著者は、PGSの合成、バイオリアクターのセットアップ、博士のための洞察力に富んだ議論のためのピータークラポのための博士ジンガオに感謝。ヒヒ頚動脈をexplantingためのモハメドEzzelarabと魏呉。この研究は国立衛生研究所（R01 HL089658）からの助成金によって支えられて。

1。管状足場製作<ol><li>足場のための鋳型として、ガラス管（小さな部品、ミラマー、フロリダ州の長さ= 70 mmの外径は= 9.0ミリメートル、肉厚= 1.0 mm）を準備する。 </li><li>脱イオン水10mlにHAの100 mgを溶解して1.0重量/容量％ヒアルロン酸（HA）（Sigma - Aldrich社、セントルイス、MO）を準備する。溶液中に気泡がなくなるまで、一晩ローテータを使用して混ぜる。 </li><li>ガラス管の上部に1.0％のHAソリューションを注ぐ。それは金型の内壁に沿ってゆっくりと流れてみましょう。解決策は、ローテータを用いて金型の底に達したときにチューブを介して反転し、金型の内壁を均等にソリューションにより被覆されるまで、この手順を繰り返します。 </li><li>塗布後、24時間、37℃の真空オーブンCにすべてのガラスチューブを乾燥させる</li><li>グラインドとポロゲンとして使用するふるい塩粒子（サイズ= 25〜32ミクロン）。 </li><li>前述の8記載のガラスチューブ（1.0％HAソリューションの内側でコーティングされた）、マンドレル（ステンレス鋼は、PTFEチューブで包まれて）、熱収縮（HS）スリーブ、及びPTFEリングを組み立てます。 </li><li>シリコンゴム製の漏斗を通してスパチュラを用いてガラスモールドに所望の大きさの塩の粒子を追加。塩粒子の均一な分布を確保するために穏やかに金型をタップします。ヘラの側面を使用して鋳型の上部に過剰な塩分の粒子を削り取る。 </li><li>塩パックのモールドを転送する前に30分間ハイブリダイゼーションインキュベーターに入れます。ハイブリダイゼーションインキュベーターの電源をオフにし、塩の融合のためのハイブリダイゼーションインキュベーターに塩詰められた金型を置きます。 </li><li>ハイブリダイゼーションインキュベーターから金型を外し、37℃の真空オーブンにそれらを乾燥℃で24時間</li><li>真空オーブンから塩パックの金型を取り外し、それらを、室温で冷ましてください。 PTFEリングを押しながらそれを押し下げることによってステンレス鋼のマンドレルを削除します。マンドレルは、金型にきつすぎる場合、それを引き出すためにニードルペンチを使用してください。モールドの底部からPTFEリングを取り外します。 </li><li> ℃で5分間HSのスリーブを収縮さ120でオーブンに型を置きます。 HSのスリーブを圧縮されているか確認してください。塩いっぱいの金型からHSのスリーブを取り外し、それらを、室温で冷ましてください。実際に使用されるまでデシケーター中に金型を保管してください。 </li><li> 20重量/容量％溶液を形成するためにテトラヒドロフラン15ml（THF）（Sigma - Aldrich社、セントルイス、MO）にPGSの3gを溶解してPGS溶液を調製します。 </li><li>ヒュームフード内でspoidを使用して、それをドロップして塩、パックされた金型の内腔にPGSソリューションを追加。 45 °約ガラスモールドに傾くと徐々に金型を回転させると内側の内腔にPGSソリューションをドロップします。 PGSのソリューションは、金型の壁面に沿って流下するかどうかを確認します。ドライスポットが観察されている場合は、より多くのソリューションを追加します。 </li><li> PGSのソリューションを追加した後、THFを蒸発させるための少なくとも30分間ヒュームフード内で金型を置きます。 </li><li> 100ミリトル、150℃で硬化PGSために予め定められた硬化時間の真空オーブン（例：24 / 36 / 48時間）に金を入れてください。 </li><li>硬化後、型を取り出し、冷却するため室温に置いてください。ゆっくりと垂直位置で脱イオン水にそれぞれの金型をつけます。気泡が足場を引き裂く原因となる可能性があるため、水の高速にそれらを浸してはいけません。 </li><li>慎重に水浴に金型を転送し、簡単にHAを溶解するためにシリコンチューブを使用して1時間の角度で配置してください。 HAは、金型から溶解されているか確認。はHAが金型から放出されていない場合は、金型からそれを解放するためにスパチュラを用いてゆっくりと足場の一端を押してください。足場のもう一方の端でこの手順を繰り返し、水浴でゆっくり前後に金型を振る。足場が金型内に移動されているか確認。 </li><li>慎重に攪拌機を持つ別の水浴に足場を移す。足場を割る可能性がしっかりと足場を、つかむしないでください。塩粒子を浸出する水を変更することで、少なくとも3日間の水浴中で足場を置きます。 </li><li>塩粒子から浸出した後、脱イオン水で満たされた15 ml遠心チューブにそれぞれの足場を転送するとフリーズして1時間ドライアイスボックスの中に置いてください。凍結乾燥機（すべてのチューブのタクシーが開かれている必要があります）に遠心管を入れて、2日間、それらを凍結乾燥。 </li><li>実際に使用されるまで前デシケーター中にすべての足場を置く。 </li></ol> 2。細胞播種のための足場の準備<ol><li>デシケーターから足場を取り出し、長さの25〜30ミリメートルとして、それらをカット。 </li><li> twoシリコーンゴム栓（直径= 20 mmの壁の厚さ= 6.35ミリメートル、中央の穴の直径= 3 mm）を準備し、2枚のPTFEのチューブを（外径= 3.97ミリメートル、内径= 2.38ミリメートル、肉厚= 0.79 mm、長さ=接続各栓の中央の穴を通して60ミリメートルと40ミリメートル）。 </li><li>長さ1.5 mmとHSのリングをカットし、足場の一端の上にそれを置く。できるだけ小さな重なり部分として足場の一端に1つのPTFEチューブ（接続されているシリコーンゴム栓）を押してください。 </li><li> ℃で10分間HSリングを縮小するために120℃オーブンに足場とPTFEチューブを置く。 HSのリングを縮めて、足場がしっかりとPTFEのチューブに接続されているか確認してください。 </li><li>足場とPTFEチューブを取り出し、冷却するため室温に置いてください。バイオリアクターチャンバーとしてポリカーボネートの管（外径= 15.5ミリメートル、内径= 9 mm、長さ= 50 mm）に足場- PTFEチューブアセンブリを置きます。 </li><li>ステップ2.3）と2.4）のように足場にPTFEチューブの他端を接続します。 </li><li>ポリカーボネートの管の両端に彼らの内面を添付するには、2つのシリコーンゴムのストッパーを調整します。 2つのアルミニウム合金板（;幅= 20 mm、長さ= 70 mm、厚さ= 6.35ミリメートル上部と下部）にシリコーンゴム栓の両方の外側面に取り付けます。プレートの側面の穴に2つのネジ棒を入れて、プレート上に親指のナットのネジを締めてプレートにポリカーボネートの管を（足場の内側に含まれる）を修正。 </li><li>各足場のseedable長さ（二HSリング間の長さ）を測定し、細胞播種のための各足場の内面の面積（πX内径X seedable長さ）を計算する。 </li><li>包むバイオリアクターチャンバーのアルミ箔付きユニットと℃で30分間120℃でオートクレーブして、それを滅菌する。 30分間120℃でオートクレーブしてバイオリアクターの各部分を（メディアタンク、ポンプチューブ、ガス交換、マニホールド、およびニードル弁）滅菌し、細胞培養フードの内部にそれらを組み立てる。 </li><li>事前に扱い、perfusionsのシリーズ（70、50、および25％エタノールで1時間、生理食塩水（PBSリン酸緩衝で足場を洗い流し、使用して24時間Mediatech、ハーンドン、バ​​ージニア州）2のH​​、およびSMC培地流回路で1.0 ml /分で、蠕動ポンプ。 </li></ol> 3。細胞播種と文化<ol><li>若年男性のヒヒ（パピオアヌビス）の頸動脈からの主な動脈平滑筋細胞（平滑筋細胞）分離して継代し、以前に9に記載のように播種前に、2次元（2D）文化の中でそれらを特徴づける。 </li><li>ウシ胎児血清（ロンザ、ウォーカー、MD）、1％L -グルタミン（Mediatech）、50μg/ mlのアスコルビン酸（フィッシャーサイエンティフィック、フェアローン、10％MCDB 131培地（Mediatech、ハーンドン、バ​​ージニア州）を用いて平滑筋細胞を拡大するNJ）、および抗生物質 - 抗真菌剤溶液（10,000 IU / mlのペニシリン、10,000μg/ mlのストレプトマイシン、および25μg/ mlのアンホテリシンB、Mediatech）。 </li><li>バイオリアクター内の流れの回路から各バイオリアクターチャンバーを切り離します。 （入口）反管腔側および管腔（コンセント）フローの両方を切断後の足場の内腔に5mlの注射器で、懸濁液を注入することにより、2 × 10 6細胞/ cm 2の密度と足場にシードの平滑筋細胞（継代4-6）。 </li><li> 37℃でハイブリダイゼーションインキュベーターにすべてのバイオリアクターチャンバーを入れ、細胞が均一に足場に広がるようにする4時間の2回転でそれらを回転させる。 </li><li>フード内でバイオリアクターの回路を流れるようにそれらを再接続ブリダイゼーションインキュベーターからバイオリアクターチャンバーを取り出します。細胞培養インキュベーター中にすべてのバイオリアクターシステムを転送します。 </li><li>ペリスタルティックポンプとタンクの負荷新鮮な培養液の軟骨にポンプチューブ（内径= 1.6 mm）を接続します。唯一の内腔の流れに続いて15分間1.0 ml /分でスルー壁の血流を（反管腔側に内腔）を起動します。 </li><li>それぞれ、一日1〜14.2ミリリットル/分（15.3ダイン/ cm 2）と21日目に120 mmHgの上の20 mmHgの1.0 ml /分（1.1ダイン/ cm 2内腔のせん断応力）から徐々に流量と圧力を上げます。 4日目でポンプチューブ（内径= 3.2 mm）と培地毎週一回に変更します。 </li></ol> 4。組織の収穫と分析のための試料調製<ol><li> 21日間培養後、培地タンクのポンプとクランプ管（入口と出口を）停止する。フードにペリスタルティックポンプと搬送バイオリアクターシステムの軟骨からポンプチューブを切り離します。 </li><li>各バイオリアクターチャンバーの入口および出口のチューブをクランプし、フローループから切り離す。インレットチューブを開いて、ポリカーボネートの管の内部に培地を収集するアウトレットチューブでシャーレを準備。