Questo studio è stato sostenuto da sovvenzioni della National Natural Science Foundation of China (82204951) e del Sichuan Science and Technology Program (2020JDRC0102).

In questo studio sono stati utilizzati topi adulti C57BL/6 (6 settimane di età, 25-30 g). Tutte le procedure sono state eseguite nel rispetto delle normative locali in materia di benessere animale e di etica sperimentale. Lo studio è stato approvato dal Comitato Etico per la Ricerca Biomedica dell'Ospedale della Cina Occidentale dell'Università del Sichuan.
1. Etichettatura dei glomeruli e preparazione dei tessuti
<ol><li>Etichettatura dei glomeruli<ol><li>Sciogliere il destrano FITC (10 mg) in 1 soluzione salina tamponata con fosfato (PBS) in un rapporto di 1:1 (1 mg: 1 mL) per preparare la soluzione della sonda di lavoro. NOTA: La soluzione di lavoro può essere conservata a 4 °C per 1 mese.</li>
		<li>Posiziona il mouse C57 in un fissatore per vene della coda di topo. Bagnare la garza con acqua calda, avvolgere la garza attorno alla parte centrale della coda del topo e scaldare la coda per 1 minuto.</li>
		<li>Pulisci la coda del topo con etanolo al 75% finché le vene della coda sinistra e destra non sono visibili.</li>
		<li>Prelevare 100 μL della soluzione della sonda di lavoro con una siringa da insulina da 1 mL e iniettare lentamente la soluzione nella vena caudale del topo.</li>
		<li>Dopo l'iniezione, lasciare circolare la soluzione della sonda per 30 minuti. Lascia che i topi si muovano liberamente nelle loro gabbie.</li>
		<li>Una volta raggiunta una circolazione sufficiente, anestetizzare in profondità i topi mediante iniezione intraperitoneale di pentobarbital di sodio (1%, 60-80 μg/kg).</li>
	</ol></li>
	<li>Prelievo e fissazione del rene<ol><li>Fissare i topi anestetizzati alla placca anatomica in posizione supina. Fissa le zampe con del nastro adesivo.</li>
		<li>Dopo la preparazione della pelle, sopprimere i topi con una dose letale di pentobarbital di sodio (1%, 10 mg/kg).</li>
		<li>Praticare un'incisione addominale sulla linea mediana per esporre la cavità addominale.</li>
		<li>Rivelare i reni e rimuoverli con un bisturi e delle forbici nella cappa aspirante. Rimuovere delicatamente l'involucro renale.</li>
		<li>Prelevare i reni e fissarli in paraformaldeide (PFA) al 4% a 4 °C per una notte.</li>
		<li>Lavare i campioni con PBS tre volte 1 ora ciascuno con agitazione a temperatura ambiente (RT).</li>
		<li>Preparare il rene per la microscopia.<ol><li>Tagliare il rene per la microscopia confocale: tagliare il rene in fette spesse 1 mm utilizzando la matrice cerebrale (acciaio da 1 mm, 40-75 g) per standardizzare lo spessore della fetta. Trasferire le fette in PFA al 4% e continuare la fissazione a 4 °C per tutta la notte.</li>
			<li>Rene intero per microscopia a foglio ottico: fissare i reni in PFA al 4% a 4 °C per 48 ore.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
</ol>2. Schiarimento
<ol><li>Preparazione dei reagenti<ol><li>Preparare il reagente CUBIC-L mescolando il 10% (wt/wt) di N-butildietanolammina, il 10% (wt/wt) di Triton X-100 e l'80% di ddH2O.</li>
		<li>Preparare il reagente CUBIC-R mescolando il 45% (wt/wt) di antipirina, il 30% (wt/wt) di nicotinamide, lo 0,5% (vol/vol) di N-butildietanolammina e il 24,5% di ddH2O. Assicurarsi che la soluzione abbia un pH di 9,6-9,8 e un indice di rifrazione (RI) di 1,522. NOTA: CUBIC-L viene utilizzato per la delipidazione e CUBIC-R viene utilizzato per la corrispondenza dell'indice di rifrazione.</li>
	</ol></li>
