著者
お問い合わせ

サインイン

このコンテンツを視聴するには、JoVE 購読が必要です。 サインイン又は無料トライアルを申し込む。

この記事について

  • 要約
  • 要約
  • 概要
  • プロトコル
  • 結果
  • ディスカッション
  • 開示事項
  • 謝辞
  • 資料
  • 参考文献
  • 転載および許可

要約

硝子体内注射は、ウイルス媒介遺伝子治療を網膜に送達することを目的として羊の目に行われました。

要約

網膜への治療薬の送達には、硝子体内(IVT)、網膜下、脈絡膜上、眼周囲、または局所投与を含むいくつかの方法があります。IVT薬物送達は、眼の後房を満たし、眼球の形状を維持するゼラチン状物質である眼の硝子体液への注射を含む。IVT経路は網膜下送達よりも特異的に標的化されていませんが、侵襲性ははるかに低く、さまざまな眼疾患の臨床現場で広く使用されています。

我々は以前、アデノ随伴ウイルス(AAV)媒介遺伝子治療製品(AAV9)の硝子体内送達の有効性を実証した。CLN5)は、天然に存在するCLN5型のニューロンセロイドリポフスチン症(NCL)を有するヒツジにおいて。罹患したヒツジは、片方の眼でIVT遺伝子治療を受け、もう片方の未治療の眼を内部対照とした。網膜の構造と機能は治療後15か月まで治療された眼で維持されましたが、未治療の眼は死後検査中に機能が徐々に低下し、重度の萎縮を示しました。ヒツジの研究に基づいて、CLN5遺伝子治療製品は、2021年9月に米国食品医薬品局によって候補治験新薬(IND)として認可されました。この論文では、治療用ウイルスベクターをヒツジの目にIVT送達するための外科的プロトコルについて詳しく説明します。

概要

硝子体内(IVT)、網膜下、脈絡膜上、眼周囲、または局所投与を含むいくつかの方法を網膜に送達するために使用することができる。各投与経路は、血液網膜関門または内外限界膜などの障壁を克服することを含み、送達される薬物および特定の網膜標的に応じて異なる有効性を有する1,2。

IVT薬物送達は、眼の後房を占めるゼラチン状物質である眼の硝子体液への注射を含む。硝子体液の主な機能は、眼球の形状を維持し、水晶体や網膜などの眼組織を所定の位置に保つことです。硝子体液は主に水で構成されており、少量のコラーゲン、ヒアルロン酸、およびその他の非コラーゲン性タンパク質が含まれています3。IVT注射は、加齢黄斑変性症、糖尿病黄斑浮腫、糖尿病網膜症、網膜静脈閉塞症、およびいくつかの遺伝性網膜ジストロフィーを含む幅広い眼の状態を治療するために日常的に使用される単純で一般的な手順です4,5。

ニューロンセロイドリポフスノース(NCL;バッテン病)は、脳および網膜の重度の変性を引き起こす致命的なリソソーム蓄積症のグループです。現在、さまざまな遺伝子(CLN1-8、CLN10-14)の突然変異に起因するNCLの既知の変異体は13あり、主に子供に影響を与えますが、発症年齢と病気の重症度はさまざまです6。NCLは、認知および運動機能の低下、発作、視力喪失などの一般的な進行性症状を共有しています。NCLの治療法はありません。しかし、脳指向酵素補充療法は現在、セロイドリポフスチック2疾患7,8の臨床試験中であり、AAVを介した遺伝子治療は前臨床試験で大きな期待が寄せられており、CLN5遺伝子治療の臨床試験は2022年に開始される予定です9,10。

