This work was funded by Genome BC, Genome Canada, and Coastal Genomics. The authors thank Kirby Cronin and Michael Chan for their help in sample collection and processing. We also would like to acknowledge Thea Van Rossum and Dr. Fiona Brinkman for bioinformatics assistance.

1. Raccolta Acqua e Filtrazione <ol><li> Raccogliere campioni di acqua dolce provenienti da vari siti (Figura 1). Passare campioni attraverso una serie di filtri: 1 micron filtro, filtro 0,2 micron, e 30 kDa taglio del filtro a flusso tangenziale sistematicamente eucariotica separata, particelle di dimensioni batteriche e virali, rispettivamente. Nota: Solo la purificazione e analisi del materiale recuperato sui 0,2 micron filtri (batteri a vita libera) è descritta in questa relazione, ma approcci simili possono essere utilizzati per le altre particelle recuperate dai filtri. </li></ol> 2. Concentrazione batterica, estrazione e purificazione del DNA <ol><li> Rimuovere il filtro a membrana 0,2 micron (s) dal sistema di filtrazione dell&#39;acqua (diagramma schematico, Figura 2). Piegare il filtro 0,2 micron disco a metà e posizionarlo in un tubo da 50 ml con il lato aperto in alto. Aggiungere 5 ml di soluzione tampone fosfato 1x (PBS) e 0,01% Tween, pH 7.4 inil tubo. Se più di un filtro viene utilizzato durante il processo di impiegare un tubo diverso per filtro. Tubo negozio (s) con filtro a 4 ° C fino elaborato. In caso contrario, passare al punto 2.2. </li><li> Rimuovere il filtro 0,2 micron membrana dal tubo 50 ml con una pinza sterile. Filtro Place (s) su una piastra di Petri (lasciare il tampone PBS nel tubo). <ol><li> Con pinze sterili e forbici sterili, tagliate il filtro in piccole strisce (1 cm x 1 cm). Disinfettare pinze e forbici immergendo nel 70% isopropanolo, asciugandosi con un DNA di superficie decontaminante e risciacquo con acqua ultrapura di tipo 1 tra i diversi campioni. </li></ol></li><li> Posizionare il filtro tagliato a striscioline di nuovo nello stesso tubo da 50 ml. Aggiungere 10 ml di PBS 1x e 0,01% Tween, pH 7.4 al filtro quindi c&#39;è un totale di 15 ml di tampone nella provetta 50 ml. </li><li> Aggiungere 6 perle di tungsteno pulite (3 mm di diametro) in ciascun tubo 50 ml, coprire il tubo con Parafilm, e vortex energicamente per 20 minuti (utilizzare 50 ml tubi adattatore vortex). Se multiple filtri vengono elaborati da un campione, trasferimento e piscina tutto l&#39;omogeneizzato in una provetta pulita 50 ml. Centrifugare le provette a 3.300 xg per 15 min a 4 ° C. </li><li> Risospendere il pellet e aliquote cellule batteriche (~ 1 ml Aliquote) in 1,7 ml microprovette. Si noti che ci saranno 5 provette da microcentrifuga per campione. </li><li> Centrifugare le provette da microcentrifuga a 10.000 xg per 10 min, e rimuovere la maggior parte del surnatante fino a ~ 200 microlitri mark. </li><li> Conservare i campioni a -80 ° C, o procedi per estrarre DNA batterico utilizzando un kit di isolamento di DNA disponibile in commercio come da istruzioni del produttore. Durante l&#39;uso batterica estrazione del DNA sia PBS o acqua come controllo di estrazione negativo e E. coli come controllo di estrazione positivo. </li><li> Poiché DNA da più tubi vengono estratti, piscina sub-aliquote parallele dello stesso campione in una provetta 2 ml. Poi condurre / N precipitazione O utilizzando una soluzione composta da 0,1volumi di 3 M acetato di sodio, 2 volumi di etanolo al 100%, e 5 ml di 5 mg / mL acrilammide lineare. Mescolare bene e conservare i campioni a -80 ° C. </li><li> Centrifugare alla massima velocità (17.000 xg) per 30 minuti a 4 ° C. Lavare pellet con 1 ml di ghiacciata etanolo al 70%, aria secca in un armadio biosicurezza per non più di 5 min e risospendere pellet di DNA in 34 ml di 10 mM Tris-Cl, pH 8,5. Nota: acrilamide lineare aiuterà a visualizzare pellet di DNA dopo la