Name: deep vein thrombosis induced by stasis in mice monitored by high frequency ultrasonography
Uploaded: 2018-04-13T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 44 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Deep Vein Thrombosis Induced by Stasis in Mice Monitored by High Frequency Ultrasonography at JoVE.com

Questo lavoro è stato supportato da una sovvenzione dal cuore e Stroke Foundation of Canada e da The Morris e Bella Fainman Family Foundation. Gli autori vorrei ringraziare Veronique Michaud per il suo aiuto tecnico con il sistema di imaging ad ultrasuoni VEVO770.

Tutte le procedure sono state approvate dal istituzionale animale cura Comitato della McGill University Montreal, QC, Canada. Tutte le attrezzature necessarie sono elencata nella tabella I.
1. murino (C57BL/6J) IVC stasi protocollo
<ol><li>Preparazione all'intervento Nota: Questo è un intervento chirurgico di sopravvivenza e di conseguenza, un'adeguata tecnica asettica deve essere seguita in ogni momento. Questo include assicurandosi che tutti i materiali sono a portata di mano, la pulizia e sterilizzazione degli strumenti prima e tra uso e che designa una zona sterile sulla superficie di lavoro per tutto il materiale sterile.<ol>
<li>Sterilizzare tutti gli strumenti chirurgici e materiali in autoclave. Uno sterilizzatore di perlina di vetro è sufficiente per sterilizzare suggerimenti strumento tra gli animali, se più di una procedura venga eseguita in una sola volta.</li>
		<li>Anestetizzare topi maschii C57Bl/6 di 8-10 settimane vecchio con una miscela di 100% ossigeno e 2,5% isoflurane. Nota: Regolare il flusso di ossigeno e isoflurano come necessario.</li>
		<li>Confermare amputate pizzicando la zampa posteriore dell'animale tra le dita dei piedi con il forcipe. Nessuna risposta dal pizzico indica che l'animale è anestetizzato.</li>
		<li>Somministrare analgesici a lento rilascio (buprenorfina) tramite iniezione sottocutanea. Dare ai topi una dose di 1 mg di analgesico per 1 kg di peso corporeo (1 mg/kg).</li>
		<li>Posto unguento oculare su entrambi gli occhi dell'animale affinché nessun dissecazione corneale per tutta la durata della procedura.</li>
		<li>Somministrare per via sottocutanea 0,2 - 0,5 mL di liquidi isotonici per 10 g di peso corporeo.</li>
		<li>Fissare l'animale alla tabella chirurgia utilizzando nastro chirurgico. Metti l'animale in posizione supina per esporre l'addome. Eseguire un intervento chirurgico su un rilievo di riscaldamento per evitare l'ipotermia.</li>
		<li>Rimuovere i capelli dall'addome del mouse mediante applicazione di una crema depilatoria per 1-2 min. pulire l'area addominale pulire con garza e acqua distillata, se necessario.</li>
		<li>In alternativa, rimuovere i capelli dall'addome di rasatura con un rasoio elettrico piccolo.</li>
		<li>Sterilizzare l'addome con Baxedin (soluzione di clorexidina gluconato BP) prima di effettuare qualsiasi incisioni. Applicare etanolo leggermente con una garza per evitare eccessive perdite di calore causata dall'evaporazione dell'alcool.</li>
	</ol></li>
	<li>Esposizione della Vena Cava inferiore (IVC)
	<ol>
<li>Utilizzando le forbici chirurgiche, eseguire una laparotomia per aprire la cavità addominale.<ol>
<li>Sollevi la pelle con il forcipe al basso addome e praticare un'incisione verticale parallela su entrambi i lati della linea alba. Effettuare l'incisione prima a sinistra o a destra della linea alba, a seconda la manualità dell'operatore. L'incisione è fatta partire dal midline per assistere in ecografia più tardi.</li>
			<li>Fare un'incisione seconda, orizzontale nella parte superiore dell'addome. Nota: Al momento la penetrazione nell'addome, la muscolatura dovrebbe essere "tented" e poi penetrata con le forbici chirurgiche per evitare di danneggiare gli organi addominali.</li>
			<li>Ripetere le incisioni verticali e orizzontali su strato del muscolo addominale dell'animale. Essere sicuri di tenda la muscolatura durante la penetrazione nell'addome per non danneggiare gli organi sotto. Attenzione: Sollevare pelle e muscolo dall'intestino e altri organi interni quando fare incisioni per non forare loro.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Piegare la pelle e muscolo da incisione per esporre la cavità addominale.</li>
		<li>Applicare garza, inumidito con soluzione isotonica, ai lati dell'apertura della ferita ed esternare l'intestino. Applicare pressione su entrambi i lati dell'addome per assistere l'esternalizzazione degli intestini. Utilizzare movimenti dolci con un cotton-fioc per spostare gli intestini. Immergere la garza in soluzione isotonica e posto sopra l'intestino esternalizzato.<ol>
<li>Garza deve essere pre-inumidito prima del posizionamento sul tessuto.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Spostare da parte qualsiasi grasso peritoneale ed esporre il IVC fra le vene iliache e renali.</li>
		<li>Fare un'identificazione iniziale di rami laterali evidenti. Un ramo laterale apparirà come più piccolo, ma significativa vena che si dirama dalla IVC, tra renale e iliaca vene. Sistema vascolare può variare notevolmente fra i topi. Topi possono avere rami laterali presenti su uno o entrambi i lati del IVC.</li>
	</ol></li>
	<li>Legatura dei rami laterali Nota: Se rami laterali sono presenti, è seguita la seguente procedura per ciascuno di essi. Se non è presente, procedere al passaggio 4: posizionamento della sutura iniziale sotto il IVC. Il sito di legatura del IVC sarà immediatamente distale della vena renale sinistra, indipendentemente dalla presenza di rami laterali.<ol>
<li>Eseguire una dissezione smussa su ciascun lato del ramo laterale. Scollamento è il processo di apertura ripetutamente forcipe smussato con una leggera pressione, in modo da spezzare attraverso fascia senza danneggiare i vasi circostanti. Attenzione: Evitare forature o danneggiare la vena.</li>
		<li>Sollevare il ramo e passare una sezione di 6-0 sutura seta sotto la vena. Fare sempre attenzione quando il sollevamento o lo spostamento di navi. Si consiglia di afferrare il grasso intorno ai vasi, altrimenti c'è il rischio di danneggiare la nave.</li>
		<li>Mezzo di sutura forcipe, fare una legatura chirurgica intorno al ramo laterale utilizzando il nodo chirurgico standard tecnica di legatura. Legatura completa è fatto per garantire 100% occlusione della vena. Utilizzare almeno tre tiri di legatura per fissare saldamente la legatura.</li>
		<li>Ripetere il passaggio 1.3 per qualsiasi restanti rami laterali.</li>
	</ol></li>
	<li>Dissezione dell'aorta addominale da IVC
	<ol>
<li>Eseguire una dissezione smussa intorno la IVC immediatamente distale dalla vena renale di sinistra. L'aorta addominale è collegato a IVC tramite fascia, pertanto eseguire iniziale dissezione smussa intorno alla IVC e l'aorta addominale. Attenzione: Evitare di perforatura o di danneggiare la vena. Non rompersi o puntura sia vaso. Questa è la parte più critica della procedura, con il più alto rischio di danno vascolare.</li>
		<li>Continuare ad applicare una leggera pressione tramite dissezione smussa fino a quando una finestra trasparente è fatta fra l'aorta e IVC.</li>
	</ol></li>
	<li>Posizionamento della sutura e legatura IVC
	<ol>
<li>Passare una sezione di 6-0 sutura seta sotto l'IVC e l'aorta addominale.</li>
		<li>Individuare la sutura attraverso la finestra creata tra l'IVC e l'aorta. Utilizzare pinze per tirare il filo di sutura e infilarla fra l'aorta addominale e IVC. Far passare la sutura attraverso con attenzione, cercando di non tirare/puntura la IVC e dell'aorta addominale.</li>
		<li>Fare una legatura chirurgica intorno IVC con il forcipe di sutura, garantendo una totale occlusione della vena. Ancora una volta, rendere la legatura immediatamente distale dalla vena renale di sinistra.</li>
		<li>Fare tre tiri di sutura per garantire la legatura. Nota: È anche possibile passare la sutura sotto l'IVC e l'aorta prima che separa i due come opzione alternativa. In alternativa, le suture 7-0 Prolene possono essere utilizzate per la legatura dei rami laterali e IVC.</li>
	</ol></li>
	<li>La chiusura della ferita e cure post-operatorie
	<ol>
<li>Verificare che l'aorta addominale è stato lasciato senza interruzioni e che tutti i rami laterali sono stati legati. L'IVC appare dilatato distale dal sito legatura e nessun sangue flusso sarà visibile.</li>
		<li>Posto tutto grasso peritoneale e intestini indietro nella cavità addominale.</li>
		<li>Chiudere la ferita con sutura forcipe e sutura seta 6-0. Utilizzare un suturare corrente (semplice continuo) e assicurarsi che la sutura non sarà troppo stretta. Una sutura stretta rompe quando l'animale si sveglia e si muove intorno la sua gabbia.<ol>
<li>In alternativa, è possibile utilizzare clip PDS, Vicryl, Vicryl, Dexon o in acciaio inox per la chiusura della ferita.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Sutura lo strato del muscolo addominale prima mediante sutura appropriata tecnica di legatura.</li>
		<li>Ripetere la tecnica di sutura per la pelle e verificare la chiusura della ferita è sufficiente. Nota: Se si utilizza la stessa sutura ago e filo per più animali, sterilizzare sia in etanolo al 70% prima di ogni utilizzo.</li>
		<li>Rimuovere l'animale dal gas anestetico e metterli in un'incubatrice di 34 ° C per almeno 30 minuti.</li>
		<li>Ancora una volta, somministrare 0,2 - 0,5 mL di liquidi isotonici per 10 g di peso corporeo per via sottocutanea. Fluidi possono essere dato nei giorni successivi per mantenere il peso corporeo pre-operatoria, se necessario.</li>
