Method Article
Questo rapporto descrive l'uso di imaging cellulare dal vivo e le tecniche di fotosbiancante per determinare l'espressione di superficie, vie di trasporto e la cinetica di traffico esogeno espresso, sensibile al pH GFP-tagged proteine a livello della membrana plasmatica dei neuroni.
1. Coltura cellulare, la trasduzione virale, e l'espressione proteica
2. FRAP-FLIP Live Cell Imaging
3. Analisi dei dati
4. Risultati rappresentativi
Il risultato di tipica FRAP FLIP-esperimento è mostrato in fig. 2. Qui, un neurone che esprime il GluA2 subunità del recettore del glutammato di tipo AMPA, con etichetta settembre è stata selettivamente fotodecolorate lungo una regione di dendrite. Fig 2.A illustra la regione di dendrite che è stato ripreso e indica la ROI che sono state selezionate per fotodecolorazione (regioni riquadro bianco). The ampio spazio bianco in scatola è stata sbiancata volta, seguita da ripetitivo sbiancamento delle regioni fiancheggianti in scatola, evidenziati con una freccia doppia blu. La freccia rossa indica la ROI misurato, mostrata in alto ingrandimento nei pannelli inferiori.
Fig. 2.B, mostra l'intensità di fluorescenza nella ROI misurata nel corso del tempo dell'esperimento. In questo esempio, un periodo di recupero uno minuti è stata registrata dopo il fotosbiancante iniziale per consentire recettori greggio di entrare nel ROI per diffusione laterale. Quando le regioni fiancheggianti sono fotodecolorate, il segnale di fluorescenza da questa frazione altamente mobili di recettori è occluso dalla regione centrale, e quelli nella regione vengono diluiti out. L'aumento della fluorescenza (Af), osservato per la sequenza di 'FLIP' può quindi essere attribuita a inserimento di SEP-GluA2 nel vano dendritica. Il lavaggio pH basso e pH 7,4 + aggiunta NH4Cl rispettivamente confermare che la fluorescenza misurata è derivato dalla superficieproteine e rivelano la proporzione di proteine intracellulari, sequestrati all'interno del ROI misurato.
In contrasto FRAP, questa metodologia isolati recupero a causa di esocitosi, risultante in un livello molto ridotto di recupero fluorescenza nella regione fotodecolorate. Ad oggi nessun modello matematico affidabile è stato sviluppato per adattarsi e analizzare il recupero tracciati registrati con questa tecnica selettiva sbiancante. E 'comunque possibile inserire la traccia di recupero con una ripresa mono esponenziale:
F (t) = A s - A 0 e (-t / τ)
Dove F (t) è fluorescenza al tempo t, s è un valore di stato stazionario, A è l'offset 0 al tempo 0, τ è la costante di tempo. La crescita di recupero è fissato con un dato tasso di raggiungere un equilibrio, corrispondente ad uno stato stabile tra l'inserimento e la diffusione. È importante sottolineare che la costante di tempo estratto da questo unNALISI non riflette la costante di tempo di esocitosi e può essere utilizzato solo per trattamenti comparativi per una singola proteina.
Inoltre, il profilo previsto di recupero fluorescenza può essere osservato in sottodomini lungo la regione fotodecolorate. Analisi del ROI piccola all'interno di un segmento fotodecolorate può essere essenziale per rivelare esocitosi "hotspots", ed è consigliabile analizzare regioni di lunghezze comparabili come la variabilità della densità di questi luoghi tra i dendrite influirà sul tasso calcolato.
Fig 3 mostra un prolungamento di questo protocollo, applicando il fotosbiancante di ROI sezione più grande con dendriti nel campo di vista, seguito da sbianca ripetitiva selettiva di uno solo dendrite. Questo approccio consente tradizionale 'FRAP' e 'FRAP-FLIP' dati che devono essere acquisiti in parallelo. In questo esempio, i neuroni dell'ippocampo sono stati infettati con una subunità del recettore del glutammato della classe kainate; settembre-tagged GluK2. Prior per imaging, questi neuroni sono stati trattati con cylcohexamide (2 ore a 200μg/ml), per bloccare la sintesi proteica. Come tale, il recupero di fluorescenza nella ROI in questione misurata (Fig 3.B) rivela la percentuale di recupero a causa di diffusione laterale e riciclaggio nel dendrite FRAP standard di rispetto al riciclaggio solo nel dendrite sottoposto al 'FRAP-FLIP' protocollo. Confrontando i valori Af dal FRAP contro 'FRAP-FLIP' curve di recupero, i contributi relativi di riciclaggio (Af rec = 11,05%) rispetto laterali diffusione (Af diff = 9,35%) si può dedurre. A differenza di figura 2, il recupero non mantiene un livello di stato stazionario, ma piuttosto, a causa l'inibizione della sintesi proteica, mostra un aumento transitorio e conseguente calo dei segnali, corrispondente esaurimento del pool recettore disponibile (circa il 20% diminuzione osservata nel periodo di registrazione).
