Gli autori non hanno nessun ringraziamenti a fare.

Tutte le procedure sono state approvate dal Consiglio di Tongji Medical College sul animale cura Comitato di Università Huazhong di scienza e tecnologia (Wuhan, Cina). Il manoscritto è stato preparato secondo ARRIVE (Animal Research: Reporting di esperimenti In Vivo ) linee guida6.
1. allevamento
<ol><li>Utilizzare ratti Sprague-Dawley (deviazione standard) (n = 20, 10 maschi, 8 settimana-vecchio, pesa 261 a 291 g, significano = 272.85 ±9.07 g) da sperimentali animali centro di Huazhong Università della scienza e della tecnologia e mantenere ratti in conformità con la guida per l'uso e la manutenzione Pubblicato da la US National Institute of Health (NIH pubblicazione No. 85-23, riveduta 1996) gli animali da laboratorio</li>
	<li>Casa in condizioni standard con accesso gratuito per cibo e acqua potabile. Ratti in gabbie di2 cm 530 con rasatura di legno tenere biancheria da letto. Due ratti di casa in ogni gabbia. Tenere tutte le gabbie aperte all'ambiente camera (nessuna micro-isolamento o ingabbiamento ventilato)</li>
	<li>Garantire il personale coinvolto nel protocollo sperimentale gestire regolarmente i ratti.</li>
	<li>Mantenere la temperatura ambiente tra i 21 ° C e 23 ° C. Dare tariffe una normale dieta di sale (0,3% NaCl) in tutto lo studio.</li>
</ol>2. procedura di raccolta del sangue
Nota: Il sistema di raccolta di sangue sotto vuoto costituito da un doppia punta ago [22 G (0,7 mm x 25 mm)], un supporto di plastica e una serie di tubi a vuoto (2 mL) con tappo in gomma (Figura 1).
<ol><li>Posizionare il ratto un supporto in plastica restrittivo e lavare la coda con acqua calda (20-30 ° C) per rimuovere eventuali impurità visibili o feci. Mentre un assistente tiene la coda in posizione estesa, strofinare la coda con etanolo al 70% e pulire con una garza per chiarire la vena.</li>
	<li>Inserire la punta dell'ago di farfalla 22g in uno delle vene coda laterale (circa 5 mm) in una posizione di circa 2-3 cm di distanza dalla punta della coda ad angolo di circa 20 ° (Figura 2). Raccogliere il sangue nella provetta sottovuoto raccolta mediante inserendo la punta di gomma dell'ago farfalla nel tubo di raccolta di sangue sotto vuoto (Figura 3). Nota: Il volume di sangue raccolta massima è 1,2 mL7.</li>
	<li>Dopo la raccolta del sangue, rimuovere l'ago e applicare una leggera pressione al sito della puntura con una garza per 15-30 s fermare il flusso di sangue. Quindi, rilasciare il ratto dal supporto di plastica restrittivo e tornare il ratto alla sua gabbia.</li>
	<li>Utilizzare le provette contenenti EDTA come anticoagulante per raccogliere il plasma sanguigno. Capovolgere delicatamente la provetta diverse volte per mescolare anticoagulante nel sangue e posizionare i campioni su ghiaccio verticale.</li>
	<li>Centrifugare i tubi di raccolta del campione di sangue in una centrifuga refrigerata a 2.000 x g per 10 min separare il plasma o siero.</li>
	<li>Estrarre il plasma/siero, facendo attenzione a non per disturbare i livelli di globuli rossi e bianchi. Per raccogliere il sangue siero, utilizzare provette senza anticoagulante. Entrambi i tipi di campione possono essere utilizzati immediatamente, o conservati a-80 ° C fino ad un anno. Nota: Il successo del sangue è stato definito come ottenere 1,2 mL di sangue ogni volta. Foratura massima ora è stata impostata a tre prove, se il volume totale del sangue era più basso di 1,2 mL dopo la terza puntura, è stato definito come una raccolta di sangue non riuscita. La durata del campionamento inizia dalla puntura della vena della coda alla rimozione dell'ago farfalla dopo il prelievo di sangue.</li>
	<li>
Raccogliere il sangue due volte entro due settimane7.
	<ol>
<li>Per testare e verificare la fattibilità di questo metodo, è necessario addestrare due studenti di medicina (principianti) per 2 h prima di eseguire questo protocollo di raccolta di sangue. Utilizzare venti ratti e prelevare il sangue da 10 ratti da 2 esperti compagni (gruppo sperimentale) e da 10 ratti dagli studenti medici 2 (gruppo principianti).</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. elaborazione statistica
<ol><li>Esprimere i dati come un valore medio ± deviazione standard e analizzare con SPSS statistica 17. Un valore α pari a 0,05 è stato scelto, quindi p < 0,05 è stato considerato statisticamente significativo.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Brown, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+collection+from+the+tail+of+a+rat.">Blood collection from the tail of a rat.</a> Lab Anim (NY). 35 (8), 24-25 (2006).</li><li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals.">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> J Pharmacol Pharmacother. 1 (2), 87-93 (2010).</li><li>Staszyk, C., Bohnet, W., Gasse, H., Hackbarth, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blood+vessels+of+the+rat+tail:+a+histological+re-examination+with+respect+to+blood+vessel+puncture+methods.">Blood vessels of the rat tail: a histological re-examination with respect to blood vessel puncture methods.</a> Lab Anim. 37 (2), 121-125 (2003).</li><li>Lee, G., Goosens, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sampling+blood+from+the+lateral+tail+vein+of+the+rat.">Sampling blood from the lateral tail vein of the rat.</a> J. Vis. Exp. (99), (2015).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> WHO Guidelines on Drawing Blood: Best Practices in Phlebotomy WHO Guidelines Approved by the Guidelines Review Committee. , (2010).</li><li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+bioscience+research+reporting:+ARRIVE-ing+at+a+solution.">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Anim. 44 (4), 377-378 (2010).</li><li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood,+including+routes+and+volumes.">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> J Appl Toxicol. 21 (1), 15-23 (2001).</li><li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+device+for+collecting+cord+blood.">A new device for collecting cord blood.</a> Obstet Gynecol. 86 (5), 850-852 (1995).</li><li>Reynolds, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+a+new+device+for+blood+sampling+in+cats+with+a+vacuum+tube+collection+system+-+plasma+biochemistry,+haematology+and+practical+usage+assessment.">Comparison of a new device for blood sampling in cats with a vacuum tube collection system - plasma biochemistry, haematology and practical usage assessment.</a> J Feline Med Surg. 9 (5), 382-386 (2007).</li><li>Wiwanitkit, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+blood+specimens+from+plain+and+gel+vacuum+blood+collection+tubes.">Comparison of blood specimens from plain and gel vacuum blood collection tubes.</a> J Med Assoc Thai. 84 (5), 723-726 (2001).</li><li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter.">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Acad Emerg Med. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare

