Questo protocollo è stato sviluppato in collaborazione con i precedenti membri del McGinnis Lab, Kim A. Mace e Joseph C. Pearson. Ringraziamo i continui sforzi da parte Bloomington Drosophila Stock Center per il loro lavoro per organizzare e distribuire le scorte di valore. Questo lavoro è stato sostenuto da un finanziamento dal National Institutes of Health (R01 GM077197 e K12 GM68524) e la famiglia di Herbert Stern. MTJ è attualmente supportato da Grant Numero 5G12RR003060-26 dal Centro Nazionale per le Risorse della Ricerca e Grant Numero 8G12MD7603-27 dal National Institute on Minoranza Salute e disparità di salute. Il contenuto è di esclusiva responsabilità degli autori e non rappresentano necessariamente il punto di vista ufficiali dell&#39;Istituto Nazionale su Salubrità di Minoranza e disparità di salute o il National Institutes of Health.

Il protocollo ferita embrionale Drosophila può essere riassunto in cinque fasi: (1) Embrione Collection, (2) embrioni Preparazione (3) Embrione Offensiva, (4) Microiniezione embrioni, e (5) Embrione Fixation. 1. Embrione Collection <ol><li> Raccogliere mosche adulte, 2-3 giorni dopo eclosing, aggiungere 50 femmine e 25 maschi per una gabbia di raccolta degli embrioni. </li><li> Posizionare un succo fresco di mela agar più piatto lievito ogni mattina per tre giorni. Note: Per la raccolta ottimale di embrioni, il ciclo le mosche su un programma di 12 ore diurne in un incubatore a 25 ° C (5:00 luci &quot;ON&quot; e 17:00 le luci &quot;OFF&quot;); mosche femmine reagiscono ai cambiamenti del ciclo di luce e sarà depositare grandi quantità di uova durante il passaggio da luci &quot;ON&quot; per le luci &quot;OFF&quot; 10,11. </li><li> Nel pomeriggio del Day-3, inserire un fresco succo di mela, più piastra di agar lievito sulla gabbia e raccogliere embrioni per 2 ore. Posizionare una nuova piastra di lievito sulla gabbia e salvare la2 piastra di raccolta h. </li><li> Conservare la piastra di raccolta per un ulteriore 14 ore a 25 ° C per invecchiare gli embrioni. Note: La guarigione delle ferite può essere dosati in qualsiasi momento durante lo sviluppo di Drosophila, i giornalisti trascrizionali ferita indotta descritti in questo documento hanno un&#39;attività ottimale tra le fasi 15-16 Dicembre. Con la fase tardiva 17, l&#39;embrione è troppo vecchio per bucare facilmente la cuticola maturazione e attivare efficacemente i giornalisti ferita o individuare la trascrizione ferita indotta. Per consentire il tempo di raccolta e il tempo ferimento che si hanno durante le ore di punta del laboratorio, seguiamo un programma di raccolta di embrioni per 2 ore (16:00-18:00), sostituire la piastra di raccolta con una nuova piastra alle 18:00, l&#39;età la piastra di raccolta a 25 ° C per 14 ore (durante la notte), e conclude gli embrioni alle 08:00 (giorno successivo). </li></ol> 2. Embrione Preparazione Note: Questo protocollo include l&#39;uso di molti strumenti e oggetti che sono taglienti o fatti di glass. Trattare tutti i taglienti e oggetti in vetro con cura per evitare lesioni personali. <ol><li> Rimuovere delicatamente gli embrioni da lastre di raccolta con un pennello con l&#39;aggiunta di 2-3 ml di acqua alla piastra e vorticoso. Trasferire l&#39;acqua e gli embrioni da piastra in nylon mesh e tubo di raccolta. </li><li> Aggiungere 4-5 ml di candeggina per la protezione di una piastra Petri piatto di plastica ed immergere l&#39;estremità maglia coperta del tubo di raccolta contenente gli embrioni in candeggina per 2 min; che rimuove il guscio esterno dell&#39;embrione. Ruotare manualmente il tubo di raccolta un paio di volte per evitare che gli embrioni di aggregazione nella candeggina. Sciacquare embrioni con 10x acqua e asciugare il tubo di raccolta maglie coperto contenente gli embrioni dechorionated su un tovagliolo di carta. </li><li> Utilizzare un ago da dissezione per trasferire ~ 50 embrioni da nylon mesh a una piastra di agar. Aggiungiamo colorante alimentare verde alla piastra di agar per aggiungere contrasto e di aiuto in allineamento embrione. Sotto un microscopio da dissezione, fare due file parallele di ~ 25 embrioni, allineando la Embryos sul vetrino in modo che siano perpendicolari alla puntura sull&#39;apparato microiniezione. Lascia un po &#39;di spazio (circa 1 lunghezza dell&#39;embrione) tra gli embrioni a fini di scambio del gas. I due file parallele dovrebbero essere di circa 5 mm. </li><li> Posizionare un vetrino con nastro biadesivo sulla parte superiore degli embrioni allineati e premere delicatamente il vetrino per trasferire gli embrioni dalla piastra verde alla diapositiva. Poi asciugare gli embrioni ~ 25 min per ridurre la pressione interna dell&#39;embrione ed evitare una raffica quando ferendone. </li><li> Mettere 2-3 gocce di halocarbon mix petrolio negli embrioni per impedire ulteriore disidratazione. </li></ol> 3. Embrione Offensiva <ol><li> Posizionare il vetrino embrione nello stadio microscopio iniezione. Trova gli embrioni nel campo visivo e praticare spostando la fase del microscopio invertito. Note: Prima di lavorare con l&#39;ago, concentrarsi sul piano medio dell&#39;embrione lungo l&#39;asse dorsoventral. Per consentire ferimento efficiente dellaembrioni allineati, iniziano ferendo la riga più vicino all&#39;apparato ago. Spostare la fase di portare la parte superiore della fila di embrioni allineati nel campo visivo. </li><li> Posizionare con cura e fissare un ago tirato in porta-aghi. Utilizzare il micromanipolatore per spostare l&#39;ago verso il basso verso diapositiva. Allineare l&#39;ago con l&#39;embrione, in uno stesso piano focale. Una volta che l&#39;ago è a fuoco con l&#39;embrione, non spostare l&#39;ago con il micromanipolatore. </li><li> Spostare il palco per forare l&#39;embrione tutto e per tutto, per poi passare a quello successivo embrione nella riga. Una volta fatto ferendo la prima riga, utilizzare il micromanipolatore per spostare l&#39;ago completamente in alto e lontano dal palco prima di spostare la slitta, ruotare manualmente lo scivolo di 180 ° e ferita la seconda fila. </li><li> Conservare gli embrioni sotto Halocarbon a temperatura ambiente e