Modello murino spontaneo di carcinoma anaplastico della tiroide

Riepilogo

Qui, presentiamo una pipeline standard per ottenere tumori ATC murini da modelli murini di topi geneticamente modificati. Inoltre, presentiamo dinamiche tumorali e informazioni patologiche sulle lesioni primarie e metastatizzate. Questo modello aiuterà i ricercatori a comprendere la tumorigenesi e facilitare le scoperte di farmaci.

Abstract

Il carcinoma anaplastico della tiroide (ATC) è un tumore maligno raro ma letale con una prognosi infausta. Vi è un urgente bisogno di ricerche più approfondite sulla cancerogenesi e lo sviluppo dell'ATC, nonché sui metodi terapeutici, poiché i trattamenti standard sono essenzialmente esauriti nei pazienti con ATC. Tuttavia, la bassa prevalenza ha ostacolato studi clinici approfonditi e la raccolta di campioni di tessuto, quindi sono stati raggiunti pochi progressi nella creazione di trattamenti efficaci. Abbiamo usato l'ingegneria genetica per creare un modello murino ATC condizionatamente inducibile (mATC) in uno sfondo C57BL / 6. Il modello murino ATC è stato genotipizzato mediante TPO-cre/ERT2; Braf^CA/wt; Trp53 ex2-10^/ex2-10 e indotto mediante iniezione intraperitoneale con tamoxifene. Con il modello murino, abbiamo studiato la dinamica del tumore (la dimensione del tumore variava da 12,4 mm 2 a 32,5 mm² dopo 4 mesi di induzione), la sopravvivenza (il periodo di sopravvivenza mediano era di 130 giorni) e le metastasi (metastasi polmonari si sono verificate nel 91,6% dei topi) le curve e le caratteristiche patologiche (caratterizzate da Cd8, Foxp3, F4/80, Cd206, Ki67 e Caspasi-3 colorazione immunoistochimica). I risultati hanno indicato che il mATC spontaneo possiede dinamiche tumorali e microambiente immunologico altamente simili ai tumori ATC umani. In conclusione, con un'elevata somiglianza nelle caratteristiche fisiopatologiche e nei genotipi unificati, il modello mATC ha risolto in una certa misura la carenza di tessuto ATC clinico e l'eterogeneità del campione. Pertanto, faciliterebbe il meccanismo e gli studi traslazionali dell'ATC e fornirebbe un approccio per studiare il potenziale di trattamento di piccoli farmaci molecolari e agenti immunoterapici per ATC.

Introduzione

Il cancro della tiroide è una delle neoplasie endocrine più comuni¹, originata dall'epitelio tiroideo. Negli ultimi anni, l'incidenza del cancro alla tiroide è aumentata rapidamente in tutto il mondo². Il cancro della tiroide può essere suddiviso in tipi distinti in base al grado di differenziazione delle cellule tumorali. Sulla base del comportamento clinico e dell'istologia, i carcinomi tiroidei si dividono in carcinomi ben differenziati, tra cui carcinoma papillare della tiroide (PTC) e carcinoma follicolare della tiroide (FTC), carcinoma scarsamente differenziato (PDTC) e carcinoma indifferenziato o anaplastico della tiroide (ATC)³. A differenza del PTC, che è un tipo comune con comportamento lieve e prognosi migliore⁴, l'ATC è un tumore maligno raro e altamente aggressivo che rappresenta dal 2% al 3% di tutti i tumori della tiroide⁵. Sebbene l'ATC sia raro, è responsabile di circa il 50% dei decessi correlati al cancro della tiroide, con una triste sopravvivenza (6-8 mesi)^6,7. Oltre il 50% dei casi di ATC viene diagnosticato come metastasi polmonare⁸. Oltre alla natura aggressiva dell'ATC, nella clinica è stato sviluppato un trattamento efficace limitato. Pertanto, i pazienti ATC hanno una prognosi infausta 9,10,11. Ciò suggerisce che sono urgentemente necessari ulteriori studi approfonditi sui meccanismi molecolari alla base dello sviluppo dell'ATC e del trattamento.