Il rapporto presente descrive un metodo di raccolta di sangue facile da imparare in ratti. I nostri risultati hanno mostrato che questo metodo è fattibile per la raccolta ripetutamente un grande volume di sangue dai ratti. Inoltre, questo metodo potrebbe essere imparato facilmente con una breve curva di apprendimento. Questa procedura può essere eseguita in ratti anestetizzati con non e solo causa di minimo stress agli animali.
Sangue può essere raccolto da ratti in varie località. La vena della coda è una posizione superiore per sangue campionamento4. Tuttavia, non è sempre facile da ottenere abbastanza volume di sangue dalla vena sangue sottile e basso flusso coda dei ratti. Il sistema di raccolta di sangue sotto vuoto viene solitamente utilizzato per la raccolta di campioni di sangue dai pazienti nella pratica clinica quotidiana. Questo sistema di raccolta di sangue sotto vuoto è stato utilizzato in pazienti e ricerca gli animali per un lungo periodo di tempo8,9,10. Questo sistema è costituito da un tubo di raccolta di sangue sotto vuoto con ago di farfalla e parete tubo interno rivestito in silicone. Essa si basava sul principio di pressione negativa di vuoto e permette il disegno di sangue senza il rischio di raccolta di sangue, che inoltre riduce il rischio di contaminazione ed emolisi11continuo. Il volume di campione di sangue nel catetere è di circa 0,3 mL. Dopo aver ritirato l'ago dalla vena della coda, il sangue bloccato nel catetere scorrerà nel tubo di aspirazione raccolta a causa del vuoto. Questo metodo è anche applicabile per la raccolta di sangue da ratti che pesano meno di 100 g con l'uso di un ago puntura più piccolo.
Questo metodo di raccolta di sangue ha diversi vantaggi. Questa procedura provoca solo lesioni minime ai ratti e raccolta del sangue può essere eseguita senza l'uso di anestetici, così si può evitare l'influenza della risposta allo stress e anestetici sul campione di sangue. Le nostre osservazioni hanno mostrato che ratti erano tranquille sul supporto in plastica restrittivo durante la procedura e non ci erano morti durante questi esperimenti. In secondo luogo, ripetuto il prelievo di sangue ogni uno o due giorni è possibile, che consente il campionamento frequente di sangue con un volume adeguato per vari scopi di ricerca. Infine, questo metodo è facile da imparare e facilmente è stato masterizzato da principianti dopo un periodo di apprendimento brevi (2 h), come indicato dai simili tassi di successo e puntura volte tra i gruppi sperimentali e principiante in questo rapporto. In una precedente relazione, Lee et al hanno dimostrato un simile metodo di campionamento di sangue dalla vena laterale della coda di ratto4. Il nostro metodo è più semplice di quello riportato da Lee et al. 4 in che inseriamo direttamente l'ago puntura in vena caudale e l'altra estremità del tubo è collegato direttamente al tubo a vuoto per la raccolta del sangue, senza l'uso di una siringa supplementare e manuale di aspirazione del sangue e senza la necessità di ' latte ING' la vena per facilitare il flusso sanguigno. Raccolta di sangue con questo sistema chiuso riduce la probabilità di contaminazione del sangue. Uso del supporto di plastica restrittivo anche riduce lo stress al ratto e facilita la fissazione della coda.
I due passaggi seguenti sono fondamentali per la riuscita applicazione di questo metodo. 1) estendere la coda ed evitare il movimento della coda; 2) delicatamente forare la vena con un angolo di 20 ° per evitare la puntura attraverso la vena e mantenere la puntura dell'ago nella vena.
In conclusione, il metodo di raccolta sangue vuoto adottato nei ratti è sicuro, fattibile e facile da praticare. Questo metodo consente frequente prelievo di sangue con un volume di sangue adeguato ottenuto da ratti non anestetizzati.