他の多くの種は、猫、犬、羊、牛など、自然に発生する形のNCLを開発します。NCLの2つのヒツジモデルが現在ニュージーランドで活発に研究されています:ボーダーデール羊のCLN5病モデルとサウスハンプシャー羊のCLN6病モデル。罹患したヒツジは、網膜萎縮および視力喪失を含むヒト疾患の臨床的および病理学的特徴の多くを示す10,11。セプチリフスチノーシス5型シマチのヒツジにおける脳指向型セロイドリポフスチックリコウソリフスチックリコウセリフスチックリコチックリセリコチックリコチックリセリコウこれは、視力を維持し、より良い生活の質を維持するために網膜を治療する必要性を浮き彫りにし、羊の眼遺伝子治療のためのプロトコルの確立につながりました。

羊の目は、眼球の寸法、硝子体容積、および網膜構造の類似性により、人間の目の優れたモデルを表しています10、12、13。この論文では、少量の(≤100 μL)の治療用ウイルスベクターをヒツジの眼にIVT送達するための外科的プロトコルについて詳しく説明します。

プロトコル

すべての実験プロトコルは、リンカーン大学の動物倫理委員会によって承認され、研究における動物の世話と使用に関する米国国立衛生研究所のガイドラインとニュージーランド動物福祉法(1999)に準拠しています。ボーダーデール羊は14 歳の出生時に診断され、リンカーン大学の研究農場で飼育されていました。生後3ヶ月のホモ接合型(CLN5-/-)雌羊3頭にIVTを1回注射し,未治療の右眼を内部コントロールとした。網膜電図および病理データを、過去の健康および罹患対照データと比較した。この研究で使用されたウイルスベクターは、ニワトリベータ作用(CBh)プロモーターとコドンに最適化されたヒツジ CLN5 (scAAV9 / CBh-oCLN5opt)を含む自己補完的なアデノ随伴ウイルス血清型9でした。ウイルスベクターは、米国ノースカロライナ州ノースカロライナ大学ベクターコアによって提供されました。

1.手術前

  1. 手術キットをオートクレーブします(図1)。
  2. 手術前に羊を24時間絶食させます。
  3. 手術前に生体重を記録します。

figure-protocol-706
図1:硝子体内手術キット。 IVT手術に必要な器具には、(1)まぶたを開いたままにするための検鏡と、(2)球結膜をつかんで目を回転させるための一対の湾曲した鼻鉗子が含まれます。(3)球結膜をつかみ、眼窩にロールバックした場合に目を所定の位置に保持するための代替器具として、ストレートノーズ止血剤も含まれています。このキットは手術前にオートクレーブ滅菌されます。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

2.外科的処置

  1. 動物を拘束し、電子バリカンを使用して、首の片側から頸静脈の上にウールを剃ります。
  2. 頸静脈溝の基部に圧力を加えて頸静脈を閉塞し、隆起した静脈を視覚化します。
  3. 適切な量のジアゼパム(0.3 mg / kg)とケタミン(7.5 mg / kg)を滅菌注射器に吸い込み、滅菌した20 Gの針を取り付けます。.針を頸静脈に挿入し、プランジャーをそっと引き戻して、血液がハブに入り、針が静脈の内側にあることを確認します。確認したら、静脈内(頸静脈)投与によって誘導します。.
  4. 誘導直後に、動物を背側横臥状態に置き、首を伸ばし、喉頭鏡を使用して喉頭を視覚化しながら舌を前後に保持します。動物が息を吐くときに声帯の間に気管内チューブ(羊のサイズに応じてサイズ6.0〜9.0)を静かに挿入することにより、気管内挿管を行います。気管内カフをすぐに膨らませ、下顎の周りにネクタイでチューブを固定します。チューブを通る空気の流れを確認します。
  5. 羊を手術台に移し、横臥に置きます。
  6. 直ちに気管内チューブを麻酔装置のホースに接続して、100%酸素中のイソフルランを送達する。最初は3%〜4%のイソフルランから始め、次にメンテナンスのために2%〜3%に減らします。羊の自発換気を観察します。
  7. 手順全体を通して、心拍数(脈拍)、呼吸数、酸素飽和度、潮汐末CO2 レベル、および直腸体温を監視します。麻酔をかけた羊におけるこれらのパラメータの生理学的値については、 表1 を参照してください(可変ですが、ガイダンスとして使用してください)。
  8. 大きな無菌の正方形のドレープを外科用手術カートに置き、続いて滅菌器具を置きます。
  9. 注射する目の上に無菌の開窓された外科用ドレープを配置します。
  10. 滅菌20mLシリンジを使用して眼を無菌的に消毒し、1〜5%ポビドンヨード溶液で眼を洗浄する。
  11. 局所麻酔薬として、アルカイン0.5%W / V眼科溶液を1〜2滴目に塗布します。.
  12. ノパバラカーコリブリアイスペキュラム(10 mm)をまぶたに取り付けて、目を開いたままにします。
  13. 目の背外側にある球結膜を鉗子でつかみ、眼球を腹内側に回転させます。
コンシャス麻酔推奨される重要な介入ポイント
心拍数(拍数/分)50-80 (静止) から 280 (アクティブ)50-80<50、>100
呼吸数(呼吸/分)15-40(休憩)から350(過熱)10-30<8, >40
酸素飽和度(ミリメートルHg)95-10098-100<90
潮汐終末CO2 (mm Hg)35-4535-45>55
体温(°C)38.5-39.538.5-39.5<36, >40