procedere con la fissazione di embrioni se facendo ibridazione in situ o colorazione degli anticorpi (vedere Procedura passo 5). In alternativa, conservare gli embrioni per 4-6 oresotto Halocarbon e procedere con la trascrizione visualizzazione reporter fluorescente ferita (Rappresentante dei risultati). Note: Per la visualizzazione del reporter fluorescente, abbiamo anestetizzare gli embrioni con il 50% 1-fenossi-2-propanolo 13. Gli embrioni vengono rimossi dall&#39;olio alocarburi e collocati su una nuova diapositiva. Abbiamo posto perle di vetro intorno gli embrioni, aggiungiamo qualche goccia di anestetico, e posto un vetrino su embrioni. </li></ol> 4. Embrione microiniezione Note: L&#39;apparato microiniezione che usiamo nel protocollo non è automatizzato per fornire volume specifico durante il dosaggio. Aggiungiamo un colorante alla soluzione per visualizzare la microiniezione e cercare di normalizzare il volume erogato. Se troppa soluzione viene iniettata nel dell&#39;embrione, la membrana vitellina scoppierà. <ol><li> Carico ago dal retro con 1 ml di soluzione chimica più colorante (come 0,6 MH 2 O 2). Consenti capillareazione per disegnare la soluzione chimica alla punta dell&#39;ago. </li><li> Per rompere un ago, inserire un vetrino in un angolo su un vetrino e cappotto il bordo con la miscela di olio halocarbon. Portare l&#39;ago montato a fuoco con il bordo del coperchio slittamento angolato e delicatamente spostare bordo vetrino attraverso la punta dell&#39;ago fino rotto. Applicare una pressione su apparecchi microiniezione e controllare che la soluzione chimica più colorante scorre l&#39;ago. </li><li> Posizionare la diapositiva contenente embrioni allineati sul palco microscopio. Procedere per mettere a fuoco l&#39;embrione e l&#39;ago nello stesso piano. Contemporaneamente puntura e la soluzione microinject chimica più tingere in ogni embrione. Note: aghi ostruiti si verificano di frequente, rompere un ago nuovo per evitare microiniezione incompleta. Una punta smussata dell&#39;ago non liquidata in modo pulito come una punta angolata ago. Regolare il vetrino di un non-angolo di 90 ° durante la rottura è ottimale per produrre una punta angolata ago. </li></ol> 5. Formaldeide Fixation Note: I prodotti chimici utilizzati in questa fissazione Drosophila sono dannosi. Utilizzare dispositivi di protezione individuale (es. guanti, camice da laboratorio e occhiali di sicurezza) durante la manipolazione dei prodotti chimici. Seguire le singole linee guida istituzionali per lo smaltimento di sostanze chimiche regolamentate. <ol><li> Dopo ferimento, attendere 15, 30, 60, o più minuti per l&#39;attivazione trascrizionale di geni ferita indotta a verificarsi. Per rimuovere gli embrioni da diapositive di iniezione, scolare con cura il mix Halocarbon dalle diapositive, appoggiare la slitta contro un rack e asciugare alla fine con un Kimwipe. </li><li> Utilizzare una pipetta di vetro per sciacquare eptano sul vetrino e lavare il liquido di risciacquo in una piastra di Petri di vetro. Eptano scioglierà il nastro e rilasciare gli embrioni. Continuare a sciacquare fino a quando tutti gli embrioni vengono rimossi dalla diapositiva. Passare alla diapositiva successiva, fino a quando tutti gli embrioni vengono rimossi da diapositive. </li><li> Trasferire la soluzione più eptano embrione dal piatto di vetro in un sci 20 mlntillation flaconcino. Agitare il flaconcino per 2-3 minuti, togliere il eptano e aggiungere 5 ml di eptano fresca. </li><li> Aggiungere 5 ml di fresco, soluzione di fissaggio (vedi elenco reagenti per la ricetta). Tappare il flacone e allegare ad una piattaforma agitatore orbitale. Agitare il flacone contenente gli embrioni per 25 min a 220-230 rpm. </li><li> Dopo aver agitato, lasciare che le bolle all&#39;interfaccia pop. Rimuovere completamente la fase di fondo, acquosa con una pipetta, evitando di tirare su gli embrioni. Lo strato inferiore è costituito da soluzione di fissaggio e deve essere smaltito correttamente. </li><li> Aggiungere 5 ml di metanolo, tappare la fiala e agitare vigorosamente a mano per 20-30 secondi, turbolenza e metterlo in panchina. Embrioni feriti resteranno al interfase e non si depositano sul fondo. Note: Dopo la fissazione della membrana vitellina di un embrione non ferita normalmente scoppio durante la fase di disidratazione con metanolo. Tuttavia, la membrana vitellina in un embrione ferito è già rotto e la fase di disidratazione non rimuoverà il memb vitellinarane. Hand-devitellinzation è necessario per completare il protocollo di fissaggio. </li><li> Rimuovere con attenzione lo strato eptano cima e poi aggiungere 5 ml di metanolo fresco. Agitare il flacone e gli embrioni devono affondare. </li><li> Rimuovere il metanolo più soluzione embrione con una pipetta di trasferimento vetro e raccogliere in una provetta di raccolta nylon mesh in un piatto di vetro. </li><li> Rimuovere il metanolo e lavare gli embrioni con una soluzione 1x PBS. </li><li> Trasferire gli embrioni dalla rete di nylon ad una piastra di succo di mela. Distribuire gli embrioni lungo la superficie della piastra. </li><li> Trasferire gli embrioni di un vetrino nastro biadesivo. Coprire gli embrioni con 1x PBS. Note: Gli embrioni tendono a raggrupparsi a causa della membrana vitellina. Utilizzando un succo di mela luogo permette una rapida separazione degli embrioni clumped. Gli embrioni devono essere rimossi dalla piastra e trasferite su un vetrino nastro biadesivo perché embrioni affondano nella piastra di agar quando la forza è applicata per rimuovere l&#39;embrione dalmembrana vitellina. </li><li> Spingere con cautela gli embrioni con un ago da dissezione a &quot;pop&quot; la membrana vitellina. L&#39;embrione dovrebbe sprofondare nel PBS. </li><li> Utilizzare una pipetta di vetro per trasferire la 1x PBS più embrioni in una provetta da 1,5 ml. Lavare gli embrioni con 1x PBS e conservare a 4 ° C. Procedere a disidratare gli embrioni utilizzando una Etanolo: serie PBS e continuare con ibridazione in situ o protocollo immuno-14. </li></ol>

<ol>
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Nessun conflitto di interessi dichiarati.