		<li>Monitorare l'animale fino al recupero per garantire il successo della chirurgia e valutare la salute generale dell'animale. Attenzione: Aspettatevi una lieve postura ricurva per una procedura invasiva come questo, ma l'animale si comporterà normalmente più presto post-operazione di 30 minuti.</li>
		<li>Mettere l'animale in una propria gabbia e non metterlo con gli altri animali fino a quando completamente recuperato.</li>
		<li>Ri-amministrare analgesico ogni giorno per fino a 48 h operata.</li>
		<li>Posto cibo sul pavimento della gabbia per l'animale mentre in recupero. Altra cura speciale non è generalmente necessario.</li>
		<li>Esaminare il sito della ferita per arrossamento, gonfiore, o scarico e altri segni di infezione.</li>
		<li>Se necessario, rimuovere le suture dopo 7-10 giorni.</li>
		<li>Eseguire immediatamente l'eutanasia se chirurgia ha esito negativo (ad esempio, significativi danni e/o sangue perdita del vaso) o animale non migliora con cure post-operatorie. L'eutanasia è generalmente effettuata a operata di 48 h. Per gli esperimenti più lunghi, è possibile utilizzare 7-0 Prolene per legare i rami laterali e VCI e suture di Vicryl 5-0 per chiudere la cavità addominale.<ol>
<li>Eseguire l'eutanasia amputate dell'animale in un'induzione come descritto in precedenza, tranne al 5% isoflurane. Questa è seguita da asfissia con 100% CO2 mentre anestetizzati.</li>
			<li>Dopo la conferma dell'eutanasia per asfissia (perdita del battito cardiaco e non respira), eseguire dislocazione cervicale per garantire completa eutanasia.</li>
		</ol>
</li>
	</ol></li>
</ol>2. protocollo di ultrasuono ad alta frequenza di
Nota: Questo protocollo è adattato dalla signora Davis Institute roditore Phenotyping Core SOP per l'imaging ad ultrasuoni ad alta frequenza. Questo protocollo viene effettuato post-operatorio 24 h, ma può essere fatto prima, purché l'animale sta rispondendo bene alla chirurgia. Il protocollo può essere effettuato in qualsiasi momento su topi sani ed è spesso fatto per confrontare prima e dopo la chirurgia.
<ol><li>
Preparazione dell'animale
	<ol>
<li>Metti l'animale in una camera di induzione e anestetizzare l'animale con una miscela di 100% ossigeno e 2,5% isoflurane.</li>
		<li>Accendere il monitor di temperatura e frequenza cardiaca. Lampada di calore posizione sopra tabella per tenere caldo animale durante la procedura.</li>
		<li>Rimuovere l'animale dalla camera di induzione e applicare il lubrificante di occhio per evitare disidratazione corneale. Posizionare l'animale sulla piattaforma di analisi e fissare il tubo anestetico per bocca/naso dell'animale.</li>
		<li>Ultrasuono caldo gel a 37 ° C e mettere il gel sull'addome dell'animale. Il gel per ultrasuoni è riscaldato mediante un sistema di riscaldamento dell'acqua che pompe caldo acqua attraverso le bobine che sono avvolti intorno alla bottiglia di gel.</li>
		<li>Per misure di frequenza cardiaca (se necessario), mettere gel per elettrodi 4 elettrodi della piattaforma di analisi e fissare le zampe dell'animale per il piattaforma/elettrodi con nastro chirurgico. Metti l'animale in posizione supina per l'imaging del IVC. Il sistema di imaging a ultrasuoni comprende una piattaforma di analisi che viene riscaldata e contiene gli elettrodi per il monitoraggio dell'animale.</li>
		<li>Per misure di temperatura, mettere il gel per elettrodi sul termometro e inserire nel retto dell'animale.</li>
		<li>Regolare la lampada di calore e isoflurano come necessario garantire quell'animale è confortevole, ha una respirazione tra 30-70 bpm ed è tenuto a 37 ° C.</li>
		<li>Se necessario, Radere l'addome dell'animale o Rimuovi i peli con la crema depilatoria. Applicare per 1-2 minuti e pulire con garza e acqua distillata. Nota: I capelli troppo possono influenzare la qualità delle immagini.</li>
		<li>Posizionare la garza sotto o al lato dell'animale per catturare qualsiasi gel per ultrasuoni in eccesso.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
L'IVC e l'embolo di imaging
	<ol>
<li>Attivare il software di imaging e avviare un nuovo studio.</li>
		<li>Selezionare un scanhead adeguato per l'imaging. Il scanhead usato qui è per gli organi addominali (frequenza: 35 MHz, lunghezza focale: 12,8 mm).</li>
		<li>Registrare tutte le informazioni pertinenti circa l'animale. Questo può includere animale ID, sesso, peso, data di nascita, ceppo, ecc.</li>
		<li>Abbassare il scanhead fino a quando non sta toccando il gel per ultrasuoni sull'animale.</li>
		<li>Avviare la sonda scanhead per iniziare 2-D imaging dell'animale. In questa modalità, le immagini sono presentate come due dimensioni, in varie tonalità di grigio.</li>
		<li>Individuare l'IVC e l'aorta addominale spostando la piattaforma del mouse durante la x - e/o y-aereo, mentre anche in movimento il scanhead attraverso il piano z. Nota: Sangue vasi apparirà con il loro bianco di pareti e il sangue all'interno quasi nero. Aorta addominale sarà pulsare intensamente e hanno pareti più spesse, mentre l'IVC sarà hanno pareti più sottili e comprimere/espandere facilmente l'immagine dello schermo quando il scanhead viene spostato e giù. Il sito di legatura sarà evidente, come la vena sarà essere dilatata e la parete venosa arriverà a un punto. Qualsiasi embolo formata all'interno sarà solido sotto l'imaging ad ultrasuoni e non comprimerà facilmente come fa la parete venosa. La vena comprimerà solo sopra la legatura, dove nessun embolo è formato.</li>
		<li>All'individuazione della IVC e il sito di legatura, centro loro il punto focale degli ultrasuoni, al fine di ottenere l'immagine più accurata.<ol>
<li>Se l'immagine è troppo buio per vedere chiaramente, regolare il gel e rimuovere eventuali bolle d'aria con un cotton-fioc.</li>
			<li>Se necessario, inclinare il scanhead 45° verso sinistra o verso destra e riadattare la piattaforma animale per vedere chiaramente la vena. Ciò avviene se c'è interferenza con il scanhead. In questo scenario, la vena deve essere imaged ad angolo lato per evitare la sutura. Nota: Immagine interferenza è spesso causato da macchie scure della pelle il posizionamento della sutura della ferita poveri, bolle nel gel ultrasuoni o degli animali.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Utilizzando il software, prendere le foto di tutte le strutture desiderate e fare misurazioni utilizzando qualsiasi strumenti di misurazione. Misure comuni includono l'area della sezione trasversale dell'embolo o larghezza del sito legatura.</li>
		<li>Modificare la modalità di imaging Doppler onda di impulso di fare misure del flusso sanguigno. Questa modalità consente l'imaging del flusso sanguigno vascolare e la misura della velocità di flusso, tra altre variabili.</li>
		<li>Inclinare la piattaforma di analisi per abbassare l'estremità posteriore dell'animale.</li>
		<li>Modificare la posizione di angolo della scanhead in modo che metterà in contatto il gel con un angolo di circa 30° dalla parte posteriore dell'animale.</li>
		<li>Riposizionare la piattaforma animale e scanhead. Se necessario, riposizionare l'IVC e la legatura.</li>
		<li>Effettuare misure del flusso sanguigno intorno al sito di legatura per confermare lo stasis e prendere qualsiasi immagine desiderate. Misure comuni di flusso sanguigno includono velocità media, velocità di picco o velocità mediana.</li>
		<li>Salvare le misure o le immagini scattate.</li>
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</li>
	<li>
Recupero di clean-up e animale
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<li>Sollevare il scanhead per posizione iniziale e riposizionare la piattaforma animale alla posizione iniziale, come pure.</li>
		<li>Rimuovere il gel in eccesso fuori l'animale con una garza. Farlo delicatamente in modo che la sutura della ferita non sarà essere rotto.</li>
		<li>Rimuovere il termometro dal retto dell'animale e l'animale fuori dalla piattaforma.</li>
		<li>Metti l'animale nella sua gabbia e un incubatore di 34 ° C.</li>
		<li>Monitorare l'animale fino al recupero. La procedura è molto minore e non invasivo. L'animale si sveglia rapidamente. Continuare il monitoraggio degli animali nei giorni seguenti conformemente al punto 1.6 del presente protocollo.</li>
		<li>Pulire la piattaforma animale con garza e disinfettante.</li>
		<li>Pulire il scanhead con garza e acqua distillata. Attenzione: Pulire il scanhead molto delicatamente e solo con acqua distillata.</li>
		<li>Ripetere il passaggio 2 per il prossimo animale.<ol>
<li>Se fatto con tutti i soggetti, verificare che tutte le immagini e le registrazioni sono state salvate. Quindi spegnere tutte le apparecchiature e software.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Fowkes, F. J., Price, J. F., Fowkes, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Incidence+of+diagnosed+deep+vein+thrombosis+in+the+general+population:+systematic+review.">Incidence of diagnosed deep vein thrombosis in the general population: systematic review.</a> Eur J Vasc Endovasc Surg. 25 (1), 1-5 (2003).</li><li>McGuinness, C. 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Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Ci sono diversi passaggi critici per la formazione del trombo venoso successo utilizzando il modello di stasi. Induzione di trombosi della vena è più impegnativo in vecchi topi dovuta all'accumulo di grasso che circonda la vena cava inferiore e l'aorta. Idealmente, i topi sottoposti a questa procedura dovrebbero essere 8 - 10 settimane fa. Dovrebbe prestare molta attenzione a non indurre danno endoteliale nell'IVC durante la dissezione smussa e la legatura. Inoltre, è fondamentale per mantenere l'animale in un'incubat...

