Name: femur window chamber model for in vivo cell tracking in the murine bone marrow
Uploaded: 2016-07-28T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 41 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Femur Window Chamber Model for In Vivo Cell Tracking in the Murine Bone Marrow at JoVE.com

Gli autori desiderano ringraziare la funzione avanzata microscopia ottica (www.aomf.ca) presso la University Health Network per l&#39;assistenza con la microscopia, e Mr. Jason Ellis dalla principessa Margaret Cancer Center Machine Shop per la fabbricazione del WC e la fase di imaging. Vorremmo anche ringraziare il Dr. Iris Kulbatski per l&#39;editing manoscritto.

NOTA: Tutto il lavoro animale è stato realizzato sotto il protocollo # 2615 approvato dal Comitato Istituzionale cura degli animali e Usa University Health Network. 1. Preparazione chirurgica del mouse <ol><li> Prima dell&#39;intervento, sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici e la camera di finestra (WC) in autoclave. Supplemento l&#39;acqua potabile con 50 mg / kg di peso corporeo di amoxicillina 2 giorni prima dell&#39;intervento. Iniettare il mouse con 0,1 mg / kg di peso corporeo di buprenorfina per via intraperitoneale 4 ore prima dell&#39;intervento. </li><li> Anestetizzare il mouse nudo atimici mediante iniezione intraperitoneale di soluzione salina 350-400 ml contenente 80 mg / kg di ketamina e 13 mg / kg xylazina (Nota: Questo è stato approvato dal comitato di assistenza istituzionale degli animali, e non abbiamo avuto alcuna esperienza con effetti negativi ). Verificare il corretto anestesia testando per riflessologia plantare. Continuare l&#39;osservazione per il modello di respirazione, il colore delle mucose e di riflesso del piede durante la procedura. </li><li> Eseguire la pr chirurgicaocedures sotto un armadio biosicurezza per mantenere condizioni di sterilità durante l&#39;intervento chirurgico. Posizionare il mouse su un rilievo di riscaldamento elettrico coperto con un telo chirurgico per mantenere la temperatura corporea durante l&#39;intervento chirurgico. Eseguire tutte le procedure chirurgiche con lo stereomicroscopio. </li><li> Applicare una pomata oculare per mantenere gli occhi umidi durante l&#39;intervento chirurgico. Ripetere se necessario durante la procedura chirurgica. Sterilizzare l&#39;area di funzionamento del mouse strofinando con 7,5% iodopovidone, il 70% di alcol isopropilico e 10% iodopovidone consecutivamente, e ripetere la procedura due volte. </li><li> Fare un 10 millimetri incisione cutanea longitudinale mediante bisturi con una lama (# 15), si avvicina il femore dalla parte laterale. Esporre il femore tra i muscoli flessori ed estensori per via smussa con pinze e pinze emostatiche per garantire la funzionalità muscolare. </li><li> Inserire la barra a forma di U sotto l&#39;osso, e installare il WC (Figura 1). Fissare la barra con la finestra con due dadi, e serrare i dadi perfunghi porcini. Riempire lo spazio tra l&#39;osso e il WC con cemento dentale. </li><li> Rettificare l&#39;osso corticale in una regione 6 x 2 mm 2 con un micro-trapano per ottenere l&#39;accesso ottico alla cavità midollare. Nota: Ispezionare attentamente assottigliamento della corticale ossea sotto il microscopio durante l&#39;esecuzione di questa procedura. Lasciare intatto, quasi trasparente strato periostale dell&#39;osso. </li><li> Posizionare il coprioggetti 8 millimetri sulla finestra, e fissare il coprioggetti con un anello elastico per tenerlo in posizione. </li><li> Regolare la muscolatura dei flessori ed estensori della schiena nelle loro posizioni originali, utilizzando una pinza per mantenere la loro funzione dopo l&#39;intervento chirurgico. Suturare il derma utilizzando 5-0 di sutura e un porta aghi. </li><li> Monitorare il mouse per il recupero, finché è cosciente ed è in grado di muoversi liberamente. Mettere l&#39;animale in una nuova gabbia quando recuperati. </li><li> Dopo il recupero, eseguire l&#39;acquisizione di immagini sull&#39;animale lo stesso giorno o nei giorni successivi (vedere la sezione 2). Monitorare il Physicondizioni cal del mouse quotidiana. Nota: monitorare le condizioni fisiche, come ad esempio sostenere il peso sull&#39;arto, incurvando, respirazione rapida e superficiale, posteriori gonfiore degli arti, automutilazione, cellulite e dermatite grave. </li><li> Dare iniezione intraperitoneale di 0,1 mg / kg di peso corporeo di buprenorfina per 3 giorni, e 1 mg / kg di peso corporeo di meloxicam per 5 giorni dopo l&#39;intervento chirurgico per il trattamento del dolore post-operatorio e l&#39;infiammazione. Continuare a fornire l&#39;acqua amoxicillina-integrato per 5 giorni. </li><li> Al endpoint sperimentale, eutanasia dell&#39;animale da CO 2 narcosi seguita da un metodo secondario (ad esempio, dislocazione cervicale). </li></ol> 2. Acquisizione Immagine Usando combinata multi-fotone e Microscopia confocale <ol><li> Prima di imaging, anestetizzare il mouse mediante iniezione intraperitoneale di una soluzione salina 350-400 microlitri contenente 80 mg / kg ketamina e 13 mg / kg xylazina. In alternativa, utilizzare anestetico inalabile, quando disponibile.Applicare una pomata oculare. </li><li> Iniettare la miscela di coloranti intravascolari per l&#39;etichettatura vascolare (0,65 mg di 2 MDa fluoresceina (FITC) -dextran) e neutrofili (4 mg di Allophycocyanine (APC) anticorpo -Anti-Ly6G). </li><li> Utilizzare un montante combinato multi-photon e microscopio confocale equipaggiato con un laser multi-photon vanno da 705-980 nm per eccitazione a due fotoni, così come i laser di fotoni singoli che fornisce lunghezze d&#39;onda di eccitazione dal blu al rosso. </li><li> Impostare una fase di imaging su misura sul microscopio (Figura 1B). Fissare il mouse sul palco da serraggio le due estremità del WC con morsetti a coccodrillo. Nota: i componenti critici della fase sono: due morsetti a coccodrillo per tenere il WC, ed un elemento di riscaldamento per mantenere la temperatura fisiologica (37 ° C) del mouse durante l&#39;imaging. </li><li> Accendere il laser a due fotoni e il sistema confocale, e avviare il software di acquisizione delle immagini cliccando su &quot;Avvio del sistema&quot;. Una finestra con 4 schede (Locate,Acquisizione, elaborazione, e mantenere) si aprirà. </li><li> Impostare i canali di imaging. Fai clic su &quot;Smart Setup&quot; nella scheda di acquisizione e scegliere le tinte che saranno utilizzati per l&#39;imaging: FITC (488 nm di eccitazione, 493-588 nm di emissione) e APC (633 nm di eccitazione e di emissione 638-743 nm). Scegliere &quot;miglior segnale&quot; e fare clic su &quot;Applica&quot;. </li><li> Aggiungere la seconda immagine canale di acquisizione generazione armonica (SHG) manualmente. Accendere il laser a due fotoni sotto la finestra &quot;laser&quot; nella scheda di acquisizione. Sotto la finestra Canali, fare clic sul segno &quot;+&quot; per aggiungere una traccia. </li><li> Impostare la pista SHG. Modificare la lunghezza d&#39;onda di 840 nm sotto la finestra Canali utilizzando le frecce su e giù, e scegliere l&#39;intervallo di rilevamento di essere 415-425 nm sotto la finestra &quot;Percorso Light&quot; utilizzando la barra di scorrimento. </li><li> Clicca su &quot;Oculari online&quot; nella scheda Locate. Fare clic FITC sotto l&#39;impostazione del filtro per FITC per visualizzare la regione di interesse e regolare la messa a fuoco manualmente girando tsi concentrano manopola sul lato del microscopio. Quando si trova la regione di interesse, cliccare su &quot;Oculari Offline&quot; nella scheda Locate. </li><li> Fare clic sulla scheda di acquisizione. Selezionare FITC pista sotto la finestra dei canali e cliccare su &quot;Live&quot; per visualizzare in anteprima l&#39;immagine di FITC-destrano con l&#39;obiettivo 5X. Regolare la messa a fuoco, se necessario, e fare clic su &quot;Stop&quot; nella scheda di acquisizione per interrompere l&#39;anteprima. </li><li> girare manualmente a 20X obiettivo acqua spostando una ruota sopra le lenti. Visualizza l&#39;immagine ancora per FITC-destrano con l&#39;obiettivo 20X e regolare Maestro Gain e Pinhole sotto la finestra canali per ottenere ottimale del segnale e il contrasto. Ripetere l&#39;operazione per gli altri canali