ゆっくりアウトレットチューブを開き、チャンバーから培地を取り除く。 </li><li>チャンバーから反管腔側ゲージの針および管腔シリコンチューブを外し、ネジを放出することによってアルミ板を切り離します。ポリカーボネートの管を外し、PTFEチューブから組織の構造の一端を外してください。 </li><li> 10mlのPBSで満たされたシャーレを準備し、PTFEチューブから構成体のもう一方の端を切り離します。 PBSに構築し、三回すすぎ置く。 </li><li>長さ5 mmのようなカミソリの刃を持つ構造をカット。 -80生化学的アッセイのための° Cのフリーザーでそれをフリーズまたは組織- Tek社最適な切削温度の化合物（サクラファインテック（株）、トーランス、カリフォルニア州への機械的なテストまたはスナップ凍結のために新鮮な培地5 mlを充填した15 ml遠心チューブに移す）のための組織学/ immunofluorescence染色。 </li></ol> 5。代表的な結果： 管状PGSの足場は、塩の溶融法（図1A）で生分解性エラストマーを用いて作製した。各バイオリアクターチャンバーには、内腔および反管腔側両方のフローでの足場を提供し、メインフローのループ（図1B）とは別のユニットとして切り離すことができる。バイオリアクターシステムは、フローだけでなく、圧力（ 図1C＆D）を制御し、監視することにより、一度に培養するための4つの足場を設計されました。 バイオリアクターの培養の概略を図に示した。 2。平滑筋細胞を播種した後、各バイオリアクターチャンバーは37で回転させた° C足場の内腔に均一に細胞を分散するために4時間。とし、拍動流が徐々に増加する流量（ 図2A）と圧力（ 図2B）と14日目までの足場に適用した。 14日後は、流量と圧力は、文化の終わり（21日目）まで一定に保った。 PGS足場の表面形態を走査電子顕微鏡（SEM）により調べた。走査型電子顕微鏡写真は、足場が一貫性のある壁が（539 ± 18μm）を厚さがあったことを示した（ 図3A）とランダムに腔表面（ 図3B）をマクロとミクロの孔を配布。足場の形態学的パラメータはmicrocomputed断層撮影（マイクロCT）およびイメージング解析から測定した。平均細孔径は23.3 ± 3.9μmであり、細孔の相互接続性は99.4である± 0.62パーセント、すべての毛穴が完全に足場で相互接続されることを意味です。エタノールの変位で測定した気孔率は75.6 ± 2.7％です。 PGSコンストラクトの細胞形態をSEM（ 図4）によって調べた。多層平滑筋細胞は完全に管腔の表面をカバーし、彼らは流れ方向に垂直に配向した。これらの結果は、拍動流のバイオリアクターからの機械的な空調が足場でSMCの向きをサポートしていることを示している。 細胞外マトリックス（ECM）と弾性線維の存在は、H＆E染色とエラスチンの自己蛍光（図5）により調べた。 H＆E染色は、細胞とECMタンパク質が完全に構築PGSの内腔を覆っていたことを示した。エラスチン自家蛍光はまた、構造の管腔表面に周方向に組織化弾性繊維を示した。 PGS構造のECMタンパク質の産生は、生化学的アッセイから測定した。不溶性エラスチンとコラーゲンの内容はそれぞれ、20.2 ± 9.1組織のμgの/ mg及び6.3 ±組織の1.9μgの/ミリグラムだった。 <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig1.jpg" alt="図1"/> 図1。足場製作とバイオリアクターシステム。管状足場製作の（A）の回路図。 （B）バイオリアクターチャンバー。足場は、PTFEのチューブに接続してポリカーボネートチューブに入れ、シリコーンゴム栓及びアルミ合金板で固定した。 （ゲージの針で）内腔（シリコンチューブによる）と反管腔側フロー：各チャンバーは2つの流路を持っています。インキュベーター内に配置された（C）バイオリアクターシステム。それはメディアタンク、蠕動ポンプモジュール、ガス交換、圧力トランスデューサ、二つの多様体（上部と下部）、及びニードル弁が含まれています。 （D）バイオリアクターシステムは、インキュベーターの外に配置。それは、圧力モニター、流量制御ユニット、データ収集システム、およびコンピュータが含まれています。 <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig2.jpg" alt="図2"/> 図2バイオリアクターの培養の模式図。 （A）文化プロトコル。 （B）の各時点（1日目、4、7、および14）で圧力プロファイルを適用。 <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig3.jpg" alt="図3"/> 図3。PGS足場の表面形態。 （A）断面図。 （B）ルーメン。 <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig4.jpg" alt="図4"/> 図4。PGSの細胞形態を構築する。 （A）ルーメン。 45 °カットの（B）断面図。両方の図中の矢印は流れの方向を表しています。 <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig5.jpg" alt="図5"/> 図5組織学とPGSのエラスチン自家蛍光が構築。 （A）H＆E染色。 （B）対応するエラスチンの自家蛍光。 L：ルーメン。倍率：40X。スケールバー：50μmである。