Tromboembolismo venoso (TEV), che è composto di trombosi venosa profonda (TVP) ed embolia polmonare, è la terza causa di morte cardiovascolare dopo infarto miocardico e ictus. È una condizione comune che colpisce 1-2% della popolazione, con un'incidenza annuale di 1 su 5001. VTE può portare a: 1) morte attraverso embolia polmonare; 2) post-trombotica sindrome, caratterizzata da dolore cronico alla gamba, il gonfiamento e l'ulcerazione; o 3) ipertensione polmonare cronica conseguente compromesso respiratorio cronico significativo. TEV è una malattia multi-fattoriale e può derivare da stasi del flusso sanguigno, danni alle pareti del vaso, e/o stati hypercoagulable a causa di una rottura dell'equilibrio tra la coagulazione e del sistema fibrinolitico, come è stata descritta più di cento anni fa di Virchow ed è noto come triade di Virchow.
Perché nella maggior parte dei casi è impossibile da ottenere campioni DVT umani, i ricercatori hanno sviluppato modelli sperimentali animali di DVT. Sono stati utilizzati diversi animali incluse ratto2del mouse3, coniglio4, maiale5, cane6e primate non umano7 . I topi possono essere geneticamente modificati e sono l'animale più frequentemente usato per studiare DVT. Tuttavia, come in tutti gli animali, DVT spontanea non è osservato nei topi. Pertanto, alterazioni fisiche o chimiche della parete venosa vengono utilizzate per creare trombosi nei topi. In precedenza abbiamo utilizzato il modello di cloruro ferrico per indurre trombosi nella vena cava inferiore (IVC) di topi8,9,10. Questo modello ha il vantaggio di produrre in modo affidabile gli emboli occlusivi pochi minuti e può essere utilizzato per indagare il ruolo dei farmaci anticoagulanti e antipiastrinici durante la TVP acuta. Tuttavia, è una procedura terminale. Così, per studiare la TVP acuta e cronica, il modello di stasi è più adatto. In questo modello, la formazione dell'embolo è indotta dall'interruzione completa del flusso di sangue nella VCI, uno dei fattori nella triade di Virchow per sviluppo di TVP. Questo modello può essere utilizzato per studiare la formazione di DVT e risoluzione, che è un vantaggio rispetto al FeCl3 modello11.
Abbiamo sviluppato un metodo non invasivo per seguire la formazione dell'embolo e risoluzione nel tempo utilizzando un sistema di micro-Imaging per applicazioni ad alta frequenza ultrasuoni12. Precedentemente abbiamo dimostrato che misura di trombosi venosa dall'ultrasuono correla favorevolmente con gli emboli ottenuti patologico. In due studi successivi abbiamo confermato che le misure ottenute con ultrasuoni in correlazione con l'embolo area quantificato di istochimica9,10e peso dell'embolo. Ancora più importante, abbiamo mostrato che l'ultrasuono ad alta frequenza può essere utilizzato per monitorare la formazione di trombosi venosa profonda in topi12. Può anche essere utilizzato per quantificare la risoluzione dell'embolo in modo non invasivo.
Qui, descriviamo il protocollo che consente la formazione di trombi utilizzando il modello murino di trombosi stasi-indotta e come formazione dell'embolo possa essere monitorata in modo non invasivo nel corso del tempo usando l'ultrasuono ad alta frequenza.