Prelievo di sangue da ratti è necessario per un'ampia varietà di studi sperimentali. Tecniche per la raccolta del sangue dal ratto includono puntura del cuore, plesso retro-orbitale, vena giugulare, vena safena, vasi sanguigni coda, dell'arteria carotica, aorta addominale e della vena cava. La maggior parte delle tecniche (ad eccezione della vena safena e puntura del vaso sanguigno di coda) richiedono anestesia1,2. Le vene della coda del ratto sono ordinariamente forate per il prelievo di sangue e iniezione vascolare. Dopo aver trattato la coda con acqua calda, i vasi sanguigni sono ben dilatata e adatto per la manipolazione, anche quando i ratti sono anestetizzati3.
Nonostante lo sviluppo di tecniche nuove e migliorate per ottenere campioni di sangue nel piccolo laboratorio animali2, non è sempre facile ottenere abbastanza sangue durante il campionamento da piccoli animali. La vena della coda dei ratti è una posizione superiore per sangue campionamento4. Tuttavia, la vena caudale è sottile, così a volte è difficile da forare e richiederebbe un tempo lungo per ottenere abbastanza sangue a causa del suo flusso di sangue basso. Raccolta del sangue tramite un sistema di tubo di aspirazione è un metodo tipico nella pratica clinica quotidiana. Questo sistema chiuso per la raccolta del sangue riduce il rischio di esposizione diretta al sangue e ha reso più facile prendere campioni multipli da un singolo prelievo venoso5. Il rapporto presente descrive un metodo di prelievo di sangue della vena della coda semplice in ratti anestetizzati con non utilizzando il sistema di tubo di aspirazione. Questo metodo è facile da padroneggiare e può essere utilizzato per ottenere un grande volume di sangue ripetutamente in ratti.

<table><tbody><tr><td>a double-pointed needle</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>22G&amp;nbsp;</td><td>(0.7&amp;times;25mm)</td></tr><tr><td>vacuum tubes</td><td>Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, China</td><td>2 ml</td><td></td></tr><tr><td>rat restraining holder&amp;nbsp;</td><td>Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China</td><td>250g rat hoder model</td><td></td></tr><tr><td>normal salt diet for rats</td><td></td><td></td><td>Rats received a normal salt diet (0.3% NaCl) throughout the study</td></tr><tr><td>SPSS software for statistical analysis</td><td>SPSS Inc,&amp;nbsp; Chicago; USA&amp;nbsp;</td><td>Version 17.0.&amp;nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

repeated blood collection from tail vein of non-anesthetized rats with a vacuum blood collection system