Figura 1. Schematica dei principi di FRAP vs FRAP-FLIP protocolli Questo schema illustra i risultati di un protocollo di FRAP regolare rispetto a 'FRAP-FLIP', usando sep-tagged recettori. Recupero fluorescenza in FRAP tradizionale viene visualizzata sulla sinistra. Misurato il recupero di fluorescenza nella centralissima ROI è attribuito ad una combinazione di laterali di diffusione f recettori SEP-tag non-fotodecolorate al di fuori del ROI fotodecolorate e l'inserimento di recettori attraverso il riciclaggio e / o de novo esocitosi nel pozzo dendritica. Al contrario, la fotodecolorate ripetitiva del ROI accompagnamento illustrato nella destra, mostra come questa modifica 'FRAP-FLIP' protocollo di silenzi recupero a causa di diffusione laterale. Come tale, qualsiasi recupero fluorescenza misurata può essere attribuito al inserimento diretto nella ROI.
Figura 2.Inserimento di SEP-GluA2 nella membrana plasmatica sull'albero dendritico
A) Un neurone dell'ippocampo esprime SEP-GluA2, selettivamente fotodecolorate lungo una regione di dendrite. Lo schema illustra la regione di dendrite che è stato ripreso, mentre il pannello superiore sinistra evidenzia la ROI che sono state selezionate per photobleaching. La grande area bianca in scatola è stata sbiancata volta, seguita da ripetitivo sbiancamento delle regioni fiancheggianti in scatola, evidenziati con una freccia doppia blu. Questo pannello mostra la dendrite prima photobleaching. La freccia rossa indica la ROI misurato, mostrata in alto ingrandimento nei pannelli inferiori. B) mostra l'intensità di fluorescenza della ROI misurata nel corso del tempo dell'esperimento, tracciati come livello di grigio della ROI (non normalizzato). La freccia nera evidenziare la timepoint del fotosbiancante iniziale e freccia verde indica l'inizio del photobleaching ripetitivo. Af indica °e aumento della fluorescenza osservata nel corso del periodo di recupero, grazie all'inserimento di settembre-GluA2 nel pozzo dendritica. Successivamente pH basso e pH 7,4 + NH 4 Cl lavaggi confermare che la fluorescenza recuperato riguarda superficie recettori espressi.
Figura 3. Riciclaggio Riciclaggio e laterali vs diffusione del SEP-GluK2 sull'albero dendritico in seguito al trattamento cyclohexamide
A) Un neurone dell'ippocampo esprime SEP-GluK2, selettivamente fotodecolorate con FRAP parallelo e 'FRAP-FLIP' protocolli di recupero eseguiti lungo separata ROI dendritica. Il neurone è stato oggetto di pretrattamento con cyclohexamide, per bloccare la sintesi proteica (2 ore a 200 pg / ml). Lo schema illustra la regione di dendrite che è stato ripreso, mentre il pannello di sinistra evidenziando la ROI che sono state selezionate per photobleaching. The ampio spazio bianco in scatola è stata sbiancata volta, seguita da ripetitivo sbiancamento delle regioni fiancheggianti in scatola, del dendrite inferiore solo, evidenziata con una freccia doppia blu. Questo pannello mostra i dendriti prima photobleaching. Le frecce rosse evidenziare il ROI mostrato in alto ingrandimento in B) che illustra il recupero di fluorescenza in FRAP tradizionale contro il protocollo del 'FRAP-FLIP'. Il confronto dei livelli di intensità di fluorescenza nella fase tardiva di recupero (pannelli terzi) mostrano il contributo di diffusione laterale e riciclaggio rispetto riciclaggio sola. C) mostra l'intensità di fluorescenza della ROI misurata nel corso del tempo dell'esperimento, tracciate come intensità normalizzate valori. La freccia nera evidenziare la timepoint del fotosbiancante iniziale e freccia verde indica l'inizio del photobleaching ripetitivo. Af rec indica il recupero transitorio dovuto al riciclaggio recettore, determinato dal FRAP / FLIP dendrite mentre Afdiff misura il contributo di diffusione laterale della SEP-GluK2 nel pozzo dendritica nella 'FRAP solo' ROI. L'aumento transitorio è seguita da graduale diminuzione del segnale, corrispondente alla corsa verso il basso di recettori disponibili a seguito di trattamento cyclohexamide. Il pH basso e successiva pH 7,4 + NH 4 Cl lavaggi confermare che la fluorescenza recuperato riguarda superficie recettori espressi.