selezionando APC e SHG tracce sotto la finestra Canali. </li><li> Scegli i parametri di imaging. Clicca su &quot;Modalità di acquisizione&quot; per aprire la finestra. Impostare la dimensione del frame per essere 1.024 x 1.024 pixel, e una media di 4X per ottenere immagini di alta qualità. </li><li> Acquisire una fotografia 2D. Selezionare tutti i canali sotto Canali vincereDow e clicca su &quot;Snap&quot; nella scheda di acquisizione. Controllare la qualità dell&#39;immagine e modificare i parametri di imaging se necessario. </li><li> immagini time-lapse 2D acquisire. <ol><li> Controllare off &quot;Time Series&quot; nella scheda di acquisizione per aprire la finestra Time Series. Digitare 0 sotto gli intervalli, e 40 per il numero totale di scansioni a prendere 40 immagini in modo continuo, senza intervallo di tempo. Nota: 40 scansioni genera circa 5 minuti lungo tempo serie con una velocità di scansione di 7,5 sec / telaio e le dimensioni dell&#39;immagine di 600 micron x 600 micron. Regolare l&#39;intervallo e il numero di scansioni seconda microscopio, impostazioni di acquisizione dell&#39;immagine e il frame rate della telecamera. Un intervallo di tempo fisso (&gt; 0 sec) può essere utilizzata per confrontare le immagini time-lapse acquisite in diversi momenti. Una durata time-lapse imaging più lungo può essere necessario in base alla velocità media attesa dei neutrofili (o altre cellule di interesse) nella condizione sperimentale. </li></ol></li><li> Acquisire immagini 3D.<ol><li> Controllare off &quot;Z-Stack&quot; nella scheda di acquisizione per aprire la finestra Z-Stack. Avviare il &quot;Live&quot; modalità di anteprima per FITC-destrano. Focus sulla parte superiore del campione e clicca &quot;Set First&quot;, e concentrarsi sull&#39;altra estremità del campione e clicca &quot;Set Ultimo&quot; nella finestra Z-stack. </li><li> Impostare l&#39;intervallo per essere di 10 micron sotto la finestra Z-stack. A seconda della prima e l&#39;ultima fetta ottica selezionato nel passaggio precedente, questo genererà 10-20 fette, con spessore ottico complessivo di 90-180 micron. Nota: L&#39;intervallo di z-stack dipende dalla dimensione del foro di spillo, che determina lo spessore della fetta ottica. Impostare l&#39;intervallo di essere inferiore allo spessore della fetta ottica. </li><li> Fare clic su &quot;Start Experiment&quot; nella scheda di acquisizione per iniziare a raccogliere le immagini. </li></ol></li><li> immagini time-lapse in 3D acquisire. <ol><li> Controllare off &quot;Time Series&quot; e &quot;Z-stack&quot; nella scheda di acquisizione per aprire la serie storicae le finestre Z-stack. </li><li> Impostare le serie storiche e parametri di acquisizione Z-stack come descritto ai punti 2.14 e 2.15. Fare clic su &quot;Start Experiment&quot; nella scheda di acquisizione per iniziare a raccogliere le immagini. </li></ol></li><li> Monitorare il mouse durante l&#39;imaging per assicurarsi che sia stabile e privo di sensi. Se il mouse è instabile e / o cosciente durante l&#39;imaging, rimuovere il mouse dal palco, iniettare ulteriore 100-150 ml di soluzione di anestetico per via intraperitoneale, e continuare l&#39;imaging. Nota: segni di instabilità includono respirazione veloce e il movimento del mouse, che può essere visto come spostamento artefatti in immagini acquisite. </li><li> Dopo l&#39;acquisizione delle immagini, prendere il mouse fuori dal palco e restituirlo alla gabbia. Utilizzare una lampada riscaldante per mantenerlo caldo, e controllare il mouse fino a quando non è cosciente. </li></ol> 3. Immagine analisi e quantificazione <ol><li> Utilizzare immagine software di analisi per analizzare i dati 3D e di serie temporali. Aprire il software eaggiungere immagini trascinandole nella schermata aperta, che si chiama vista &quot;Arena&quot;. Fare doppio clic su un file di immagine per aprirlo; l&#39;immagine verrà aperta in vista &quot;Surpass&quot;. </li><li> Creare un&#39;immagine 2D / 3D. <ol><li> Dalla barra &quot;Altro&quot; che si trova nell&#39;angolo in alto a destra, fare clic su &quot;Modifica / Mostra regolazione Display&quot; per aprire la finestra &quot;Regolazione Display&quot;. Ottimizzare la visualizzazione di fluorescenza regolando le soglie per ogni canale, e scattare un&#39;istantanea per salvare l&#39;immagine. </li></ol></li><li> Generare tracce degli oggetti utilizzando immagini time-lapse. <ol><li> Aprire l&#39;immagine da analizzare in vista &quot;Surpass&quot;. Fare clic sull&#39;icona con l&#39;immagine di puntini arancioni, che si trova sotto l&#39;icona &quot;Surpass&quot;. Si aprirà una nuova finestra &quot;Spot&quot;. </li><li> Controllare off &quot;Spot Track (nel tempo)&quot; e fare clic sulla freccia blu per andare al passaggio successivo. Selezionare il canale che contiene gli oggetti da tracciare sotto &quot;Channel Source&quot;, e impostare il diamet oggetto stimatoer under &quot;Diametro XY stimato&quot; digitando un numero. Clicca sulla freccia blu per andare al passaggio successivo. Nota: per il monitoraggio dei neutrofili, selezionare il canale che contiene APC fluorescenza per neutrofili e impostare il diametro dell&#39;oggetto da 12 micron in base alle dimensioni noto di neutrofili. </li><li> Nella finestra, trovare e selezionare il filtro &quot;Qualità&quot; facendo clic sulla freccia verso il basso. Osservare i punti definiti dal software e regolare manualmente la soglia per includere o escludere macchie. Una volta che la soglia è definita, cliccare sulla freccia blu per andare al passo &quot;Tracking&quot;. </li><li> Secondo l&#39;algoritmo, trovare e selezionare &quot;Motion Algoritmo Autoregressive&quot; cliccando sulla freccia verso il basso. Digitare 10 micron per &quot;Max Distance&quot; e 3 per &quot;Max Gap Size&quot; trovato sotto Parametri. Controllare off &quot;Riempire lacune con tutti gli oggetti rilevati&quot; per iniziare a monitorare, e fare clic sulla freccia blu per andare al passaggio successivo. Nota: &quot;algoritmo di movimento Autoregressive&quot; è utilizzato fo oggetti che hanno diretto il movimento, dal momento che genera le tracce in base alla posizione prevista dal movimento precedente. &quot;Max Distance&quot; e &quot;Max Gap Size&quot; può essere regolata a seconda della dimensione prevista e velocità dell&#39;oggetto essere monitorati, nonché la durata complessiva dell&#39;immagine time-lapse. </li><li> In Tipo di filtro, selezionare il filtro &quot;Durata&quot;. Fare clic sulla freccia verde per completare il monitoraggio, e controllare le tracce che sono stati generati. Torna al passaggio precedente, se necessario, per ordinare manualmente le tracce. </li></ol></li><li> Se le derive di immagini time-lapse generati, corretti per la deriva traslazionale. <ol><li> Fare clic sull&#39;icona con l&#39;immagine di una matita. Si tratta di una scheda di editing che si apre &quot;Modifica Tracce&quot; finestra. Esaminare l&#39;immagine time-lapse e trovare un posto di riferimento che non dovrebbe essere in movimento per tutte le immagini. </li><li> Nell&#39;angolo in alto a sinistra dello schermo, trovare finestra &quot;Pointer&quot; e spuntare &quot;Select&quot; per attivare la cursor per la selezione di un posto. Fare clic sul posto di riferimento. </li><li> Fai clic su &quot;Drift corretta&quot; nella finestra &quot;Modifica Tracce&quot;. Controllare off &quot;traslazionale Drift&quot;. Il software genera automaticamente la serie corretta di immagini. </li></ol></li><li> Misurare il movimento cellulare definito dalle tracce degli oggetti nelle immagini time-lapse. <ol><li> Sotto la finestra &quot;Edit Tracks&quot;, spuntare &quot;Tracce&quot; e selezionare una traccia che rappresenta il movimento di una cellula. La traccia selezionata verrà evidenziata in giallo l&#39;immagine di serie temporali in. </li><li> Fare clic sull&#39;icona con l&#39;immagine di un grafico per aprire la finestra (scheda Statistiche) &quot;Statistiche&quot;. </li><li> Sotto &quot;Selezione&quot;, selezionare &quot;Track Media&quot; facendo clic sulla freccia verso il basso per generare la velocità pista significa per la traccia selezionata. Scegli diverse tracce e ripetere la procedura per misurare la velocità pista significa per tutte le cellule di interesse. </li></ol></li></ol>