	<li>Procedura di compensazione<ol><li>Raccogliere i campioni di rene in una provetta da centrifuga da 50 mL e poi pulirli in CUBIC-L con agitazione a 60 giri/min a 37 °C. Sostituire CUBIC-L ogni 4 ore (per le fette di rene) o ogni 24 ore (per un rene intero) fino ad ottenere una trasparenza ottica soddisfacente. NOTA: Questo processo richiede 1 giorno per le fette di rene e 5 giorni per un rene intero.</li>
		<li>Lavare i campioni tre volte in PBS agitando delicatamente a RT per 1 ora ciascuno.</li>
		<li>Applicare CUBIC-R sui campioni, agitando i campioni a 37 °C, 60 giri/min per 6 ore.</li>
		<li>Osservare direttamente i campioni eliminati o conservarli in provette nere riempite con CUBIC-R a RT per 1 settimana.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Acquisizione delle immagini
<ol><li>Imaging confocale NOTA: Acquisire un'immagine dei campioni di rene affettati con microscopia confocale (lenti: obiettivo Plan Apo λ 4×/0,2 N1 o obiettivo Plan Apo VC 10×/0,45 DIC N1). Acquisisci immagini di grandi dimensioni (ad esempio, 6052 μm x 6052 μm per la fetta di rene) con z-stack.<ol><li>Accendere il microscopio confocale nella seguente sequenza: alimentazione laser, interruttore di controllo confocale, computer, microscopio e hardware confocale. Dopo aver eseguito l'autotest, accendere il software confocale.</li>
		<li>Selezionare l'obiettivo appropriato. Rimuovere il campione dal reagente CUBIC-R, posizionarlo nella capsula confocale e coprirlo per evitare che il reagente CUBIC-R si secchi.</li>
		<li>Spostare il campione al centro del campo visivo e regolare il piano focale fino a quando non è a fuoco.</li>
		<li>Applicare la ricostruzione 3D (passaggio 3.1.4.1) e la ricostruzione di immagini di grandi dimensioni (passaggi 3.1.4.2-3.1.4.3).<ol><li>Ricostruzione 3D (confocale): Cambia il piano dello zoom in una direzione fino a quando non è visibile alcuna fluorescenza; Questa posizione è definita come la parte superiore. Quindi, spostare il piano dello zoom nella direzione opposta fino a quando non è visibile alcuna fluorescenza; Questa posizione è definita come il fondo. Fare clic sul pulsante Esegui nell'angolo in basso a destra della finestra di dialogo per avviare la scansione.</li>
			<li>Ricostruzione di immagini di grandi dimensioni (confocale): sposta il campo visivo al centro del campione e imposta la posizione corrente come centro. Selezionare un campo visivo 2 x 2.</li>
			<li>Nell'interfaccia multifunzione ND, selezionare la pila Z per ricostruire immagini di grandi dimensioni e impostare diverse opzioni nel pannello. Quindi premere il pulsante Esegui per avviare la scansione.</li>
		</ol></li>
	</ol></li>
	<li>Imaging al microscopio a fluorescenza a foglio luminoso (LSFM) NOTA: Acquisire l'immagine dell'intero rene con un microscopio a fluorescenza a foglio luminoso (lente: EC Plan-Neofluar 5x/0,16 (medio n = 1,529) obiettivo).<ol><li>Fissaggio del campione (LSFM):<ol><li>Incollare il rene trasparente all'adattatore di fissaggio del campione e attendere che il rene sia saldamente attaccato.</li>
			<li>Immergere il rene nel contenitore del campione e spingere il contenitore del campione nel sistema del microscopio. Chiudere il portello.</li>
		</ol></li>
		<li>Osservazione e scansione (LSFM):<ol><li>Nell'interfaccia Locate , spostare il campione in una posizione di osservazione adatta. Passare all'interfaccia di acquisizione , impostare il percorso ottico, selezionare laser a 488 nm, LBF 405/488/561/640, blocco filtro di divisione ottica SBS LP 490, selezionare Camera 2 e modificare lo pseudo-colore in verde.</li>
			<li>Immettere il valore Offset Z sinistro/destro registrato in precedenza nel sottomenu Canale . Selezionare lo zoom più piccolo (0,36) e regolarlo con precisione per ottenere la massima chiarezza.</li>