Una risposta trascrizionale di regolamentazione immediata a stimoli esterni permette alle cellule di coordinare una risposta localizzata a stimoli extracellulari, che possono includere lo stress, danni o infezioni. Il controllo improprio di una risposta localizzata può avere effetti dannosi sulle cellule vicine, nonché uno spreco di risorse per riparare il danno. L&#39;embrione di Drosophila offre un ottimo sistema per condurre esperimenti di base guarigione della ferita in un poco costoso e facile da mantenere organismo modello. Il potenziale di collaborazioni tra ricerca in altri organismi modello e Drosophila offre un&#39;opportunità unica di esplorare molte questioni biologiche. Una tecnica aggiuntiva dei reporter ferita è la combinazione genetica di sfondi mutanti, prevedere un metodo efficace per testare il contributo dei nuovi geni per l&#39;attivazione della via di risposta epidermica ferita. Abbiamo giornalisti epidermiche ferita indotta trascrizionali available sia il 2 e 3 cromosomi rd 5. In questo studio utilizziamo UAS e sistemi GAL4 di sovraespressione 16. Per gli studi con letali alleli mutanti determiniamo il background genetico utilizzando un cromosoma bilanciatore fluorescente, ad esempio Kruppel-GFP 17. Abbiamo analizzato la localizzazione ferita giornalista in diversi background genetici (Tabella 1). Una eventuale modifica della tecnica è quella di combinare microiniezione e ferimento. Microiniezione può essere utilizzato per introdurre una soluzione chimica nell&#39;embrione. Diversi composti chimici sono stati testati e sono stati trovati a disciplinare l&#39;attività dei giornalisti epidermica ferita 9. Questo metodo di ferimento simultanea e microiniezione può essere utile per aumentare il numero di cellule in Drosophila che risponde un segnale ferita e può essere utilizzato direttamente per monitorare cambiamenti di espressione genica dopo ferendo 18. Una futura applicazione della tecnica microiniezione sarà quello di testare nuove sostanze chimiche per la regolazione della risposta epidermica ferita. Drosophila come sistema modello per studi genetici offre una vasta gamma di protocolli semplici per affrontare efficacemente questioni complesse. Recenti rapporti sulla fattibilità di tecniche di Drosophila mette in evidenza l&#39;uso di hemocyte migrazione 19 e parassitarie vespa infezione 20 come un mezzo per ampliare ulteriormente l&#39;impatto della comunità di ricerca Drosophila. Oltre agli studi di riparazione della ferita, Drosophila fornisce un modello classico per la rigenerazione del sistema disco immaginale 21,22. I progressi combinati negli studi di rigenerazione del disco immaginali e puntura / microiniezione ferimento offre un ottimo sistema per scoprire i componenti ben conservati di riparazione dei tessuti.

Manipolazione di embrioni di Drosophila utilizzando una tecnica di microiniezione è un&#39;analisi consolidata 1. Il significato del metodo epidermica ferita risposta giornalista è di combinare il protocollo per puntura / microiniezione con reporter fluorescenti e visualizzare una risposta in vivo di danno epidermico in embrioni di Drosophila. L&#39;obiettivo di questo metodo è quello di consentire una più ampia gamma di scienziati di utilizzare Drosophila come strumento per studiare i processi che regolano la risposta trascrizionale di danno epidermico puntura. L&#39;epidermide singoli strati in Drosophila offre un sistema semplice per studiare una risposta epidermica ferita dopo un infortunio puntura 2. L&#39;embrione Drosophila è un sistema modello robusto per geneticamente sezionare le fasi di riparazione delle ferite, compresa la risposta ferita, infiammazione e riepitelizzazione 3. Questo è in parte perché molti o più zigotiche mutanti sopravvivono alla fine del embryogenesè e sviluppare le barriere epidermiche anche quando patterning di sviluppo va profondamente storto. Caratterizzazione precedente di un fattore di trascrizione testa granulare ben conservato (Grh), hanno identificato che i geni Grh bersaglio Dopa decarbossilasi (DDC) e tirosina idrossilasi (PLE) sono trascrizionale attivati ​​intorno ai siti di lesione 4. Drosophila come organismo modello per la risposta della ferita fornisce una linea complementare di indagine per avanzare gli studi in mammiferi guarigione delle ferite 5. Studi successivi hanno identificato i geni aggiuntivi ferita indotta Drosophila e sviluppato un &quot;toolkit&quot; di molti giornalisti ferita fluorescenti per monitorare la vivo epidermica risposta ferita a pulire ferendone 6. Recenti rapporti sulla regolazione della guarigione della ferita Drosophila sono concentrati sul fenotipo chiusura della ferita, permettendo la scoperta di molte vie che regolano la migrazione delle cellule 7,8. Con l&#39;analisi dellareporter ferita fluorescenti, i nostri studi hanno identificato una nuova serie di geni necessari per l&#39;espressione localizzata di epidermiche geni ferita inducibile 9. Uno dei meriti del metodo di risposta ferita giornalista è che i risultati forniscono un quadro più chiaro in un meccanismo di come i segnali vengono trasdotte dal sito di lesione alle cellule vicine. Tuttavia, uno dei demeriti del metodo di risposta ferita giornalista è che i risultati non collegano direttamente fenotipi nella guarigione o riparazione della ferita. Uso più ampio del protocollo ferita puntura pulito nelle schermate genetici e chimici consentirà nuovi regolatori della risposta trascrizionale di epidermiche ferendo essere identificati e altre eventuali la traduzione di guarigione delle ferite scoperte in modelli di mammiferi di trattamenti di pregiudizio.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="576">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">yeast</td>
			<td style="width:124px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:133px;">51475</td>
			<td style="width:121px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">apple juice</td>
			<td>Generic</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">agar</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-824-297</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">bleach</td>
			<td>Generic</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">halocarbon oil, 700 W</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>H8898</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">halocarbon oil, 27 W</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>H8773</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1-phenoxy-2-propanol</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>484423</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">hydrogen peroxide</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>H324</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">methyl-&#946;-cyclodextrin</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>C4555</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">toluidine blue</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>89640</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">formaldehyde, 16%</td>
			<td>Polysciences, Inc</td>
			<td>18814-20</td>
			<td>toxic chemical</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">heptane</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>H360-1</td>
			<td>toxic chemical</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">methanol</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>A412-1</td>
			<td>toxic chemical</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">10x PBS</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-899-90013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">0.5 M EGTA</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-255-956</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">RNase free H2O</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP2819-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:199px;">Equipment</td>
			<td style="width:124px;">Company</td>
			<td style="width:133px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:121px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Drosophila incubator</td>
			<td>Genessee Scientific</td>
			<td>59-197</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">fly cage</td>
			<td>Genessee Scientific</td>
			<td>59-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">embryo collection tube</td>
			<td>Genessee Scientific</td>
			<td>46-101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">plastic Petri dish</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>50-202-037</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">double-stick tape</td>
			<td>Generic</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">paintbrush</td>
			<td>Generic</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">dissection needle</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>08-965A</td>
			<td>sharp object</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">glass cover slip</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>3306</td>
			<td>sharp object</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">microscope slide</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>4445</td>
			<td>sharp object</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">dissecting microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>Stemi-2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">capillary needle</td>
			<td>FHC</td>
			<td>30-30-1</td>
			<td>sharp object</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">needle puller</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>PC10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">microinjection needle holder</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MINJ4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">micromanipulator</td>
			<td>Narishige</td>
			<td>MN151</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">inverted microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>Primo-Vert</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">glass Petri dish</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>08-747A</td>
			<td>sharp object</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">glass Pasteur pipette</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-063-172</td>
			<td>sharp object</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">transfer bulb</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>03-448-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Kimwipe</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>06-666A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">scintillation vial</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>03-337-7</td>
			<td>sharp object</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">orbital shaker</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td style="width:133px;">14-259-260</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1.5 ml tube</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>05-408-129</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">laser scanning confocal</td>
			<td>Leica</td>
			<td>SP2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">fixation solution</td>
			<td>(5 ml)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">16% formaldehyde</td>
			<td>2.5 ml</td>
			<td></td>
			<td>toxic chemical</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">10x PBS</td>
			<td>0.5 ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">0.5 M EGTA</td>
			<td>0.5 ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">RNase free H2O</td>
			<td>1.5 ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Halocarbon oil mix</td>
			<td>(10 ml)</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">halocarbon oil, 700 W</td>
			<td>5 ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">halocarbon oil, 27 W</td>
			<td>5 ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