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	<li>The American Heart Association Statistics Committee Stroke Statistics Subcommittee. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=American+Heart+Association:+Heart+disease+and+stroke+statistics-2009+update.">American Heart Association: Heart disease and stroke statistics-2009 update.</a> Circulation. 119, 480-486 (2009).</li><li>Isenberg, B. C., Williams, C., Tranquillo, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small-diameter+artificial+arteries+engineered+in+vitro.">Small-diameter artificial arteries engineered in vitro.</a> Circ Res. 98, 25-35 (2006).</li><li>Conte, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ideal+small+arterial+substitute:+a+search+for+the+Holy+Grail.">The ideal small arterial substitute: a search for the Holy Grail.</a> FASEB J. 12, 43-45 (1998).</li><li>Wang, X., Lin, P., Yao, Q., Chen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+small-diameter+vascular+grafts.">Development of small-diameter vascular grafts.</a> World J Surg. 31, 682-689 (2007).</li><li>L'Heureux, N., Paquet, S., Labbe, R., Germain, L., Auger, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+completely+biological+tissue-engineered+human+blood+vessel.">A completely biological tissue-engineered human blood vessel.</a> FASEB J. 12, 47-56 (1998).</li><li>Niklason, L. E., Gao, J., Abbott, W. M., Hirschi, K. K., Houser, S., Marini, R., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+arteries+grown+in+vitro.">Functional arteries grown in vitro.</a> Science. 284, 489-493 (1999).</li><li>Wang, Y., Ameer, G. A., Sheppard, B. J., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+tough+biodegradable+elastomer.">A tough biodegradable elastomer.</a> Nat Biotechnol. 20, 602-606 (2002).</li><li>Crapo, P. M., Gao, J., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seamless+tubular+poly(glycerol+sebacate)+scaffolds:+high-yield+fabrication+and+potential+applications.">Seamless tubular poly(glycerol sebacate) scaffolds: high-yield fabrication and potential applications.</a> J Biomed Mater Res A. 86, 354-363 (2008).</li><li>Gao, J., Ensley, A. E., Nerem, R. M., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Poly(glycerol+sebacate)+supports+the+proliferation+and+phenotypic+protein+expression+of+primary+baboon+vascular+cells.">Poly(glycerol sebacate) supports the proliferation and phenotypic protein expression of primary baboon vascular cells.</a> J Biomed Mater Res A. 83, 1070-1075 (2007).</li><li>Murphy, W. L., Dennis, R. G., Kileny, J. L., Mooney, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Salt+fusion:+an+approach+to+improve+pore+interconnectivity+within+tissue+engineering+scaffolds.">Salt fusion: an approach to improve pore interconnectivity within tissue engineering scaffolds.</a> Tissue Eng. 8, 43-52 (2002).</li><li>Gao, J., Crapo, P. M., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macroporous+elastomeric+scaffolds+with+extensive+micropores+for+soft+tissue+engineering.">Macroporous elastomeric scaffolds with extensive micropores for soft tissue engineering.</a> Tissue Eng. 12, 917-925 (2006).</li><li>Wilson, E., Mai, Q., Sudhir, K., Weiss, R. H., Ives, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+strain+induces+growth+of+vascular+smooth+muscle+cells+via+autocrine+action+of+PDGF.">Mechanical strain induces growth of vascular smooth muscle cells via autocrine action of PDGF.</a> J Cell Biol. 123, 741-747 (1993).</li><li>Leung, D. Y., Glagov, S., Mathews, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyclic+stretching+stimulates+synthesis+of+matrix+components+by+arterial+smooth+muscle+cells+in+vitro.">Cyclic stretching stimulates synthesis of matrix components by arterial smooth muscle cells in vitro.</a> Science. 191, 475-477 (1976).</li><li>Kim, B. S., Nikolovski, J., Bonadio, J., Mooney, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyclic+mechanical+strain+regulates+the+development+of+engineered+smooth+muscle+tissue.">Cyclic mechanical strain regulates the development of engineered smooth muscle tissue.</a> Nat Biotechnol. 17, 979-983 (1999).</li><li>Yang, J., Motlagh, D., Webb, A. R., Ameer, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+biphasic+elastomeric+scaffold+for+small-diameter+blood+vessel+tissue+engineering.">Novel biphasic elastomeric scaffold for small-diameter blood vessel tissue engineering.</a> Tissue Eng. 11, 1876-1886 (2005).</li><li>Stankus, J. J., Soletti, L., Fujimoto, K., Hong, Y., Vorp, D. A., Wagner, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fabrication+of+cell+microintegrated+blood+vessel+constructs+through+electrohydrodynamic+atomization.">Fabrication of cell microintegrated blood vessel constructs through electrohydrodynamic atomization.</a> Biomaterials. 28, 2738-2746 (2007).</li><li>Nieponice, A., Soletti, L., Guan, J., Deasy, B. M., Huard, J., Wagner, W. R., Vorp, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+tissue-engineered+vascular+graft+combining+a+biodegradable+scaffold,+muscle-derived+stem+cells+and+a+rotational+vacuum+seeding+technique.">Development of a tissue-engineered vascular graft combining a biodegradable scaffold, muscle-derived stem cells and a rotational vacuum seeding technique.</a> Biomaterials. 29, 825-833 (2008).</li></ol>