<table><tbody><tr><td>6-0 perma-hand silk suture</td><td>Ethicon</td><td>706G</td><td></td></tr><tr><td>Surgical Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>20830-00</td><td></td></tr><tr><td>Suture tying forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>20830-00</td><td></td></tr><tr><td>blunt forceps (straight and curved)</td><td>Fine Science Tools</td><td>20830-00</td><td></td></tr><tr><td>Needle Driver</td><td>Fine Science Tools</td><td>13002-10</td><td></td></tr><tr><td>Moria Spring Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15396-00</td><td></td></tr><tr><td>1ml syringes</td><td>BD Biosciences</td><td></td><td></td></tr><tr><td>26G needles</td><td>Becton Dickinson &amp;amp; Co.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>VEVO 770 High Resolution Imaging System</td><td>Visualsonics</td><td>No longer sold</td><td></td></tr><tr><td>SR Buprenorphine</td><td>ZooPharm</td><td></td><td>Given to LDI by Vet</td></tr><tr><td>Surgery Microscope</td><td>Leica</td><td>Leica M651</td><td></td></tr><tr><td>Systan eye oinment</td><td>Alcon</td><td>288/28062-0</td><td></td></tr><tr><td>2x2 sterile Gauze</td><td>CDMV</td><td>#104148</td><td></td></tr><tr><td>Cotton Tip Applicators</td><td></td><td></td><td>from JGH</td></tr><tr><td>Transpore hypoallergenic surgical tape</td><td>CDMV</td><td>#7411</td><td></td></tr><tr><td>Ultrasound gel (Aquasonic-100)</td><td>Dufort &amp;amp; Lavigne</td><td>#AKEN4061</td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td></td><td></td><td>From JGH</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Dispomed</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anesthetic chamber,hoses, and adminstration equipment</td><td>Dispomed</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Hair remover</td><td>Nair</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Water heated hard pad</td><td>Braintree Scientific, Inc.</td><td>#HHP-2</td><td></td></tr><tr><td>Gaymar heater water pump TP500</td><td>MATVET Inc.</td><td>#R-500305</td><td></td></tr><tr><td>Infra-red heating lamp</td><td>electrimat inc.</td><td>#1R175R-PAR</td><td></td></tr><tr><td>Mouse rectal temperature prope</td><td>emkaTECHNOLOGIES</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sterile water</td><td></td><td></td><td>From JGH</td></tr></tbody></table>