表1:麻酔をかけた羊で監視するパラメータの生理学的値。

3.ウイルスの準備

  1. AAVベクターアリコートは、使用するまで−80°Cで保存してください。
  2. 手術当日、IVT送達に必要な数のバイアルを氷上で解凍します。
  3. 投与直前に、ウイルスベクターアリコートをボルテックスし、400× g で10秒間遠心分離し、内容物を回収した。
  4. 滅菌ろ過された1xリン酸緩衝生理食塩水(PBS)で各ウイルスベクターアリコートを最終容量100 μLで所望の用量に希釈します。 滅菌フィルターピペットチップを使用して、滅菌1.5 mL低タンパク質結合マイクロ遠心チューブでベクター希釈液を調製します。ウイルスベクターと接触したすべての消耗品は消毒液で廃棄してください(材料の表を参照)。
    注:元の出版物15 では、治療薬の用量(AAV9。CLN5)は1.9 x10 10 ウイルスゲノムであった。推奨される投与量は、投与される治療薬によって異なります。したがって、投与量はここに提示された標準プロトコルに含まれていません。.
  5. AAVベクター調製物の全100 μLを、28 G x 1/2針で恒久的に取り付けられた滅菌済みの低デッドスペース1 mLシリンジに引き込み、すぐに注入します。準備から注射までの時間が2分未満であることを確認してください。

4.ウイルス投与

  1. 眼の外側の強膜の約7 mm後方に針を挿入し、レンズを避けるために後方に角度を付けます(図2 および 図3)。100 μLの単回注射を、網膜表面を乱すことなく、できるだけ網膜の近くにボーラスとして投与します。
  2. 検鏡とドレープを取り除く前に、約10〜15 mLの1〜5%ポビドンヨード溶液とそれに続く10 mLの生理食塩水で目をすすぎます。.
  3. 羊を裏返し、必要に応じてもう一方の目で繰り返します。

figure-protocol-4296
図2:眼球の腹内側回転 。 (A)歯のない鉗子で球結膜をつかみ、(B)腹内側に(つまり、鼻に向かって)回転させて、注射のために目の背外側表面を露出させます。略語:V =腹側、D =背側、M =内側、L =外側。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

figure-protocol-4763
図3:射出位置と深さ。 針は眼球の背外側側に注入され、針軸の全長(0.5インチ/ 12.7mm)が眼に挿入されます。水晶体を避け、網膜にできるだけ近づけて注入するために、針の目の後方への角度に注意してください。 この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。