Sangue può essere raccolto da ratti in un certo numero di punti di campionamento. Per esempio, la vena di coda è una posizione superiore per il prelievo di sangue. Tuttavia, vena caudale è sottile in modo che a volte è difficile perforare. Inoltre, vena caudale ha flusso sanguigno basso e richiede un tempo di campionamento lungo per ottenere sangue sufficiente. Il rapporto presente descrive un metodo di campionamento del sangue semplice, il metodo di raccolta di sangue sotto vuoto, che viene solitamente utilizzato per ottenere campioni di sangue dai pazienti, qui usati per ratti anestetizzati con non. La punta dell'ago di farfalla 22 G è stata inserita in una delle vene coda laterale circa 2-3 cm dalla punta della coda con un angolo di circa 20° e il sangue è stato raccolto nel tubo sottovuoto raccolta inserendo alla fine di gomma dell'ago farfalla il va tubo di raccolta sangue di aspirazione. I presenti risultati sperimentali mostrano che il tasso di successo era 95% nel gruppo sperimentale e il 90% nel gruppo di principianti. Il tasso di successo e puntura volte erano simili tra i due gruppi. La durata del campionamento era significativamente più breve nel gruppo sperimentale rispetto al gruppo di principianti. In conclusione, questo metodo di raccolta del sangue di vuoto per il campionamento sequenziale sangue dalla vena caudale del non - ratti anestetizzati è fattibile e facile da imparare, che potrebbe servire come un'alternativa affidabile agli altri convenzionalmente usato tecniche di campionamento di sangue per ratti.