deep vein thrombosis induced by stasis in mice monitored by high frequency ultrasonography

La trombosi venosa è una condizione comune che colpisce 1-2% della popolazione, con un'incidenza annuale di 1 su 500. Trombosi venosa profonda può condurre alla morte attraverso l'embolia polmonare o risultati nella sindrome post-trombotica, caratterizzata da dolore cronico alla gamba, il gonfiamento e l'ulcerazione, o nell'ipertensione polmonare cronica conseguente significativo cronica delle vie respiratorie compromesso. Questa è la più comune malattia cardiovascolare dopo infarto miocardico e ictus ischemico ed è una sfida clinica per tutte le discipline mediche, come può complicare il corso di altre malattie come il cancro, la malattia sistematica, chirurgia e trauma principale.
Modelli sperimentali sono necessari per lo studio di questi meccanismi. Il modello di stasi induce embolo coerente dimensione e una quantità quantificabile dell'embolo. Tuttavia, è necessario sistematicamente lega i rami laterali della vena cava inferiore per evitare la variabilità nelle dimensioni dell'embolo e qualsiasi interpretazione di dati errati. Abbiamo sviluppato una tecnica non invasiva per misurare la dimensione dell'embolo usando l'ecografia. Utilizzando questa tecnica, che possiamo valutare lo sviluppo dell'embolo e risoluzione nel tempo dello stesso animale. Questo approccio limita il numero di topi necessaria per la quantificazione di coerenza con il principio di sostituzione, riduzione e perfezionamento degli animali nella ricerca di trombosi venosa. Abbiamo dimostrato che il peso dell'embolo e l'analisi istologica di embolo dimensione correlano con la misura ottenuta con l'ecografia. Pertanto, lo studio corrente descrive come indurre trombosi profonda della vena in topi utilizzando il modello di stasi della vena cava inferiore e come monitorare utilizzando ultrasuoni ad alta frequenza.