microinjection wound assay and in vivo localization of epidermal wound response reporters in drosophila embryos.

Drosophila sviluppa uno strato epidermico robusto che serve sia per proteggere le cellule interne da un ambiente esterno duro e per mantenere l&#39;omeostasi cellulare. Lesioni puntura con aghi di vetro fornisce un metodo diretto per innescare una rapida risposta epidermica ferita che attiva ferita reporter trascrizionali, che possono essere visualizzati da un segnale giornalista localizzata in embrioni vivi o larve. Lesione di puntura o laser fornisce anche i segnali che promuovono l&#39;assunzione di emociti al sito della ferita. Sorprendentemente, grave (fino in fondo) lesioni puntura in embrioni fase avanzata interrompe solo raramente normale sviluppo embrionale, come maggiore del 90% di tali embrioni feriti sopravvivere adulta quando embrioni vengono iniettati in un mezzo di olio che minimizza la perdita immediata di emolinfa da siti di puntura . La procedura ferita richiede micromanipolazione degli embrioni di Drosophila, include l&#39;allineamento manuale degli embrioni in agPiastre Ar e trasferimento degli embrioni allineati vetrini da microscopio. Il test di risposta epidermica ferita Drosophila fornisce un sistema rapido per testare i requisiti genetici di una varietà di funzioni biologiche che promuovono la guarigione delle ferite, così come un modo per schermare per potenziali composti chimici che promuovono la guarigione delle ferite. Il ciclo di vita breve e semplice routine di coltura fanno Drosophila un potente organismo modello. Drosophila pulita la guarigione delle ferite appare per coordinare la risposta rigenerativa epidermica, con la risposta immunitaria innata, in modi che sono ancora oggetto di indagine, che fornisce un ottimo sistema per trovare conservato normativo meccanismi comuni di Drosophila e mammiferi epidermica ferimento.