		</ol></li>
		<li>Trova il limite X\Y e l'intervallo Z dell'intero organo. Regolare l'intensità del laser e il tempo di esposizione (preferibilmente inferiore a 10 ms) e fare clic su Esegui per iniziare.</li>
		<li>Se il tessuto è troppo grande, unisci due o più immagini con l'unione delle immagini. Aprire il file acquisito utilizzando il software di microscopia (in questo caso, ZEISS ZEN 3.7). Selezionare Metodo di elaborazione > > Stitching > Parametro Metodo > Applica per completare l'unione dell'immagine.</li>
	</ol></li>
</ol>4. Elaborazione e quantificazione dei dati
NOTA: Elaborare le pile di immagini con il software Imaris (analisi delle immagini), utilizzando la funzione Superficie per etichettare i glomeruli ed eseguire l'analisi.
<ol><li>Conte dei glomeruli<ol><li>Importazione di immagini di grandi dimensioni (microscopia confocale) o di immagini cucite (microscopia a foglio luminoso) nel software di analisi delle immagini.</li>
		<li>Aprire i file nel software di analisi delle immagini. Fare clic sul pulsante Superficie per creare una nuova superficie. Segui la guida nella parte in basso a sinistra dello schermo.<ol><li>Fare clic sul pulsante Avanti (pulsante freccia destra) senza spuntare nulla.</li>
			<li>Selezionare la casella prima dell'opzione Arrotonda e immettere un numero appropriato (ad esempio, 14,5) per controllare i dettagli della superficie. Selezionare Sottrazione sfondo in Thresholding e riempire la casella con il diametro medio approssimativo dei glomeruli. Fare clic sul pulsante Avanti .</li>
			<li>Regolare se necessario e fare clic sul pulsante Avanti . Selezionare l'intervallo corretto e fare clic sul pulsante Avanti per creare una superficie.</li>
		</ol></li>
		<li>Fare clic su Filtro, quindi sul pulsante Aggiungi per aggiungere Sfericità per filtrare gli oggetti non sferici. Fate clic sul pulsante Duplica (Duplicate ) per copiare la nuova superficie.</li>
		<li>Fare clic sul pulsante Statistiche , quindi fare clic sul pulsante Generale ; il software presenterà il numero di glomeruli come numero totale di superficie.</li>
	</ol></li>
	<li>Volume dei glomeruli<ol><li>Create una superficie dei glomeruli come sopra.</li>
		<li>Una volta completata la superficie, fare clic sul pulsante Selezione per selezionare gli oggetti di destinazione e presentare il volume di ogni oggetto. Fare clic sul pulsante Salva ed esportare le statistiche in un foglio di calcolo per ulteriori analisi.</li>
	</ol></li>
	<li>Volume della fetta o del rene intero<ol><li>Importazione di immagini di grandi dimensioni (microscopia confocale) o di immagini cucite (microscopia a foglio luminoso) nel software di analisi delle immagini.</li>
		<li>Aprire i file nel software di analisi delle immagini. Fare clic sul pulsante Superficie per creare una nuova superficie. Segui la guida nella parte in basso a sinistra dello schermo.<ol><li>Fare clic sul pulsante Avanti (pulsante freccia destra) senza spuntare.</li>
			<li>Selezionare la casella prima dell'opzione Arrotonda e immettere un numero appropriato (ad esempio, 50) per controllare i dettagli della superficie. Selezionare Intensità assoluta in Soglia. Fare clic sul pulsante Avanti .</li>
			<li>Regolare la superficie fino a coprire l'intero tessuto e fare clic sul pulsante Avanti . Fare clic sul pulsante Avanti per creare la superficie.</li>
		</ol></li>
		<li>Fare clic sul pulsante Selezione per selezionare la superficie dell'intero tessuto e presentare il volume del tessuto. Fai clic sul pulsante Salva per esportare le statistiche in un foglio di calcolo.</li>
	</ol></li>
</ol>