Modello di trombosi venosa stasi
Nel modello di stasi, topi sono anestetizzati e un'incisione è fatta per esporre la vena cava inferiore (IVC). L'incisione è fatta sul lato sinistro o destro del mouse invece di una laparotomia mediana in un modo che non avrebbe interferito con la sonda di ultrasuono. I muscoli addominali e la pelle si piega indietro per esporre il IVC (Figura 1). ...

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Deep Vein Thrombosis Induced by Stasis in Mice Monitored by High Frequency Ultrasonography

Il presente protocollo descrive la procedura per ottenere la trombosi venosa utilizzando un modello di stasi. Inoltre, stiamo utilizzando un metodo non invasivo per misurare la formazione dell'embolo e risoluzione nel tempo.

Trombosi venosa profonda indotta dalla stasi in topi monitorati dall'ecografia ad alta frequenza

Venous thrombosis is a common condition affecting 1 - 2% of the population, with an annual incidence of 1 in 500. Venous thrombosis can lead to death ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

9.8K Views.  McGill University. Il presente protocollo descrive la procedura per ottenere la trombosi venosa utilizzando un modello di stasi. Inoltre, stiamo utilizzando un metodo non invasivo per misurare la formazione dell'embolo e risoluzione nel tempo.

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Electrolytic Inferior Vena Cava Model (EIM) of Venous Thrombosis

Animal models serve a vital role in deep venous thrombosis (DVT) research in order to study thrombus formation, thrombus resolution and to test potential therapeutic compounds (1). New compounds to be utilized in the treatment and prevention of DVT are currently being developed. The delivery of potential therapeutic antagonist compounds to an affected thrombosed vein has been problematic. In the context of therapeutic applications, a model that uses partial stasis and consistently generates thrombi within a major vein has been recently established. The Electrolytic Inferior vena cava Model (EIM) is mouse model of DVT that permits thrombus formation in the presence of continuous blood flow. This model allows therapeutic agents to be in contact with the thrombus in a dynamic fashion, and is more sensitive than other models of DVT (1). In addition, this thrombosis model closely simulates clinical situations of thrombus formation and is ideal to study venous endothelial cell activation, leukocyte migration, venous thrombogenesis, and to test therapeutic applications (1). The EIM model is technically simple, easily reproducible, creates consistent thrombi sizes and allows for a large sample (i.e. thrombus and vein wall) which is required for analytical purposes.

Electrolytic Inferior Vena Cava Model EIM of Venous Thrombosis

The electrolytic induction of endothelial activation to the internal surface of the Inferior Vena Cava results in venous type thrombus formation due to endothelial activation and partial blood stasis, two components of Virchow's triad.

Elettrolitico vena cava inferiore Model (EIM) della Trombosi Venosa

Animal models serve a vital role in deep venous thrombosis (DVT) research in order to study thrombus formation, thrombus resolution and to test potential ...

Ricerca

Medicina

Mouse Complete Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombosis

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE). In the United States (U.S.), the high morbidity and mortality rates make VTE a serious health concern 1-2. After heart disease and stroke, VTE is the third most common vascular disease 3. In the U.S. alone, there is an estimated 900,000 people affected each year, with 300,000 deaths occurring annually 3. A reliable in vivo animal model to study the mechanisms of this disease is necessary.
The advantages of using the mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis are several. The mouse model allows for the administration of very small volumes of limited availability test agents, reducing costs dramatically. Most promising is the potential for mice with gene knockouts that allow specific inflammatory and coagulation factor functions to be delineated. Current molecular assays allow for the quantitation of vein wall, thrombus, whole blood, and plasma for assays. However, a major concern involving this model is the operative size constraints and the friability of the vessels. Also, due to the small IVC sample weight (mean 0.005 grams) it is necessary to increase animal numbers for accurate statistical analysis for tissue, thrombus, and blood assays such as real-time polymerase chain reaction (RT-PCR), western blot, enzyme-linked immunosorbent (ELISA), zymography, vein wall and thrombus cellular analysis, and whole blood and plasma assays 4-8.
The major disadvantage with the stasis model is that the lack of blood flow inhibits the maximal effect of administered systemic therapeutic agents on the thrombus and vein wall.

The mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis yields quantifiable amounts of vein wall tissue and thrombus. It has proven useful for evaluating interactions between the vein wall and the occlusive thrombus and in assessing the progression from acute to chronic inflammation.

Modello del mouse completa stasi della vena cava inferiore Trombosi

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE).  In the United States (U.S.), the high morbidity and ...

