Name: a microfluidic chip for icpms sample introduction
Uploaded: 2015-03-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 16 s
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This work was supported by the European Research Council (ERC Starting Grant n&#956;LIPIDS, No. 203428) and ETH Zurich (project number: ETH-49 12-2). The authors of this manuscript would like to thank Bodo Hattendorf for help with the ICP-MS and F. Kurth for cell counting. The authors also would like to thank Christoph B&#228;rtschi and Roland M&#228;der for their support with building the mechanical setup. The clean room facility FIRST at ETH Zurich is acknowledged for support in microfabrication.

1. SU-8 master Fabrication (Figura 2) NOTA: Eseguire la fabbricazione dei SU-8 maestri stampi in una camera pulita per prevenire i difetti causati da particelle di polvere. Due cialde sono necessari per la fabbricazione, una schiacciata con le caratteristiche microfluidica e uno senza. <ol><li> Preparare gli stampi padrone per il chip microfluidica. Prima applicare uno strato di adesione al wafer di silicio. <ol><li> Disidratare un wafer di silicio per 10 minuti a 200 ° C. Raffreddare il wafer fino a RT e caricarlo su di un giro verniciatura e di spin cappotto con SU-8 2002 con il seguente protocollo. </li><li> Dispensare circa 3 ml resistono sul wafer. </li><li> Spin il wafer a 500 rpm per 10 sec per diffondere il resist su tutta wafer. </li><li> Spin il wafer a 2.000 rpm per 30 sec per raggiungere un&#39;altezza resistere di circa 2 micron. </li></ol></li><li> Rimuovere l&#39;eccesso resistere dal bordo del wafer con un tampone imbevuto di acetone, per evitareattaccare del wafer alla piastra calda nel passaggio successivo. Cuocere il wafer per 60 sec a 95 ° C su una piastra calda. </li><li> Esporre l&#39;intero wafer con luce ultravioletta (80 mJ / cm 2 a 365 nm). Post-cuocere il wafer per 120 secondi a 95 ° C. </li><li> Raffreddare il wafer giù e girare immediatamente cappotto wafer nuovamente utilizzando il seguente protocollo per SU-8 2050: <ol><li> Spin il wafer a 100 rpm per 20 sec (dispensare circa 3 ml SU-8 resistere durante questa fase). </li><li> Spin il wafer a 500 rpm per 10 sec per diffondere il resist su tutta wafer. </li><li> Spin il wafer a 3.250 rpm per 30 sec conseguente spessore resistere di circa 40 micron. </li></ol></li><li> Ancora una volta, rimuovere l&#39;eccesso resistono dal bordo del wafer con un tampone imbevuto di acetone e cuocere morbido wafer su una piastra calda per 180 sec a 65 ° C e 360 ​​sec a 95 ° C. </li><li> Preparare la fotomaschera da sticking ad un vetro soda-calce. Vedi Figura 3 per la progettazione maschera. Utilizzare una maschera allineatore per esporre il resist con luce ultravioletta (160 mJ / cm 2, misurata a 365 nm) attraverso la maschera preparata. Cuocere il wafer esposto nuovamente su una piastra calda per 60 sec a 65 ° C e 360 ​​sec a 95 ° C. </li><li> Dopo il raffreddamento il wafer a RT, immergerlo in una piastra di Petri di vetro riempito di sviluppatore per 5 minuti per sviluppare il resist. Agitare delicatamente la capsula di Petri per rimuovere impressionate SU-8. Sciacquare il wafer con isopropanolo e asciugarlo con una pistola di azoto. </li><li> Controllare il wafer al microscopio. Nel caso in cui non sviluppata resistere resti sulle caratteristiche, sviluppare nuovamente il wafer per pochi minuti, come descritto al punto 1.7. </li><li> Rimuovere qualsiasi solvente residuo da cottura wafer per 2 ore a 200 ° C. Controllare l&#39;altezza delle caratteristiche con un profiler passo. Nel caso l&#39;altezza misurata differisce dal altezza desiderata cominciare questo protoil col nuovo e adattare la velocità di centrifuga al punto 1.1.4. </li><li> Per evitare che si attacchi dei PDMS al wafer silanizzata ponendolo nell&#39;essiccatore insieme con 50 ml di 1 H, 1 H, H 2, H 2 -perfluorodecyltrichlorosilane in una piccola capsula di porcellana. Ridurre la pressione nell&#39;essiccatore a 100 mbar e incubare il wafer per 12 ore. <ol><li> Per le parti vuote PDMS silanizzata altro wafer di silicio con il metodo del punto 1.10. Per risparmiare tempo silanizzata entrambi wafer contemporaneamente in un unico essiccatore. </li></ol></li></ol> 2. LADE Chip Fabrication NOTA: Il chip LADE è fatto di due pezzi PDMS che sono legati insieme da incollaggio 24. La prima parte contiene le caratteristiche microfluidica. L&#39;altra parte è piatta e usato per sigillare i canali. Bonded insieme, formano la forma rotonda necessario interfacciare il chip con il sistema di trasporto gocciolina. Qui, la fabbricazione dile due parti e il loro legame è descritto. Tutte le fasi del processo sono mostrati in Figura 4. <ol><li> Preparare 44 g di PDMS miscelando 40 g di prepolimero con 4 g di PDMS agente di indurimento (questo si tradurrà in un massimo di 6 chip). Degassarla PDMS in un essiccatore fino a quando non è bolla liberamente (questo richiederà circa 20 minuti). </li><li> Replica stampaggio delle metà strutturati. <ol><li> Inserire il modulo colata sopra il wafer e farlo scattare in posizione utilizzando le strutture di guida intorno al disegno (vedi Figura 5). Salta l&#39;aggancio in posizione per il PDMS dimezzare piatta. </li><li> Versare circa 3 a 4 g di PDMS degassificata sotto forma di colata e posizionarlo per 6 minuti su una piastra calda a 150 ° C. Raffreddare i PDMS curati nella forma di fusione e sollevare con cautela il wafer forma di colata con una spatola. </li><li> Per evitare qualsiasi contaminazione dei canali microfluidici coprire il lato del chip che era precedentemente in contatto with il wafer con nastro adesivo. Tagliare con cautela il nastro lungo il bordo della parte PDMS per rimuovere PDMS eccesso. </li></ol></li><li> Per realizzare i piatti PDMS metà ripetere i passaggi di cui sopra da 2.2.1 a 2.2.3 con la cialda silanizzata vuoto. </li><li> Peel del nastro e perforare collegamento fluido nella metà strutturati con un perforatore biopsia. Proteggere le strutture con nastro adesivo durante la conservazione. </li><li> Incollare i pezzi PDMS insieme da incollaggio utilizzando i PDMS agente 24 di polimerizzazione. <ol><li> Prendete un wafer di silicio non trattato e spin cappotto con PDMS agente indurente per 30 sec a 6.000 giri. Prendere la cialda fuori il verniciatore di spin. </li><li> Rimuovere il nastro dalle metà strutturati e metterli con le strutture rivolti verso il basso sul wafer. Spingere delicatamente sopra le PDMS per rimuovere le bolle d&#39;aria. </li><li> Rimuovere il nastro dalle PDMS vuote metà. Dai dimezzare strutturato dal wafer e allineare manualmente sulla parte superiore del PDMS dimezzare piatta. Premere delicatamente ilsepararsi insieme per eliminare le bolle d&#39;aria e lasciare la cura di chip montato per 24 ore a temperatura ambiente. Non spingere le due parti con la forza come questo può causare i canali al collasso. </li></ol></li><li> Tagliare la punta del chip lungo la linea dell&#39;indicatore ortogonale al canale ugello con un taglierino per aprire l&#39;ugello di uscita. Utilizzare un dispositivo di allineamento per garantire un taglio dritto, che è necessario per una espulsione di liquido diritta. Ispezionare il chip sotto un microscopio per difetti dei canali microfluidica e particelle di polvere. Mettere un nastro sulle prese per proteggere i trucioli durante la conservazione. </li><li> Collegare una bottiglia