La tumorigenesi dell'ATC è un processo dinamico dedifferenziato. La difficoltà di raccogliere campioni di tumore umano in ogni fase degli studi clinici ha ostacolato la comprensione del meccanismo di sviluppo dai carcinomi ben differenziati a quelli indifferenziati. Al contrario, l'uso di modelli ATC murini (mATC) favorisce la raccolta di campioni mATC nell'intero corso di tumorigenesi. Pertanto, possiamo comprendere meglio i meccanismi di formazione del tumore analizzando il processo dinamico dedifferenziato. Inoltre, l'eterogeneità dei campioni clinici di ATC ha anche contribuito alla difficoltà di comprensione del meccanismo molecolare. Tuttavia, i topi condividevano gli stessi background genetici e sono stati mantenuti in ambienti di vita simili, garantendo la consistenza di ciascun tumore. Ciò facilita l'esplorazione del ruolo generalizzato dello sviluppo ATC^12,13,14. Inoltre, mATC è un modello tumorale in situ che può ripristinare l'influenza della posizione anatomica e del microambiente tessuto-specifico. Come tale, rispetto ai topi immunodeficienti comunemente usati, mATC è un modello murino spontaneo con un sistema immunitario intatto e un microambiente immunitario.

Pertanto, abbiamo costruito mATC indotto condizionatamente con il ceppo C57BL / 6, che è un modello murino in grado di riprodurre le caratteristiche patologiche del carcinoma tiroideo dedifferenziato. Sulla base di questo modello, abbiamo fornito una breve panoramica delle basi molecolari, delle idee costruttive, delle caratteristiche patologiche e delle applicazioni di mATC. Inoltre, abbiamo osservato e riportato la crescita tumorale, il tempo di sopravvivenza, le metastasi e le caratteristiche patologiche di mATC. Riteniamo che questa sarà una panoramica informatica per aiutare altri ricercatori a utilizzare questo modello più facilmente.

Abbiamo costruito un modello mATC inducibile condizionale, come riportato per la prima volta da McFadden¹⁵; inizialmente, abbiamo costruito topi: TPO-cre / ERT2, Braf flox / wt e Trp53^{flox / wt}. In particolare, i topi TPO-cre / ERT2 includevano il promotore della perossidasi tiroidea umana (TPO) (un promotore specifico della tiroide), guidando l'espressione di un gene di fusione cre-ERT2 (una cre ricombinasi fusa a un dominio di legame del ligando del recettore degli estrogeni umano). Cre-ERT2 è solitamente confinato al citoplasma ed entra nel nucleo solo quando esposto al tamoxifene, che induce cre ad esercitare attività enzimatica ricombinante. Quando i topi sono incrociati con topi portatori di sequenze affiancate da loxP, dopo l'induzione del tamoxifene, la ricombinazione cre-mediata elimina le sequenze floxate nelle cellule tiroidee per raggiungere lo scopo di knocking out o knocking in geni specifici.

Inoltre, i topi Braf ^flox/wt sono un allele knock-in di Braf umano basato sul sistema cre-loxP. Il trascritto murino Braf^flox/wt è codificato dagli esoni endogeni 1-14 e dagli esoni umani 15-18 fiancheggiati da loxP. Dopo l'escissione cre-mediata delle regioni floxate, l'esone mutante 15 (modificato con una sostituzione aminoacidica V600E legata a Braf^V600E costitutivamente attivo nei tumori umani) e gli esoni endogeni 16-18 vengono utilizzati per generare i trascritti. Inoltre, i topi Trp53 ^flox/wt sono alleli knockout di Trp53 umano e hanno siti loxP che fiancheggiano gli esoni 2-10 di Trp53. Quando incrociata con topi con una cre ricombinasi, la ricombinazione cre-mediata elimina la sequenza floxata per mettere fuori combattimento Trp53. Quindi, i topi TPO-cre/ERT2, Braf flox/w e Trp53^flox/wt sono stati incrociati per ottenere TB (TPO-cre^/ERT2; Braf^flox/wt) topi e TBP (TPO-cre/ERT2; Braf^flox/wt; Trp53^flox/wt) topi, che potrebbero essere utilizzati per generare PTC e ATC. Dopo circa 8 settimane, i topi sono stati indotti da una somministrazione intraperitoneale (i.p.) di 150 mg / kg di tamoxifene sciolto in olio di mais per due somministrazioni. La crescita del tumore potrebbe essere monitorata mediante ecografia ad alta frequenza (il primo punto temporale dell'ecografia è stato registrato come Giorno 0). L'ecografia iniziale è stata eseguita 40 giorni dopo l'introduzione del tamoxifene.

