. R., Watts, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Association+of+adiponectin+and+resistin+with+adipose+tissue+compartments,+insulin+resistance+and+dyslipidaemia.">Association of adiponectin and resistin with adipose tissue compartments, insulin resistance and dyslipidaemia.</a> Diabetes. Obes. Metab. 7 (4), 406-413 (2005).</li><li>Urbanchek, M. G., Picken, E. B., Kalliainen, L. K., Kuzon, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Specific+force+deficit+in+skeletal+muscles+of+old+rats+is+partially+explained+by+the+existence+of+denervated+muscle+fibers.">Specific force deficit in skeletal muscles of old rats is partially explained by the existence of denervated muscle fibers.</a> J. Gerontol. A. Biol. Sci. Med. Sci. 56A (5), B191-B197 (2001).</li><li>Mosher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordination+between+Drosophila+Arc1+and+a+specific+population+of+brain+neurons+regulates+organismal+fat.">Coordination between Drosophila Arc1 and a specific population of brain neurons regulates organismal fat.</a> Dev. Biol. 405 (2), 280-290 (2015).</li><li>Reis, T., van Gilst, M. R., Hariharan, I. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+buoyancy-based+screen+of+drosophila+larvae+for+fat-+storage+mutants+reveals+a+role+for+Sir2+in+coupling+fat+Storage+to+Nutrient+Availability.">A buoyancy-based screen of drosophila larvae for fat- storage mutants reveals a role for Sir2 in coupling fat Storage to Nutrient Availability.</a> PLoS Genet. 6 (11), e1001206 (2010).</li><li>Teixeira, L., Rabouille, C., R&#248;rth, P., Ephrussi, A., Vanzo, N. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Perilipin/ADRP+homologue+Lsd2+regulates+lipid+metabolism.">Drosophila Perilipin/ADRP homologue Lsd2 regulates lipid metabolism.</a> Mech. Dev. 120 (9), 1071-1081 (2003).</li><li>Perez, C. L., Van Gilst, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+13C+Isotope+Labeling+Strategy+Reveals+the+Influence+of+Insulin+Signaling+on+Lipogenesis+in+C.+elegans.">A 13C Isotope Labeling Strategy Reveals the Influence of Insulin Signaling on Lipogenesis in C. elegans.</a> Cell Metab. 8, 266-274 (2008).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

ישנם מספר רב של טכניקות אשר פותחו כדי למדוד את רמות השומנים 8 - 10. עם זאת, כל אחת משיטות אלה מגיעה עם כמה חסרונות עיקריים שמטופלות על ידי assay מבוססי הציפה שתוארו לעיל. ראשית, assay זה הוא מהיר מאוד. בדיקת מפל ריכוזים מלא לוקחת לא יותר מ 30 - 60 דקות. זהו שיפור ע?...