Durata di campionamento, la massa del corpo e volume di raccolta di sangue dei due gruppi Sangue è stato raccolto da 10 ratti (5 maschi) due volte nell'arco di due settimane in ogni gruppo. La massa corporea medio in entrambi i gruppi era simile (272,00 ±9.66 g e g 273.70 ±8.87). Durata di campionamento era significativamente più breve nel gruppo sperimentale rispetto al gruppo di principianti (2,77 ±0.53 min vs 3,28 ±0.83 min, p < 0,05) (tabella 1).
Successo valuta e volte di due gruppi di foratura Il tasso di successo era 95% (19/20) nel gruppo sperimentale e il 90% (18/20) nel gruppo di principianti (p > 0.05). Puntura volte non erano significativamente differenti fra i due gruppi (1.50 ±0.61 min vs 1,85 ±0.75 min, p > 0,05) (tabella 2). Questi risultati indicano questo metodo è facile da imparare, e la tecnica potrebbe essere masterizzata dopo l'allenamento per 2 h.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig1.jpg"> Figura 1 : 2 mL vuoto provetta da prelievo (a sinistra); ago a farfalla G 22 (centro); il supporto di plastica restrittivo (a destra). <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig2.jpg"> Figura 2 : La punta dell'ago è stata inserita nella vena caudale laterale (circa 5 mm) in corrispondenza della posizione circa 2-3 cm di distanza dalla punta della coda ad angolo di circa 20 °. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/55852/55852fig3.jpg"> Figura 3 : Successo venipuntura. <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/55852/55852fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td colspan="5">Gruppo sperimentale</td>
			<td></td>
			<td colspan="5">Gruppo di principianti</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td>Genere</td>
			<td>Peso corporeo (g)</td>
			<td>Volume di sangue prelevato (mL)</td>
			<td>durata di campionamento (min)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Genere</td>
			<td>Peso corporeo (g)</td>
			<td>Volume di sangue prelevato (mL)</td>
			<td>durata di campionamento (min)</td>
		</tr>
<tr>
<td>E1-1</td>
			<td>uomo</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
			<td></td>
			<td>B1-1</td>
			<td>uomo</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>E1-2</td>
			<td>uomo</td>
			<td>291</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.73</td>
			<td></td>
			<td>B1-2</td>
			<td>uomo</td>
			<td>282</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.18</td>
		</tr>
<tr>
<td>E2-1</td>
			<td>uomo</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.3</td>
			<td></td>
			<td>B2-1</td>
			<td>uomo</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,73</td>
		</tr>
<tr>
<td>E2-2</td>
			<td>uomo</td>
			<td>276</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.37</td>
			<td></td>
			<td>B2-2</td>
			<td>uomo</td>
			<td>264</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2,47</td>
		</tr>
<tr>
<td>E3-1</td>
			<td>uomo</td>
			<td>267</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.73</td>
			<td></td>
			<td>B3-1</td>
			<td>uomo</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,52</td>
		</tr>
<tr>
<td>E3-2</td>
			<td>uomo</td>
			<td>267</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3,88</td>
			<td></td>
			<td>B3-2</td>
			<td>uomo</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
<tr>
<td>E4-1</td>
			<td>uomo</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.41</td>
			<td></td>
			<td>B4-1</td>
			<td>uomo</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.32</td>
		</tr>
<tr>
<td>E4-2</td>
			<td>uomo</td>
			<td>263</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.52</td>
			<td></td>
			<td>B4-2</td>
			<td>uomo</td>
			<td>289</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.62</td>
		</tr>
<tr>
<td>E5-1</td>
			<td>uomo</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,61</td>
			<td></td>
			<td>B5-1</td>
			<td>uomo</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,48</td>
		</tr>
<tr>
<td>E5-2</td>
			<td>uomo</td>
			<td>265</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B5-2</td>
			<td>uomo</td>
			<td>277</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.12</td>
		</tr>
<tr>
<td>E6-1</td>
			<td>donna</td>
			<td>18V</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.33</td>
			<td></td>
			<td>B6-1</td>
			<td>donna</td>
			<td>274</td>
			<td>0.9</td>
			<td>4.87</td>
		</tr>
<tr>
<td>E6-2</td>
			<td>donna</td>
			<td>18V</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,03</td>
			<td></td>
			<td>B6-2</td>
			<td>donna</td>
			<td>274</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.37</td>
		</tr>
<tr>
<td>E7-1</td>
			<td>donna</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.82</td>
			<td></td>
			<td>B7-1</td>
			<td>donna</td>
			<td>268</td>
			<td>1.0</td>
			<td>3,93</td>
		</tr>
<tr>
<td>E7-2</td>
			<td>donna</td>
			<td>271</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.42</td>
			<td></td>
			<td>B7-2</td>
			<td>donna</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.82</td>
		</tr>
<tr>
<td>E8-1</td>
			<td>donna</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1.93</td>
			<td></td>
			<td>B8-1</td>
			<td>donna</td>
			<td>262</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.07</td>
		</tr>
<tr>
<td>E8-2</td>
			<td>donna</td>
			<td>268</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,05</td>
			<td></td>
			<td>B8-2</td>
			<td>donna</td>
			<td>262</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3,67</td>
		</tr>
<tr>
<td>E9-1</td>
			<td>donna</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.52</td>
			<td></td>
			<td>B9-1</td>
			<td>donna</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4,38</td>
		</tr>
<tr>
<td>E9-2</td>
			<td>donna</td>
			<td>273</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.17</td>
			<td></td>
			<td>B9-2</td>
			<td>donna</td>
			<td>281</td>
			<td>1.2</td>
			<td>4,57</td>
		</tr>
<tr>
<td>E10-1</td>
			<td>donna</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>1.82</td>
			<td></td>
			<td>B10-1</td>
			<td>donna</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.53</td>
		</tr>
<tr>
<td>E10-2</td>
			<td>donna</td>
			<td>261</td>
			<td>1.2</td>
			<td>3.25</td>
			<td></td>
			<td>B10-2</td>
			<td>donna</td>
			<td>275</td>
			<td>1.2</td>
			<td>2.28</td>
		</tr>
<tr>
<td>Media</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>2,77</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>3.28</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">It-1: numero di serie dei ratti nel gruppo sperimentale per la prima raccolta di sangue.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">It-2: numero di serie dei ratti nel gruppo sperimentale per la seconda raccolta di sangue.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">BN-1: numero di serie dei ratti nel gruppo di principianti per la prima raccolta di sangue.</td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="11">BN-2: numero di serie dei ratti nel gruppo di principianti per la seconda raccolta di sangue.</td>
		</tr>
</tbody></table>Tabella 1: Risultati del sangue raccolti nel gruppo sperimentale e il gruppo di principianti.
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td></td>
			<td>Tempi di raccolta del sangue</td>
			<td>Media puntura volte</td>
			<td>Una sola puntura tempo</td>
			<td>Puntura di due volte</td>
			<td>Puntura di tre volte</td>
			<td>Non riuscita</td>
			<td>Tasso di successo</td>
		</tr>
<tr>
<td>Gruppo sperimentale</td>
			<td>20</td>
			<td>1.50 ±0.61</td>
			<td>11</td>
			<td>8</td>
			<td>0</td>
			<td>1</td>
			<td>95%</td>
		</tr>
<tr>
<td>Gruppo di principianti</td>
			<td>20</td>
			<td>±0.75 1.85</td>
			<td>7</td>
			<td>9</td>
			<td>2</td>
			<td>2</td>
			<td>90%</td>
		</tr>
<tr>
<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Una sola puntura tempo: numero di ratti con successo del sangue dopo la prima puntura</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Due volte la puntura: numero di ratti con successo del sangue dopo la puntura secondo</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="6">Tre volte la puntura: numero di ratti con successo del sangue dopo la terza puntura</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
<tr>
<td colspan="5">Non riuscita: numero di ratti con errore prelievo di sangue dopo la terza puntura</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
</tbody></table>Tabella 2: Confronto dei tempi di puntura e tassi di successo del gruppo sperimentale e il gruppo di principianti.