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J., Lo Celso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+seeing+to+believing:+labelling+strategies+for+in+vivo+cell-tracking+experiments.">From seeing to believing: labelling strategies for in vivo cell-tracking experiments.</a> Interface Focus. 3 (3), (2013).</li><li>Koewler, N. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+a+Monoclonal+Antibody+Raised+Against+Nerve+Growth+Factor+on+Skeletal+Pain+and+Bone+Healing+After+Fracture+of+the+C57BL/6J+Mouse+Femur.">Effects of a Monoclonal Antibody Raised Against Nerve Growth Factor on Skeletal Pain and Bone Healing After Fracture of the C57BL/6J Mouse Femur.</a> J. Bone Miner Res. 22 (11), 1732-1742 (2007).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+animal+models+of+delayed+bone+healing+and+non-union+formation:+a+comprehensive+review.">Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review.</a> Eur Cell Mater. 26, 1-12 (2013).</li><li>Liu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+murine+femoral+segmental+defect+model+for+bone+tissue+engineering+using+a+novel+rigid+internal+fixation+system.">A murine femoral segmental defect model for bone tissue engineering using a novel rigid internal fixation system.</a> J Surg Res. 183 (2), 493-502 (2013).</li><li>Morrison, S. J., Scadden, D. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+bone+marrow+niche+for+haematopoietic+stem+cells.">The bone marrow niche for haematopoietic stem cells.</a> Nature. 505 (7483), 327-334 (2014).</li><li>Ellis, S. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relationship+between+bone,+hemopoietic+stem+cells,+and+vasculature.">The relationship between bone, hemopoietic stem cells, and vasculature.</a> Blood. 118 (6), 1516-1524 (2011).</li><li>Vacaru, A., Vitale, J., Nieves, J., Baron, M., Singh, S. R., Coppola, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+Genetics.">Mouse Genetics.</a> Methods in Molecular Biology. 1194, 289-312 (2014).</li></ol>