Non-Invasive Ultrasound Assessment of Endometrial Cancer Progression in Pax8-Directed Deletion of the Tumor Suppressors Arid1a and Pten in Mice

Uterine cancers can be studied in mice due to the ease of handling and genetic manipulation in these models. However, these studies are often limited to assessing pathology post-mortem in animals euthanized at multiple time points in different cohorts, which increases the number of mice needed for a study. Imaging mice in longitudinal studies can track the progression of disease in individual animals, reducing the number of mice needed. Advances in ultrasound technology have allowed for the detection of micrometer-level changes in tissues. Ultrasound has been used to study follicle maturation in ovaries and xenograft growth but has not been applied to morphological changes in the mouse uterus. This protocol examines the juxtaposition of pathology with in vivo imaging comparisons in an induced endometrial cancer mouse model. The features observed by ultrasound were consistent with the degree of change seen by gross pathology and histology. Ultrasound was found to be highly predictive of the observed pathology, supporting the incorporation of ultrasonography into longitudinal studies of uterine diseases such as cancer in mice.

Non-Invasive Ultrasound Assessment of Endometrial Cancer Progression in Pax8-Directed Deletion of the Tumor Suppressors Arid1a and Pten in Mice

This protocol describes a method for monitoring the progression of morphological changes over time in the uterus in an inducible mouse model of endometrial cancer using ultrasound imaging with correlation to gross and histological changes.

Valutazione ecografica non invasiva della progressione del cancro dell'endometrio nella delezione diretta da Pax8 dei soppressori tumorali Arid1a e Pten nei topi

Uterine cancers can be studied in mice due to the ease of handling and genetic manipulation in these models. However, these studies are often limited to ...

Ricerca sul cancro

Dosaggio ottimizzato della trombosi venosa in un modello di cancro murino utilizzando clip vascolari

Venous Thrombosis Assay in a Mouse Model of Cancer

This methodology paper highlights the surgical nuances of a rodent model of venous thrombosis, specifically in the context of cancer-associated thrombosis (CAT). Deep venous thrombosis is a common complication in cancer survivors and can be potentially fatal. The current murine venous thrombosis models typically involve a complete or partial mechanical occlusion of the inferior vena cava (IVC) using a suture. This procedure induces a total or partial stasis of blood and endothelial damage, triggering thrombogenesis. The current models have limitations such as higher variability in clot weights, significant mortality rate, and prolonged learning curve. This report introduces surgical refinements using vascular clips to address some of these limitations. Using a syngeneic colon cancer xenograft mouse model, we employed customized vascular clips to ligate the infrarenal vena cava. These clips allow residual lip space similar to a 5-0 polypropylene suture after IVC ligations. Mice with the suture method served as controls. The vascular clip method resulted in a consistent reproducible partial vascular occlusion and greater clot weights with less variability than the suture method. The larger clot weights, greater clot mass, and clot to the IVC luminal surface area were expected due to the higher pressure profile of the vascular clips compared to a 6-0 polypropylene suture. The approach was validated by gray scale ultrasonography, which revealed consistently greater clot mass in the infrarenal vena cava with vascular clips compared to the suture method. These observations were further substantiated with the immunofluorescence staining. This study offers an improved method to generate a venous thrombosis model in mice, which can be employed to deepen the mechanistic understanding of CAT and in translational research such as drug discovery.

Autore in primo piano: Avanzamento della ricerca sulla trombosi associata al cancro nei modelli di roditori 

This article aims to present an optimized method for assessing venous thrombosis in a mouse cancer model, using vascular clips to achieve venous ligation. Optimization minimizes variability in thrombosis-related measurements and enhances relevance to human cancer-associated venous thrombosis.

Test della trombosi venosa in un modello murino di cancro

This methodology paper highlights the surgical nuances of a rodent model of venous thrombosis, specifically in the context of cancer-associated thrombosis ...

Stenosis of the Inferior Vena Cava: A Murine Model of Deep Vein Thrombosis

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus formation in veins remain obscure. Lack of mobility (e.g., after surgery or long-haul flights) is one of the main factors leading to DVT. The pathophysiological consequence of the lack of mobility is blood flow stagnation in venous valves. Here, a model is described that mimics such flow disturbance as a thrombosis-driving factor. In this model, partial flow restriction (stenosis) in the inferior vena cava (IVC) is created. Closure of about 90% of the IVC lumen for 48 h results in development of thrombi structurally similar to those in humans. The similarities are: i) most of the thrombus volume is red, i.e., consists of red blood cells and fibrin, ii) presence of a white part (lines of Zahn), iii) non-denuded endothelial monolayer, iv) elevated plasma D-Dimer levels, and v) possibility to prevent thrombosis by low molecular weight heparin. Limitations include variable size of thrombi and the fact that a certain percentage of wild-type mice (0 - 35%) may not produce a thrombus. In addition to visual observation and measurement, thrombi may be visualized by non-invasive technologies, such as ultrasonography, which allows for monitoring the dynamics of thrombus development. At shorter time points (1 - 6 h), intravital microscopy may be applied to directly observe events (e.g., recruitment of cells to the vessel wall) preceding thrombus formation. Use of this method by several teams around the world has made it possible to uncover basic mechanisms of DVT initiation and identify potential targets that might be beneficial for its prevention.

We describe here stenosis in the inferior vena cava as a murine model of deep vein thrombosis. This model recapitulates blood flow restriction, one of the major triggers of venous thrombosis in humans.

Stenosi della Vena Cava inferiore: un modello murino di trombosi venosa profonda

Deep vein thrombosis (DVT) and its devastating complication, pulmonary embolism, are a severe health problem with high mortality. Mechanisms of thrombus ...