O / N precipitazione. </li><li> Determinare la quantità di DNA e di qualità utilizzando una sensibilità elevata fluorescenza nucleico test acido quantificazione e uno spettrofotometro microvolumi, rispettivamente, seguendo le istruzioni del fabbricante (vedi tabella dei Materiali). Nota: Se più campioni vengono preparati al momento, una fluorescenza test acido nucleico ultrasensibile per quantificare dsDNA e basata su piastra fluorimetro / spettrofotometro può essere usato al posto. </li></ol> 3. DNA Biblioteca Preparazione <ol><li&gt; Normalizza DNA batterico genomico estratto da campioni di acqua ad una concentrazione di ~ 0,2 ng / ml. </li><li> Enzimaticamente frammento uno nanogrammi di DNA batterico utilizzando un metodo basato trasposone-(tagmentation). Aggiungere adattatore e index sequenze sul DNA frammentato seguendo le istruzioni del produttore. Soggetto tagmented campioni a 12 cicli di PCR, come indicato nelle istruzioni del produttore, a quel punto gli indici di sequenziamento sono incorporati. </li></ol> 4. Automated Gel Selezione Size <ol><li> Salta standard di post-PCR clean-up step descritto nelle istruzioni del produttore (Vedi Tabella dei Materiali). Formato selezionare campioni post-PCR direttamente utilizzando una piattaforma automatizzata di selezione del formato a base di gel. <ol><li> Aggiungere 3,5 ml di tampone di caricamento per ogni campione. </li><li> Dopo il protocollo del produttore, caricare i campioni alla workstation elettroforesi, specificando un target formato-selezione di 500-800 bp, in un estratto di 300 mlvolume di ioni, con un 1,5% di agarosio cassette pre-cast. </li><li> Concentrare il materiale in uscita prima (300 ml), fino a 25 ml di etanolo tramite precipitazione. Nota: In alternativa, utilizzare la workstation elettroforesi per automatizzare la concentrazione per un maggior numero di campioni tramite piastra di filtraggio e del collettore di aspirazione. <ol><li> Precipitare il volume di eluizione grezzo utilizzando 0,1 volumi di 3 M acetato di sodio, 2 volumi di etanolo 100% e 5 ml di 5 mg / mL acrilammide lineare. Mescolare bene, posto i campioni a -80 ° CO / N. Centrifugare i campioni a 17.000 xg per 30 min. </li><li> Eliminare surnatanti e procedere a lavare pellet di DNA con 1 ml di ghiacciata etanolo al 70%. </li><li> Centrifugare i campioni di nuovo a 17.000 xg per 30 min, scartano surnatanti, aria secca, e infine risospendere pellet di DNA in 25 ml di 10 mM Tris-Cl, pH 8,5. </li></ol></li></ol></li><li> (Opzionale) Utilizzare 1 ml di dimensioni librerie DNA selezionato con la piattaforma di selezione formato gel automatico per fare un cinquediluizione -fold con soluzione tampone Tris-EDTA, pH 8.0. Analizzare le librerie con uno strumento elettroforesi capillare basato su chip per analizzare dsDNA qualità secondo le istruzioni del produttore. </li></ol> 5. Biblioteca Normalizzazione e Sequencing <ol><li> Procedere per normalizzare i campioni utilizzando perline di normalizzazione della biblioteca (inclusi nel kit di preparazione biblioteca basato transposon-) come descritto nella guida di preparazione del produttore. <ol><li> In alternativa, misura librerie dsDNA usando un&#39;alta sensibilità fluorescente nucleico dosaggio acido quantificazione, seguita riunendo a rapporti equimolari per raggiungere una concentrazione finale di dsDNA 2 nM. Procedere a denaturare librerie utilizzando 10 ml di biblioteche in pool e 10 ml di 0,2 N NaOH, incubare per 5 minuti a temperatura ambiente. Diluire librerie denaturati mediante tampone di ibridazione (incluso con il kit di preparazione a base transposon-) per un volume finale di 1 ml e la concentrazione di 11:05. </li></ol></li><li> Caricare il campiones in una piattaforma di sequenziamento di nuova generazione seguendo i protocolli standard di sequenziamento del produttore. </li></ol>