Gli autori non hanno interessi finanziari concorrenti.

In tempo reale, imaging seriale dei processi cellulari dinamici nel midollo osseo fornisce informazioni che altrimenti difficile da ottenere con tecniche convenzionali quali l&#39;istologia e emocromo totale. Il modello di WC femore qui descritto fornisce opportunità uniche per indagare le alterazioni cellulari e strutturali nel midollo osseo nel corso del tempo. Sebbene un modello femore WC è stato riportato in precedenza, il design innovativo fornisce un più grande campo di ripresa di vista e piccole dimensioni com...

Il midollo osseo è un importante organo coinvolto nella emopoiesi e regolazione immunitaria. Si compone di un componente ematopoietiche contenente cellule staminali e progenitrici ematopoietiche (HSPCs), e una componente stromale che contiene cellule progenitrici ematopoietiche non che danno origine a cellule mesenchimali 1. Due terzi di attività ematopoietiche è dedicato alla generazione di cellule mieloidi 2. In particolare, un gran numero di neutrofili sono prodotte nel midollo osseo, con 1-2 x 10 11 cellule generate al giorno in un normale umano adulto 2. I neutrofili sono la prima linea di difesa contro le infezioni microbiche e sono per lo più riservati nel midollo osseo fino lo stress innesca la loro mobilitazione per integrare i neutrofili periferici 1,3. Oltre ai loro effetti anti-microbici, studi recenti suggeriscono un ruolo importante dei neutrofili in biologia del cancro, avendo entrambi pro e fenotipi anti-cancerogeni a seconda della crescita trasformandofattore beta (TGF-β) di segnalazione nel 4,5 microambiente tumorale. Inoltre, gli studi hanno dimostrato che i neutrofili che si accumulano nei tumori primari esercitano effetti pro-cancerogeni e metastatici sopprimendo la funzione citotossica delle cellule T 6,7, mentre i neutrofili in circolazione esercitano un citotossico, effetto anti-metastatico 8. Come tale, ricerca di cellule ematopoietiche del midollo osseo, in particolare neutrofili, è fondamentale per chiarire il loro ruolo nella regolazione immunitaria e tumore. Istopatologia e un conteggio completo del sangue periferico sono abitualmente utilizzati per valutare le alterazioni cellulari e strutturali nel midollo osseo 9. Tuttavia, questi metodi forniscono solo informazioni statiche di diverse popolazioni cellulari o tissutali microstrutture. Longitudinale imaging in vivo può essere utilizzato in combinazione con i metodi standard per valutare le dinamiche di molteplici componenti cellulari, vascolari e stromali e cellula-cinterazioni ell in modo longitudinale. Microscopia intravitale (IVM), definito come l&#39;imaging di animali vivi con risoluzione microscopica 10, è particolarmente utile per valutare i processi cellulari dinamici nel tempo nello stesso campione, riducendo il numero di animali sperimentali richiesto. IVM è spesso combinato con una camera di finestra cronicamente trapiantato (WC) per accedere al organo di interesse per l&#39;imaging su una durata di settimane o mesi. modelli WC cranici e dorsale-plica hanno la più lunga storia di utilizzo che risale alla metà degli anni 1990. Più recentemente, altri modelli WC organo-specifiche, quali quelle del pad grasso mammario e vari organi addominali sono stati sviluppati 11. L&#39;approccio tipico per l&#39;imaging del midollo osseo in vivo ha l&#39;esposizione occupa principalmente della calvaria di topi, dove l&#39;osso assottigliata permette la visualizzazione diretta di singole cellule con un intervento chirurgico minimo 12-14. Tuttavia, il midollo osseo cranica May Be distinto da quello di altre ossa, come l&#39;osso lungo, come dimostrato da un numero inferiore di HSPCs e cellule ipossiche in calvaria, che indica ridotta manutenzione e lo sviluppo HSPCs 15. Pertanto, approcci alternativi per la valutazione componenti cellulari nel lungo osso sono stati indagati. Questi includono l&#39;esposizione diretta del midollo osseo femorale 16 e il trapianto ectopica di femore scissione dorsale plica WC 17. Tuttavia, il primo è un procedimento terminale che non consente il monitoraggio delle alterazioni cellulari, strutturali e funzionali su periodi di tempo più lunghi, e il secondo probabilmente disturba la normale funzione del midollo osseo a causa del trapianto di femore, a un sito ectopica all&#39;interno del WC dorsali plica. Un altro metodo che permette l&#39;imaging seriale ortotopico di midollo osseo femorale nel tempo è l&#39;uso di un WC nell&#39;osso femorale. Un rapporto precedente ha dimostrato l&#39;imaging a lungo termine della microcircolazione nel midollo osseo femorale utilizzando unafemore WC nei topi 18. Inoltre, gli autori hanno dimostrato visualizzazione delle cellule tumorali nel femore, indicando la sua utilità nel monitoraggio midollo osseo metastasi. Tuttavia, questo motivo WC era limitata dalla sua grande dimensione (1,2 cm di diametro) e relativamente piccola area di esposizione (4 mm di diametro), che era adatto solo per grandi topi (26-34 g, 3-6 mesi di età) rendendo così la approccio pratico per l&#39;uso di routine. Pertanto, un nuovo bagno con un ingombro più piccolo e più grande area di esposizione interna creata per lo scopo di questo studio. L&#39;obiettivo di questo studio era quello di fornire un metodo per l&#39;imaging vari tipi di cellule nel midollo osseo femorale. Il modello di WC femore è stato sviluppato in-house ed è stato utilizzato per visualizzare e monitorare neutrofili all&#39;interno della rete vascolare 3D. Utilizzando questo modello, IVM del midollo osseo può essere eseguito serialmente oltre 40 giorni. Questo approccio può essere applicato ad una varietà di campi per chiarire i processi di ematopoiesi, regolazione immunitaria unlo sviluppo del tumore ND.