Marcatura fluorescente di glomeruli in reni di topo chiariti per microscopia

<ol>
	<li>Hoy, W. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nephron+number,+glomerular+volume,+renal+disease+and+hypertension.">Nephron number, glomerular volume, renal disease and hypertension.</a> Current Opinion in Nephrology and Hypertension. 17 (3), 258-265 (2008).</li><li>Bertram, J. F., Douglas-Denton, R. N., Diouf, B., Hughson, M. D., Hoy, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+nephron+number:+implications+for+health+and+disease.">Human nephron number: implications for health and disease.</a> Pediatric Nephrology. 26 (9), 1529-1533 (2011).</li><li>Nyengaard, J. R., Bendtsen, T. 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C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Measuring+glomerular+number+and+size+in+perfused+kidneys+using+MRI.">Measuring glomerular number and size in perfused kidneys using MRI.</a> American Journal of Physiology-Renal Physiology. 300 (6), F1454-F1457 (2011).</li><li>Basgen, J. M., Steffes, M. W., Stillman, A. E., Mauer, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimating+glomerular+number+in+situ+using+magnetic+resonance+imaging+and+biopsy.">Estimating glomerular number in situ using magnetic resonance imaging and biopsy.</a> Kidney International. 45 (6), 1668-1672 (1994).</li><li>Prentice, B. M., Caprioli, R. 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I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+clearing+and+imaging+methods+for+cardiovascular+development.">Tissue clearing and imaging methods for cardiovascular development.</a> Iscience. 238 (2), 489-507 (2021).</li><li>Tian, T., Yang, Z., Li, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue+clearing+technique:+Recent+progress+and+biomedical+applications.">Tissue clearing technique: Recent progress and biomedical applications.</a> Journal of Anatomy. 238 (2), 489-507 (2021).</li><li>Du, H., Hou, P., Zhang, W., Li, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+CLARITY-based+tissue+clearing+and+imaging.">Advances in CLARITY-based tissue clearing and imaging.</a> Experimental and Therapeutic. 16 (3), 1567-1576 (2018).</li><li>Ert&#252;rk, A., Lafkas, D., Chalouni, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+cleared+intact+biological+systems+at+a+cellular+level+by+3DISCO.">Imaging cleared intact biological systems at a cellular level by 3DISCO.</a> Journal of Visualized Experiments: JoVE. 89, e51382 (2014).</li></ol>

Tutti gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse.

Le tecnologie di pulizia dei tessuti possono essere classificate in 3 o 4 gruppi: 29,30,31. La pulizia dei tessuti a base di solventi organici (ad es. DISCO e PEGASOS), la pulizia dei tessuti a base acquosa (ad es. CUBIC) e la pulizia dei tessuti con incorporazione di idrogel (ad es. CLARITY) sono state tutte applicate nella pulizia dei reni 25,26,28,32.<sup c...

Il numero e il volume dei glomeruli sono molto importanti per la diagnosi e il trattamento di varie malattie renali 1,2,3,4,5. Il golden standard della stima del numero di glomeruli è la combinazione dissettore fisico/frazionatore. Tuttavia, questo metodo richiede reagenti e attrezzature speciali, il che lo rende lento e costoso 6,7,8,9. La biopsia fornisce una grande quantità di informazioni, ma ovviamente questo metodo è adatto solo per stime approssimative10,11. Le tecnologie di imaging medico, tra cui la risonanza magnetica (MRI), la tomografia computerizzata (TC) e i raggi X, sono anche ampiamente utilizzate nella rilevazione glomerulare 12,13,14,15, ma tali tecnologie richiedono strumenti ingombranti. Nuovi metodi, come lo spettrometro di massa per imaging a desorbimento/ionizzazione laser assistito da matrice (MALDI)16 o il metodo della sezione spessa e sottile17, sono stati utilizzati anche nella rilevazione glomerulare, sebbene rimangano noiosi e laboriosi.
Con l'aiuto delle tecnologie di trasparenza, è possibile osservare profondità più profonde e ottenere informazioni più ricche e complete da tessuti spessi o addirittura da interi organi 18,19,20,21,22,23. Pertanto, le tecnologie di trasparenza sono state ampiamente utilizzate nella ricerca sui reni24. Sono coinvolti anche l'osservazione e il rilevamento dei glomeruli nei reni puliti. Tuttavia, questi articoli pubblicati si riferivano solo brevemente alla rilevazione glomerulare25 o utilizzavano metodi di marcatura difficili da raggiungere come gli animali transgenici26, i coloranti autoprodotti13 o l'incubazione di anticorpi ad alta concentrazione27 per etichettare i glomeruli. Inoltre, sebbene gli studi avessero analizzato i glomeruli nei reni chiariti, le analisi erano sempre limitate13 o si basavano su algoritmi di analisi stabiliti dagli autori stessi26.
In precedenza abbiamo dimostrato un modo più conveniente per etichettare i glomeruli nei reni dei topi28. Utilizzando Imaris, abbiamo scoperto che il numero, la frequenza e il volume dei glomeruli potevano essere ottenuti rapidamente. Pertanto, qui presentiamo un insieme più accessibile, completo e semplificato di metodi per etichettare e analizzare i glomeruli dei reni dei topi.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>4% PFA</td>
			<td>Biosharp</td>
			<td>7007171800</td>
			<td>Fixation reaagen</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>502 Glue&#160;</td>
			<td>Deli</td>
			<td>7146</td>
			<td>For fixing the kidney to the sample fixing adapter&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antipyrine</td>
			<td>Aladdin</td>
			<td>A110660</td>
			<td>Clearing reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brain Matrix</td>
			<td>RWD Life Science</td>
			<td>1mm 40-75</td>
			<td>Tissue slicing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Confocal microscopy</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>A1plus</td>
			<td>Image acquisition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FITC-Dextran</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>FD150S</td>
			<td>Labeling reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light sheet fluorescence microscopy&#160;</td>
			<td>Zeiss</td>
			<td>Light sheet 7&#160;</td>
			<td>Image acquisition</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mice</td>
			<td>Ensiweier</td>
			<td></td>
			<td>Adult C57BL/6 mice (6 weeks of age, 25&#8211;30 g)&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>N-Butyldiethanolamine</td>
			<td>Aladdin</td>
			<td>B299095</td>
			<td>Clearing reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nicotinamide</td>
			<td>Aladdin</td>
			<td>N105042</td>
			<td>Clearing reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pentobarbital Natriumsalz</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P3761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tail vein fixator</td>
			<td>JINUOTAI</td>
			<td>JNT-FS35</td>
			<td>Fix the mouse for vail injection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T8787</td>
			<td>Clearing reagent</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an efficient and fast method for labeling and analyzing mouse glomeruli