<ol>
	<li>Siuda, W., Chrost, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+and+susceptibility+of+dissolved+DNA+for+enzyme+degradation+in+lake+water+-+some+methodological+remarks.">Concentration and susceptibility of dissolved DNA for enzyme degradation in lake water - some methodological remarks.</a> Aquatic Microbial Ecology. 21, 195-201 (2000).</li><li>Ficetola, G. F., Miaud, C., Pompanon, F., Taberlet, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Species+detection+using+environmental+DNA+from+water+samples.">Species detection using environmental DNA from water samples.</a> Biology letters. 4, 423-425 (2008).</li><li>Liles, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recovery,+purification,+and+cloning+of+high-molecular-weight+DNA+from+soil+microorganisms.">Recovery, purification, and cloning of high-molecular-weight DNA from soil microorganisms.</a> Applied and environmental microbiology. 74, 3302-3305 (2008).</li><li>Bey, B. S., Fichot, E. B., Dayama, G., Decho, A. W., Norman, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extraction+of+high+molecular+weight+DNA+from+microbial+mats.">Extraction of high molecular weight DNA from microbial mats.</a> BioTechniques. 49, 631-640 (2010).</li><li>Tebbe, C. C., Vahjen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interference+of+humic+acids+and+DNA+extracted+directly+from+soil+in+detection+and+transformation+of+recombinant+DNA+from+bacteria+and+a+yeast.">Interference of humic acids and DNA extracted directly from soil in detection and transformation of recombinant DNA from bacteria and a yeast.</a> Applied and environmental microbiology. 59, 2657-2665 (1993).</li><li>Solonenko, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequencing+platform+and+library+preparation+choices+impact+viral+metagenomes.">Sequencing platform and library preparation choices impact viral metagenomes.</a> BMC genomics. 14, 320 (2013).</li><li>Aird, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analyzing+and+minimizing+PCR+amplification+bias+in+Illumina+sequencing+libraries.">Analyzing and minimizing PCR amplification bias in Illumina sequencing libraries.</a> Genome biology. 12, R18 (2011).</li><li>Quail, M. A., Swerdlow, H., Turner, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+protocols+for+the+illumina+genome+analyzer+sequencing+system.">Improved protocols for the illumina genome analyzer sequencing system.</a> Current protocols in human genetics / editorial board, Jonathan L. Haines .. [et al.]. 18, 18 (2009).</li><li>Head, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Library+construction+for+next-generation+sequencing:+overviews+and+challenges.">Library construction for next-generation sequencing: overviews and challenges.</a> BioTechniques. 56, 61-64, 66, 68 (2014).</li><li>Dijk, E. L., Jaszczyszyn, Y., Thermes, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Library+preparation+methods+for+next-generation+sequencing:+tone+down+the+bias.">Library preparation methods for next-generation sequencing: tone down the bias.</a> Experimental cell research. 322, 12-20 (2014).</li><li>Grunenwald, H., Baas, B., Caruccio, N., Syed, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid,+high-throughput+library+preparation+for+next-generation+sequencing.">Rapid, high-throughput library preparation for next-generation sequencing.</a> Nature Methods. 7, (2010).</li><li>Sambrook, J., Russell, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Molecular cloning : a laboratory manual. , (2001).</li><li>Lee, P. Y., Costumbrado, J., Hsu, C. Y., Kim, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agarose+gel+electrophoresis+for+the+separation+of+DNA+fragments.">Agarose gel electrophoresis for the separation of DNA fragments.</a> Journal of visualized experiments. , (2012).</li><li>Quail, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+large+genome+center's+improvements+to+the+Illumina+sequencing+system.">A large genome center's improvements to the Illumina sequencing system.</a> Nature methods. 5, 1005-1010 (2008).</li><li>Marine, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+a+transposase+protocol+for+rapid+generation+of+shotgun+high-throughput+sequencing+libraries+from+nanogram+quantities+of+DNA.">Evaluation of a transposase protocol for rapid generation of shotgun high-throughput sequencing libraries from nanogram quantities of DNA.</a> Applied and environmental microbiology. 77, 8071-8079 (2011).</li><li>Rohland, N., Reich, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cost-effective+high-throughput+DNA+sequencing+libraries+for+multiplexed+target+capture.">Cost-effective high-throughput DNA sequencing libraries for multiplexed target capture.</a> Genome research. 22, 939-946 (2012).</li><li>Lamble, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+workflows+for+high+throughput+library+preparation+using+the+transposome-based+nextera+system.">Improved workflows for high throughput library preparation using the transposome-based nextera system.</a> Bmc Biotechnology. 13, (2013).</li><li>Picelli, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tn5+transposase+and+tagmentation+procedures+for+massively+scaled+sequencing+projects.">Tn5 transposase and tagmentation procedures for massively scaled sequencing projects.</a> Genome research. , (2014).</li><li>Rhodes, J., Beale, M. A., Fisher, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Illuminating+Choices+for+Library+Prep:+A+Comparison+of+Library+Preparation+Methods+for+Whole+Genome+Sequencing+of+Cryptococcus+neoformans+Using+Illumina+HiSeq.">Illuminating Choices for Library Prep: A Comparison of Library Preparation Methods for Whole Genome Sequencing of Cryptococcus neoformans Using Illumina HiSeq.</a> PloS One. 9, e113501 (2014).</li></ol>