<table><tbody><tr><td>NRCNU-F athymic nude mice</td><td>Taconic</td><td>Ncr nude</td><td>8-10 weeks old, female</td></tr><tr><td>Saline</td><td>Baxter</td><td>JB1302P</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine hydrochloride</td><td>Bioniche Animal Health Canada, Inc.&amp;nbsp;</td><td>DIN 01989529</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine</td><td>Bayer HealthCare, Bayer Inc.</td><td>DIN 02169592</td><td></td></tr><tr><td>Surgical drape</td><td>Proxima</td><td>DYNJP2405</td><td></td></tr><tr><td>Electric heating pad</td><td>Life Brand</td><td>57800827375</td><td></td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Leica</td><td>Leica M60</td><td></td></tr><tr><td>Eye ointment (tear gel)</td><td>Novartis&amp;nbsp;</td><td>T296/2</td><td></td></tr><tr><td>7.5% betadine</td><td>Purdue Frederick Co</td><td>67618-151-16</td><td></td></tr><tr><td>70% isopropyl alcohol</td><td>GreenField</td><td>P010IP7P</td><td></td></tr><tr><td>10% betadine</td><td>Purdue Frederick Co</td><td>67618-150-05</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel handle (#3)</td><td>Fine Science Tools</td><td>10003-12</td><td></td></tr><tr><td>Scalpel blade (#15)</td><td>VWR</td><td>89176-368</td><td></td></tr><tr><td>Spring Scissors curved</td><td>Fine science Tools</td><td>15023-10</td><td></td></tr><tr><td>Baby-Mixter Hemostat</td><td>Fine science Tools</td><td>13013-14</td><td></td></tr><tr><td>Fine Scissors</td><td>Fine science Tools</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Extra Fine Graefe Forceps</td><td>Fine science Tools</td><td>11151-10</td><td></td></tr><tr><td>Halsted-Mosquito Hemostats</td><td>Fine science Tools</td><td>13008-12</td><td></td></tr><tr><td>Micro-drill</td><td>Harvard Apparaus</td><td>72-6065</td><td></td></tr><tr><td>Micro-drill burrs</td><td>Fine Science Tools</td><td>19007-14</td><td></td></tr><tr><td>Femur window chamber</td><td>PMCC machine shop</td><td>custom design</td><td>9.1 mm- 8.5 mm- 7.5 mm (outer to inner diameter), 2.16 mm (radius of two holes), 13.9 mm (distance between two holes), 0.7 mm (thickness)</td></tr><tr><td>U-shaped bar</td><td>PMCC machine shop</td><td>custom design</td><td>13.8 mm (length), 1.6 mm (width), 3.7 mm (height)</td></tr><tr><td>Coverglass (8 mm)</td><td>Warner Instruments&amp;nbsp;</td><td>HBIO 64-0701 CS-8R</td><td></td></tr><tr><td>Retaining ring (8 mm)</td><td>ACKLANDS GRAINGER</td><td>UNSPSC # 31163202</td><td></td></tr><tr><td>Nuts (hexagon stainless steel)</td><td>Fastenal</td><td>70701</td><td></td></tr><tr><td>Dental cement</td><td>3M</td><td>RelyX U200</td><td></td></tr><tr><td>Suture (5-0 Monosof black)</td><td>Covioien</td><td>SN-5698</td><td></td></tr><tr><td>Halsey needle holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12501-13</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine (Temgesic)</td><td>Reckitt Benckiser</td><td>DIN 0281251</td><td></td></tr><tr><td>Meloxicam (Metacam)</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>DIN 02240463</td><td></td></tr><tr><td>Amoxicillin (Clamavox)</td><td>Pfizer</td><td>DIN 02027879</td><td></td></tr><tr><td>FITC-Dextran</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>FD2000S</td><td></td></tr><tr><td>APC- Anti-Mouse Ly-6G (Gr-1)&amp;nbsp;</td><td>eBioscience</td><td>17-9668</td><td></td></tr><tr><td>Two-photon microscope LSM 710</td><td>Carl Zeiss</td><td>Zeiss LSM 710 NLO</td><td></td></tr><tr><td>Imaging stage</td><td>PMCC machine shop</td><td>custom design</td><td>15.9 cm (length), 11 cm (width), 0.9 cm (height)</td></tr><tr><td>Imaris software</td><td>Bitplane</td><td>Imaris 8.0</td><td>Image analysis software described in Section 3 of the Protocol&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Zen 2012</td><td>Zeiss</td><td>Zen 2012</td><td>Image acqusition software described in Section 2 of the Protocol&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

femur window chamber model for in vivo cell tracking in the murine bone marrow

Bone marrow is a complex organ that contains various hematopoietic and non-hematopoietic cells. These cells are involved in many biological processes, including hematopoiesis, immune regulation and tumor regulation. Commonly used methods for understanding cellular actions in the bone marrow, such as histology and blood counts, provide static information rather than capturing the dynamic action of multiple cellular components in vivo. To complement the standard methods, a window chamber (WC)-based model was developed to enable serial in vivo imaging of cells and structures in the murine bone marrow. This protocol describes a surgical procedure for installing the WC in the femur, in order to facilitate long-term optical access to the femoral bone marrow. In particular, to demonstrate its experimental utility, this WC approach was used to image and track neutrophils within the vascular network of the femur, thereby providing a novel method to visualize and quantify immune cell trafficking and regulation in the bone marrow. This method can be applied to study various biological processes in the murine bone marrow, such as hematopoiesis, stem cell transplantation, and immune responses in pathological conditions, including cancer.