Woulff con tubo ad una fonte di azoto secco e per tutti gli ingressi del chip LADE. Cassetta 50 ml di 1 H, 1 H, H 2, H 2 -perfluorodecyltrichlorosilane sul fondo della bottiglia Woulff e chiuderla. </li><li> Silanizzare i canali microfluidica svuotando tutti i canali per 20 minuti con il flusso di azoto che trasportano 1 H, 1 H </em&gt;, 2 H, 2 H -perfluorodecyltrichlorosilane ad una portata di circa 1 ml / sec. I chip sono pronti per esperimenti e possono essere conservati per almeno alcune settimane a temperatura ambiente. </li></ol> 3. Preparazione del sistema di misurazione / Droplet Trasporti NOTA: costruire l&#39;intero sistema di trasporto gocciolina sopra un tavolo ottica, dato che è necessario costruire una struttura di supporto stabile per l&#39;installazione. Uno schema dell&#39;intero sistema di trasporto gocciolina è illustrato in Figura 6. <ol><li> Installare un poli ciclonico personalizzato (metilmetacrilato) (PMMA) adattatore con un 50 centimetri allegate tubo in acciaio inossidabile verticalmente. Collegare l&#39;adattatore a una fonte di elio con un controllore di flusso di massa. Collegare un (ad alta velocità), macchina fotografica e una lampada all&#39;adattatore sui siti opposte per la visualizzazione delle gocce. </li><li> Inserire un riscaldatore a cartuccia nel mezzo del tubo di acciaio e utilizzando poli (cloruro di vinile) (PVC) tubo e un tubo Legrisconnettore per collegare l&#39;estremità del tubo di acciaio con l&#39;ingresso del desolvator membrana. </li><li> Collegare l&#39;uscita del desolvator con un altro tubo in PVC a un adattatore di flusso laminare, che è direttamente collegata all&#39;ingresso ICPMS. Collegare l&#39;adattatore flusso laminare ad una sorgente argon con un controllore di flusso di massa e successivamente utilizzarlo per admix Argon per raggiungere una condizione stabile funzionamento. </li><li> Allineare l&#39;adattatore e il tubo verticale in acciaio con una livella. Se l&#39;allineamento non è preciso, si può portare a notevoli perdite di goccioline. Inserire una spina nel adattatore per evitare che i gas fuoriuscita durante il sistema di tempo di riscaldamento. </li><li> Inizia flussi di gas tutto sopra citate e dispositivi che utilizzano le impostazioni da tabella 1. Lasciare che il sistema per riscaldare per 15 min. Il riscaldatore cartuccia deve 2 ore per stabilizzare la temperatura, accenderlo in anticipo. </li><li> Posizionare le pompe siringa su un rack all&#39;altezza di adattatore dell&#39;elio ciclonica. Mantenere la distanza tra lapompe a siringa e l&#39;adattatore più breve possibile. </li></ol> 4. Misure NOTA: Il seguente protocollo è scritta in termini generali a causa della varietà di soluzioni e sospensioni che può essere utilizzato. Tuttavia, sospensioni cellulari devono essere diluite a una concentrazione di &lt;1 x 10 7 cellule / ml, quando viene eseguita l&#39;analisi singola cellula, per assicurare che la maggior parte delle goccioline trasportare una sola cella. Per misure con celle posizionare le pompe a siringa con un angolo in modo che l&#39;uscita delle siringhe punto verso il basso e installare il tubo in modo che puntano verso il basso. <ol><li> Collegare il tubo per le siringhe. Carico due 5 ml siringhe con perfluoroesano e una siringa da 1 ml con una soluzione campione o sospensione. Rimuovere tutte le bolle intrappolate nelle siringhe e tubi. </li><li> Installare le siringhe in una pompa a siringa e collegarli agli ingressi del chip. Avviare le pompe siringa utilizzando le impostazioni iniziali diTabella 1 (o portate maggiori). Dare i flussi da 3 a 5 minuti per stabilizzare. <ol><li> Rimuovere il liquido in eccesso dalla punta del chip con un tessuto. I liquidi dovrebbero ora espellere dal chip in un getto rettilineo. Se una espulsione retta non può essere realizzato strofinando con un tessuto sostituire il chip e ricominciare con questo passo. </li></ol></li><li> Togliere la spina dalla scheda e inserire con attenzione il chip nella scheda. Lubrificare il chip con FC-40, se necessario. Un chip può essere utilizzato per almeno 2 ore di esperimenti. </li><li> Cambiare la portata ad essere entro le impostazioni di misura consigliate dalla Tabella 1. Portata inferiore del PFH non solo salva PFH ma riduce anche il segnale di fondo, causato da interferenze isobariche. </li><li> Dare sistema 2-5 min per stabilizzare (a seconda delle portate scelte). Ottimizzare le ICPMS per l&#39;intensità del segnale più alto degli analiti di interesse. <ol><li> Successivamente regolare i flussi di tutti gli gAses sui regolatori di flusso di massa (vedi i valori consigliati in tabella 1), fino l&#39;intensità massima del segnale degli analiti di interesse si ottiene. Tune il potere plasma e le tensioni lente di focalizzazione (secondo intervalli raccomandate dal produttore) sulle ICPMS nello stesso modo. </li></ol></li><li> Impostare le ICPMS ad un tempo di permanenza di 10 msec (richiesto le ICPMS molto utilizzati, ma può essere regolata con altri strumenti per garantire un&#39;acquisizione risolta nel tempo). Avviare la registrazione del segnale di un particolare m / z usando il protocollo del produttore. </li><li> Dopo la misurazione, trasferire i dati grezzi al programma di analisi dei dati per la valutazione. Bin i dati, riportati nella conta per 10 msec, con un built-in funzione, e la trama risulta valori centrali bin contro conteggi. Montare ogni picco nell&#39;istogramma distribuzione di frequenza tracciata con una funzione di Gauss. La media e sigma del fit rappresentano l&#39;intensità del segnale medio e la sua deviazione standard, rispettivamente. </li></ol> &lt;p class = &quot;jove_title&quot;&gt; 5. Calibrazione Concetto <ol><li> Misurare una soluzione unica o standard di multi-elemento che contiene l&#39;elemento o gli elementi di interesse alle stesse portate come il campione. </li><li> Inserire un chip LADE in una capsula di Petri su un microscopio. Per una migliore qualità dell&#39;immagine utilizzare un chip non-round. Realizzare questo chip come descritto al punto 2, ma con una forma semplice fusione rettangolare al posto di quello a forma parzialmente round. </li><li> Seguire i passaggi da 4.1 a 4.2.1 per avviare la generazione goccia. Impostare le portate per le portate utilizzate nella fase 5.1. </li><li> Registrare le immagini di goccioline acquose con una fotocamera ad alta velocità collegato ad un microscopio (obiettivo 20X). Utilizzare un software di analisi di immagine come la morfometria goccia e software velocimetria da Basu 25 per ottenere il diametro medio goccia dalle registrazioni. </li><li> Utilizzare diametro medio delle gocce per calcolare il volume di goccia, assumendo la goccia è un oggetto sferico. <ol><li> Da questo volume e la knpropria concentrazione di un analita nel gocciolina calcolare il numero di atomi corrispondenti. Dividere il numero di ioni misurati per gocciolina per il numero di atomi di ottenere l&#39;efficienza di rivelazione. Utilizzare questa efficienza di rivelazione per calcolare il numero di atomi in un campione sconosciuto. NOTA: Poiché le variazioni tra singoli chip sono piccole 22, non è necessario ripetere la misura della dimensione delle gocce per ogni circuito integrato o soluzione se le portate rimangono le stesse. Un elenco delle dimensioni delle gocce e le frequenze in base alle portate specifiche è pubblicato da Verboket et al. 22. </li></ol></li></ol>