Protocollo

Le procedure animali qui descritte sono state eseguite con l'approvazione del Comitato etico animale dell'ospedale della Cina occidentale, Università del Sichuan, Chengdu, Sichuan, Cina.

1. Induzione di topi TBP

1. Identificare il genotipo dei topi
   1. A circa 3 settimane, separare i topi femmina dai topi maschi. Allo stesso tempo, utilizzare il morsetto del marchio auricolare per fissare un marchio auricolare. Posizionare i marchi auricolari nella metà inferiore e sul terzo centrale dell'orecchio, assicurandosi di evitare l'area con la più alta concentrazione di capillari.
   2. Trattenere delicatamente ma saldamente i topi. Afferrare saldamente alla base della coda del topo. Posiziona i topi su una superficie che permetta loro di afferrare.
   3. Posizionare delicatamente ma saldamente la mano libera sulle spalle, quindi afferrare rapidamente la collottola del collo tra il pollice e l'indice. Tieni la coda con il mignolo.
   4. Tamponare la coda con alcool. Utilizzare forbici sterili per tagliare il campione di pelle <5 mm e metterlo in un contenitore pulito con un'etichetta. Non è necessario rimuovere la pelliccia dei topi. Comprimi la coda con spugne sterili per ottenere l'emostasi.
   5. Successivamente, lisare la coda murina ed eseguire la reazione a catena della polimerasi (PCR) per identificare il genotipo.
      NOTA: Dopo aver tagliato una coda murina, la superficie delle forbici deve essere pulita con cotone alcool per evitare la contaminazione reciproca dei geni tra le code murine. Dopo averli messi nella loro gabbia, i topi devono essere osservati per 5 minuti per cercare eventuali segni di sanguinamento nel sito della ferita. Fare riferimento alla Tabella 1 per l'elenco dei primer e le impostazioni PCR utilizzate in questo studio.
2. Topi TBP indotti da tamoxifene
   1. Pesare 0,3 g di tamoxifene e scioglierlo in 15 ml di olio di mais mediante ultrasuoni (potenza = 20%, durata = 20 min, temperatura = 4 °C), ad una concentrazione di 20 mg/ml. Conservare a 4 °C.
      NOTA: Il tamoxifene è sensibile alla luce e deve essere posto in un contenitore marrone.
   2. A circa 8 settimane, pesare i topi con bilance elettroniche e somministrare loro un'iniezione endovenosa di tamoxifene alla dose di 150 mg / kg, somministrata due volte con un intervallo di 1 settimana.