Murine midollo osseo femorale si accede con successo utilizzando il WC per consentire la visualizzazione individuale neutrofili e reti vascolari. La Figura 1 mostra lo strumento WC e descrive la procedura chirurgica, che comporta l&#39;esposizione dell&#39;osso femorale e assottigliamento dell&#39;osso corticale per ottenere l&#39;accesso ottico all&#39;interno ossea. La chirurgia è ben tollerato nei topi; sono stati valutati per reazioni fisiche avverse, come gonfiore ...

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Femur Window Chamber Model for In Vivo Cell Tracking in the Murine Bone Marrow

The protocol describes a novel murine femur window chamber model that can be used to track movement of cells in the femoral bone marrow in vivo. Intravital multiphoton fluorescence microscopy is used to image three components of the femoral bone marrow (vasculature, collagen matrix, and neutrophils) over time.

Femore finestra del modello Camera per<em&gt; In Vivo</em&gt; Monitoraggio delle cellule nel midollo osseo murino

Bone marrow is a complex organ that contains various hematopoietic and non-hematopoietic cells. These cells are involved in many biological processes, ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Femur Window Chamber Model for In Vivo Cell Tracking in the Murine Bone Marrow

8.2K Views.  Princess Margaret Cancer Centre. The protocol describes a novel murine femur window chamber model that can be used to track movement of cells in the femoral bone marrow in vivo. Intravital multiphoton fluorescence microscopy is used to image three components of the femoral bone marrow (vasculature, collagen matrix, and neutrophils) over time.

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Automated Quantification of Hematopoietic Cell &#8211; Stromal Cell Interactions in Histological Images of Undecalcified Bone

Confocal microscopy is the method of choice for the analysis of localization of multiple cell types within complex tissues such as the bone marrow. However, the analysis and quantification of cellular localization is difficult, as in many cases it relies on manual counting, thus bearing the risk of introducing a rater-dependent bias and reducing interrater reliability. Moreover, it is often difficult to judge whether the co-localization between two cells results from random positioning, especially when cell types differ strongly in the frequency of their occurrence. Here, a method for unbiased quantification of cellular co-localization in the bone marrow is introduced. The protocol describes the sample preparation used to obtain histological sections of whole murine long bones including the bone marrow, as well as the staining protocol and the acquisition of high-resolution images. An analysis workflow spanning from the recognition of hematopoietic and non-hematopoietic cell types in 2-dimensional (2D) bone marrow images to the quantification of the direct contacts between those cells is presented. This also includes a neighborhood analysis, to obtain information about the cellular microenvironment surrounding a certain cell type. In order to evaluate whether co-localization of two cell types is the mere result of random cell positioning or reflects preferential associations between the cells, a simulation tool which is suitable for testing this hypothesis in the case of hematopoietic as well as stromal cells, is used. This approach is not limited to the bone marrow, and can be extended to other tissues to permit reproducible, quantitative analysis of histological data.

A strategy to quantitatively analyze histological data in the bone marrow is presented. Confocal microscopy of fluorescently labeled cells in tissue sections results in 2-dimensional images, which are automatically analyzed. Co-localization analyses of different cell types are compared to data from simulated images, giving quantitative information about cellular interactions.

Automated quantificazione di cellule ematopoietiche - Interazioni cellule stromali in istologici Immagini di Undecalcified Bone

Confocal microscopy is the method of choice for the analysis of localization of multiple cell types within complex tissues such as the bone marrow. ...

Ricerca

Biologia dello sviluppo

Combining Intravital Fluorescent Microscopy (IVFM) with Genetic Models to Study Engraftment Dynamics of Hematopoietic Cells to Bone Marrow Niches

Increasing evidence indicates that normal hematopoiesis is regulated by distinct microenvironmental cues in the BM, which include specialized cellular niches modulating critical hematopoietic stem cell (HSC) functions1,2. Indeed, a more detailed picture of the hematopoietic microenvironment is now emerging, in which the endosteal and the endothelial niches form functional units for the regulation of normal HSC and their progeny3,4,5. New studies have revealed the importance of perivascular cells, adipocytes and neuronal cells in maintaining and regulating HSC function6,7,8. Furthermore, there is evidence that cells from different lineages, i.e. myeloid and lymphoid cells, home and reside in specific niches within the BM microenvironment. However, a complete mapping of the BM microenvironment and its occupants is still in progress.
Transgenic mouse strains expressing lineage specific fluorescent markers or mice genetically engineered to lack selected molecules in specific cells of the BM niche are now available. Knock-out and lineage tracking models, in combination with transplantation approaches, provide the opportunity to refine the knowledge on the role of specific &#34;niche&#34; cells for defined hematopoietic populations, such as HSC, B-cells, T-cells, myeloid cells and erythroid cells. This strategy can be further potentiated by merging the use of two-photon microscopy of the calvarium. By providing in vivo high resolution imaging and 3-D rendering of the BM calvarium, we can now determine precisely the location where specific hematopoietic subsets home in the BM and evaluate the kinetics of their expansion over time. Here, Lys-GFP transgenic mice (marking myeloid cells)9 and RBPJ knock-out mice (lacking canonical Notch signaling)10 are used in combination with IVFM to determine the engraftment of myeloid cells to a Notch defective BM microenvironment.

Combining Intravital Fluorescent Microscopy IVFM with Genetic Models to Study Engraftment Dynamics of Hematopoietic Cells to Bone Marrow Niches

Intravital fluorescence microscopy (IVFM) of the calvarium is applied in combination with genetic animal models to study the homing and engraftment of hematopoietic cells into bone marrow (BM) niches.

La combinazione di microscopia di fluorescenza Intravital (IVFM) con modelli genetici per studiare la dinamica di attecchimento delle cellule ematopoietiche per nicchie di midollo osseo

Increasing evidence indicates that normal hematopoiesis is regulated by distinct microenvironmental cues in the BM, which include specialized cellular ...