Per ottenere i risultati mostrati in questo metodo, la fase di lettura aperta della proteina fluorescente verde (GFP) è fuso ad un promotore / ferita indotta sequenza enhancer da dopa decarbossilasi (DDC) e DsRed è fuso ad una sequenza enhancer ferita da tirosina idrossilasi ( PLE) 4,6. In un live Drosophila, maturazione della proteina reporter fluorescente ferita è ottimale 4-6 ore dopo il ferimento, che permette di tempo per l&#39;accumulo di proteine ​​sufficiente per visualizzare, così come il tempo per la proteina fluorescente per ossidare allo stato fluorescente 15. Per osservare la localizzazione giornalista, un microscopio a fluorescenza composto è sufficiente. Per osservare un ingrandimento maggiore della localizzazione giornalista, un microscopio confocale è ottimale per generare una sporgenza massima di più sezioni ottiche (Figura 1). Confocale immagini in vivo di embrioni di Drosophila è complicata dal raondulazioni pid dell&#39;embrione. . Una full-view di embrione può essere ottenuta con 20X oggettiva e una vista ravvicinata del sito di ferita può essere ottenuta con obiettivo 40x. Un top-vista epidermico localizzazione ferita giornalista può essere ripreso con 10 successive sezioni ottiche 1μm. Una laterale-vista epidermico localizzazione ferita giornalista può essere ripreso con 40 successive 1 micron sezioni ottiche. Utilizzando metodi di attraversamento genetico standard, è possibile combinare i giornalisti ferita con mutazioni genetiche. Un esempio presentato in questo documento è flotillina-2 (Flo-2), in quanto guadagno-di-funzione (sovraespressione generato con espressione ubiquitaria in tutte le cellule) mutanti perdita-di-funzione (allele nullo generato con l&#39;inserimento P-elemento) e di flo-2 dimostrano il prodotto genico Flo-2 è necessario e sufficiente per inibire la localizzazione del DDC-GFP ferita reporter 9 (figure 2A e 2B). Utilizzando la miprotocollo croinjection, è possibile verificare se l&#39;introduzione di soluzioni chimiche superactivates o inibisce la localizzazione di reporter ferita. Embrioni chimicamente feriti sono stati simultaneamente feriti e iniettati con un rapporto 1:4 di 1% toluidina blu colorante e composti solubilizzati. Toluidina blu colorante consentito per conferma visiva di composti solubilizzati essere iniettato nella cavità del corpo. Embrioni di controllo sono stati feriti con un ago rotto contenente 01:04 rapporto di 1% toluidina blu colorante e soluti, senza chimica. Due esempi presentati in questo documento sono perossido di idrogeno (H 2 O 2) e metil-β-ciclodestrina (MβCD), in quanto entrambe le soluzioni chimiche sono sufficienti per attivare globalmente la localizzazione del DDC-GFP avvolto reporter 9 (Figure 2C e 2D) . Il perossido di idrogeno (H 2 O 2) è stato diluito in H 2 O e 0,6 M. Metil-β-ciclodestrina (MβCD) è stato solubilizzato in 1 mM NaOH a 3 mM. Utilizzando il protocollo fissazione embrione, è possibile rilevare l&#39;attivazione della trascrizione dei geni di risposta avvolti in un dominio localizzato, che circonda un sito della ferita. Un esempio qui presentato è il ibridazione in situ di sonde di RNA per rilevare DDC e trascrizioni PLE 4,6,9 (Figure 3A e 3B). <img alt="Figura 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50750/50750fig1.jpg" width="600px" /> Figura 1. DDC-GFP e PLE-DsRed ferita giornalista localizzazione. Brightfield e le immagini fluorescenti feriti embrioni wild type. (A) Top-view del DDC-GFP giornalista ferita. (B) Top-view di PLE-DsRed ferita giornalista. Tutte le immagini sono state raccolte su un microscopio confocale Leica SP2, con l&#39;obiettivo 20X. Le frecce indicano sito della ferita. Le linee tratteggiate nel pannello datis segnano i contorni di embrioni. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50750/50750fig1highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere l&#39;immagine ingrandita</a> . <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50750/50750fig2.jpg" width="500px" /> Figura 2. Localizzazione del giornalista DDC-GFP avvolto in background mutanti genetici e chimici microiniettato embrioni. Brightfield e immagini fluorescenti di feriti flotillina-2 (Flo-2) embrioni mutanti. (A) Perdita di funzione Flo-2 {} KG00210 mutanti, espansione delle attività di giornalista in tutte le cellule epidermiche. (B) guadagno-di-funzione Flo-2 (armadillo-GAL4, UAS-FLO2) mutanti, l&#39;inibizione dell&#39;attività di giornalista in tutte le cellule epidermiche. (C) perossido di idrogeno (H 2 O 2 ) soluzione microiniezione, l&#39;espansione di reporter attività durante tutte le cellule epidermiche. (D) metil-β-ciclodestrina (MβCD) soluzione microiniezione, espansione dell&#39;attività giornalista in tutte le cellule epidermiche. Tutte le immagini sono state raccolte su un microscopio confocale Leica SP2, con l&#39;obiettivo 20X. Le frecce indicano sito della ferita. Le linee tratteggiate nei pannelli di dati segnano i contorni di embrioni. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50750/50750fig2highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere l&#39;immagine ingrandita</a> . <img alt="Figura 3" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50750/50750fig3.jpg" width="600px" /> Figura 3. Rilevamento di risposta ferita trascritti del gene RNA. Immagini fluorescenti di ibridazione in situ e la rilevazione di RNA a feriti embrioni wild type. DDC (A) e PLE (B) trascritti di RNA si accumulano intorno al luogo della ferita. Tutte le immagini sono state raccoltated su un microscopio confocale Leica SP2, con l&#39;obiettivo 20X. Le frecce indicano sito della ferita. Le linee tratteggiate nei pannelli di dati segnano i contorni di embrioni. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50750/50750fig3highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere l&#39;immagine ingrandita</a> . <img alt="Tabella 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50750/50750table1.jpg" width="600px" /> Tabella 1. Sintesi dei giornalisti risposta epidermica ferita. Inserimenti dei quattro giornalisti di risposta ferita (DDC, pio, msn, KKV) sono disponibili sia sul secondo e terzo cromosomi. Tutti i reporter risposta ferita attivare il gene fluorescenza (GFP o DsRed) in un numero limitato di cellule epidermiche circostanti il sito di lesione di puntura nel tipo selvatico sfondo (es fenotipo &quot;locale&quot;). Reporter risposta DDC e MSN ferita richiedono Grh per attivazione del fluorescence gene dopo l&#39;infortunio puntura (ad esempio, &quot;none&quot; fenotipo). Tutti i giornalisti ferita richiedono Flo-2 per la localizzazione del gene della fluorescenza dopo l&#39;infortunio puntura (ad es fenotipo &quot;globale&quot;). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50750/50750table1highres.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere l&#39;immagine ingrandita</a> .

Watch this Scientific Journal Video about Microinjection Wound Assay and In vivo Localization of Epidermal Wound Response Reporters in Drosophila Embryos. at JoVE.com

Microinjection Wound Assay and In vivo Localization of Epidermal Wound Response Reporters in Drosophila Embryos.

L&#39;epidermide embrionali di fase molto avanzata di Drosophila embrioni fornisce un sistema in vivo per l&#39;analisi rapida risposta puntura ferita e possono essere combinati con manipolazioni genetiche o trattamenti chimici microiniezione per avanzare gli studi nella guarigione delle ferite per la traduzione in modelli di mammiferi.

Microiniezione Wound Assay e<em&gt; In vivo</em&gt; Localizzazione di Epidermal Wound risposta Giornalisti a<em&gt; Drosophila</em&gt; Embrioni.

The Drosophila embryo develops a robust epidermal layer that serves both to protect the internal cells from a harsh external environment as well as to ...

microinjection-wound-assay-vivo-localization-epidermal-wound-response

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Microinjection Wound Assay and In vivo Localization of Epidermal Wound Response Reporters in Drosophila Embryos.

12.3K Views.  The City College of New York.  L'epidermide embrionali di fase molto avanzata di Drosophila embrioni fornisce un sistema in vivo per l'analisi rapida risposta puntura ferita e possono essere combinati con manipolazioni genetiche o trattamenti chimici microiniezione per avanzare gli studi nella guarigione delle ferite per la traduzione in modelli di mammiferi. 

Video: Microinjection Wound Assay and In vivo Localization of Epidermal Wound Response Reporters in Drosophila Embryos.