5.術後管理

  1. 手順が完了したら、イソフルランガス吸入麻酔を停止し、ラインを100%酸素で洗い流し、ホースを気管内チューブから外し、羊を回復室に移します。
  2. 羊を胸骨横臥状態に置き、足を下に押し込み、完全に回復するまで監視します。動物の口に障害物がないことを確認してください。
  3. 嚥下反射が観察されたら、気管内チューブのカフを部分的に収縮させ、チューブを口からそっと取り外します。
  4. 後肢の大腿二頭筋に筋肉内非ステロイド性抗炎症剤を投与し、首の側面または肩の後ろに皮下抗生物質を投与し、0.5%クロラムフェニコール点眼薬を眼球の表面に投与します。
  5. 羊が補助なしで立つことができるようになったら、水と食物(ルツェルンペレットと籾殻)を提供します。
  6. 0.5%クロラムフェニコール点眼薬を手術後7日間、1日2〜3回投与します。.
  7. 羊を一晩屋内に保管してから、手術後約24時間で屋外のパドックに戻ります。
  8. 直腸温を3週間毎日記録します。脈拍または呼吸数、食物消費量、神経行動、体温、体重、姿勢、目の健康、および不健康の臨床的兆候の変化を監視します。有害事象の兆候がある場合は、適切な獣医治療を求めてください。.

6. 生体内における有効性の評価

  1. IVT注射の目的が視力を維持することである場合は、網膜細胞機能を評価するための迷路検査または網膜電図(ERG)または網膜構造を評価するための光干渉断層撮影(OCT)などの方法でin vivo で有効性を監視します。
    注:これらの有効性の尺度は、IVT遺伝子治療11、15、16に続いて十分に説明されています。

7.死後の組織分析

  1. 硝子体内注射手術後の適切なエンドポイントで承認された方法で羊の安楽死を実行します。
    注:静脈内獣医安楽死薬や頸椎への貫通キャプティブボルトとそれに続く急速な放血などの推奨される安楽死方法は、他の場所で詳しく説明されています15,16。
  2. 外科用の鋭利な/鈍い湾曲したはさみを使用して羊の目の球体を収穫します。外側と内側の眼窩を切断して眼窩の開口部を増やし、次に結膜のひだ、結合組織、筋肉、視神経を体系的に切断して、眼球を眼窩から解放します。
  3. 無傷の除核アイグローブを10%ホルマリンで2時間浸漬固定した後、ブアン溶液に4時間後固定し、強膜を小さく(0.5 cm)カットして十分な灌流を可能にします。あるいは、アイグローブをDavidsonの溶液に48時間浸漬固定します。
  4. 3〜5μmでのルーチンパラフィンワックス包埋および切片化を介して眼組織の切片を処理します。
    注:ヘマトキシリンおよびエオジン(H&E)染色および免疫組織化学的分析のための染色手順は、以前に説明されています15,16。
  5. 網膜の総厚さ、網膜層の厚さ、外顆粒層の細胞列の数、網膜細胞の種類、網膜グリア、または目的のタンパク質の免疫組織化学染色などの測定値によって、死後組織の有効性を評価します。
    注:これらの分析のプロトコルについては、以前の出版物15,16を参照してください。

結果

セロイドリポフスチ NCLのヒツジの網膜機能障害および変性を減弱させるCLN5遺伝子治療ベクターのIVT送達の有効性は、この研究グループ15によって以前に実証されています。罹患したヒツジは、AAV血清型9(AAV9)ベクター(AAV9)にパッケージされたCLN5の100μLIVT注射を単回受けた。CLN5)を片方の眼に挿入し、反対側の眼を未治療の内部コントロールとして機能させる。視力は、注射?...

ディスカッション

硝子体内注射は、ヒト眼科で最も一般的な外科的処置の1つであり、AAVを介した遺伝子治療を羊の網膜に送達するのに効果的であることが証明されています。我々は以前、AAV9の有効性を実証していた。セロイドリポフスチノーシス5遺伝子治療は、セロイドリポフスチ セリフスチの網膜機能障害および変性を弱めるために硝子体内に実施されました。この投与経路をヒトNCL患...