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S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+morphometry+and+velocimetry+(DMV):+a+video+processing+software+for+time-resolved,+label-free+tracking+of+droplet+parameters.">Droplet morphometry and velocimetry (DMV): a video processing software for time-resolved, label-free tracking of droplet parameters.</a> Lab Chip. 13 (10), 1892-1901 (2013).</li><li>Dziewatkoski, M. P., Daniels, L. B., Olesik, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time-resolved+inductively+coupled+plasma+mass+spectrometry+measurements+with+individual,+monodisperse+drop+sample+introduction.">Time-resolved inductively coupled plasma mass spectrometry measurements with individual, monodisperse drop sample introduction.</a> Anal. Chem. 68 (7), 1101-1109 (1996).</li><li>Abate, A. R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+injection+with+microfluidics+using+picoinjectors.">High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).</li><li>Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decompressing+emulsion+droplets+favors+coalescence.">Decompressing emulsion droplets favors coalescence.</a> Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501 (2008).</li><li>Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pillar-induced+droplet+merging+in+microfluidic+circuits.">Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits.</a> Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).</li><li>Song, H., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond+kinetics+on+a+microfluidic+chip+using+nanoliters+of+reagents.">Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents.</a> J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).</li><li>Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reactions+in+droplets+in+microflulidic+channels.">Reactions in droplets in microflulidic channels.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).</li><li>Lombardi, D., Dittrich, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Droplet+microfluidics+with+magnetic+beads:+a+new+tool+to+investigate+drug-protein+interactions.">Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions.</a> Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Compartmentalization+of+chemically+separated+components+into+droplets.">Compartmentalization of chemically separated components into droplets.</a> Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).</li><li>Edgar, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capillary+electrophoresis+separation+in+the+presence+of+an+immiscible+boundary+for+droplet+analysis.">Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis.</a> Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).</li><li>Baret, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence-activated+droplet+sorting+(FADS):+efficient+microfluidic+cell+sorting+based+on+enzymatic+activity.">Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity.</a> Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).</li><li>Agresti, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultrahigh-throughput+screening+in+drop-based+microfluidics+for+directed+evolution.">Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Sebbene la fabbricazione dei circuiti integrati è molto affidabile ci sono alcuni punti critici durante la fabbricazione che richiedono una particolare attenzione. Innanzitutto, pulizia durante l&#39;assemblaggio è molto importante per evitare la contaminazione del chip dalla polvere. La polvere può bloccare i canali ed evitare una generazione goccia stabile. In secondo luogo, è particolarmente importante che la punta è tagliato ortogonalmente al canale ugello. L&#39;angolo del taglio influenza fortemente l&#39;ang...