Optical Mapping of Action Potentials and Calcium Transients in the Mouse Heart

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. Cardiovascular physiological phenotyping of the mouse heart can be easily done using fluorescence imaging employing various probes for transmembrane potential (Vm), calcium transients (CaT), and other parameters. Excitation-contraction coupling is characterized by action potential and intracellular calcium dynamics; therefore, it is critically important to map both Vm and CaT simultaneously from the same location on the heart1-4. Simultaneous optical mapping from Langendorff perfused mouse hearts has the potential to elucidate mechanisms underlying heart failure, arrhythmias, metabolic disease, and other heart diseases. Visualization of activation, conduction velocity, action potential duration, and other parameters at a myriad of sites cannot be achieved from cellular level investigation but is well solved by optical mapping1,5,6. In this paper we present the instrumentation setup and experimental conditions for simultaneous optical mapping of Vm and CaT in mouse hearts with high spatio-temporal resolution using state-of-the-art CMOS imaging technology. Consistent optical recordings obtained with this method illustrate that simultaneous optical mapping of Langendorff perfused mouse hearts is both feasible and reliable.

This paper details the dissection procedure, instrumental setup, and experimental conditions during optical mapping of transmembrane potential (Vm) and intracellular calcium transient (CaT) in intact isolated Langendorff perfused mouse hearts.

Mappatura ottico dei potenziali d&#39;azione e transitori Calcio nel Cuore mouse

The mouse heart is a popular model for cardiovascular studies due to the existence of low cost technology for genetic engineering in this species. ...

Ricerca

Bioingegneria

Therapeutic Gene Delivery and Transfection in Human Pancreatic Cancer Cells using Epidermal Growth Factor Receptor-targeted Gelatin Nanoparticles

More than 32,000 patients are diagnosed with pancreatic cancer in the United States per year and the disease is associated with very high mortality 1. Urgent need exists to develop novel clinically-translatable therapeutic strategies that can improve on the dismal survival statistics of pancreatic cancer patients. Although gene therapy in cancer has shown a tremendous promise, the major challenge is in the development of safe and effective delivery system, which can lead to sustained transgene expression. 
Gelatin is one of the most versatile natural biopolymer, widely used in food and pharmaceutical products. Previous studies from our laboratory have shown that type B gelatin could physical encapsulate DNA, which preserved the supercoiled structure of the plasmid and improved transfection efficiency upon intracellular delivery. By thiolation of gelatin, the sulfhydryl groups could be introduced into the polymer and would form disulfide bond within nanoparticles, which stabilizes the whole complex and once disulfide bond is broken due to the presence of glutathione in cytosol, payload would be released 2-5. Poly(ethylene glycol) (PEG)-modified GENS, when administered into the systemic circulation, provides long-circulation times and preferentially targets to the tumor mass due to the hyper-permeability of the neovasculature by the enhanced permeability and retention effect 6. Studies have shown over-expression of the epidermal growth factor receptor (EGFR) on Panc-1 human pancreatic adenocarcinoma cells 7. In order to actively target pancreatic cancer cell line, EGFR specific peptide was conjugated on the particle surface through a PEG spacer.8
Most anti-tumor gene therapies are focused on administration of the tumor suppressor genes, such as wild-type p53 (wt-p53), to restore the pro-apoptotic function in the cells 9. The p53 mechanism functions as a critical signaling pathway in cell growth, which regulates apoptosis, cell cycle arrest, metabolism and other processes 10. In pancreatic cancer, most cells have mutations in p53 protein, causing the loss of apoptotic activity. With the introduction of wt-p53, the apoptosis could be repaired and further triggers cell death in cancer cells 11. 
Based on the above rationale, we have designed EGFR targeting peptide-modified thiolated gelatin nanoparticles for wt-p53 gene delivery and evaluated delivery efficiency and transfection in Panc-1 cells.

Type B gelatin-based engineered nanovectors system (GENS) was developed for systemic gene delivery and transfection in the treatment of pancreatic cancer. By modification with epidermal growth factor receptor (EGFR) specific peptide on the surface of nanparticles, they could target on EGFR receptor and release plasmid under reducing environment, such as high intracellular glutathione concentrations.

Consegna dei geni e trasfezione in cellule umane di cancro al pancreas con Epidermal Growth Factor Receptor mirati Nanovectors Progettato a base di gelatina

More than 32,000 patients are diagnosed with pancreatic cancer in the United States per year and the disease is associated with very high mortality 1. ...

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are available for microfluidic devices using soft lithography techniques 1-3. Microfluidic devices have been used for sub-cellular imaging 4,5, in vivo laser microsurgery 2,6 and cellular imaging 4,7. In vivo imaging requires immobilization of organisms. This has been achieved using suction 5,8, tapered channels 6,7,9, deformable membranes 2-4,10, suction with additional cooling 5, anesthetic gas 11, temperature sensitive gels 12, cyanoacrylate glue 13 and anesthetics such as levamisole 14,15. Commonly used anesthetics influence synaptic transmission 16,17 and are known to have detrimental effects on sub-cellular neuronal transport 4. In this study we demonstrate a membrane based poly-dimethyl-siloxane (PDMS) device that allows anesthetic free immobilization of intact genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila larvae and zebrafish larvae. These model organisms are suitable for in vivo studies in microfluidic devices because of their small diameters and optically transparent or translucent bodies. Body diameters range from ~10 &mu;m to ~800 &mu;m for early larval stages of C. elegans and zebrafish larvae and require microfluidic devices of different sizes to achieve complete immobilization for high resolution time-lapse imaging. These organisms are immobilized using pressure applied by compressed nitrogen gas through a liquid column and imaged using an inverted microscope. Animals released from the trap return to normal locomotion within 10 min.
We demonstrate four applications of time-lapse imaging in C. elegans namely, imaging mitochondrial transport in neurons, pre-synaptic vesicle transport in a transport-defective mutant, glutamate receptor transport and Q neuroblast cell division. Data obtained from such movies show that microfluidic immobilization is a useful and accurate means of acquiring in vivo data of cellular and sub-cellular events when compared to anesthetized animals (Figure 1J and 3C-F 4).
Device dimensions were altered to allow time-lapse imaging of different stages of C. elegans, first instar Drosophila larvae and zebrafish larvae. Transport of vesicles marked with synaptotagmin tagged with GFP (syt.eGFP) in sensory neurons shows directed motion of synaptic vesicle markers expressed in cholinergic sensory neurons in intact first instar Drosophila larvae. A similar device has been used to carry out time-lapse imaging of heartbeat in ~30 hr post fertilization (hpf) zebrafish larvae. These data show that the simple devices we have developed can be applied to a variety of model systems to study several cell biological and developmental phenomena in vivo.