利害の衝突は宣言されません。

ここで説明する生分解性エラストマーを使用して製造技術はいくつかの機能を備えています。 （1）我々は、離型剤としてヒアルロン酸（HA）を使用。 HAは水溶性なので、足場は簡単に水の中への浸漬した後、ガラスモールドからリリースされました。ソリューションの低濃度（&lt;0.5重量/容量％）は粘性がないと我々はガラス管の上にそれを注ぐときにダウンするため、高速に流れるので、この報告書では、我々はHAソリューションの1.0重量/容量％を使用。解決策は、チューブの底を下に飛び、このステップを繰り返すと、コートのHAソリューションに一様に、我々は、ガラス管を介して反転。このHAコーティングは、最終的な足場を解放するための私達の製造手順が重要です。 （2）我々は、ガラス管に塩を保持するために熱収縮（HS）スリーブを使用していました。塩が密にガラス管とHSのスリーブの内壁との間の空間に充填されているので、HSスリーブがチューブの底部にマンドレルとPTFEリングを削除した後に塩を保持。我々は、℃で5分間120℃オーブンに型を置くことによって容易にHSのスリーブを削除して、管状塩のテンプレートを得ることができる。 （3）我々は塩溶融法を使用。それはよく塩溶融法は、核融合の時間10を変化させて細孔の相互接続性および機械的特性を改善できることが知られている。我々はPGSを使用するので、微細孔がおそらく我々は以前に11を説明するように硬化PGS中に形成されるグリセリンの水蒸気によって生成された一方さらに、、マクロ細孔は、浸出プロセス中に塩の粒子によって製造された。したがって、この方法では、塩の粒子だけでなく、条件を硬化PGSを変更することでさまざまなマクロとミクロ構造と多孔質管状の足場を製作する可能性を秘めています。 バイオリアクターからの機械的な空調は、拍動流の血流を提供しています（最大流量を意味する= 14 ml /分、最大せん断応力= 15.3ダイン/ cm 2、周波数= 0.5〜1.7 Hz）とにつながったPGS足場、と生理的に関連する圧力SMCの成長と方向（ 図4）。これらの結果は、以前の研究では、この周波数でその周期的なストレッチを報告と一致しており、せん断応力は、SMCの増殖12、およびECMタンパク質の生産13,14を増加させる。 SMCの成長と方向に加えて、PGSは、バイオリアクター内で3週間の文化の中で特に円周方向に編成弾性繊維（ 図5）、サポートされているECMタンパク質の生産を構築する。は弾性繊維は、これらの構文で検出されなかった一方、小径動脈の構造としてエラストマー足場を使用していくつかの研究では、ネイティブ動脈15、スピナーフラスコ16,17を使用して準拠した足場の急速なSMCの統合に匹敵する機械的強度と破裂圧力を示している。我々の結果は、バイオリアクターからの周期的な半径方向の膨張は、可能性エラスチンの合成と組織に貢献PGS足場、の平滑筋細胞に、より効果的に機械的なシグナル伝達を改善することをお勧めします。 血管平滑筋細胞は我々のアプローチ、静止内皮でのECMタンパク質を生産し、臨床的に成功した小口径動脈の構造を開発するために必要な機械的強度を向上させる細胞のみであったため。我々は、内皮細胞が私たちの培養条件と機械的なコンディショニング9歳コンフルエントな単層およびサポートされている表現型のタンパク質の発現を生成した平滑筋細胞と共培養したと報告している。したがって、ここで説明する我々のアプローチに基づいて、共培養の実験条件の変更は、堅牢な結果構文の機能を改善し、nonthrombogenic生成するために次のステップになる、と動脈準拠のネイティブ動脈に似て構築する。