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Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Qui, descriviamo un metodo di prelievo di sangue della vena della coda semplice in ratti anestetizzati con non utilizzando un sistema di tubo di aspirazione. Questo metodo riduce il rischio di esposizione diretta al sangue e semplifica prendendo campioni multipli da un singolo prelievo venoso.

Ripetuto il prelievo di sangue dalla vena di coda dei ratti Non anestetizzati con un sistema di raccolta di sangue sotto vuoto

Blood can be collected from rats in a number of sampling locations. For instance, the tail vein is a superior location for blood sampling. However, the ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

35.5K Views.  Jianghan University. Qui, descriviamo un metodo di prelievo di sangue della vena della coda semplice in ratti anestetizzati con non utilizzando un sistema di tubo di aspirazione. Questo metodo riduce il rischio di esposizione diretta al sangue e semplifica prendendo campioni multipli da un singolo prelievo venoso.

Video: Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System

Collection Protocol for Human Pancreas

This dissection and sampling procedure was developed for the Network for Pancreatic Organ Donors with Diabetes (nPOD) program to standardize preparation of pancreas recovered from cadaveric organ donors. The pancreas is divided into 3 main regions (head, body, tail) followed by serial transverse sections throughout the medial to lateral axis. Alternating sections are used for fixed paraffin and fresh frozen blocks and remnant samples are minced for snap frozen sample preparations, either with or without RNAse inhibitors, for DNA, RNA, or protein isolation. The overall goal of the pancreas dissection procedure is to sample the entire pancreas while maintaining anatomical orientation.
Endocrine cell heterogeneity in terms of islet composition, size, and numbers is reported for human islets compared to rodent islets 1. The majority of human islets from the pancreas head, body and tail regions are composed of insulin-containing &beta;-cells followed by lower proportions of glucagon-containing &alpha;-cells and somatostatin-containing &delta;-cells. Pancreatic polypeptide-containing PP cells and ghrelin-containing epsilon cells are also present but in small numbers. In contrast, the uncinate region contains islets that are primarily composed of pancreatic polypeptide-containing PP cells 2. These regional islet variations arise from developmental differences. The pancreas develops from the ventral and dorsal pancreatic buds in the foregut and after rotation of the stomach and duodenum, the ventral lobe moves and fuses with the dorsal 3. The ventral lobe forms the posterior portion of the head including the uncinate process while the dorsal lobe gives rise to the rest of the organ. Regional pancreatic variation is also reported with the tail region having higher islet density compared to other regions and the dorsal lobe-derived components undergoing selective atrophy in type 1 diabetes4,5.
Additional organs and tissues are often recovered from the organ donors and include pancreatic lymph nodes, spleen and non-pancreatic lymph nodes. These samples are recovered with similar formats as for the pancreas with the addition of isolation of cryopreserved cells. When the proximal duodenum is included with the pancreas, duodenal mucosa may be collected for paraffin and frozen blocks and minced snap frozen preparations.

This video demonstrates a dissection procedure for processing human pancreas into multiple storage formats. Anatomical orientation is maintained throughout the pancreatic regions to allow definition of regional islet composition and density.

Protocollo di raccolta per pancreas umano

This dissection and sampling procedure was developed for the Network for Pancreatic Organ Donors with Diabetes (nPOD) program to standardize preparation ...

Ricerca

Medicina

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. The tail veins of mice are small, and it is sometimes difficult to obtain the required blood volume by conventional puncture methods. This study investigates the superiority of repeated blood sample collection from tail veins of mice through use of a vacuum blood collection system and eyeglass magnifier (experimental group) compared to conventional blood sampling methods (conventional group), performed by beginners and experts, respectively. With the help of an eyeglass magnifier, a butterfly needle tip is inserted into the tail vein of each mouse in the experimental group. When the vein is penetrated successfully, a blood sample is collected in the vacuum collection tube by insertion of the rubber end of a butterfly needle into the vacuum blood collection tube. The plunger is then used to collect blood without the help of the eyeglass magnifier in the conventional group. Success rates of blood sample collection by the beginners and experts were shown to be 70% vs. 100% (p &#60; 0.01) in the experimental group and 35% vs. 85% (p &#60; 0.01) in the conventional group. For both beginners and experts, puncture times required for obtaining required blood sample were significantly lower in the experimental group compared to the conventional group (2.40 &#177; 0.75 vs. 2.90 &#177; 0.31, p &#60; 0.05; 1.15 &#177; 0.37 vs. 1.55 &#177; 0.76, p &#60; 0.05). In conclusion, the presented blood sampling technique is feasible and easy to practice and enables frequent sampling of adequate blood volumes from non-anesthetized mice.&#160;

This study reports blood sampling from tail vein in mice using a vacuum extraction tube system with eyeglass magnifier. Our method is easy to practice and could be used for repeat blood sampling in mice.