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

A simple microfluidic device has been developed to perform anesthetic free in vivo imaging of C. elegans, intact Drosophila larvae and zebrafish larvae. The device utilizes a deformable PDMS membrane to immobilize these model organisms in order to perform time lapse imaging of numerous processes such as heart beat, cell division and sub-cellular neuronal transport. We demonstrate the use of this device and show examples of different types of data collected from different model systems.

Semplici dispositivi microfluidici per<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging di<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; E Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

Quantification of Global Diastolic Function by Kinematic Modeling-based Analysis of Transmitral Flow via the Parametrized Diastolic Filling Formalism

Quantitative cardiac function assessment remains a challenge for physiologists and clinicians.&#160;Although historically invasive methods have comprised the only means available, the development of noninvasive imaging modalities (echocardiography, MRI, CT) having high temporal and spatial resolution provide a new window for quantitative diastolic function assessment. Echocardiography is the agreed upon standard for diastolic function assessment, but indexes in current clinical use merely utilize selected features of chamber dimension (M-mode) or blood/tissue motion (Doppler) waveforms without incorporating the physiologic causal determinants of the motion itself.&#160;The recognition that all left ventricles (LV) initiate filling by serving as mechanical suction pumps allows global diastolic function to be assessed based on laws of motion that apply to all chambers. What differentiates one heart from another are the parameters of the equation of motion that governs filling. Accordingly, development of the Parametrized Diastolic Filling (PDF) formalism&#160;has shown that the entire range of clinically observed early transmitral flow (Doppler E-wave) patterns are extremely well fit by the laws of damped oscillatory motion.&#160;This permits analysis of individual E-waves in accordance with a causal mechanism (recoil-initiated suction) that yields three (numerically) unique lumped parameters whose physiologic analogues are chamber stiffness (k), viscoelasticity/relaxation (c), and load (xo).&#160;The recording of transmitral flow (Doppler E-waves) is standard practice in clinical cardiology and, therefore, the echocardiographic recording method is only briefly reviewed. Our focus is on determination of the PDF parameters from routinely recorded E-wave data.&#160;As the highlighted results indicate, once the PDF parameters have been obtained from a suitable number of load varying E-waves, the investigator is free to use the parameters or construct indexes from the parameters (such as stored energy 1/2kxo2, maximum A-V pressure gradient kxo, load independent index of diastolic function, etc.) and select the aspect of physiology or pathophysiology to be quantified.

Accurate, causality-based quantification of global diastolic function has been achieved by kinematic modeling-based analysis of transmitral flow via the Parametrized Diastolic Filling (PDF) formalism. PDF generates unique stiffness, relaxation,&#160;and load parameters and elucidates &#39;new&#39; physiology while providing sensitive and specific indexes of dysfunction.

Quantificazione di Global Funzione diastolica da Analisi basata su modellazione cinematica del flusso transmitralico tramite il formalismo di riempimento parametrizzate diastolica

Quantitative cardiac function assessment remains a challenge for physiologists and clinicians.&#160;Although historically invasive methods have comprised ...

Fabrication and Characterization of a Conformal Skin-like Electronic System for Quantitative, Cutaneous Wound Management

Recent advances in the development of electronic technologies and biomedical devices offer opportunities for non-invasive, quantitative assessment of cutaneous wound healing on the skin. Existing methods, however, still rely on visual inspections through various microscopic tools and devices that normally include high-cost, sophisticated systems and require well trained personnel for operation and data analysis. Here, we describe methods and protocols to fabricate a conformal, skin-like electronics system that enables conformal lamination to the skin surface near the wound tissues, which provides recording of high fidelity electrical signals such as skin temperature and thermal conductivity. The methods of device fabrication provide details of step-by-step preparation of the microelectronic system that is completely enclosed with elastomeric silicone materials to offer electrical isolation. The experimental study presents multifunctional, biocompatible, waterproof, reusable, and flexible/stretchable characteristics of the device for clinical applications. Protocols of clinical testing provide an overview and sequential process of cleaning, testing setup, system operation, and data acquisition with the skin-like electronics, gently mounted on hypersensitive, cutaneous wound and contralateral tissues on patients.

This article presents methods to fabricate and characterize a conformal, skin-like electronic system and protocols for the use in clinical applications, particularly on cutaneous wound management.

Fabbricazione e la caratterizzazione di un Conformal pelle simile sistema elettronico di gestione quantitativa, cutanea Ferita

Recent advances in the development of electronic technologies and biomedical devices offer opportunities for non-invasive, quantitative assessment of ...

Studying the Stoichiometry of Epidermal Growth Factor Receptor in Intact Cells using Correlative Microscopy

This protocol describes the labeling of epidermal growth factor receptor (EGFR) on COS7 fibroblast cells, and subsequent correlative fluorescence microscopy and environmental scanning electron microscopy (ESEM) of whole cells in hydrated state. Fluorescent quantum dots (QDs) were coupled to EGFR via a two-step labeling protocol, providing an efficient and specific protein labeling, while avoiding label-induced clustering of the receptor. Fluorescence microscopy provided overview images of the cellular locations of the EGFR. The scanning transmission electron microscopy (STEM) detector was used to detect the QD labels with nanoscale resolution. The resulting correlative images provide data of the cellular EGFR distribution, and the stoichiometry at the single molecular level in the natural context of the hydrated intact cell. ESEM-STEM images revealed the receptor to be present as monomer, as homodimer, and in small clusters. Labeling with two different QDs, i.e.,&#160;one emitting at 655 nm and at 800 revealed similar characteristic results.

This protocol describes the labeling of epidermal growth factor receptor (EGFR) on COS7 fibroblast cells, and subsequent correlative light- and electron microscopy of whole cells in hydrated state. The label contained fluorescent quantum dots. The protocol can be used to study the stoichiometry of EGFR at the single molecule level.

Studiare la Stechiometria di Epidermal Growth Factor Receptor in cellule intatte con correlativa Microscopia

This protocol describes the labeling of epidermal growth factor receptor (EGFR) on COS7 fibroblast cells, and subsequent correlative fluorescence ...

An In Vitro Organ Culture Model of the Murine Intervertebral Disc

Intervertebral disc (IVD) degeneration is a significant contributor to low back pain. The IVD is a fibrocartilaginous joint that serves to transmit and dampen loads in the spine. The IVD consists of a proteoglycan-rich nucleus pulposus (NP) and a collagen-rich annulus fibrosis (AF) sandwiched by cartilaginous end-plates. Together with the adjacent vertebrae, the vertebrae-IVD structure forms a functional spine unit (FSU). These microstructures contain unique cell types as well as unique extracellular matrices. Whole organ culture of the FSU preserves the native extracellular matrix, cell differentiation phenotypes, and cellular-matrix interactions. Thus, organ culture techniques are particularly useful for investigating the complex biological mechanisms of the IVD. Here, we describe a high-throughput approach for culturing whole lumbar mouse FSUs that provides an ideal platform for studying disease mechanisms and therapies for the IVD. Furthermore, we describe several applications that utilize this organ culture method to conduct further studies including contrast-enhanced microCT imaging and three-dimensional high-resolution finite element modeling of the IVD.