תסיסנית שימש במשך יותר ממאה שנה בחקר הגנטיקה שאלות ביולוגיות בסיסיות אחרות. בעשורים האחרונים, זה הפך להיות ברור כי תסיסנית הוא כלי רב עוצמה בחקר מחלות אנושיות רבות. כמו 70 - 80% של גנים הקשורים למחלות בבני אדם יש ortholog זבוב מזוהה 1 - 4, תסיסנית מספקת מערכת לתרגום פשוט עדיין שבה כדי לחקור מחלות מורכבות. מטבוליזם בפרט הרוויח ממחקר כזה. לא רק הגנטיקה של מטבוליזם נשמרת היטב בין זבובים ובני אדם, אך האורגנים הרלבנטיים סוגי תאים הם גם מאוד דומים 2,5. לדוגמא, את השומן בגוף של חנויות הזבוב הוא triacylglycerides (TAG) וגליקוגן, פונקציות דומות לאלה שבוצעו בכבד יונקי שומן לבן רקמות 6. שימוש תסיסנית כמודל שמנת אדם בהרבה השתפר הבנתנו השומניםחילוף החומרים ואת הגנטיקה של ההשמנה 7. בשלב הזחל של פיתוח שימושי במיוחד ללימוד הפרדה של חומרים מזינים אחסון או ניצול כפי שהוא מוקדש אכילה לבין האחסון של אנרגיה כדי לשמש במהלך pupariation. נכון לעכשיו, יש הרבה שיטות כמותיות שונות של קביעת רמות אחסון שומן תסיסנית. השיטה הנפוצה ביותר היא assay colorimetric המצמיד (CCA) 8,9. CCA פותח לקביעת רמות TAG בסרום אדם ופועל על ההנחה כי גליצרול ששוחרר עמוד השדרה של טריגליצרידים יעברו כמה תגובות, בסופו של דבר וכתוצאה מכך תגובת חיזור מצמידי יצירת מוצר בצבע. ספיגה של אורכי גל מסוימים של אור נמדדה אז כדי לקבוע את הסכום הראשוני של הווה גליצרול. עם זאת, גליצרול יכול להיות משוחרר גם ובי-diacylglycerides בנוסף TAG ולכן לא יכול להיות מדד מדויק של יםtored השומן בגוף 9. יתר על כן, פיגמנט עין של זבובים בוגרים כתושים יכול להפריע כמה קריאות ספיגות ומסבכי תוצאות 9,10. לכן, CCA חייב להיות מלווה ומאומתים על ידי כרומטוגרפיה בשכבה דקה (TLC), המאפשר הפרדה של רוב המשפחות השומנים שניתן ונרשמת על ידי צפיפות 10,11. עם זאת, כמה שיעורי שומנים כמו סטרולים לא ניתן לנתח וצריכים לכמת בצורה שונה 12. ספקטרומטריית מסה (MS) היא דרך מדויקת לכמת את כל סוגי ליפידים סלולריים גדולים 12,13. עם זאת, הליכי שומני החילוץ צורכים לנתח ידי MS הם גם זמן רב (רוב הלקיחה כמעט יום שלם) ויקר. כאן אנו מציגים שיטה חלופית במהירות ובזול לקבוע רמות שומן האורגניזם ב זחלי L3 של תסיסנית. השיטה המוצגת להלן מנצלת את ההבדל בצפיפות בין רקמת שומן ורקמה רזה. fa יונקיםיש t רקמות בצפיפות של כ 0.9 גר &#39;/ מ&quot;ל 14 תוך שרירי השלד כמו צפיפות של 1.06 גרם / מ&quot;ל 15. הבדל זה הוא שבעלי חיים עם חנויות גבוהות יותר של שומן יהיו צפיפות נמוכה יותר מחיות עם חנויות נמוכות יותר של שומן, אשר תאפשרנה להם לצוף טוב יותר בתמיסה של צפיפות קבועה. מאפיין זה מאפשר הקרנה מהירה מאוד של מספר רב של בעלי חיים בעת היותו גם זול ולא פולשנית. ניתוח מבוסס חוק ארכימדס נעשה שימוש הוא כדי לאשר את פנוטיפים של שינוי רגולטורים ידועים של רמות שומן, כמו גם לזהות רגולטורים גנטיים הנוירולוגי חדשים של השמנה 16,17.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="670">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Bacto Agar</td>
			<td style="width:168px;">VWR</td>
			<td style="width:119px;">214030</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Welch&#39;s Original 100% Grape Juice</td>
			<td style="width:168px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sucrose</td>
			<td style="width:168px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">S512</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tegosept</td>
			<td style="width:168px;">Genesee Scientific</td>
			<td style="width:119px;">20-259</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ethanol</td>
			<td style="width:168px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>200 proof</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Baker&#39;s yeast</td>
			<td style="width:168px;">Fleichmann&#39;s</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Yellow Corn Meal</td>
			<td style="width:168px;">Quaker</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Enriched degerminated</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Drosophila Agar Type II</td>
			<td style="width:168px;">Apex</td>
			<td style="width:119px;">66-104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Soy Flour</td>
			<td style="width:168px;">ADM Specialty Ingredients</td>
			<td style="width:119px;">062-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Malt Extract</td>
			<td style="width:168px;">Breiss</td>
			<td style="width:119px;">5748</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Light Corn Syrup</td>
			<td style="width:168px;">Karo</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Propionic Acid</td>
			<td>VWR</td>
			<td>U330-09</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sodium chloride</td>
			<td style="width:168px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">50147491</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Potassium phosphate monobasic</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P5655-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Sodium phosphate anhydrous</td>
			<td style="width:168px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">S3933</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Potassium chloride</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>P330-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">35 x 10mm petri plate</td>
			<td style="width:168px;">Fisher</td>
			<td>08-757-100A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">50mL Conical</td>
			<td style="width:168px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">50-869-569</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a buoyancy-based method of determining fat levels in drosophila