Analisi elementare di campioni liquidi da accoppiamento induttivo spettrometria di massa a plasma (ICPMS) è comunemente eseguita utilizzando nebulizzatori in combinazione con camere di nebulizzazione come sistema di introduzione 1. In questo sistema di introduzione del campione il campione viene spruzzato da un nebulizzatore per generare un aerosol polidispersa. Una camera di nebulizzazione a valle viene usato per filtrare grandi goccioline. Questo metodo è associato con un elevato consumo campione (&gt; 0,3 ml min -1) 2 e un trasporto del campione incompleta. Così, diventa impraticabile per le applicazioni in cui sono disponibili i volumi del campione soltanto microlitro, come in studi biologici, forensi, tossicologici e clinici 3. Per ridurre il consumo di esempio, con dimensioni di ugelli nebulizzatori piccoli stati sviluppati 3. Tuttavia, la dimensione ridotta ugello aumenta il rischio di intasamento quando campioni di fluidi biologici non digerito o soluzioni saline concentrate devono essere analizzati 3. et al. 4. Gli autori iniettato un liquido in ICPMS sotto forma di microgocce discrete monodisperse, prodotte da una micropompa azionato piezo-elettrico. Anche se questo sistema non ha trovato larga applicazione, ha avviato lo sviluppo del concetto di discreta introduzione goccia in ICPMS. Oggi, azionato elettricamente piezo-sistemi, che possono generare goccioline di dimensione di 30, 50, 70 e 100 micron e con frequenze 100-2,000 Hz erogazione, può essere acquistato. Le goccioline possono essere trasportati in ICPMS con quasi il 100% di efficienza 5. Questi distributori microdroplet sono stati applicati per misurare quantitativamente singole nanoparticelle 5,6 e caratterizzare cellule biologiche singole 7. Un sistema simile basato sulla tecnologia a getto di inchiostro termico 8 è stato testato per l&#39;analisi di campioni biologici 9. Anche se l&#39;Available singoli sistemi di introduzione gocciolina sono molto efficienti, può essere utilizzato per piccoli volumi di campione e sono promettenti per l&#39;analisi delle nanoparticelle e cellule, hanno diverse limitazioni. Per un ugello fisso, la dimensione delle gocce può essere variata leggermente (a meno impostazioni personalizzate vengono utilizzate 10). Variazioni delle proprietà fisiche del liquido (pH, contenuto di sale) possono alterare le caratteristiche delle gocce (dimensioni, velocità di iniezione). Inoltre, questi dispositivi sono piuttosto costosi, inclini a intasamento e sono difficili da pulire. Un altro metodo per generare goccioline è noto nel campo della gocciolina microfluidica 11. Negli ultimi anni goccia microfluidica ha guadagnato interesse (bio) reazioni chimiche 12-15 e per gli studi di cella singola 16,17. Inoltre, questa tecnica è stata applicata per l&#39;introduzione di campioni in ionizzazione electrospray massa spettrometria 18,19 e per la preparazione dei campioni in matrix-assisted laser desorbimento / ionization spettrometria di massa 20,21. Recentemente, abbiamo introdotto un sistema basato microfluidica per l&#39;introduzione del campione in ICPMS 22. La componente chiave del nostro sistema introduzione è il liquido assistita goccia espulsione (LADE) chip. Questo chip consiste completamente di poli (dimetilsilossano) (PDMS). Nel primo incrocio canale di flusso messa a fuoco viene utilizzato per generare goccioline monodisperse di una soluzione campione acquoso (Figura 1). A tale scopo il altamente volatile (punto di ebollizione 58-60 ° C 23) e portante immiscibile fase perfluoroesano (PFH) viene utilizzato (Figura 1). Queste proprietà PFH consentono una generazione goccia stabile e la rimozione veloce della fase portante. Le modifiche delle proprietà del influenza liquido campione questo metodo di generazione meno, rispetto ad altri generatori di gocce. La dimensione delle gocce è regolabile in un ampio intervallo variando le portate della fase acquosa e la PFH. In un secondar downstreamy giunzione, più PFH viene aggiunto per aumentare la velocità di flusso ad almeno 1 m sec -1. A questa velocità del liquido può essere espulso dal chip in jet stabile e diritta (Figura 1) senza distruzione gocciolina (Figura 1 riquadro). Questo design a doppia giunzione permette il controllo della stabilità del getto indipendente generazione goccia. Le goccioline vengono trasportati alle ICPMS con un sistema di trasporto personalizzato. Tale sistema comprende un tubo caduta e un desolvator membrana per rimuovere il PFH. I residui secchi delle goccioline acquose vengono successivamente ionizzati nel plasma del ICPMS e un rilevatore misura la massa degli ioni. La parte frontale della piastrina è quello di garantire un collegamento stretto con il sistema di trasporto goccia a botte. L&#39;espulsione del campione acquoso come goccioline PFH è vantaggioso, perché il contatto con l&#39;ugello è evitata. Questo riduce notevolmente il rischio di intasamento dell&#39;ugello, che può essere un problema quando si lavora con sospensioni cellulari o cosoluzioni saline ncentrated. I chip LADE, fabbricati da PDMS litografia soft, sono a buon mercato (costo del materiale di circa $ 2 per chip), monouso e facile da modificare. In combinazione con la fabbricazione che richiede solo una piccola quantità di lavoro manuale ciascun esperimento può essere eseguita con un nuovo chip. Pertanto, una pulizia laboriosa non è necessario e la contaminazione crociata è minimizzato. Qui, la fabbricazione del chip LADE da litografia morbida e la sua applicazione per ICPMS sono descritti. Esempi di misure con una soluzione acquosa ed una sospensione cellulare vengono presentati.

<table><tbody><tr><td>Silicon wafer 100 mm</td><td>Si-Mat (Kaufering, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2002</td><td>Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2050</td><td>Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acetone</td><td>Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td><td>100014</td><td></td></tr><tr><td>MR-developer 600</td><td>Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Isopropanol</td><td>Merk VWR (Darmstadt, Germany)</td><td>109634</td><td></td></tr><tr><td>1&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;,1&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;,2&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;,2&lt;em&gt;H&lt;/em&gt;-perfluorodecyltrichlorosilane</td><td>ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td><td>AB111155</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS)</td><td>Dow Corning (Michigan, U.S.A.)</td><td>39100000</td><td></td></tr><tr><td>Perfluorohexane 99%</td><td>Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.)</td><td>281042</td><td></td></tr><tr><td>FC-40</td><td>ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany)</td><td>AB103511</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate-buffered saline&amp;nbsp;</td><td>Life Technologies (Paisley, U.K.)&amp;nbsp;</td><td>10010-015</td><td></td></tr><tr><td>Red blood cells in phosphate-buffered saline</td><td>Rockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.)&amp;nbsp;</td><td>R400-0100</td><td></td></tr><tr><td>Single-element standard solutions Na, Fe</td><td>Inorganic Ventures (Virginia, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Multielement standard solution&amp;nbsp;</td><td>Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td><td>IV</td><td></td></tr><tr><td>Nitric acid</td><td>Sub-boiled</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ultrahigh-purity water</td><td>Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hot plate HP 160 III BM</td><td>Sawatec (Sax, Switzerland)</td><td></td><td>used for wafer preparation</td></tr><tr><td>Spin modules SM 180 BM</td><td>Sawatec (Sax, Switzerland)</td><td></td><td>used for wafer preparation</td></tr><tr><td>High resolution film photomask</td><td>Microlitho (Essex, U.K.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Step profiler Dektak XT advanced</td><td>Bruker&amp;nbsp; (Massachusetts, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hot plate MR 3002</td><td>Heidolph (Schwabach, Germany)</td><td></td><td>used for replica molding&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>1.5 mm biopsy puncher</td><td>Miltex (Pennsylvania, U.S.A.)</td><td>33-31AA/33-31A</td><td></td></tr><tr><td>Spin coater&amp;nbsp; WS-400 BZ-6NPP/LITE</td><td>Laurell (Pennsylvania, U.S.A.)</td><td></td><td>used for adhesive bonding</td></tr><tr><td>Syringe pump neMESYS</td><td>Cetoni (Korbussen, Germany)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 ml syringe&amp;nbsp;</td><td>Codan (Lensahn, Germany)&amp;nbsp;</td><td>62.1002</td><td></td></tr><tr><td>5 ml syringe&amp;nbsp;</td><td>B. Braun (Melsungen, Germany)&amp;nbsp;</td><td>4606051V</td><td></td></tr><tr><td>PTFE tubing&amp;nbsp;</td><td>PKM SA (Lyss, Switzerland)&amp;nbsp;</td><td>PTFE-AWG-TFT20.N</td><td></td></tr><tr><td>Quadrupole-based ICPMS ELAN6000</td><td>PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.)&amp;nbsp;</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Membrane desolvator CETAC6000AT+</td><td>CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.)&amp;nbsp;</td><td></td><td>only the desolvator unit is used</td></tr><tr><td>High speed camera Miro M110</td><td>Vision Research (New Jersey, U.S.A.)</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Data analysis program Origin pro</td><td>OriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.)</td><td>version 8.6</td><td></td></tr><tr><td>Microscope</td><td>Olympus (Tokyo, Japan)</td><td>IX71</td><td></td></tr></tbody></table>