I glomeruli sono unità fondamentali del rene; Pertanto, lo studio dei glomeruli è fondamentale per comprendere la funzione e la patologia renale. L'imaging biologico fornisce informazioni intuitive; Pertanto, è di grande importanza etichettare e osservare i glomeruli. Tuttavia, i metodi di osservazione dei glomeruli attualmente in uso richiedono operazioni complicate e i risultati possono perdere i dettagli dell'etichetta o le informazioni tridimensionali (3D). La tecnologia di eliminazione dei tessuti CUBIC (Brainmental Imaging Cocktails and Computational Analysis) chiara e senza ostacoli è stata ampiamente utilizzata nella ricerca renale, consentendo un rilevamento più accurato e una profondità di rilevamento più profonda. Abbiamo scoperto che i glomeruli di topo possono essere marcati in modo rapido ed efficace mediante iniezione di vena caudale di destrano FITC-destrano a medio peso molecolare seguita dal metodo di compensazione CUBIC. Il rene di topo ripulito potrebbe essere scansionato con un microscopio a foglio luminoso (o un microscopio confocale una volta tagliato) per ottenere pile di immagini tridimensionali di tutti i glomeruli nell'intero rene. Elaborati con un software appropriato, i segnali dei glomeruli potrebbero essere facilmente digitalizzati e ulteriormente analizzati per misurare il numero, il volume e la frequenza dei glomeruli.

The number and volume of glomeruli are very important for the diagnosis and treatment of various kidney diseases1,2,3,4,5. The golden standard of glomeruli number estimation is the physical dissector/fractionator combination. However, this method requires special reagents and equipment, making it slow and expensive6,7,8,9. Biopsy provides a wealth of information, but obviously, this method is only suitable for rough estimations10,11. Medical imaging technologies, including magnetic resonance imaging (MRI), computed tomography (CT), and X-ray, are also widely used in glomerular detection12,13,14,15, but such technologies require bulky instruments. New methods, such as matrix-assisted laser desorption/ionization (MALDI) imaging mass spectrometer16 or the thick and thin section method17, have also been used in glomerular detection, though they remain tedious and laborious.
With the help of transparency technologies, it is possible to observe deeper depths and obtain richer and more complete information from thick tissues or even whole organs18,19,20,21,22,23. Therefore, transparency technologies have been widely used in kidney research24. The observation and detection of glomeruli in the cleared kidneys are also involved. However, these published articles either only briefly referred to glomerular detection25 or used difficult-to-achieve labeling methods such as transgenic animals26, self-produced dyes13, or high-concentration antibody incubation27 to label the glomeruli. In addition, although studies had analyzed glomeruli in cleared kidneys, the analyses were always limited13 or relied on analysis algorithms established by the authors themselves26.
We have previously demonstrated a more convenient way to label the glomeruli in mice kidneys28. By using Imaris, we found that glomeruli count, frequency, and volume could be quickly obtained. Thus, here we present a more accessible, comprehensive, and simplified set of methods to label and analyze the glomeruli of mice kidneys.