Drosophila melanogaster is a key experimental system in the study of fat regulation. Numerous techniques currently exist to measure levels of stored fat in Drosophila, but most are expensive and/or laborious and have clear limitations. Here, we present a method to quickly and cheaply determine organismal fat levels in L3 Drosophila larvae. The technique relies on the differences in density between fat and lean tissues and allows for rapid detection of fat and lean phenotypes. We have verified the accuracy of this method by comparison to body fat percentage as determined by neutral lipid extraction and gas chromatography coupled with mass spectrometry (GCMS). We furthermore outline detailed protocols for the collection and synchronization of larvae as well as relevant experimental recipes. The technique presented below overcomes the major shortcomings in the most widely used lipid quantitation methods and provides a powerful way to quickly and sensitively screen L3 larvae for fat regulation phenotypes while maintaining the integrity of the larvae. This assay has wide applications for the study of metabolism and fat regulation using Drosophila.

איור 1 מייצג דוגמא כיצד assay מבוסס הציפה יכול לזהות הן ממאגרי השומן גבוהים ונמוכים זחלי מניפולציות גנטיות. איור 1A מראה כי עירור או השתקה של קבוצת משנה מסוימת של נוירונים (E347) במוח זחל הגורם נמוך וגבוה שומן חנויות בהתאמה. שליטת הרקע הג...

Watch this Scientific Journal Video about A Buoyancy-based Method of Determining Fat Levels in Drosophila at JoVE.com

A Buoyancy-based Method of Determining Fat Levels in Drosophila

כאן אנו מציגים שיטה למדידת רמות שומן האורגניזם ב instar השלישי (L3) בשלב הזחל של תסיסנית. שיטה זו מנצלת את הצפיפות נמוכה יחסית של רקמת שומן להבדיל בין זחלים עם ממאגרי שומן שונים. ניתוח מבוסס ציפה הוא כלי רב ערך עבור לסינון מהיר, לשחזור, וחסכוני.

שיטה מבוססת חוק ארכימדס של קביעת רמות שומן<em&gt; תסיסנית</em

Drosophila melanogaster is a key experimental system in the study of fat regulation. Numerous techniques currently exist to measure levels of stored fat ...

a-buoyancy-based-method-of-determining-fat-levels-in-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

A Buoyancy-based Method of Determining Fat Levels in Drosophila

8.5K Views.  University of Colorado Anschutz Medical Campus.  כאן אנו מציגים שיטה למדידת רמות שומן האורגניזם ב instar השלישי (L3) בשלב הזחל של תסיסנית. שיטה זו מנצלת את הצפיפות נמוכה יחסית של רקמת שומן להבדיל בין זחלים עם ממאגרי שומן שונים. ניתוח מבוסס ציפה הוא כלי רב ערך עבור לסינון מהיר, לשחזור, וחסכו...

Video: A Buoyancy-based Method of Determining Fat Levels in Drosophila

Studying Aggression in Drosophila (fruit flies)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources. This complex social behavior is influenced by genetic, hormonal and environmental factors. In many organisms, aggression is critical to survival but controlling and suppressing aggression in distinct contexts also has become increasingly important. In recent years, invertebrates have become increasingly useful as model systems for investigating the genetic and systems biological basis of complex social behavior. This is in part due to the diverse repertoire of behaviors exhibited by these organisms. In the accompanying video, we outline a method for analyzing aggression in Drosophila whose design encompasses important eco-ethological constraints. Details include steps for: making a fighting chamber; isolating and painting flies; adding flies to the fight chamber; and video taping fights. This approach is currently being used to identify candidate genes important in aggression and in elaborating the neuronal circuitry that underlies the output of aggression and other social behaviors.

Studying Aggression in Drosophila fruit flies

לימוד תוקפנות תסיסנית (זבובי פירות)

Aggression is an innate behavior that evolved in the framework of defending or obtaining resources.  This complex social behavior is influenced by ...