Abbiamo descritto una strategia innovativa per visualizzare le componenti di traffico proteina di membrana plasmatica. L'approccio combinatorio di photobleaching tecniche con proteine SEP-tag permette selettivamente l'inserimento della membrana plasmatica eventi da valutare. Continuamente photobleaching le proteine di membrana nelle regioni fiancheggianti durante il recupero, il metodo 'FRAP-FLIP' valuta il contributo del traffico vescicolare al recupero fluorescenza. Questo nuovo approccio permette la registrazione diretta di inserimento proteina di membrana, permettendo sia il numero di sotto-compartimenti dove si osserva il recupero e l'ampiezza del recupero (Af) allo stato stazionario da determinare. Inoltre, il confronto di FRAP con e senza FLIP permette la percentuale di recupero imputabile diffusione laterale da calcolare.
Inoltre, nello stesso esperimento, le regioni di non-fotodecolorate dendrite adiacente alle regioni fiancheggianti fotodecolorate può esserequalitativamente valutati durante il recupero, la perdita di fluorescenza osservata in queste regioni sarà a causa della diffusione laterale dei recettori fotodecolorate in questi non-fotodecolorate segmenti del dendrite.
Questo protocollo selettivo photobleaching può essere utilizzato per indagare su una serie di processi cellulari come il traffico che caratterizza excocytosis nella membrana plasmatica nelle sottozone definite (ad esempio, dendriti e spine) FRAP o valutare il contributo di inserimento laterale vs diffusione conducendo FRAP parallelo e ' -FLIP 'protocolli lungo dendriti adiacenti (Fig. 3).
Chiaramente, mentre le linee guida specifiche sono state presentate, ogni laboratorio sarà necessario ottimizzare i parametri di imaging in base agli esemplari ed attrezzature specifiche. È importante sottolineare che tutti i recettori di superficie della ROI devono essere fotodecolorate, indipendente dal asse z piano focale, ma senza danni significativi fototossico o non-specifici photobleaching. NoiERS deve esercitare cautela quando si tenta questo protocollo al soma cella, come l'alta percentuale di compartimenti pH relativamente bassi intracellulari genere si traduce in fluorescenza di fondo ad alto contenuto di queste regioni. Inoltre, mentre abbiamo dimostrato come questa tecnica può essere applicata in svariati modi, prima di iniziare selettivi photobleaching esperimenti su un nuovo SEP-tagged costruire, vi consigliamo una prima caratterizzazione dei recettori tag viene prima effettuata, come descritto da Ashby et al 2.
In generale, questo metodo è un adattamento potente e versatile del protocollo FRAP standard, consentendo eventi di inserzione in membrana plasmatica da valutare in tempo reale.
Non ci sono conflitti di interesse dichiarati.
Siamo grati al Wellcome Trust e del CER per il sostegno finanziario. IMGG è un EMBO Fellow. KLH è un BBSRC finanziato dottorando. Ringraziamo Filippo Rubin e Patrick Tidball per il supporto cultura tecnica e la cella e il dottor Andrew Doherty per la manutenzione e l'assistenza con i microscopi.
del reagente Azienda Numero di catalogo Commenti (opzionale)
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Coprioggetto di vetro 24mm | VWR International | 631-0161 | |
Poly-L-lisina | Sigma | P2636 | 1mg/ml in tampone borato per coprioggetti cappotto |
Medio Neurobasal | Invitrogen | 21.103 | |
B27 | Invitrogen | 17504-044 | 2% in placcatura neuronale e alimentazione medie |
Penicillina Streptomicina | Sigma | P0781 | 1% in media placcatura neuronale e l'alimentazione |
L-Glutammina | Invitrogen | 25.030 | 2mm / 0,8 mm in placcatura / alimentazione media |
Horse Serum | Biosera | DH-291H | 10% in terreni in piastra neuronali solo |
PSIN ReP5 vettore di clonazione | Invitrogen | K75001 | Per la produzione di virus Sindbis |
LSM510 sistema META confocale | Zeiss | ||
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