2. Dissezione e imaging di tumori tiroidei di topo e tumori metastatici

1. Preparazione
   1. Preparare gli strumenti di dissezione: forbici e pinze sterili, lama sterile, flacone spray alcolico al 75%, 20 cm straightedge, calibri vernier, tovaglioli di carta e cotone alcolico.
   2. Soluzione di fissaggio del tessuto di topo: preparare la soluzione di fissaggio del tessuto paraformaldeide al 4%.
   3. Pulire un piatto di 10 cm riempito con circa 10 ml di soluzione salina tamponata con fosfato sterile (PBS) per la conservazione temporanea dei tessuti e lavare il sangue sulla superficie del tessuto.
2. Estrazione tiroidea
   1. Eutanasia dei topi con anidride carbonica ad una portata di 2,0 L/min per 5 minuti. Rimuovere i topi dalla gabbia ed eseguire la dislocazione cervicale.
   2. Posizionare il mouse sulla tavola da dissezione con il lato ventrale rivolto verso l'alto e la testa lontana dallo sperimentatore e fissare gli arti sulla tavola da dissezione con aghi sterili per siringhe. Per una rimozione più conveniente del tessuto tiroideo, utilizzare un altro ago da siringa sterile per fissare la testa.
   3. Disinfettare il collo con tre cicli alternati di uno scrub alla clorexidina o allo iodio povidone seguito da alcool al 75%. Quindi, fare una piccola incisione sopra il centro della clavicola con forbici sterili e pinze.
   4. Continuare l'incisione mediana fino alla bocca. Trova la ghiandola sottomandibolare e rimuoverla per esporre la posizione anatomica della tiroide, che è posizionata vicino alla cartilagine tiroidea e alla trachea.
   5. Trova la tiroide, seziona attentamente la tiroide dal resto della regione del collo con forbici sterili, quindi metti la tiroide rimossa in un piatto di 10 cm riempito con 10 ml di PBS sterile.
      NOTA: Durante la rimozione della ghiandola tiroidea, essere delicati e lenti ed evitare di tagliare i vasi sanguigni del collo. Se i vasi del collo vengono tagliati, il collo sarà immediatamente riempito di sangue e il sangue deve essere prontamente rimosso con spugne alcoliche per esporre la posizione anatomica della tiroide. Prima di rimuovere il tessuto tiroideo, osservare attentamente le caratteristiche dei lobi sinistro e destro della tiroide (dimensioni, forma, ecc.) per evitare di non essere in grado di distinguere tra i lobi sinistro e destro della tiroide dopo la rimozione.
   6. Nel PBS sterile, rimuovere il sangue dalla superficie del tessuto tiroideo con forbici sterili e tagliare con cura la trachea. Quindi, mettere il tessuto tiroideo su un panno sterile e misurare le dimensioni dei lobi sinistro e destro della ghiandola tiroidea con calibri vernier.
   7. Dividere i lobi sinistro e destro della ghiandola tiroidea in due parti con una lama sterile. Mettere una parte in 2 ml di soluzione di paraformaldeide al 4% per la fissazione e mettere l'altra parte in azoto liquido per la conservazione.
3. Estrazione di polmone e fegato
   1. Disinfettare l'addome con tre cicli alternati di uno scrub alla clorexidina o povidone-iodio e alcool al 75%. Quindi, pizzicare appena sopra il pene del topo e fare una piccola incisione, tagliare lungo la linea mediana dell'addome fino all'osso succlavia ed esporre la cavità addominale.
   2. Trova il fegato nella parte superiore dell'addome e rimuovilo con cura. Posizionare il fegato in PBS sterile.
   3. Tagliare con cura il diaframma lungo le costole per esporre la cavità toracica. Quindi, afferrare lo sterno e tirare verso l'alto per allargare ancora di più lo spazio. Trova il polmone e rimuovilo. Mettere il polmone rimosso in PBS sterile.
   4. Osservare grossolanamente se ci sono metastasi nel polmone e nel fegato. Conta il numero di metastasi e prendi un record digitale. Successivamente, utilizzare una lama sterile per dividere i tessuti polmonari ed epatici in due parti. Mettere una parte in 3 ml di soluzione di paraformaldeide al 4% per la fissazione e un'altra parte in azoto liquido per la conservazione.
   5. Disidratazione dei tessuti
      1. Metti i fazzoletti nella scatola di disidratazione. Metti la scatola di disidratazione nel cestino a disidratazione alcolica gradiente come segue: 70% di alcol per 1 ora; 80% di alcol per 1 ora; 95% di alcol per 30 min; 95% di alcol per 30 min; etanolo anidro I per 30 min; etanolo anidro II per 30 min; xilene I per 20 min; xilene II per 20 min; cera di paraffina I per 30 min; cera di paraffina II per 1 ora; cera di paraffina III per 30 min.
   6. Incorporare i tessuti impregnati di cera nella macchina incorporatrice.
      1. Metti prima la cera fusa nella cornice di incorporazione. Prima che la cera si solidifichi, rimuovere il tessuto dalla scatola di disidratazione e inserirlo nel telaio incorporato, quindi attaccare l'etichetta.
      2. Lasciare raffreddare la cera a -20 °C sul tavolo da congelamento. Dopo che la cera si è solidificata, rimuovere il blocco di cera dal telaio incorporato e tagliarlo.
   7. Posizionare il blocco di cera tagliato su un'affettatrice di paraffina, impostata su uno spessore di 5 μm e una dimensione di 2 cm x 2 cm. Dopo il sezionamento, lasciare galleggiare le sezioni su uno spandiconcime con acqua calda a 45 °C per appiattire il tessuto. Raccogliere il fazzoletto con un vetrino e cuocere le fette in forno a 65 °C per 2 ore.
   8. Dopo che l'acqua si asciuga e la cera si scioglie, rimuovere il vetrino con il tessuto e utilizzarlo per la colorazione di ematossilina ed eosina (HE) e immunoistochimica (IHC)¹⁶. Assicurarsi che le sezioni siano aderenti alle diapositive per la colorazione.