a microfluidic chip for icpms sample introduction

Questo protocollo discute la fabbricazione e l&#39;utilizzo di un basso costo chip microfluidico monouso come sistema di introduzione del campione per accoppiamento induttivo spettrometria di massa di plasma (ICPMS). Il chip produce monodisperse goccioline campione acquoso a perfluoroesano (PFH). Dimensioni e frequenza delle goccioline acquose possono essere variate nel range tra 40 e 60 micron e da 90 a 7.000 Hz, rispettivamente. Le goccioline vengono espulsi dal chip con un secondo flusso di PFH e rimangono intatti durante l&#39;espulsione. Un sistema di desolvatazione fuoriserie rimuove il PFH e trasporta le goccioline nelle ICPMS. Qui, segnali molto stabili con una stretta distribuzione di intensità possono essere misurate, mostra la monodispersity delle goccioline. Abbiamo dimostrato che il sistema d&#39;introduzione può essere utilizzata per determinare quantitativamente ferro nei bovini singole cellule rosse del sangue. In futuro, le capacità del dispositivo di introduzione può essere facilmente esteso con l&#39;integrazione di ulteriori moduli microfluidica.

Il sistema presentato può essere impiegato per misurare piccoli volumi di soluzioni o sospensioni contenenti cellule o nanoparticelle. Esempi di una misurazione di una soluzione standard e caratterizzazione di singole cellule sono mostrati qui. Altri esempi si possono trovare in Verboket et al. 22. Tipicamente il segnale di una singola goccia di una soluzione è molto breve evento. Di solito dura per pochi 100 msec 26. Con i ICPMS utilizzati qui (tempo di sost...

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A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction

Vi presentiamo un sistema di introduzione del campione goccia discreto per accoppiamento induttivo spettrometria di massa di plasma (ICPMS). Si basa su un chip microfluidico economico e getta che genera goccioline altamente monodisperse in una gamma di dimensioni di 40-60 micron a frequenze da 90 a 7.000 Hz.

Un chip microfluidico per ICPMS introduzione del campione

This protocol discusses the fabrication and usage of a disposable low cost microfluidic chip as sample introduction system for inductively coupled plasma ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

11.1K Views.  ETH Zurich.  Vi presentiamo un sistema di introduzione del campione goccia discreto per accoppiamento induttivo spettrometria di massa di plasma (ICPMS). Si basa su un chip microfluidico economico e getta che genera goccioline altamente monodisperse in una gamma di dimensioni di 40-60 micron a frequenze da 90 a 7.000 Hz. 

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A Microfluidic-based Hydrodynamic Trap for Single Particles

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science. Methods for particle trapping based on optical, magnetic, electrokinetic, and acoustic techniques have led to major advancements in physics and biology ranging from the molecular to cellular level. In this article, we introduce a new microfluidic-based technique for particle trapping and manipulation based solely on hydrodynamic fluid flow. Using this method, we demonstrate trapping of micro- and nano-scale particles in aqueous solutions for long time scales. The hydrodynamic trap consists of an integrated microfluidic device with a cross-slot channel geometry where two opposing laminar streams converge, thereby generating a planar extensional flow with a fluid stagnation point (zero-velocity point). In this device, particles are confined at the trap center by active control of the flow field to maintain particle position at the fluid stagnation point. In this manner, particles are effectively trapped in free solution using a feedback control algorithm implemented with a custom-built LabVIEW code. The control algorithm consists of image acquisition for a particle in the microfluidic device, followed by particle tracking, determination of particle centroid position, and active adjustment of fluid flow by regulating the pressure applied to an on-chip pneumatic valve using a pressure regulator. In this way, the on-chip dynamic metering valve functions to regulate the relative flow rates in the outlet channels, thereby enabling fine-scale control of stagnation point position and particle trapping. The microfluidic-based hydrodynamic trap exhibits several advantages as a method for particle trapping. Hydrodynamic trapping is possible for any arbitrary particle without specific requirements on the physical or chemical properties of the trapped object. In addition, hydrodynamic trapping enables confinement of a "single" target object in concentrated or crowded particle suspensions, which is difficult using alternative force field-based trapping methods. The hydrodynamic trap is user-friendly, straightforward to implement and may be added to existing microfluidic devices to facilitate trapping and long-time analysis of particles. Overall, the hydrodynamic trap is a new platform for confinement, micromanipulation, and observation of particles without surface immobilization and eliminates the need for potentially perturbative optical, magnetic, and electric fields in the free-solution trapping of small particles.

In this article, we present a microfluidic-based method for particle confinement based on hydrodynamic flow. We demonstrate stable particle trapping at a fluid stagnation point using a feedback control mechanism, thereby enabling confinement and micromanipulation of arbitrary particles in an integrated microdevice.

Un Microfluidic basato Trappola idrodinamico per particelle singole

The ability to confine and manipulate single particles in free solution is a key enabling technology for fundamental and applied science.  Methods for ...