Bioengineering of Humanized Bone Marrow Microenvironments in Mouse and Their Visualization by Live Imaging

Human hematopoietic stem cells (HSCs) reside in the bone marrow (BM) niche, an intricate, multifactorial network of components producing cytokines, growth factors, and extracellular matrix. The ability of HSCs to remain quiescent, self-renew or differentiate, and acquire mutations and become malignant depends upon the complex interactions they establish with different stromal components. To observe the crosstalk between human HSCs and the human BM niche in physiological and pathological conditions, we designed a protocol to ectopically model and image a humanized BM niche in immunodeficient mice. We show that the use of different cellular components allows for the formation of humanized structures and the opportunity to sustain long-term human hematopoietic engraftment. Using two-photon microscopy, we can live-image these structures in situ at the single-cell resolution, providing a powerful new tool for the functional characterization of the human BM microenvironment and its role in regulating normal and malignant hematopoiesis.

A method to create and live-image different humanized bone-marrow niches in mice is presented. Based on the supportive niche created by human mesenchymal cells, the addition of human endothelial cells induces the formation of human vessels, while the addition of rhBMP-2 induces the formation of human-mouse chimeric mature bone tissue.

Bioingegneria dei microrganismi del midollo osseo umano nel mouse e la loro visualizzazione mediante imaging live

Human hematopoietic stem cells (HSCs) reside in the bone marrow (BM) niche, an intricate, multifactorial network of components producing cytokines, growth ...

Tracking Mouse Bone Marrow Monocytes In Vivo

Real time multiphoton imaging provides a great opportunity to study cell trafficking and cell-to-cell interactions in their physiological 3-dimensionnal environment. Biological activities of immune cells mainly rely on their motility capacities. Blood monocytes have short half-life in the bloodstream; they originate in the bone marrow and are constitutively released from it. In inflammatory condition, this process is enhanced, leading to blood monocytosis and subsequent infiltration of the peripheral inflammatory tissues. Identifying the biomechanical events controlling monocyte trafficking from the bone marrow towards the vascular network is an important step to understand monocyte physiopathological relevance. We performed in vivo time-lapse imaging by two-photon microscopy of the skull bone marrow of the Csf1r-Gal4VP16/UAS-ECFP (MacBlue) mouse. The MacBlue mouse expresses the fluorescent reporters enhanced cyan fluorescent protein (ECFP) under the control of a myeloid specific promoter 1, in combination with vascular network labelling. We describe how this approach enables the tracking of individual medullar monocytes in real time to further quantify the migratory behaviour within the bone marrow parenchyma and the vasculature, as well as cell-to-cell interactions. This approach provides novel insights into the biology of the bone marrow monocyte subsets and allows to further address how these cells can be influenced in specific pathological conditions.

Tracking Mouse Bone Marrow Monocytes In Vivo

Monocytes are key regulators of innate immunity and play a critical role in the renewal of the peripheral mononuclear phagocytic system and in case of inflammation. This manuscript describes the procedure of real time imaging of the mouse calvaria bone marrow to study the monocyte mobilisation mechanism.

Monitoraggio midollo osseo di topo monociti<em&gt; In Vivo</em

Real time multiphoton imaging provides a great opportunity to study cell trafficking and cell-to-cell interactions in their physiological 3-dimensionnal ...

Immunologia e infezioni

Femoral Bone Marrow Aspiration in Live Mice

Serial sampling of the cellular composition of bone marrow (BM) is a routine procedure critical to clinical hematology. This protocol describes a detailed step-by-step technical procedure for an analogous procedure in live mice which allows for serial characterization of cells present in the BM. This procedure facilitates studies aimed to detect the presence of exogenously administered cells within the BM of mice as would be done in xenograft studies for instance. Moreover, this procedure allows for the retrieval and characterization of cells enriched in the BM such as hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) without sacrifice of mice. Given that the cellular composition of peripheral blood is not necessarily reflective of proportions and types of stem and progenitor cells present in the marrow, procedures which provide access to this compartment without requiring termination of the mice are very helpful. The use of femoral bone marrow aspiration is illustrated here for cytological analysis of marrow cells, flow cytometric characterization of the hematopoietic stem/progenitor compartment, and culture of sorted HSPCs obtained by femoral BM aspiration compared with conventional marrow harvest.

This protocol describes a procedure for serial sampling of femoral bone marrow (BM) without requiring the sacrifice of mice. This procedure facilitates longitudinal studies of the BM composition of mice over time and provides serial access to cells within the BM for ex vivo and transplantation studies.

Femorale aspirazione del midollo osseo in Live Mice

Serial sampling of the cellular composition of bone marrow (BM) is a routine procedure critical to clinical hematology. This protocol describes a detailed ...

Medicina

Murine Hind Limb Long Bone Dissection and Bone Marrow Isolation

Investigation of the bone and the bone marrow is critical in many research fields including basic bone biology, immunology, hematology, cancer metastasis, biomechanics, and stem cell biology. Despite the importance of the bone in healthy and pathologic states, however, it is a largely under-researched organ due to lack of specialized knowledge of bone dissection and bone marrow isolation. Mice are a common model organism to study effects on bone and bone marrow, necessitating a standardized and efficient method for long bone dissection and bone marrow isolation for processing of large experimental cohorts. We describe a straightforward dissection procedure for the removal of the femur and tibia that is suitable for downstream applications, including but not limited to histomorphologic analysis and strength testing. In addition, we outline a rapid procedure for isolation of bone marrow from the long bones via centrifugation with limited handling time, ideal for cell sorting, primary cell culture, or DNA, RNA, and protein extraction. The protocol is streamlined for rapid processing of samples to limit experimental error, and is standardized to minimize user-to-user variability.

Here we present a protocol for the dissection of hind limb long bones (femurs and tibiae) from the laboratory mouse. We further describe a rapid technique for bone marrow isolation from these bones that utilizes centrifugation for removal of bone marrow from the bone marrow space.

Murino arto posteriore osso lungo dissezione e isolamento di midollo osseo

Investigation of the bone and the bone marrow is critical in many research fields including basic bone biology, immunology, hematology, cancer metastasis, ...