Pyrosequencing: A Simple Method for Accurate Genotyping

Pharmacogenetic research benefits first-hand from the abundance of information provided by the completion of the Human Genome Project. With such a tremendous amount of data available comes an explosion of genotyping methods. Pyrosequencing(R) is one of the most thorough yet simple methods to date used to analyze polymorphisms. It also has the ability to identify tri-allelic, indels, short-repeat polymorphisms, along with determining allele percentages for methylation or pooled sample assessment. In addition, there is a standardized control sequence that provides internal quality control. This method has led to rapid and efficient single-nucleotide polymorphism evaluation including many clinically relevant polymorphisms. The technique and methodology of Pyrosequencing is explained.


Pyrosequencing(R) is one of the most thorough yet simple methods to date used to analyze polymorphisms. This method has led to rapid and efficient single-nucleotide polymorphism evaluation including many clinically relevant polymorphisms. The technique and methodology of Pyrosequencing is explained.

Pyrosequencing: שיטה פשוטה genotyping מדויק

Pharmacogenetic research benefits first-hand from the abundance of information provided by the completion of the Human Genome Project. With such a ...

Visually Mediated Odor Tracking During Flight in Drosophila

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual stabilization of upwind tracking directly aids in odor tracking. But do olfactory signals directly influence visual tracking behavior independently from wind cues? Additionally, recent advances in olfactory molecular genetics and neurophysiology have motivated novel quantitative behavioral analyses to assess the behavioral influence of (e.g.) genetically inactivating specific olfactory activation circuits. We modified a magnetic tether system originally devised for vision experiments by equipping the arena with narrow laminar flow odor plumes. Here we focus on experiments that can be performed after a fly is tethered and is able to navigate in the magnetic arena. We show how to acquire video images optimized for measuring body angle, how to judge stable odor tracking, and we illustrate two experiments to examine the influence of visual cues on odor tracking.

Here we describe how to optimize the acquired video image for an olfactory magnetic-tether (OMT) apparatus. We also describe two sample experimental protocols for studying visuo-olfactory fusion.

ראייה ריח מעקב מתווכת במהלך טיסה ב תסיסנית

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual ...

Neurocircuit Assays for Seizures in Epilepsy Mutants of Drosophila

Drosophila melanogaster is a useful tool for studying seizure like activity. A variety of mutants in which seizures can be induced through either physical shock or electrical stimulation is available for study of various aspects of seizure activity and behavior. All flies, including wild-type, will undergo seizure-like activity if stimulated at a high enough voltage. Seizure like activity is an all-or-nothing response and each genotype has a specific seizure threshold. The seizure threshold of a specific genotype of fly can be altered either by treatment with a drug or by genetic suppression or enhancement. The threshold is easily measured by electrophysiology. Seizure-like activity can be induced via high frequency electrical stimulation delivered directly to the brain and recorded through the dorsal longitudinal muscles (DLMs) in the thorax. The DLMs are innervated by part of the giant fiber system. Starting with low voltage, high frequency stimulation, and subsequently raising the voltage in small increments, the seizure threshold for a single fly can be measured.

Neurocircuit Assays for Seizures in Epilepsy Mutants of Drosophila

Using high frequency electrical stimulation, seizure-like activity can be induced in Drosophila. This activity is easily recorded from the giant fiber system.

Neurocircuit מבחני עבור התקפים של אפילפסיה של מוטאנטים תסיסנית</em

Drosophila melanogaster is a useful tool for studying seizure like activity. A variety of mutants in which seizures can be induced through either physical ...

In-vivo Centrifugation of Drosophila Embryos

A major strategy for purifying and isolating different types of intracellular organelles is to separate them from each other based on differences in buoyant density. However, when cells are disrupted prior to centrifugation, proteins and organelles in this non-native environment often inappropriately stick to each other. Here we describe a method to separate organelles by density in intact, living Drosophila embryos. Early embryos before cellularization are harvested from population cages, and their outer egg shells are removed by treatment with 50% bleach. Embryos are then transferred to a small agar plate and inserted, posterior end first, into small vertical holes in the agar. The plates containing embedded embryos are centrifuged for 30 min at 3000g. The agar supports the embryos and keeps them in a defined orientation. Afterwards, the embryos are dug out of the agar with a blunt needle. Centrifugation separates major organelles into distinct layers, a stratification easily visible by bright-field microscopy. A number of fluorescent markers are available to confirm successful stratification in living embryos. Proteins associated with certain organelles will be enriched in a particular layer, demonstrating colocalization. Individual layers can be recovered for biochemical analysis or transplantation into donor eggs. This technique is applicable for organelle separation in other large cells, including the eggs and oocytes of diverse species.