Ricerca

Bioingegneria

Microfluidic Chips Controlled with Elastomeric Microvalve Arrays

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays. Robust flow control and precise fluidic volumes are two critical requirements for these applications. We have developed microfluidic chips featuring elastomeric polydimethylsiloxane (PDMS) microvalve arrays that: 1) need no extra energy source to close the fluidic path, hence the loaded device is highly portable; and 2) allow for microfabricating deep (up to 1 mm) channels with vertical sidewalls and resulting in very precise features.

The PDMS microvalves-based devices consist of three layers: a fluidic layer containing fluidic paths and microchambers of various sizes, a control layer containing the microchannels necessary to actuate the fluidic path with microvalves, and a middle thin PDMS membrane that is bound to the control layer. Fluidic layer and control layers are made by replica molding of PDMS from SU-8 photoresist masters, and the thin PDMS membrane is made by spinning PDMS at specified heights. The control layer is bonded to the thin PDMS membrane after oxygen activation of both, and then assembled with the fluidic layer. The microvalves are closed at rest and can be opened by applying negative pressure (e.g., house vacuum). Microvalve closure and opening are automated via solenoid valves controlled by computer software.

Here, we demonstrate two microvalve-based microfluidic chips for two different applications. The first chip allows for storing and mixing precise sub-nanoliter volumes of aqueous solutions at various mixing ratios. The second chip allows for computer-controlled perfusion of microfluidic cell cultures.

The devices are easy to fabricate and simple to control. Due to the biocompatibility of PDMS, these microchips could have broad applications in miniaturized diagnostic assays as well as basic cell biology studies.

We demonstrate protocols for manufacturing and automating elastomeric polydimethylsiloxane (PDMS)-based microvalve arrays that need no extra energy to close and feature photolithographically defined precise volumes. A parallel subnanoliter-volume mixer and an integrated microfluidic perfusion system are presented.

Chips Microfluidic controllati con le matrici elastomeriche microvalvola

Miniaturized microfluidic systems provide simple and effective solutions for low-cost point-of-care diagnostics and high-throughput biomedical assays.  ...

Biologia

On-chip Isotachophoresis for Separation of Ions and Purification of Nucleic Acids

Electrokinetic techniques are a staple of microscale applications because of their unique ability to perform a variety of fluidic and electrophoretic processes in simple, compact systems with no moving parts. Isotachophoresis (ITP) is a simple and very robust electrokinetic technique that can achieve million-fold preconcentration1,2 and efficient separation and extraction based on ionic mobility.3 For example, we have demonstrated the application of ITP to separation and sensitive detection of unlabeled ionic molecules (e.g. toxins, DNA, rRNA, miRNA) with little or no sample preparation4-8 and to extraction and purification of nucleic acids from complex matrices including cell culture, urine, and blood.9-12
ITP achieves focusing and separation using an applied electric field and two buffers within a fluidic channel system. For anionic analytes, the leading electrolyte (LE) buffer is chosen such that its anions have higher effective electrophoretic mobility than the anions of the trailing electrolyte (TE) buffer (Effective mobility describes the observable drift velocity of an ion and takes into account the ionization state of the ion, as described in detail by Persat et al.13). After establishing an interface between the TE and LE, an electric field is applied such that LE ions move away from the region occupied by TE ions. Sample ions of intermediate effective mobility race ahead of TE ions but cannot overtake LE ions, and so they focus at the LE-TE interface (hereafter called the "ITP interface"). Further, the TE and LE form regions of respectively low and high conductivity, which establish a steep electric field gradient at the ITP interface. This field gradient preconcentrates sample species as they focus. Proper choice of TE and LE results in focusing and purification of target species from other non-focused species and, eventually, separation and segregation of sample species.
We here review the physical principles underlying ITP and discuss two standard modes of operation: "peak" and "plateau" modes. In peak mode, relatively dilute sample ions focus together within overlapping narrow peaks at the ITP interface. In plateau mode, more abundant sample ions reach a steady-state concentration and segregate into adjoining plateau-like zones ordered by their effective mobility. Peak and plateau modes arise out of the same underlying physics, but represent distinct regimes differentiated by the initial analyte concentration and/or the amount of time allotted for sample accumulation.
We first describe in detail a model peak mode experiment and then demonstrate a peak mode assay for the extraction of nucleic acids from E. coli cell culture. We conclude by presenting a plateau mode assay, where we use a non-focusing tracer (NFT) species to visualize the separation and perform quantitation of amino acids.

Isotachophoresis (ITP) is a robust electrokinetic separation and preconcentration technique with applications ranging from toxin detection to sample preparation. We review the physical principles of ITP and the methodology of applying this technique to two specific example applications: separation and detection of small molecules and purification of nucleic acids from cell culture lysate.

On-Chip Isotachophoresis per separazione degli ioni e purificazione di acidi nucleici

Electrokinetic techniques are a staple of microscale applications because of their unique ability to perform a variety of fluidic and electrophoretic ...

Creating Sub-50 Nm Nanofluidic Junctions in PDMS Microfluidic Chip via Self-Assembly Process of Colloidal Particles

Polydimethylsiloxane (PDMS) is the prevailing building material to make microfluidic devices due to its ease of molding and bonding as well as its transparency. Due to the softness of the PDMS material, however, it is challenging to use PDMS for building nanochannels. The channels tend to collapse easily during plasma bonding. In this paper, we present an evaporation-driven self-assembly method of silica colloidal nanoparticles to create nanofluidic junctions with sub-50 nm pores between two microchannels. The pore size as well as the surface charge of the nanofluidic junction is tunable simply by changing the colloidal silica bead size and surface functionalization outside of the assembled microfluidic device in a vial before the self-assembly process. Using the self-assembly of nanoparticles with a bead size of 300 nm, 500 nm, and 900 nm, it was possible to fabricate a porous membrane with a pore size of ~45 nm, ~75 nm and ~135 nm, respectively. Under electrical potential, this nanoporous membrane initiated ion concentration polarization (ICP) acting as a cation-selective membrane to concentrate DNA by ~1,700 times within 15 min. This non-lithographic nanofabrication process opens up a new opportunity to build a tunable nanofluidic junction for the study of nanoscale transport processes of ions and molecules inside a PDMS microfluidic chip.

We propose a simple self-assembly technique of silica colloidal nanoparticles to create a nanofluidic junction between two microchannels in polydimethylsiloxane (PDMS). Using this technique, a nanoporous bead membrane with a pore size down to ~45 nm was built inside a microchannel and applied to electrokinetic preconcentration of DNA samples.

Creazione di Sub-50 Nm nanofluidic giunzioni in PDMS Microfluidic Chip tramite processo di auto-assemblaggio di particelle colloidale

Polydimethylsiloxane (PDMS) is the prevailing building material to make microfluidic devices due to its ease of molding and bonding as well as its ...