Immunologia e infezioni

Murine Model of Central Venous Stenosis using Aortocaval Fistula with an Outflow Stenosis

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ligation of the inferior vena cava (IVC) in the outflow of the fistula, mimicking central venous stenosis. Technical aspects of this model are introduced. The aorta and IVC are exposed, following an abdominal incision. The infra-renal aorta and IVC are dissected for proximal clamping, and the distal aorta is exposed for puncture. The IVC at the midpoint between the left renal vein and the aortic bifurcation is carefully dissected to place an 8-0 suture beneath the IVC. After clamping the aorta and IVC, an AVF is created by puncturing the infra-renal aorta through both walls into the IVC with a 25 G needle, followed by ligating a 22 G intra-venous (IV) catheter and IVC together. The catheter is then removed, creating a reproducible venous stenosis without occlusion. The aorta and IVC are unclamped after confirming primary hemostasis. This novel model of central vein stenosis is easy to perform, reproducible, and will facilitate studies on AVF failure.

An aortocaval fistula was created by puncturing the murine infra-renal aorta through both walls into the inferior vena cava and was followed by creation of a stenosis in its outflow via partial ligation of the inferior vena cava. This reproducible model can be used to study central venous stenosis.

Modello Murine della Stenosi Venoso Centrale utilizzando Aortocaval Fistula con una stenosi di flusso

Central venous stenosis is an important entity contributing to arteriovenous fistula (AVF) failure. A murine AVF model was modified to create a partial ...

Analysis of Cerebral Vasospasm in a Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage with High Frequency Transcranial Duplex Ultrasound

Cerebral vasospasm that occurs in the weeks after subarachnoid hemorrhage, a type of hemorrhagic stroke, contributes to delayed cerebral ischemia. A problem encountered in experimental studies using murine models of SAH is that methods for in vivo monitoring of cerebral vasospasm in mice are lacking. Here, we demonstrate the application of high frequency ultrasound to perform transcranial Duplex sonography examinations on mice. Using the method, the internal carotid arteries (ICA) could be identified. The blood flow velocities in the intracranial ICAs were accelerated significantly after induction of SAH, while blood flow velocities in the extracranial ICAs remained low, indicating cerebral vasospasm. In conclusion, the method demonstrated here allows functional, noninvasive in vivo monitoring of cerebral vasospasm in a murine SAH model.

The aim of this manuscript is to present a sonography-based method that allows in vivo imaging of blood flow in cerebral arteries in mice. We demonstrate its application to determine changes in blood flow velocities associated with vasospasm in murine models of subarachnoid hemorrhage (SAH).

Analisi del vasospasmo cerebrale in un modello murino di emorragia subaracnoidea con ultrasuoni duplex transcranici ad alta frequenza

Cerebral vasospasm that occurs in the weeks after subarachnoid hemorrhage, a type of hemorrhagic stroke, contributes to delayed cerebral ischemia. A ...

Neuroscienze

Multiphoton Intravital Imaging for Monitoring Leukocyte Recruitment during Arteriogenesis in a Murine Hindlimb Model

Arteriogenesis strongly depends on leukocyte and platelet recruitment to the perivascular space of growing collateral vessels. The standard approach for analyzing collateral arteries and leukocytes in arteriogenesis is ex vivo (immuno-) histological methodology. However, this technique does not allow the measurement of dynamic processes such as blood flow, shear stress, cell-cell interactions, and particle velocity. This paper presents a protocol to monitor in vivo processes in growing collateral arteries during arteriogenesis utilizing intravital imaging. The method described here is a reliable tool for dynamics measurement and offers a high-contrast analysis with minimal photo-cytotoxicity, provided by multiphoton excitation microscopy. Prior to analyzing growing collateral arteries, arteriogenesis was induced in the adductor muscle of mice by unilateral ligation of the femoral artery.
After the ligation, the preexisting collateral arteries started to grow due to increased shear stress. Twenty-four hours after surgery, the skin and subcutaneous fat above the collateral arteries were removed, constructing a pocket for further analyses. To visualize blood flow and immune cells during in vivo imaging, CD41-fluorescein isothiocyanate (FITC) (platelets) and CD45-phycoerythrin (PE) (leukocytes) antibodies were injected intravenously (i.v.) via a catheter placed in the tail vein of a mouse. This article introduces intravital multiphoton imaging as an alternative or in vivo complementation to the commonly used static ex vivo (immuno-) histological analyses to study processes relevant for arteriogenesis. In summary, this paper describes a novel and dynamic in vivo method to investigate immune cell trafficking, blood flow, and shear stress in a hindlimb model of arteriogenesis, which enhances evaluation possibilities notably.

The recruitment of leukocytes and platelets constitutes an essential component necessary for the effective growth of collateral arteries during arteriogenesis. Multiphoton microscopy is an efficient tool for tracking cell dynamics with high spatio-temporal resolution in vivo and less photo-toxicity to study leukocyte recruitment and extravasation during arteriogenesis.

Multiphoton Intravital Imaging per il monitoraggio del reclutamento dei leucociti durante l'arteriogenesi in un modello murino di arti posteriori

Arteriogenesis strongly depends on leukocyte and platelet recruitment to the perivascular space of growing collateral vessels. The standard approach for ...

Trombosi venosa profonda indotta dalla stasi in topi monitorati dall'ecografia ad alta frequenza

Riepilogo

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Test della trombosi venosa in un modello murino di cancro

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