Raccolta del sangue modificate dalle vene di coda dei topi Non anestetizzati con un sistema di raccolta di sangue sotto vuoto e la lente di ingrandimento per occhiali

Blood sample collection is the basis of experimental animal research. It is of importance to obtain adequate blood samples for various research purposes. ...

Comportamento

Subclavian Vein Puncture As an Alternative Method of Blood Sample Collection in Rats

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful compared to other more aggressive methods such as retro-orbital plexus sample collection. However, this blood collection method is sometimes limited by an unsatisfactory success rate. Here, we introduce a method for blood collection through the subclavian vein puncture. The subclavian vein is located just under the clavicle and this vein is large enough to fulfill the volume requirements of blood collection. Our results show that this method is safe and applicable for blood collection sampling with the required blood volume. Blood collection through the subclavian vein puncture could serve as an alternative blood collection method in case of failed tail vein blood sampling in rats.

Here, we present a protocol to collect blood samples from the rat subclavian vein.

Puntura della vena succlavia come metodo alternativo di raccolta del campione di sangue in ratti

Blood collection with enough blood volume is essential in animal experiments. Blood collection from the tail vein of rats is popular and less stressful ...

Sampling Blood from the Lateral Tail Vein of the Rat

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, proteins, and glucose, yet the composition of the blood is dynamically regulated and easily perturbed. One factor that can change the blood composition is the stress response triggered by the sampling procedure, which can contribute to variability in the measures of interest. Here we describe a procedure for blood sampling from the lateral tail vein in the rat. This procedure offers significant advantages over other more commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, without anesthesia or analgesia. Additionally, it can be used to obtain large volume samples (upwards of 1 ml in some rats), and it may be used repeatedly across experimental days. By minimizing the stress response and pain resulting from blood sampling, measures can more accurately reflect the true basal state of the animal, with minimal influence from the sampling procedure itself.

Blood samples are useful for assessing biomarkers of physiological states or disease in vivo. Here we describe the methodology to sample blood from the lateral tail vein in the rat. This method provides rapid samples with minimal pain and invasiveness.

Prelievo di sangue dalla vena della coda laterale del Topo

Blood samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure targets of interest, including hormones, immune factors, growth factors, ...

Biologia

Prelievo di liquido cerebrospinale e sangue dai ratti con registrazione EEG concomitante

Sampling Cerebrospinal Fluid and Blood from Lateral Tail Vein in Rats During EEG Recordings

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many experimental contexts to measure molecules of interest, such as hormones, growth factors, proteins, or small non-coding RNAs. A specific example is the sampling of biological liquids in the research of biomarkers for epilepsy. In these studies, it is desirable to compare the levels of molecules in cerebrospinal fluid (CSF) and in plasma, by withdrawing CSF and plasma in parallel and considering the time distance of the sampling from and to seizures. The combined CSF and plasma sampling, coupled with video-EEG monitoring in epileptic animals, is a promising approach for the validation of putative diagnostic and prognostic biomarkers. Here, a procedure of combined CSF withdrawal from cisterna magna and blood sampling from the lateral tail vein in epileptic rats that are continuously video-EEG monitored is described. This procedure offers significant advantages over other commonly used techniques. It permits rapid sampling with minimal pain or invasiveness, and reduced time of anesthesia. Additionally, it can be used to obtain CSF and plasma samples in both tethered and telemetry EEG recorded rats, and it may be used repeatedly across multiple days of experiment. By minimizing the stress due to sampling by shortening isoflurane anesthesia, measures are expected to reflect more accurately the true levels of investigated molecules in biofluids. Depending on the availability of an appropriate analytical assay, this technique may be used to measure the levels of multiple, different molecules while performing EEG recording at the same time.

Autore in primo piano: Ottenere campioni di sangue e CSF di alta qualità per la scoperta di biomarcatori dell'epilessia 

The protocol shows repeated cerebrospinal fluid and blood collections from epileptic rats performed in parallel with continuous video-electroencephalogram (EEG) monitoring. These are instrumental for exploring possible links between changes in various body fluid molecules and seizure activity.