Jared R. Slobodan e Matthew J. Nesbitt entrambi titolari di azioni di Coastal Genomics, una società di proprietà privata British Columbia offre la tecnologia Ranger.

La presenza di dimeri adattatori e raggruppamento di piccole dimensioni inserto preferenzialmente essere sequenziati in piattaforme attuali rappresentano una diminuzione delle rese utilizzabili e sotto-utilizzo della capacità di 15 dell&#39;apparecchiatura. L&#39;uso di metodi branello battitori combinati con un approccio basato trasposone-per preparare librerie può comportare più di taglio DNA rispetto ad altri metodi di estrazione 4,5. Tuttavia, tutti i metodi di estrazione e biblioteca prepar...

Metagenomics involves the sequencing of all the genetic material in a sample to characterize the microbial communities present. It is a complex and expensive process which involves the conversion of extracted nucleic acids into DNA libraries followed by next-generation sequencing. High quality libraries are essential for maximal data output and accurate metagenomics analysis. Environmental samples, such as water samples, often pose significant challenges to generating high quality libraries, due to low amounts of DNA that may also be degraded1-3 and the presence of inhibitors of PCR4-6. 
High quality libraries ideally consist of longer segments of DNA within a narrow range of lengths. In order to maximize the amount of useful data generated per sequencing run, the length of the DNA in the library should be at least as long as the maximum read length of the sequencing method being used. When using a sequencing-by-synthesis technology such as the Illumina MiSeq, the size of the DNA fragments affects the efficiency at which clusters are generated on the flow cell. For instance, when a library contains both shorter and longer DNA fragments, the shorter ones will be over-represented in the sequencing data7,8. In contrast, a library with similarly sized DNA fragments will be proportionally represented in the sequencing data. Many library preparation kits use ligation-based methods to add adapters to the DNA fragments and size selection is necessary to remove adapter dimers that do not contain an insert9,10. There are numerous methods11,12 to achieve this but the one technique that gives the most consistent results is the electrophoretic separation of DNA followed by the recovery of the desired lengths of DNA13,14. This process can be performed manually for a small number of samples, but when faced with processing hundreds of samples, automated solutions are required. The currently available platforms for automated gel size selection are low throughput and new platforms are needed to process large numbers of samples for sequencing. The Ranger Technology can be integrated with existing liquid handling workstations to enable the use of agarose gel electrophoresis for size selection and analytical purposes on a scale that satisfies today&#8217;s high throughput environment.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Peristaltic pump Masterflex P/S 1400 Series</td>
			<td>Thermo Scientific&#160;</td>
			<td>1400-1620</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.2 &#181;m Supor Membrane</td>
			<td>VWR</td>
			<td>CA28143-969</td>
			<td>Pall Corporation, Ann Harbor, MI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten carbide beads 3 mm (200)</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>69997</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropyl alcohol 70%</td>
			<td>Jedmon Products</td>
			<td>825751</td>
			<td>Healthcare Plus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNA away</td>
			<td>VWR</td>
			<td>7010</td>
			<td>Molecular BioProducts, Inc. San Diego, CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Milli-Q water purification system</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>ZMQS6VF0Y</td>
			<td>Merck Millipore. This system has been discontinued.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 X PBS pH 7.5</td>
			<td>VWR</td>
			<td>E703-1L</td>
			<td>Amresco, Inc., Solon, OH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween 20</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP337-100</td>
			<td>Fisher chemicals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex adapter for 2 (50 ml) tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>13000-V1-50</td>
			<td>MoBio, Carlsbad, CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex-Genie 2, 120V (Model G560)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>SI-0236</td>
			<td>Scientific Industries, Inc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beckman Centrifuge</td>
			<td>Raeyco Lab Equipment Systems Management Ltd</td>
			<td>Model J-6B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerLyzer Powersoil DNA isolation kit</td>
			<td>VWR</td>
			<td>12855-100</td>
			<td>MoBio, Carlsbad, CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex adapter for 24 (1.5-2 ml) tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>13000-V1-24</td>
			<td>MoBio, Carlsbad, CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microfuge 18 centrifuge</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>367160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nimbus Select workstation with Ranger Technology</td>
			<td>Hamilton Robotics</td>
			<td>92720-01</td>
			<td>Includes the liquid handling workstation and integrated Ranger Tech (electrophoresis hardware)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ranger reagent kit</td>
			<td>Coastal Genomics</td>
			<td>CG-10600-150-12-21</td>
			<td>Includes loading buffer and cassettes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethyl alcohol (anhydrous)</td>
			<td>Commercial Alcohols</td>
			<td>P016EAAN</td>
			<td>Greenfield Ethanol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium acetate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S2889-250G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear acrylamide (5 mg/ml)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>AM9520</td>
			<td>Ambion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf refrigerated centrifuge</td>
			<td>Raeyco Lab Equipment Systems Management Ltd.</td>
			<td>5417R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buffer EB (250 ml)</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>19086</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NanoDrop 1000 Spectrophotometer</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>ND-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Qubit fluorometer</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>Q32857</td>
			<td>Invitrogen. This product has been discontinued.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Qubit dsDNA HS assay kit</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>Q32854</td>
			<td>Invitrogen</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High sensitivity DNA reagent</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td>5067-4626</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High sensitivity DNA chips</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td>5067-4626</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agilent 2011 Bioanalyzer</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td>G2938B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nextera XT DNA sample preparation kit</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>FC-131-1024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nextera XT index kit</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>FC-131-1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MiSeq reagent kit v2 (500-cycles)</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>MS-102-2003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miseq system</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>SY-410-1003</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