Ingegneria

A Microfluidic Chip for the Versatile Chemical Analysis of Single Cells

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this purpose, the cells are passively trapped in the middle of a microchamber. Upon activation of the control layer, the cell is isolated from the surrounding volume in a small chamber. The surrounding volume can then be exchanged without affecting the isolated cell. However, upon short opening and closing of the chamber, the solution in the chamber can be replaced within a few hundred milliseconds. Due to the reversibility of the chambers, the cells can be exposed to different solutions sequentially in a highly controllable fashion, e.g. for incubation, washing, and finally, cell lysis. The tightly sealed microchambers enable the retention of the lysate, minimize and control the dilution after cell lysis. Since lysis and analysis occur at the same location, high sensitivity is retained because no further dilution or loss of the analytes occurs during transport. The microchamber design therefore enables the reliable and reproducible analysis of very small copy numbers of intracellular molecules (attomoles, zeptomoles) released from individual cells. Furthermore, many microchambers can be arranged in an array format, allowing the analysis of many cells at once, given that suitable optical instruments are used for monitoring. We have already used the platform for proof-of-concept studies to analyze intracellular proteins, enzymes, cofactors and second messengers in either relative or absolute quantifiable manner.

In this article we present a microfluidic chip for single cell analysis. It allows the quantification of intracellular proteins, enzymes, cofactors, and second messengers by means of fluorescent assays or immunoassays.&#160;

Un chip microfluidica per la Versatile analisi chimica di singole cellule

We present a microfluidic device that enables the quantitative determination of intracellular biomolecules in multiple single cells in parallel. For this ...

Microfluidic Chips for In Situ Crystal X-ray Diffraction and In Situ Dynamic Light Scattering for Serial Crystallography

This protocol describes fabricating microfluidic devices with low X-ray background optimized for goniometer based fixed target serial crystallography. The devices are patterned from epoxy glue using soft lithography and are suitable for in situ X-ray diffraction experiments at room temperature. The sample wells are lidded on both sides with polymeric polyimide foil windows that allow diffraction data collection with low X-ray background. This fabrication method is undemanding and inexpensive. After the sourcing of a SU-8 master wafer, all fabrication can be completed outside of a cleanroom in a typical research lab environment. The chip design and fabrication protocol utilize capillary valving to microfluidically split an aqueous reaction into defined nanoliter sized droplets. This loading mechanism avoids the sample loss from channel dead-volume and can easily be performed manually without using pumps or other equipment for fluid actuation. We describe how isolated nanoliter sized drops of protein solution can be monitored in situ by dynamic light scattering to control protein crystal nucleation and growth. After suitable crystals are grown, complete X-ray diffraction datasets can be collected using goniometer based in situ fixed target serial X-ray crystallography at room temperature. The protocol provides custom scripts to process diffraction datasets using a suite of software tools to solve and refine the protein crystal structure. This approach avoids the artefacts possibly induced during cryo-preservation or manual crystal handling in conventional crystallography experiments. We present and compare three protein structures that were solved using small crystals with dimensions of approximately 10-20 &#181;m grown in chip. By crystallizing and diffracting in situ, handling and hence mechanical disturbances of fragile crystals is minimized. The protocol details how to fabricate a custom X-ray transparent microfluidic chip suitable for in situ serial crystallography. As almost every crystal can be used for diffraction data collection, these microfluidic chips are a very efficient crystal delivery method.

Microfluidic Chips for In Situ Crystal X-ray Diffraction and In Situ Dynamic Light Scattering for Serial Crystallography

This protocol describes in detail how to fabricate and operate microfluidic devices for X-ray diffraction data collection at room temperature. Additionally, it describes how to monitor protein crystallization by dynamic light scattering and how to process and analyze obtained diffraction data.

Chip microfluidici per dispersione della luce dinamica In Situ diffrazione di raggi x di cristallo ed In Situ per la cristallografia seriale

This protocol describes fabricating microfluidic devices with low X-ray background optimized for goniometer based fixed target serial crystallography. The ...

Chimica

A Microfluidic-based Electrochemical Biochip for Label-free DNA Hybridization Analysis

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration of pre-processing steps. Utilizing these devices towards the analysis of DNA hybridization events is important because it offers a technology for real time assessment of biomarkers at the point-of-care for various diseases. However, when the device footprint decreases the dominance of various physical phenomena increases. These phenomena influence the fabrication precision and operation reliability of the device. Therefore, there is a great need to accurately fabricate and operate these devices in a reproducible manner in order to improve the overall performance. Here, we describe the protocols and the methods used for the fabrication and the operation of a microfluidic-based electrochemical biochip for accurate analysis of DNA hybridization events. The biochip is composed of two parts: a microfluidic chip with three parallel micro-channels made of polydimethylsiloxane (PDMS), and a 3 x 3 arrayed electrochemical micro-chip. The DNA hybridization events are detected using electrochemical impedance spectroscopy (EIS) analysis. The EIS analysis enables monitoring variations of the properties of the electrochemical system that are dominant at these length scales. With the ability to monitor changes of both charge transfer and diffusional resistance with the biosensor, we demonstrate the selectivity to complementary ssDNA targets, a calculated detection limit of 3.8 nM, and a 13% cross-reactivity with other non-complementary ssDNA following 20 min&#160;of incubation. This methodology can improve the performance of miniaturized devices by elucidating on the behavior of diffusion at the micro-scale regime and by enabling the study of DNA hybridization events.

We present a microfluidic-based electrochemical biochip for DNA hybridization detection. Following ssDNA probe functionalization, the specificity, sensitivity, and detection limit are studied with complementary and non-complementary ssDNA targets. Results illustrate the influence of the DNA hybridization events on the electrochemical system, with a detection limit of 3.8 nM.

Un Biochip elettrochimica Microfluidic-based per la libera-Label Ibridazione DNA Analysis

Miniaturization of analytical benchtop procedures into the micro-scale provides significant advantages in regards to reaction time, cost, and integration ...

A Microfluidic Platform for Precision Small-volume Sample Processing and Its Use to Size Separate Biological Particles with an Acoustic Microdevice

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. However, to achieve robust sample manipulation it is necessary to address device integration with the macroscale environment. To realize repeatable, sensitive particle separation with microfluidic devices, this protocol presents a complete automated and integrated microfluidic platform that enables precise processing of 0.15&#8211;1.5 ml samples using microfluidic devices. Important aspects of this system include modular device layout and robust fixtures resulting in reliable and flexible world to chip connections, and fully-automated fluid handling which accomplishes closed-loop sample collection, system cleaning and priming steps to ensure repeatable operation. Different microfluidic devices can be used interchangeably with this architecture. Here we incorporate an acoustofluidic device, detail its characterization, performance optimization, and demonstrate its use for size-separation of biological samples. By using real-time feedback during separation experiments, sample collection is optimized to conserve and concentrate sample. Although requiring the integration of multiple pieces of equipment, advantages of this architecture include the ability to process unknown samples with no additional system optimization, ease of device replacement, and precise, robust sample processing.