開示事項

著者は開示する利益相反を持っていません。

謝辞

著者らは、Steve Heap博士(BVSc、CertVOphthal)がこのプロトコルを確立し、Murrayらによって記述された注射を実行するのを支援したことに感謝したいと思います15。著者らはまた、CureKids New Zealand、Canterbury Medical Research Foundation、Neurogene Inc、およびBatten Disease Support and Research Associationからの資金提供にも感謝している。

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
1 mL low dead-space safety syringe with permanently attached 0.5 inch needleFisher Scientific, Auckland, New Zealand05-561-28Covidien Monoject Tuberculin Safety syringe or similar
1.5 mL microcentrifuge tubeSigma AldrichHS4323Autoclave tubes to sterilise prior to use
Anesthesia machine with gas bench and monitor Hyvet Anesthesia, Christchurch, New Zealand
Antibiotic eye drops Teva Pharma Ltd, Auckland, New ZealandCommercial name: Chlorafast (0.5% chloramphenicol)
BrightMount plus anti-fade mounting mediumAbcam, Cambridge, United Kingdomab103748
DAPI (4′ ,6-diamidino-2-phenylindole dihydrochloride)Sigma Aldrich, St. Louis, Missouri, United States10236276001
Diazepam sedativeIlium, Troy Laboratories Pty Ltd, Tauranga, New Zealand5 mg/mL
Endotracheal tubesFlexicare Medical Ltd, Mountain Ash, United KingdomStandard, cuffed. Sizes 7, 7.5, or 8 depending on sheep size
Eye speculumCapes Medical Ltd, Tauranga, New ZealandKP151/14Nopa Barraquer-Colibri (10 mm)
Fenestrated surgical drapeAmtech Medical Ltd, Whanganui, New ZealandDI583Or similar 
Filter TipsInterlab, Auckland, New Zealand10, 200, and 1,000 µL 
Formaldehyde solution (37%)Fisher Scientific, Auckland, New ZealandAJA809-2.5PLMake up to 10% in distilled water with 0.9% NaCl
Goat anti-rabbit Alexa Fluor 594Invitrogen Carlsbad, CA, USA A-11012Use at a dilution of 1:500
Isoflurane anestheticAttane, Bayer Animal Health, Auckland, New Zealand
Ketamine HCl anesthetic/analgesicPhoenixPharm Distributors Ltd, Auckland, New Zealand100 mg/mL
Laryngoscope (veterinary)KaWe Medical, DenmarkMiller C blade, size 2
Needles Capes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand302025BD Hypodermic Needles, or similar
Non-steroidal anti-inflammatoryBoehringer Ingelheim (NZ) Ltd, Auckland, New Zealand49402/008Commercial name: Metacam 20 (20 mg/mL meloxicam)
Non-toothed forcepsCapes Medical Ltd, Tauranga, New ZealandAB864/16Or similar 
Non-toothed hemostatCapes Medical Ltd, Tauranga, New ZealandAA150/12Or similar 
Normal goat serumThermo Fisher Scientific, Christchurch, New Zealand16210072
Oxygen (medical)BOC Gas, Christchurch, New ZealandD2 cylinder, gas code 180
Phosphate buffered saline Thermo Fisher Scientific, Christchurch, New Zealand10010023Sterile, filtered
Povidone-Iodine solutionCapes Medical Ltd, Tauranga, New Zealand005835Commercial name: Betadine (10% povidone-iodine)
Rabbit anti-cow glial fibrillary acidic protein (GFAP)Dako, Glostrup, DenmarkZ0334Use at a dilution of 1:2,500
Self-complementary adeno-associated virus serotype 9, containing the chicken beta action (CBh) promoter and codon-optimized ovine CLN5University of North Carolina Vector Core, NC, USA.scAAV9/CBh-oCLN5opt
Sodium Chloride 0.9% IV SolutionCapes Medical Ltd, Tauranga, New ZealandAHB1322Commercial name: Saline solution 
Subcutaneous antibioticsIntervet Schering Plough Animal Health Ltd, Wellington, New ZealandCommercial name: Duplocillin LA (150,000 IU/mL procaine penicillin and 115,000 IU/mL benzathine penicillin)
Surgical sharp blunt curved scissors Capes Medical Ltd, Tauranga, New ZealandSSSHBLC130
Terumo Syringe Luer LockAmtech Medical Ltd, Whanganui, New ZealandSH159/SH160Sterile syringes; 10 mL for drawing up induction drugs, 20 mL for drawing up saline
Virkon Disinfectant PowderEBOS Group Ltd, Christchurch, NZ28461115