Campionamento del liquido cerebrospinale e del sangue dalla vena caudale laterale nei ratti durante le registrazioni EEG

Because the composition of body fluids reflects many physiological and pathological dynamics, biological liquid samples are commonly obtained in many ...

Neuroscienze

Repetitive Blood Sampling from the Subclavian Vein of Conscious Rat

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to detect drug exposure. The rat blood sampling method determines the quality of the plasma and further affects the precision of the test results. The subclavian vein blood collection method described in this protocol collects blood samples repeatedly in the conscious state of animals to meet the needs of PK and TK tests. The skills of restraint handling and appropriate procedure of needle incision ensure the success rate of blood collection. It is easy to operate while ensuring the quality of plasma and at the same time catering to animal welfare. However, this method requires skilled operation, and an improper one may cause animal weakness, pain, lameness, and even mortality. The current method has been used in the testing facility for a 4-week oral toxicity study in Sprague Dawley (SD) rats with TK. The maximum amount of blood collected within 24 h did not exceed 20% of the animal's total blood. The animals' body weight was more than 200 g for males and females. The data showed that the animals' bodyweight increased steadily every week, and the clinical observation was normal after repetitive sample collection.

The present protocol describes a simple and efficient method for collecting blood from the subclavian vein in rats. It enables rapid, timely, and easily identifiable sampling without anesthesia and obtains high-quality blood through repetitive sample collection.

Campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia del ratto cosciente

Rats are widely used in pharmacokinetics (PK) and toxicokinetic (TK) studies that need to collect a certain amount of blood at specific time points to ...

Studio comparativo delle tecniche di raccolta del sangue nei ratti

Modified Tail Vein and Penile Vein Puncture for Blood Sampling in the Rat Model

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood collection in rats: the lateral tail vein puncture and the dorsal penile vein puncture, which offer significant advantages over other previously described techniques. This study shows that these two procedures allow for fast sampling (under 10 min) and yield sufficient blood volumes for most assays (202 &#956;L &#177; 67.7 &#956;L). The dorsal penile vein puncture must be done under anesthesia, whereas the lateral tail vein puncture can be done on a conscious, restrained animal.
Alternating these two techniques, therefore, enables blood draw in any situation. While it is always recommended for an operator to be assisted during a procedure to ensure animal welfare, these techniques require only a single operator, unlike most blood sampling methods that require two. Moreover, whereas these previously described methods (e.g., jugular stick, subclavian vein blood draw) require extensive prior training to avoid harm to or death of the animal, tail vein and dorsal penile vein puncture are rarely fatal. For all these reasons, and according to the context (e.g., for studies including male rats, during the perioperative or immediate postoperative period, for animals with thin tail veins), both techniques can be used alternately to enable repeated blood draws.

Autore in primo piano: Metodi di raccolta del sangue dipendenti dal contesto nei ratti 

Here, we present a protocol to offer rapid, easy, and reliable blood collection alternatives for the rat model. We describe three different blood sampling methods according to the context: tail vein puncture under anesthesia or on a conscious animal, and dorsal penile vein puncture under anesthesia.

Puntura modificata della vena della coda e della vena del pene per il prelievo di sangue nel modello di ratto

Blood samples are required in most experimental animal designs to assess various hematological parameters. This paper presents two procedures for blood ...

Ripetuto il prelievo di sangue dalla vena di coda dei ratti Non anestetizzati con un sistema di raccolta di sangue sotto vuoto

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Protocollo di raccolta per pancreas umano

Raccolta del sangue modificate dalle vene di coda dei topi Non anestetizzati con un sistema di raccolta di sangue sotto vuoto e la lente di ingrandimento per occhiali

Puntura della vena succlavia come metodo alternativo di raccolta del campione di sangue in ratti

Prelievo di sangue dalla vena della coda laterale del Topo

Campionamento del liquido cerebrospinale e del sangue dalla vena caudale laterale nei ratti durante le registrazioni EEG

Campionamento del liquido cerebrospinale e del sangue dalla vena caudale laterale nei ratti durante le registrazioni EEG

Campionamento del liquido cerebrospinale e del sangue dalla vena caudale laterale nei ratti durante le registrazioni EEG

Campionamento ripetitivo di sangue dalla vena succlavia del ratto cosciente

Puntura modificata della vena della coda e della vena del pene per il prelievo di sangue nel modello di ratto

Puntura modificata della vena della coda e della vena del pene per il prelievo di sangue nel modello di ratto