This protocol describes a system architecture for performing automated small volume (0.15&#8211;1.5 ml) particle separations using a microfluidic device, and discusses methods to optimize acoustofluidic device performance and operation.

Una piattaforma per l&#39;elaborazione di precisione Microfluidic piccola Volume del campione e il suo uso per Dimensione particelle biologiche separate con un Microdevice Acoustic

A major advantage of microfluidic devices is the ability to manipulate small sample volumes, thus reducing reagent waste and preserving precious sample. ...

Fabrication of a Dipole-assisted Solid Phase Extraction Microchip for Trace Metal Analysis in Water Samples

This paper describes a fabrication protocol for a dipole-assisted solid phase extraction (SPE) microchip available for trace metal analysis in water samples. A brief overview of the evolution of chip-based SPE techniques is provided. This is followed by an introduction to specific polymeric materials and their role in SPE. To develop an innovative dipole-assisted SPE technique, a chlorine (Cl)-containing SPE functionality was implanted into a poly(methyl methacrylate) (PMMA) microchip. Herein, diverse analytical techniques including contact angle analysis, Raman spectroscopic analysis, and laser ablation-inductively coupled plasma-mass spectrometry (LA-ICP-MS) analysis were employed to validate the utility of the implantation protocol of the C-Cl moieties on the PMMA. The analytical results of the X-ray absorption near-edge structure (XANES) analysis also demonstrated the feasibility of the Cl-containing PMMA used as an extraction medium by virtue of the dipole-ion interactions between the highly electronegative C-Cl moieties and the positively charged metal ions.

The fabrication protocol of a dipole-assisted solid phase extraction microchip for the trace metal analysis is presented.

Realizzazione di un dipolo-assistita estrazione in fase solida Microchip per Trace analisi dei metalli in campioni di acqua

This paper describes a fabrication protocol for a dipole-assisted solid phase extraction (SPE) microchip available for trace metal analysis in water ...

Fast Enzymatic Processing of Proteins for MS Detection with a Flow-through Microreactor

The vast majority of mass spectrometry (MS)-based protein analysis methods involve an enzymatic digestion step prior to detection, typically with trypsin. This step is necessary for the generation of small molecular weight peptides, generally with MW &#60; 3,000-4,000 Da, that fall within the effective scan range of mass spectrometry instrumentation. Conventional protocols involve O/N enzymatic digestion at 37 &#186;C. Recent advances have led to the development of a variety of strategies, typically involving the use of a microreactor with immobilized enzymes or of a range of complementary physical processes that reduce the time necessary for proteolytic digestion to a few minutes (e.g., microwave or high-pressure). In this work, we describe a simple and cost-effective approach that can be implemented in any laboratory for achieving fast enzymatic digestion of a protein. The protein (or protein mixture) is adsorbed on C18-bonded reversed-phase high performance liquid chromatography (HPLC) silica particles preloaded in a capillary column, and trypsin in aqueous buffer is infused over the particles for a short period of time. To enable on-line MS detection, the tryptic peptides are eluted with a solvent system with increased organic content directly in the MS ion source. This approach avoids the use of high-priced immobilized enzyme particles and does not necessitate any aid for completing the process. Protein digestion and complete sample analysis can be accomplished in less than ~3 min and ~30 min, respectively.

A quick protocol for proteolytic digestion with an in-house built flow-through tryptic microreactor coupled to an electrospray ionization (ESI) mass spectrometer is presented. The fabrication of the microreactor, the experimental setup and the data acquisition process are described.

Veloce enzimatica Trattamento di proteine ​​per MS rilevamento con un microreattore flusso-through

The vast majority of mass spectrometry (MS)-based protein analysis methods involve an enzymatic digestion step prior to detection, typically with trypsin. ...

Un chip microfluidico per ICPMS introduzione del campione

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Un Microfluidic basato Trappola idrodinamico per particelle singole

Chips Microfluidic controllati con le matrici elastomeriche microvalvola

On-Chip Isotachophoresis per separazione degli ioni e purificazione di acidi nucleici

Creazione di Sub-50 Nm nanofluidic giunzioni in PDMS Microfluidic Chip tramite processo di auto-assemblaggio di particelle colloidale

Un chip microfluidica per la Versatile analisi chimica di singole cellule

Chip microfluidici per dispersione della luce dinamica In Situ diffrazione di raggi x di cristallo ed In Situ per la cristallografia seriale

Un Biochip elettrochimica Microfluidic-based per la libera-Label Ibridazione DNA Analysis

Una piattaforma per l'elaborazione di precisione Microfluidic piccola Volume del campione e il suo uso per Dimensione particelle biologiche separate con un Microdevice Acoustic

Realizzazione di un dipolo-assistita estrazione in fase solida Microchip per Trace analisi dei metalli in campioni di acqua

Veloce enzimatica Trattamento di proteine per MS rilevamento con un microreattore flusso-through

Un chip microfluidico per ICPMS introduzione del campione

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Un Microfluidic basato Trappola idrodinamico per particelle singole

Chips Microfluidic controllati con le matrici elastomeriche microvalvola

On-Chip Isotachophoresis per separazione degli ioni e purificazione di acidi nucleici

Creazione di Sub-50 Nm nanofluidic giunzioni in PDMS Microfluidic Chip tramite processo di auto-assemblaggio di particelle colloidale

Un chip microfluidica per la Versatile analisi chimica di singole cellule

Chip microfluidici per dispersione della luce dinamica In Situ diffrazione di raggi x di cristallo ed In Situ per la cristallografia seriale

Un Biochip elettrochimica Microfluidic-based per la libera-Label Ibridazione DNA Analysis

Una piattaforma per l'elaborazione di precisione Microfluidic piccola Volume del campione e il suo uso per Dimensione particelle biologiche separate con un Microdevice Acoustic

Realizzazione di un dipolo-assistita estrazione in fase solida Microchip per Trace analisi dei metalli in campioni di acqua

Veloce enzimatica Trattamento di proteine ​​per MS rilevamento con un microreattore flusso-through

Veloce enzimatica Trattamento di proteine per MS rilevamento con un microreattore flusso-through