Autore in primo piano: Aiutare la ricerca in biologia renale marcando i glomeruli nei tessuti chiariti 

Un metodo efficiente e veloce per l'etichettatura e l'analisi dei glomeruli di topo

Questo studio fornisce un metodo semplice ed efficiente per etichettare e analizzare i glomeruli nei reni dei topi.
I glomeruli (vasi sanguigni) possono essere ben marcati mediante iniezione intravascolare di FITC-destrano. Dopo il processo di eliminazione, il rene è diventato trasparente (Figura 1A) e i glomeruli hanno potuto essere osservati chiaramente utilizzando la microscopia a foglio ottico (Figura 1B) o la microscopia confoca...

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Questo studio presenta una serie di metodi facili da usare, completi e semplici per etichettare e analizzare i glomeruli da reni di topo eliminati da CUBIC. Dati come il numero e il volume del glomerulo possono essere ottenuti in modo semplice e affidabile utilizzando l'isotiocianato di fluoresceina (FITC)-destrano, la microscopia a fluorescenza a foglio luminoso (LSFM) o la comune microscopia confocale e software come Imaris.

The glomeruli are fundamental units in the kidney; hence, studying the glomeruli is pivotal for understanding renal function and pathology. Biological ...

L'etichettatura e il conteggio dei glomeruli con metodi convenzionali possono essere complicati, noiosi, dispendiosi in termini di tempo e sono necessari strumenti ingombranti. Il nostro metodo offre un metodo di etichettatura istantaneo e intuitivo per l'analisi dei glomeruli all'interno dell'intero rene. La nostra tecnica è un metodo rapido, facile, accurato ed economico per analizzare i glomeruli nell'intero rene.Non richiede alcuna attrezzatura speciale, quindi può essere eseguito in qualsiasi laboratorio. Si tratta di un metodo innovativo, rapido e semplice per etichettare i glomeruli, consentendo un'osservazione intuitiva di tutti i glomeruli all'interno dell'intero rene. Ha un grande potenziale per aiutare i ricercatori a fare progressi significativi nello studio del rene fornendo informazioni come la quantità, il volume, la distribuzione dei glomeruli e altro ancora.Da un lato, stiamo esplorando l'applicazione di questo metodo di marcatura dei glomeruli nella ricerca clinica sulle malattie renali. D'altra parte, continueremo a lavorare per migliorare i metodi per etichettare bersagli biologici come vasi sanguigni o proteine specifiche in tessuti trasparenti, adattandoli per soddisfare le nostre esigenze di ricerca.

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Research

JoVE Journal

Biology

An Efficient and Fast Method for Labeling and Analyzing Mouse Glomeruli

742 Views.  Sichuan University. L'etichettatura e il conteggio dei glomeruli con metodi convenzionali possono essere complicati, noiosi, dispendiosi in termini di tempo e sono necessari strumenti ingombranti. Il nostro metodo offre un metodo di etichettatura istantaneo e intuitivo per l'analisi dei glomeruli all'interno dell'intero rene. La nostra tecnica è un metodo rapido, facile, accurato ed economico per analizzare i glomeruli nell'intero rene.Non richiede alcuna attrezzatura speciale, quindi può essere eseguit...

Video: Autore in primo piano: Aiutare la ricerca in biologia renale marcando i glomeruli nei tessuti chiariti 

The glomeruli are fundamental units in the kidney; hence, studying the glomeruli is pivotal for understanding renal function and pathology. Biological imaging provides intuitive information; thus, it is of great significance to label and observe the glomeruli. However, the glomeruli observation methods currently in use require complicated operations, and the results may lose label details or three-dimensional (3D) information. The clear, unobstructed brain imaging cocktails and computational analysis (CUBIC) tissue clearing technology has been widely used in renal research, allowing for more accurate detection and deeper detection depth. We found that mouse glomeruli can be rapidly and effectively labeled by tail vein injection of medium molecular weight FITC-Dextran followed by the CUBIC clearing method. The cleared mouse kidney could be scanned by a light-sheet microscope (or a confocal microscope when sliced) to obtain three-dimensional image stacks of all the glomeruli in the entire kidney. Processed with appropriate software, the glomeruli signals could be easily digitized and further analyzed to measure the number, volume, and frequency of the glomeruli.

This study presents an easy-to-use, complete, and simple set of methods to label and analyze glomeruli from CUBIC-cleared mouse kidneys. Data such as glomerulus number and volume can be obtained easily and reliably using fluorescein isothiocyanate (FITC)-Dextran, light sheet fluorescence microscopy (LSFM), or common confocal microscopy and software such as Imaris.