An In Vitro Organ Culture Model of the Murine Intervertebral Disc

Whole organ culture of the intervertebral disc (IVD) preserves the native extracellular matrix, cell phenotypes, and cellular-matrix interactions. Here we describe an IVD culture system using mouse lumbar and caudal IVDs in their functional spinal units and several applications utilizing this system.

Un<em&gt; In Vitro</em&gt; Organ Culture Modello del disco intervertebrale Murine

Intervertebral disc (IVD) degeneration is a significant contributor to low back pain. The IVD is a fibrocartilaginous joint that serves to transmit and ...

Characterizing Cell Migration Within Three-dimensional In Vitro Wound Environments

Currently, most in vitro models of wound healing, such as well-established scratch assays, involve studying cell migration and wound closure on two-dimensional surfaces. However, the physiological environment in which in vivo wound healing takes place is three-dimensional rather than two-dimensional. It is becoming increasingly clear that cell behavior differs greatly in two-dimensional vs. three-dimensional environments; therefore, there is a need for more physiologically relevant in vitro models for studying cell migration behaviors in wound closure. The method described herein allows for the study of cell migration in a three-dimensional model that better reflects physiological conditions than previously established two-dimensional scratch assays. The purpose of this model is to evaluate cell outgrowth via the examination of cell migration away from a spheroid body embedded within a fibrin matrix in the presence of pro- or anti-migratory factors. Using this method, cell outgrowth from the spheroid body in a three-dimensional matrix can be observed and is easily quantifiable over time via brightfield microscopy and analysis of spheroid body area. The effect of pro-migratory and/or inhibitory factors on cell migration can also be evaluated in this system. This method provides researchers with a simple method of analyzing cell migration in three-dimensional wound associated matrices in vitro, thus increasing the relevance of in vitro cell studies prior to the use of in vivo animal models.

Characterizing Cell Migration Within Three-dimensional In Vitro Wound Environments

The goal of this protocol is to evaluate the effect of pro- and anti-migratory factors on cell migration within a three-dimensional fibrin matrix.

Che caratterizzano la migrazione delle cellule all'interno del tridimensionale In Vitro ferita ambienti

Currently, most in vitro models of wound healing, such as well-established scratch assays, involve studying cell migration and wound closure on ...

Microinjection of Western Corn Rootworm, Diabrotica virgifera virgifera, Embryos for Germline Transformation, or CRISPR/Cas9 Genome Editing

The western corn rootworm (WCR) is an important pest of corn and is well known for its ability to rapidly adapt to pest management strategies. Although RNA interference (RNAi) has proved to be a powerful tool for studying WCR biology, it has its limitations. Specifically, RNAi itself is transient (i.e. does not result in long-term Mendelian inheritance of the associated phenotype), and it requires knowing the DNA sequence of the target gene. The latter can be limiting if the phenotype of interest is controlled by poorly conserved, or even novel genes, because identifying useful targets would be challenging, if not impossible. Therefore, the number of tools in WCR&#39;s genomic toolbox should be expanded by the development of methods that could be used to create stable mutant strains and enable sequence-independent surveys of the WCR genome. Herein, we detail the methods used to collect and microinject precellular WCR embryos with nucleic acids. While the protocols described herein are aimed at the creation of transgenic WCR, CRISPR/Cas9-genome editing could also be performed using the same protocols, with the only difference being the composition of the solution injected into the embryos.

Microinjection of Western Corn Rootworm, Diabrotica virgifera virgifera, Embryos for Germline Transformation, or CRISPR/Cas9 Genome Editing

Here we present protocols for collecting and microinjecting precellular western corn rootworm embryos for the purpose of performing functional-genomic assays such as germline transformation and CRISPR/Cas9-genome editing.

Microiniezione di Western Corn Rootworm, Diabrotica virgifera virgifera, embrioni per la trasformazione di Germline o CRISPR/Cas9 Editing genomico

The western corn rootworm (WCR) is an important pest of corn and is well known for its ability to rapidly adapt to pest management strategies. Although ...

Rigid Embedding of Fixed and Stained, Whole, Millimeter-Scale Specimens for Section-free 3D Histology by Micro-Computed Tomography

For over a hundred years, the histological study of tissues has been the gold standard for medical diagnosis because histology allows all cell types in every tissue to be identified and characterized. Our laboratory is actively working to make technological advances in X-ray micro-computed tomography (micro-CT) that will bring the diagnostic power of histology to the study of full tissue volumes at cellular resolution (i.e., an X-ray Histo-tomography modality). Toward this end, we have made targeted improvements to the sample preparation pipeline. One key optimization, and the focus of the present work, is a straightforward method for rigid embedding of fixed and stained millimeter-scale samples. Many of the published methods for sample immobilization and correlative micro-CT imaging rely on placing the samples in paraffin wax, agarose, or liquids such as alcohol. Our approach extends this work with custom procedures and the design of a 3-dimensional printable apparatus to embed the samples in an acrylic resin directly into polyimide tubing, which is relatively transparent to X-rays. Herein, sample preparation procedures are described for the samples from 0.5 to 10 mm in diameter, which would be suitable for whole zebrafish larvae and juveniles, or other animals and tissue samples of similar dimensions. As proof of concept, we have embedded the specimens from Danio, Drosophila, Daphnia, and a mouse embryo; representative images from 3-dimensional scans for three of these samples are shown. Importantly, our methodology leads to multiple benefits including rigid immobilization, long-term preservation of laboriously-created resources, and the ability to re-interrogate samples.

We developed protocols and designed a custom apparatus to enable embedding of millimeter-scale specimens. We present sample preparation procedures with an emphasis on embedding in acrylic resin and polyimide tubing to achieve rigid immobilization and long-term storage of specimens for the interrogation of tissue architecture and cell morphology by micro-CT.

Rigida incorporamento di fisso e macchiato, complesso, scala millimetrata esemplari per l'istologia privo di sezione 3D da Micro-tomografia computerizzata

For over a hundred years, the histological study of tissues has been the gold standard for medical diagnosis because histology allows all cell types in ...