<table border="1"><tbody><tr><th>試薬の名前</th><th>会社</th><th>カタログ番号</th></tr><tr><td>ヒアルロン酸のナトリウム塩</td><td>シグマアルドリッチ</td><td> H7630 </td></tr><tr><td>テトラヒドロフラン</td><td>シグマアルドリッチ</td><td> 401757 </td></tr><tr><td> MCDB 131 </td><td> Mediatech </td><td> 15から100 - CV </td></tr><tr><td>ウシ胎仔血清</td><td>ロンザ</td><td> BW14 - 502F </td></tr><tr><td> L -グルタミン</td><td> Mediatech </td><td> 25から005 - CV </td></tr><tr><td>アスコルビン酸</td><td>フィッシャーサイエンティフィック</td><td> A62 - 500 </td></tr><tr><td>抗生物質、抗真菌ソリューション</td><td> Mediatech </td><td> 30から004 - CI </td></tr><tr><td>リン酸緩衝生理食塩水（PBS） </td><td> Mediatech </td><td> 21から031 - CV </td></tr><tr><td>組織- Tek社最適な切削温度の化合物、4583 </td><td>サクラファインテック</td><td> 25608-930 </td></tr></tbody></table>

elastomeric pgs scaffolds in arterial tissue engineering

心血管疾患は、米国における死亡の主要原因の一つであり、特に、冠動脈疾患は、人口の高齢化や増加する肥満1増加する。現在、自家血管、同種移植片、および合成グラフトを使用してバイパス手術一般的に動脈代替2に使用するとして知られています。しかし、これらの移植片は動脈の内径が低い可用性、血栓性合併症、コンプライアンスの不整合、および後期内膜過形成3,4による6 mmより小さい場合の用途は限られています。これらの制限を克服するために、組織工学が正常にnonthrombogenic、堅牢、そして準拠している小口径動脈の構造を開発するための有望な代替手段として適用されている。いくつかの先行研究では、トライラメラ構造を持つ小口径動脈の構造、ネイティブ動脈5,6に匹敵する優れた機械的特性および破裂圧力を開発しました。高い引張強度と剛性材料または細胞シート足場からのコラーゲン産生を増加させることにより破壊圧力は、これらの構造はまだ移植後グラフト不全を引き起こすことが大きな問題である低エラスチンの生産とコンプライアンスを、有していた。これらの問題を考慮して、機械的なコンディショニングを組み合わせたelastometric生体材料は弾力性を提供し、細胞外マトリックスの産生を増加させ、細胞の向きをサポートする血管細胞、により効率的に機械的なシグナルを実施するという仮説を立てた。 このレポートの目的は、多孔質管状の足場の製造技術と動脈組織工学への適用のための動的な機械的な空調を導入することである。我々は、塩の溶融法で多孔質管状の足場を製造する生分解性エラストマー、ポリ（グリセロールのセバシン酸）（PGS）7を使用していました 。成人原発ヒヒ平滑筋細胞（平滑筋細胞）が3週間のための私達の設計された拍動流のバイオリアクターで培養足場の内腔に播種した。 PGSの足場は、一貫性のある厚さを有し、ランダムに分布し、マクロとミクロの孔。 SMCの向きと足場の強化されたECMの産生をサポートしている拍動流のバイオリアクターからの機械的な調整。これらの結果は、エラストマーの足場とバイオリアクターの文化の機械的な調整が動脈組織工学のための有望な方法であることを示唆している。

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Elastomeric PGS Scaffolds in Arterial Tissue Engineering

拍動流のバイオリアクターで培養した血管平滑筋細胞とエラストマーPGSの足場は比較的短い培養期間でネイティブECM生産との有望な小口径動脈の構造につながる可能性があります。

動脈組織工学におけるエラストマーのPGSの足場

Cardiovascular disease is one of the leading cause of mortality in the US and especially, coronary artery disease increases with an aging population and ...

elastomeric-pgs-scaffolds-in-arterial-tissue-engineering

Research

JoVE Journal

Bioengineering

15.5K ビュー.  University of Pittsburgh. 拍動流のバイオリアクターで培養した血管平滑筋細胞とエラストマーPGSの足場は比較的短い培養期間でネイティブECM生産との有望な小口径動脈の構造につながる可能性があります。

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Tissue Engineering of the Intestine in a Murine Model