In-vivo Centrifugation of Drosophila Embryos

We describe a method to separate organelles by density in living Drosophila embryos. Embryos are embedded in agar and centrifuged. This technique yields reproducible separation of major organelles along the anterior-posterior embryo axis. This method facilitates colocalization experiments and yields organelle fractions for biochemical analysis and transplantation experiments.

In-vivo צנטריפוגה של עוברים תסיסנית

A major strategy for purifying and isolating different types of intracellular organelles is to separate them from each other based on differences in ...

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

The nematode C. elegans has emerged as an important model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as it relates to human obesity and its associated pathologies. Several previous methodologies developed for the visualization of C. elegans triglyceride-rich fat stores have proven to be erroneous, highlighting cellular compartments other than lipid droplets. Other methods require specialized equipment, are time-consuming, or yield inconsistent results. We introduce a rapid, reproducible, fixative-based Nile red staining method for the accurate and rapid detection of neutral lipid droplets in C. elegans. A short fixation step in 40% isopropanol makes animals completely permeable to Nile red, which is then used to stain animals. Spectral properties of this lipophilic dye allow it to strongly and selectively fluoresce in the yellow-green spectrum only when in a lipid-rich environment, but not in more polar environments. Thus, lipid droplets can be visualized on a fluorescent microscope equipped with simple GFP imaging capability after only a brief Nile red staining step in isopropanol. The speed, affordability, and reproducibility of this protocol make it ideally suited for high throughput screens. We also demonstrate a paired method for the biochemical determination of triglycerides and phospholipids using gas chromatography mass-spectrometry. This more rigorous protocol should be used as confirmation of results obtained from the Nile red microscopic lipid determination. We anticipate that these techniques will become new standards in the field of C. elegans metabolic research.

Biochemical and High Throughput Microscopic Assessment of Fat Mass in Caenorhabditis Elegans

We present robust biochemical and microscopic methods for studying Caenorhabditis elegans lipid stores. A rapid, simple, fixing-staining procedure for fluorescent lipid droplet imaging leverages the spectral properties of the lipophilic dye Nile red. We then present biochemical measurement of triglycerides and phospholipids using solid phase extraction and gas chromatography-mass spectrometry.

הערכה ביוכימית ותפוקה גבוהה מיקרוסקופית של מסת שומן ב<em&gt; Elegans Caenorhabditis</em

The nematode C. elegans has emerged as an important  model for the study of conserved genetic pathways regulating fat metabolism as  it relates to human ...

An Improved Method for Accurate and Rapid Measurement of Flight Performance in Drosophila

Drosophila has proven to be a useful model system for analysis of behavior, including flight. The initial flight tester involved dropping flies into an oil-coated graduated cylinder; landing height provided a measure of flight performance by assessing how far flies will fall before producing enough thrust to make contact with the wall of the cylinder. Here we describe an updated version of the flight tester with four major improvements. First, we added a &#34;drop tube&#34; to ensure that all flies enter the flight cylinder at a similar velocity between trials, eliminating variability between users. Second, we replaced the oil coating with removable plastic sheets coated in Tangle-Trap, an adhesive designed to capture live insects. Third, we use a longer cylinder to enable more accurate discrimination of flight ability. Fourth we use a digital camera and imaging software to automate the scoring of flight performance. These improvements allow for the rapid, quantitative assessment of flight behavior, useful for large datasets and large-scale genetic screens.

An Improved Method for Accurate and Rapid Measurement of Flight Performance in Drosophila

Here we describe a method for rapid and accurate measurement of flight performance in Drosophila, enabling high-throughput screening.

שיטה משופרת למדידה מדויקת והמהירה של טיסה בביצועים<em&gt; דרוזופילה</em

Drosophila has proven to be a useful model system for analysis of behavior, including flight. The initial flight tester involved dropping flies into an ...