参考文献

  1. Himawan, E., et al. Drug delivery to retinal photoreceptors. Drug Discovery Today. 24 (8), 1637-1643 (2019).
  2. Murray, S. J., Mitchell, N. L. Ocular therapies for neuronal ceroid lipofuscinoses: More than meets the eye. Neural Regeneration Research. 17 (8), 1755-1756 (2022).
  3. Bishop, P. N. Structural macromolecules and supramolecular organisation of the vitreous gel. Progress in Retinal and Eye Research. 19 (3), 323-344 (2000).
  4. Grzybowski, A., et al. update on intravitreal injections: Euretina expert consensus recommendations. Ophthalmologica. 239 (4), 181-193 (2018).
  5. Pavlou, M., et al. Novel AAV capsids for intravitreal gene therapy of photoreceptor disorders. EMBO Molecular Medicine. 13 (4), 13392 (2021).
  6. Kousi, M., Lehesjoki, A. -. E., Mole, S. E. Update of the mutation spectrum and clinical correlations of over 360 mutations in eight genes that underlie the neuronal ceroid lipofuscinoses. Human Mutation. 33 (1), 42-63 (2012).
  7. Wibbeler, E., et al. Cerliponase alfa for the treatment of atypical phenotypes of CLN2 disease: A retrospective case series. Journal of Child Neurology. 36 (6), 468-474 (2021).
  8. Schulz, A., et al. Study of intraventricular cerliponase alfa for CLN2 disease. The New England Journal of Medicine. 378 (20), 1898-1907 (2018).
  9. Mitchell, N. L., et al. Longitudinal in vivo monitoring of the CNS demonstrates the efficacy of gene therapy in a sheep model of CLN5 Batten disease. Molecular Therapy. 26 (10), 2366-2378 (2018).
  10. Murray, S. J., Mitchell, N. L. Natural history of retinal degeneration in ovine models of CLN5 and CLN6 neuronal ceroid lipofuscinoses. Scientific Reports. 12 (1), 3670 (2022).
  11. Russell, K. N., Mitchell, N. L., Wellby, M. P., Barrell, G. K., Palmer, D. N. Electroretinography data from ovine models of CLN5 and CLN6 neuronal ceroid lipofuscinoses. Data in Brief. 37, 107188 (2021).
  12. Shafiee, A., McIntire, G. L., Sidebotham, L. C., Ward, K. W. Experimental determination and allometric prediction of vitreous volume, and retina and lens weights in Göttingen minipigs. Veterinary Ophthalmology. 11 (3), 193-196 (2008).
  13. Shinozaki, A., Hosaka, Y., Imagawa, T., Uehara, M. Topography of ganglion cells and photoreceptors in the sheep retina. The Journal of Comparative Neurology. 518 (12), 2305-2315 (2010).
  14. Frugier, T., et al. A new large animal model of CLN5 neuronal ceroid lipofuscinosis in Borderdale sheep is caused by a nucleotide substitution at a consensus splice site (c.571+1G>A) leading to excision of exon 3. Neurobiology of Disease. 29 (2), 306-315 (2008).
  15. Murray, S. J., et al. Intravitreal gene therapy protects against retinal dysfunction and degeneration in sheep with CLN5 Batten disease. Experimental Eye Research. 207, 108600 (2021).
  16. Ross, M., et al. Outer retinal transduction by AAV2-7m8 following intravitreal injection in a sheep model of CNGA3 achromatopsia. Gene Therapy. , (2021).
  17. Boyd, R. F., et al. Photoreceptor-targeted gene delivery using intravitreally administered AAV vectors in dogs. Gene Therapy. 23 (2), 223-230 (2016).
  18. Dalkara, D., et al. In vivo-directed evolution of a new adeno-associated virus for therapeutic outer retinal gene delivery from the vitreous. Science Translational Medicine. 5 (189), (2013).