In vivo Clonal Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells Marked by Five Fluorescent Proteins using Confocal and Multiphoton Microscopy

We developed and validated a fluorescent marking methodology for clonal tracking of hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) with high spatial and temporal resolution to study in vivo hematopoiesis using the murine bone marrow transplant experimental model. Genetic combinatorial marking using lentiviral vectors encoding fluorescent proteins (FPs) enabled cell fate mapping through advanced microscopy imaging. Vectors encoding five different FPs: Cerulean, EGFP, Venus, tdTomato, and mCherry were used to concurrently transduce HSPCs, creating a diverse palette of color marked cells. Imaging using confocal/two-photon hybrid microscopy enables simultaneous high resolution assessment of uniquely marked cells and their progeny in conjunction with structural components of the tissues. Volumetric analyses over large areas reveal that spectrally coded HSPC-derived cells can be detected non-invasively in various intact tissues, including the bone marrow (BM), for extensive periods of time following transplantation. Live studies combining video-rate multiphoton and confocal time-lapse imaging in 4D demonstrate the possibility of dynamic cellular and clonal tracking in a quantitative manner.

In vivo Clonal Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells Marked by Five Fluorescent Proteins using Confocal and Multiphoton Microscopy

Combinatorial 5 fluorescent proteins marking of hematopoietic stem and progenitor cells allows in vivo clonal tracking via confocal and two-photon microscopy, providing insights into bone marrow hematopoietic architecture during regeneration. This method allows non-invasive fate mapping of spectrally-coded HSPCs-derived cells in intact tissues for extensive periods of time following transplantation.

In vivo clonale Monitoraggio di staminali ematopoietiche e cellule progenitrici Contrassegnato da cinque proteine ​​fluorescenti che utilizzano confocale e microscopia Multiphoton

We developed and validated a fluorescent marking methodology for clonal tracking of hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) with high spatial and ...

Biologia

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) maintain the turnover of all mature blood cell lineages. The coordination of the complex signals leading to specific HSC fates relies upon the interaction between HSCs and the intricate bone marrow microenvironment, which is still poorly understood[1-2].
We describe how by combining a newly developed specimen holder for stable animal positioning with multi-step confocal and two-photon in vivo imaging techniques, it is possible to obtain high-resolution 3D stacks containing HSPCs and their surrounding niches and to monitor them over time through multi-point time-lapse imaging. High definition imaging allows detecting ex vivo labeled hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) residing within the bone marrow. Moreover, multi-point time-lapse 3D imaging, obtained with faster acquisition settings, provides accurate information about HSPC movement and the reciprocal interactions between HSPCs and stroma cells.
Tracking of HSPCs in relation to GFP positive osteoblastic cells is shown as an exemplary application of this method. This technique can be utilized to track any appropriately labeled hematopoietic or stromal cell of interest within the mouse calvarium bone marrow space.

In Vivo 4-Dimensional Tracking of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells in Adult Mouse Calvarial Bone Marrow

The nature of the interactions between hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) and bone marrow niches is poorly understood. Custom hardware modifications and a multi-step acquisition protocol allow the use of two-photon and confocal microscopy to image ex vivo labeled HSPCs homed within bone marrow areas, tracking interactions and movement.

In Vivo inseguimento 4-dimensionale di emopoietiche staminali e progenitrici celle di topo adulto cranica di Midollo Osseo

Through a delicate balance between quiescence and proliferation, self renewal and production of differentiated progeny, hematopoietic stem cells (HSCs) ...

<meta charset="utf8"></head><body>Iniezione intrafemorale per lo studio del midollo osseo in topi vivi

Simplified Intrafemoral Injections Using Live Mice Allow for Continuous Bone Marrow Analysis

Despite the complexity of hematopoietic cell transplantation in humans, researchers commonly perform intravenous or intrafemoral (IF) injections in mice. In murine models, this technique has been adapted to enhance the seeding efficiency of transplanted hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs). This paper describes a detailed step-by-step technical procedure of IF injection and the following bone marrow (BM) aspiration in mice that allows for serial characterization of cells present in the BM. This method enables the transplantation of valuable samples with low cell numbers that are particularly difficult to engraft by intravenous injection. This procedure facilitates the creation of xenografts that are critical for pathological analysis. While it is easier to access peripheral blood (PB), the cellular composition of PB does not reflect the BM, which is the niche for HSPCs. Therefore, procedures providing access to the BM compartment are essential for studying hematopoiesis. IF injection and serial BM aspiration, as described here, allow for the prospective retrieval and characterization of cells enriched in the BM, such as HSPCs, without sacrificing the mice.

<meta charset="utf8"></head><body>Le iniezioni intrafemorali semplificate con topi vivi consentono un'analisi continua del midollo osseo

This protocol describes the intrafemoral injection of a few hematopoietic or leukemic stem cells, including gene-edited cells, in murine xenograft models, which will not only enable the quick and safe transplantation of cells but also serial analyses of the bone marrow.

Le iniezioni intrafemorali semplificate con topi vivi consentono un'analisi continua del midollo osseo

Despite the complexity of hematopoietic cell transplantation in humans, researchers commonly perform intravenous or intrafemoral (IF) injections in mice. ...

Femore finestra del modello Camera per

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Automated quantificazione di cellule ematopoietiche - Interazioni cellule stromali in istologici Immagini di Undecalcified Bone

La combinazione di microscopia di fluorescenza Intravital (IVFM) con modelli genetici per studiare la dinamica di attecchimento delle cellule ematopoietiche per nicchie di midollo osseo

Bioingegneria dei microrganismi del midollo osseo umano nel mouse e la loro visualizzazione mediante imaging live

Monitoraggio midollo osseo di topo monociti

Femorale aspirazione del midollo osseo in Live Mice

Murino arto posteriore osso lungo dissezione e isolamento di midollo osseo

In vivo clonale Monitoraggio di staminali ematopoietiche e cellule progenitrici Contrassegnato da cinque proteine fluorescenti che utilizzano confocale e microscopia Multiphoton

In Vivo inseguimento 4-dimensionale di emopoietiche staminali e progenitrici celle di topo adulto cranica di Midollo Osseo

Le iniezioni intrafemorali semplificate con topi vivi consentono un'analisi continua del midollo osseo

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Le iniezioni intrafemorali semplificate con topi vivi consentono un'analisi continua del midollo osseo

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