3. Colorazione HE del tumore primario e del polmone

1. Sparaffinante
   1. Mettere le diapositive con le sezioni in xilene per 10 min.
   2. Passare in alcool anidro (100%) (due bottiglie) per circa 3 minuti ciascuna.
   3. Passare all'alcool al 95% (due bottiglie) per circa 3 minuti ciascuna.
   4. Passare all'alcol all'80% per circa 3 minuti.
   5. Passare all'alcool al 50% per circa 3 minuti.
   6. Passare all'acqua del rubinetto e lavare via l'alcol per circa 1 minuto.
2. Macchiatura
   1. Spostare i vetrini in ematossilina per 8 minuti.
   2. Spostare i vetrini nell'acqua per 1 minuto per lavare via l'ematossilina; Il tessuto cambia da blu a rosso.
   3. Spostare i vetrini in alcool cloridrico all'1% per circa 30 s.
   4. Spostare gli scivoli in acqua, lavando per 5 minuti.
   5. Spostare i vetrini in eosina per 90 secondi, quindi lavarli con acqua per 5 minuti.
   6. Spostare le diapositive in alcool al 50%, alcol all'80%, alcol al 95% (due bottiglie) e alcol anidro (100%) (due bottiglie), per 1 minuto ciascuna.
   7. Spostare i vetrini in xilene per 5 minuti.
   8. Dopo che i vetrini sono asciutti, sigillarli con resina neutra.

Risultati

Abbiamo indotto mATC a studiare la crescita del tumore, il tempo di sopravvivenza del topo e le caratteristiche patologiche. Dopo l'induzione, i topi sono stati immediatamente sacrificati e sono stati raccolti campioni (tiroide, polmone e fegato) una volta trovata una delle seguenti condizioni: 1) distress respiratorio causato dalla compressione tumorale; 2) diminuzione dell'appetito e vocalizzazione anormale; 3) insolitamente letargia; e 4) perdita di peso corporeo superiore al 20%. Durante il processo di campionamento,...

Discussione

Passaggi critici all'interno del protocollo per la dissezione del tumore tiroideo
Durante la dissezione, la posizione anatomica della ghiandola tiroidea deve essere compresa correttamente. La ghiandola tiroidea è una ghiandola a forma di farfalla situata sul lato dorsale della ghiandola sottomandibolare vicino alla cartilagine tiroidea e alla trachea. Durante la procedura, recidere le arterie del sangue su entrambi i lati del collo è stato accuratamente evitato.

M...

Materiali

Name	Company	Catalog Number	Comments
100x Citrate antigen retrieval solution (PH 6.0)	MXB	Cat# MVS-0101
50x EDTA antigen retrieval solution(pH 9.5)	ZSGB-GIO	Cat# ZLI-9071
Brafflox/wt mice	Collaboration with Institute of Life Science, eBond Pharmaceutical Technology Ltd, Chengdu, China
Caspase-3	Beyotime	Cat# AC033
CD8	Cell Signaling Technology	Cat# 98941; RRID:AB_2756376
CD206	Cell Signaling Technology	Cat# 24595; RRID:AB_2892682
Chamber for anesthesia induction	RWDlifescience
Enhanced DAB chromogenic kit	MXB	Cat# DAB-2031
Eosin staining solution	ZSGB-GIO	Cat# ZLI-9613
F4/80	Abcam	Cat# 100790; RRID:AB_10675322
Foxp3	Cell Signaling Technology	Cat# 12653; RRID:AB_2797979
Fully enclosed tissue dehydrator	Leica Biosystems	ASP300S
Hematoxylin staining solution	ZSGB-GIO	Cat# ZLI-9610
HistoCore Arcadia fully automatic tissue embedding machine	Leica Biosystems
Ki67	Beyotime	Cat# AF1738
Rotating Slicer	RWDlifescience	Minux S700
SPlink detection kits (Biotin-Streptavidin HRP Detection Systems)	ZSGB-GIO	Cat# SP-9001
TPO-cre/ERT2 mice	Collaboration with Institute of Life Science, eBond Pharmaceutical Technology Ltd, Chengdu, China
Trp53flox/wt mice	Collaboration with Institute of Life Science, eBond Pharmaceutical Technology Ltd, Chengdu, China
Ultrasonic cell crusher	Ningbo Xinyi Ultrasound Equipment Co., Ltd	JY92-IIN
Ultrasound gel	Keppler	KL-250
Ultrasound system	VisualSonics	Vevo 3100