automated gel size selection to improve the quality of next-generation sequencing libraries prepared from environmental water samples

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA libraries are needed for optimal results from next-generation sequencing. Environmental samples such as water may have low quality and quantities of DNA as well as contaminants that co-precipitate with DNA. The mechanical and enzymatic processes involved in extraction and library preparation may further damage the DNA. Gel size selection enables purification and recovery of DNA fragments of a defined size for sequencing applications. Nevertheless, this task is one of the most time-consuming steps in the DNA library preparation workflow. The protocol described here enables complete automation of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments. 
In this study, we describe a high-throughput approach to prepare high quality DNA libraries from freshwater samples that can be applied also to other environmental samples. We used an indirect approach to concentrate bacterial cells from environmental freshwater samples; DNA was extracted using a commercially available DNA extraction kit, and DNA libraries were prepared using a commercial transposon-based protocol. DNA fragments of 500 to 800 bp were gel size selected using Ranger Technology, an automated electrophoresis workstation. Sequencing of the size-selected DNA libraries demonstrated significant improvements to read length and quality of the sequencing reads.

Concentrazione DNA, e valutazione della qualità Concentrazioni DNA batterico variava ,01-0,11 ng ​​/ ml per campione dei vari siti di bacino (Tabella 1). DNA isolato da frazione batterica aveva A 260/280 e 260/230 A rapporti di 1,4-1,8 e 0,3-1,6 rispettivamente. Mentre alcuni dei coefficienti A 260/230 erano relativamente bassa, nessuna inibizione apparente è stata osservata nella biblioteca preparato e altre applicazio...

Watch this Scientific Journal Video about Automated Gel Size Selection to Improve the Quality of Next-generation Sequencing Libraries Prepared from Environmental Water Samples at JoVE.com

Automated Gel Size Selection to Improve the Quality of Next-generation Sequencing Libraries Prepared from Environmental Water Samples

This manuscript describes an automated gel size selection approach for purifying DNA fragments for next-generation sequencing. The Ranger Technology provides complete automation of the entire process of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments allowing for high-throughput and high quality next-generation sequencing libraries.

Automated Gel Selection Size per migliorare la qualità delle Biblioteche di sequenziamento di nuova generazione Preparato da campioni di acqua ambientale

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA ...

automated-gel-size-selection-to-improve-quality-next-generation

Research

JoVE Journal

Environment

10.4K Views.  The University of British Columbia. This manuscript describes an automated gel size selection approach for purifying DNA fragments for next-generation sequencing. The Ranger Technology provides complete automation of the entire process of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments allowing for high-throughput and high quality next-generation sequencing libraries. 