  19. Gearhart, P. M., Gearhart, C., Thompson, D. A., Petersen-Jones, S. M. Improvement of visual performance with intravitreal administration of 9-cis-retinal in Rpe65-mutant dogs. Archives of Ophthalmology. 128 (11), 1442-1448 (2010).
  20. Ross, M., et al. Evaluation of photoreceptor transduction efficacy of capsid-modified adeno-associated viral vectors following intravitreal and subretinal delivery in sheep. Human Gene Therapy. 31 (13-14), 719-729 (2020).
  21. Kotterman, M. A., et al. Antibody neutralization poses a barrier to intravitreal adeno-associated viral vector gene delivery to non-human primates. Gene Therapy. 22 (2), 116-126 (2015).
  22. Whitehead, M., Osborne, A., Yu-Wai-Man, P., Martin, K. Humoral immune responses to AAV gene therapy in the ocular compartment. Biological Reviews. 96 (4), 1616-1644 (2021).
  23. Yun, C., Oh, J., Hwang, S. -. Y., Kim, S. -. W., Huh, K. Subconjunctival hemorrhage after intravitreal injection of anti-vascular endothelial growth factor. Graefe's Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology. 253 (9), 1465-1470 (2015).
  24. Christensen, L., Cerda, A., Olson, J. L. Real-time measurement of needle forces and acute pressure changes during intravitreal injections. Clinical & Experimental Ophthalmology. 45 (8), 820-827 (2017).
  25. Allmendinger, A., Butt, Y. L., Mueller, C. Intraocular pressure and injection forces during intravitreal injection into enucleated porcine eyes. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 166, 87-93 (2021).
  26. Ross, M., Ofri, R. The future of retinal gene therapy: Evolving from subretinal to intravitreal vector delivery. Neural Regeneration Research. 16 (9), 1751-1759 (2021).
  27. Henein, C., et al. Hydrodynamics of intravitreal injections into liquid vitreous substitutes. Pharmaceutics. 11 (8), 371 (2019).
  28. Park, I., Park, H. S., Kim, H. K., Chung, W. K., Kim, K. Real-time measurement of intraocular pressure variation during automatic intravitreal injections: An ex-vivo experimental study using porcine eyes. PloS One. 16 (8), 0256344 (2021).
  29. Willekens, K., et al. Intravitreally injected fluid dispersion: Importance of injection technique. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (3), 1434-1441 (2017).
  30. Peynshaert, K., Devoldere, J., De Smedt, S. C., Remaut, K. In vitro and ex vivo models to study drug delivery barriers in the posterior segment of the eye. Advanced Drug Delivery Reviews. 126, 44-57 (2018).
  31. Kiss, S. Vector Considerations for Ocular Gene Therapy. Adeno-associated virus vectors offer a safe and effective tool for gene delivery. Retinal Physician. 17, 40-45 (2020).
  32. Kleine Holthaus, S. -. M., et al. Gene therapy targeting the inner retina rescues the retinal phenotype in a mouse model of CLN3 Batten disease. Human Gene Therapy. 31 (13-14), 709-718 (2020).
  33. Kleine Holthaus, S. -. M., et al. Neonatal brain-directed gene therapy rescues a mouse model of neurodegenerative CLN6 Batten disease. Human Molecular Genetics. 28 (23), 3867-3879 (2019).

転載および許可

このJoVE論文のテキスト又は図を再利用するための許可を申請します

許可を申請

さらに記事を探す

185

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

個人情報保護方針

利用規約

一般データ保護規則

お問い合わせ

図書館への推薦

JoVE ニュースレター

研究

教育

著者

図書館員

JoVEについて

Copyright © 2023 MyJoVE Corporation. All rights reserved