Tissue-engineered small intestine (TESI) has successfully been used to rescue Lewis rats after massive small bowel resection, resulting in return to preoperative weights within 40 days.1 In humans, massive small bowel resection can result in short bowel syndrome, a functional malabsorptive state that confers significant morbidity, mortality, and healthcare costs including parenteral nutrition dependence, liver failure and cirrhosis, and the need for multivisceral organ transplantation.2 In this paper, we describe and document our protocol for creating tissue-engineered intestine in a mouse model with a multicellular organoid units-on-scaffold approach. Organoid units are multicellular aggregates derived from the intestine that contain both mucosal and mesenchymal elements,3 the relationship between which preserves the intestinal stem cell niche.4 In ongoing and future research, the transition of our technique into the mouse will allow for investigation of the processes involved during TESI formation by utilizing the transgenic tools available in this species.5The availability of immunocompromised mouse strains will also permit us to apply the technique to human intestinal tissue and optimize the formation of human TESI as a mouse xenograft before its transition into humans. Our method employs good manufacturing practice (GMP) reagents and materials that have already been approved for use in human patients, and therefore offers a significant advantage over approaches that rely upon decellularized animal tissues. The ultimate goal of this method is its translation to humans as a regenerative medicine therapeutic strategy for short bowel syndrome.

This article and the accompanying video present our protocol for generating tissue-engineered intestine in the mouse, using an organoid units-on-scaffold approach.

マウスモデルにおける腸のティッシュエンジニアリング

Tissue-engineered small intestine (TESI) has successfully been used to rescue Lewis rats after massive small bowel resection, resulting in return to ...

生物工学

Density Gradient Multilayered Polymerization (DGMP): A Novel Technique for Creating Multi-compartment, Customizable Scaffolds for Tissue Engineering

Complex tissue culture matrices, in which types and concentrations of biological stimuli (e.g. growth factors, inhibitors, or small molecules) or matrix structure (e.g. composition, concentration, or stiffness of the matrix) vary over space, would enable a wide range of investigations concerning how these variables affect cell differentiation, migration, and other phenomena. The major challenge in creating layered matrices is maintaining the structural integrity of layer interfaces without diffusion of individual components from each layer1. Current methodologies to achieve this include photopatterning2-3, lithography4, sequential functionalization5, freeze drying6, microfluidics7, or centrifugation8, many of which require sophisticated instrumentation and technical skills. Others rely on sequential attachment of individual layers, which may lead to delamination of layers9. 
DGMP overcomes these issues by using an inert density modifier such as iodixanol to create layers of varying densities10. Since the density modifier can be mixed with any prepolymer or bioactive molecule, DGMP allows each scaffold layer to be customized. Simply varying the concentration of the density modifier prevents mixing of adjacent layers while they remain aqueous. Subsequent single step polymerization gives rise to a structurally continuous multilayered scaffold, in which each layer has distinct chemical and mechanical properties. The density modifier can be easily removed with sufficient rinsing without perturbation of the individual layers or their components. This technique is therefore well suited for creating hydrogels of various sizes, shapes, and materials.
A protocol for fabricating a 2D-polyethylene glycol (PEG) gel, in which alternating layers incorporate RGDS-350, is outlined below. We use PEG because it is biocompatible and inert. RGDS, a cell adhesion peptide11, is used to demonstrate spatial restriction of a biological cue, and the conjugation of a fluorophore (Alexa Fluor 350) enables us to visually distinguish various layers. This procedure can be adapted for other materials (e.g. collagen, hyaluronan, etc.) and can be extended to fabricate 3D gels with some modifications10.

Density Gradient Multilayered Polymerization DGMP: A Novel Technique for Creating Multi-compartment, Customizable Scaffolds for Tissue Engineering

Here we describe a unique strategy for creating biocompatible, layered matrices with continuous interfaces between distinct layers for tissue engineering. Such a scaffold could provide an ideal customizable environment to modulate cell behavior by various biological, chemical or mechanical cues

密度勾配多層重合（DGMP）：マルチコンパートメントを作成するための新規な技術、組織工学のためのカスタマイズ可能な足場

Complex tissue culture matrices, in which types and concentrations of biological stimuli (e.g. growth factors, inhibitors, or small molecules) or matrix ...