Measurement of Heme Synthesis Levels in Mammalian Cells

Heme serves as the prosthetic group for a wide variety of proteins known as hemoproteins, such as hemoglobin, myoglobin and cytochromes. It is involved in various molecular and cellular processes such as gene transcription, translation, cell differentiation and cell proliferation. The biosynthesis levels of heme vary across different tissues and cell types and is altered in diseased conditions such as anemia, neuropathy and cancer. This technique uses [4-14C] 5-aminolevulinic acid ([14C] 5-ALA), one of the early precursors in the heme biosynthesis pathway to measure the levels of heme synthesis in mammalian cells. This assay involves incubation of cells with [14C] 5-ALA followed by extraction of heme and measurement of the radioactivity incorporated into heme. This procedure is accurate and quick. This method measures the relative levels of heme biosynthesis rather than the total heme content. To demonstrate the use of this technique the levels of heme biosynthesis were measured in several mammalian cell lines.

Altered intracellular heme levels are associated with common diseases such as cancer. Thus, there is a need to measure heme biosynthesis levels in diverse cells. The goal of this protocol is to provide a fast and sensitive method to measure and compare the levels of heme synthesis in different cells.

מדידה של רמות הרן סינתזה בתאי יונקים

Heme serves as the prosthetic group for a wide variety of proteins known as hemoproteins, such as hemoglobin, myoglobin and cytochromes. It is involved in ...

A Method of Permeabilization of Drosophila Embryos for Assays of Small Molecule Activity

The Drosophila embryo has long been a powerful laboratory model for elucidating molecular and genetic mechanisms that control development. The ease of genetic manipulations with this model has supplanted pharmacological approaches that are commonplace in other animal models and cell-based assays. Here we describe recent advances in a protocol that enables application of small molecules to the developing fruit fly embryo. The method details steps to overcome the impermeability of the eggshell while maintaining embryo viability. Eggshell permeabilization across a broad range of developmental stages is achieved by application of a previously described d-limonene embryo permeabilization solvent (EPS1) and by aging embryos at reduced temperature (18 &#176;C) prior to treatments. In addition, use of a far-red dye (CY5) as a permeabilization indicator is described, which is compatible with downstream applications involving standard red and green fluorescent dyes in live and fixed preparations. This protocol is applicable to studies using bioactive compounds to probe developmental mechanisms as well as for studies aimed at evaluating teratogenic or pharmacologic activity of uncharacterized small molecules.

A Method of Permeabilization of Drosophila Embryos for Assays of Small Molecule Activity

Introduction of small molecules to the developing Drosophila embryo offers great potential for characterizing biological activity of novel compounds, drugs, and toxins as well as for probing fundamental developmental pathways. Methods described herein outline steps that overcome natural barriers to this approach, expanding the utility of the Drosophila embryo model.

שיטה של ​​permeabilization של<em&gt; דרוזופילה</em&gt; עוברים למבחנים של מולקולה קטנה פעילות

The Drosophila embryo has long been a powerful laboratory model for elucidating molecular and genetic mechanisms that control development. The ease of ...

Quantitative Immunofluorescence Assay to Measure the Variation in Protein Levels at Centrosomes

Centrosomes are small but important organelles that serve as the poles of mitotic spindle to maintain genomic integrity or assemble primary cilia to facilitate sensory functions in cells. The level of a protein may be regulated differently at centrosomes than at other .cellular locations, and the variation in the centrosomal level of several proteins at different points of the cell cycle appears to be crucial for the proper regulation of centriole assembly. We developed a quantitative fluorescence microscopy assay that measures relative changes in the level of a protein at centrosomes in fixed cells from different samples, such as at different phases of the cell cycle or after treatment with various reagents. The principle of this assay lies in measuring the background corrected fluorescent intensity corresponding to a protein at a small region, and normalize that measurement against the same for another protein that does not vary under the chosen experimental condition. Utilizing this assay in combination with BrdU pulse and chase strategy to study unperturbed cell cycles, we have quantitatively validated our recent observation that the centrosomal pool of VDAC3 is regulated at centrosomes during the cell cycle, likely by proteasome-mediated degradation specifically at centrosomes.

Here, a novel quantitative fluorescence assay is developed to measure changes in the level of a protein specifically at centrosomes by normalizing that protein&#8217;s fluorescence intensity to that of an appropriate internal standard.

כמותי Immunofluorescence Assay למדוד הווריאציה ברמות חלבון בCentrosomes

Centrosomes are small but important organelles that serve as the poles of mitotic spindle to maintain genomic integrity or assemble primary cilia to ...