Capillary Force Lithography for Cardiac Tissue Engineering

Cardiovascular disease remains the leading cause of death worldwide1. Cardiac tissue engineering holds much promise to deliver groundbreaking medical discoveries with the aims of developing functional tissues for cardiac regeneration as well as in vitro screening assays. However, the ability to create high-fidelity models of heart tissue has proven difficult. The heart&#8217;s extracellular matrix (ECM) is a complex structure consisting of both biochemical and biomechanical signals ranging from the micro- to the nanometer scale2. Local mechanical loading conditions and cell-ECM interactions have recently been recognized as vital components in cardiac tissue engineering3-5.
A large portion of the cardiac ECM is composed of aligned collagen fibers with nano-scale diameters that significantly influences tissue architecture and electromechanical coupling2. Unfortunately, few methods have been able to mimic the organization of ECM fibers down to the nanometer scale. Recent advancements in nanofabrication techniques, however, have enabled the design and fabrication of scalable scaffolds that mimic the in vivo structural and substrate stiffness cues of the ECM in the heart6-9.
Here we present the development of two reproducible, cost-effective, and scalable nanopatterning processes for the functional alignment of cardiac cells using the biocompatible polymer poly(lactide-co-glycolide) (PLGA)8 and a polyurethane (PU) based polymer. These anisotropically nanofabricated substrata (ANFS) mimic the underlying ECM of well-organized, aligned tissues and can be used to investigate the role of nanotopography on cell morphology and function10-14.
Using a nanopatterned (NP) silicon master as a template, a polyurethane acrylate (PUA) mold is fabricated. This PUA mold is then used to pattern the PU or PLGA hydrogel via UV-assisted or solvent-mediated capillary force lithography (CFL), respectively15,16. Briefly, PU or PLGA pre-polymer is drop dispensed onto a glass coverslip and the PUA mold is placed on top. For UV-assisted CFL, the PU is then exposed to UV radiation (&#955; = 250-400 nm) for curing. For solvent-mediated CFL, the PLGA is embossed using heat (120 &#176;C) and pressure (100 kPa). After curing, the PUA mold is peeled off, leaving behind an ANFS for cell culture. Primary cells, such as neonatal rat ventricular myocytes, as well as human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes, can be maintained on the ANFS2.

In this protocol, we demonstrate the fabrication of biomimetic cardiac cell culture substrata made from two distinct polymeric materials using capillary force lithography. The described methods provide a scalable, cost-effective technique to engineer the structure and function of macroscopic cardiac tissues for in vitro and in vivo applications.

心臓組織工学のためのキャピラリーフォースリソグラフィ

Cardiovascular disease remains the leading cause of death worldwide1. Cardiac tissue engineering holds much promise to deliver groundbreaking medical ...

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Cancer is one of the leading causes of death worldwide. Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture systems, which inadequately reflect physiological conditions in vivo. Biological 3D matrices provide cells an environment in which cells can self-organize, allowing the study of tissue organization and cell differentiation. Such scaffolds can be seeded with a mixture of different cell types to study direct 3D cell-cell-interactions. To mimic the 3D complexity of cancer tumors, our group has developed a 3D in vitro tumor test system.	
	Our 3D tissue test system models the in vivo situation of malignant peripheral nerve sheath tumors (MPNSTs), which we established with our decellularized porcine jejunal segment derived biological vascularized scaffold (BioVaSc). In our model, we reseeded a modified BioVaSc matrix with primary fibroblasts, microvascular endothelial cells (mvECs) and the S462 tumor cell line. For static culture, the vascular structure of the BioVaSc is removed and the remaining scaffold is cut open on one side (Small Intestinal Submucosa SIS-Muc). The resulting matrix is then fixed between two metal rings (cell crowns).	
	Another option is to culture the cell-seeded SIS-Muc in a flow bioreactor system that exposes the cells to shear stress. Here, the bioreactor is connected to a peristaltic pump in a self-constructed incubator. A computer regulates the arterial oxygen and nutrient supply via parameters such as blood pressure, temperature, and flow rate. This setup allows for a dynamic culture with either pressure-regulated pulsatile or constant flow.	
	In this study, we could successfully establish both a static and dynamic 3D culture system for MPNSTs. The ability to model cancer tumors in a more natural 3D environment will enable the discovery, testing, and validation of future pharmaceuticals in a human-like model.

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Methods to create human 3D tumor tissues as test systems are described. These technologies are based on a decellularized Biological Vascularized Scaffold (BioVaSc), primary human cells and a tumor cell line, which can be cultured under static as well as under dynamic conditions in a flow bioreactor.

人間の3次元の組織工学<em&gt; in vitroで</em&gt;腫瘍テストシステム

Cancer is one of the leading causes of death worldwide.  Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture  systems, which ...

Self-reporting Scaffolds for 3-Dimensional Cell Culture

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting 3D cellular construct can often be more relevant to studying the molecular events and cell-cell interactions than similar experiments studied in 2D. To create effective 3D cultures with high cell viability throughout the scaffold the culture conditions such as oxygen and pH need to be carefully controlled as gradients in analyte concentration can exist throughout the 3D construct. Here we describe the methods of preparing biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors and their incorporation into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds along with their subsequent preparation for the culture of mammalian cells. The pH responsive scaffolds can be used as tools to determine microenvironmental pH within a 3D cellular construct. Furthermore, we detail the delivery of pH responsive nanosensors to the intracellular environment of mammalian cells whose growth was supported by electrospun PLGA scaffolds. The cytoplasmic location of the pH responsive nanosensors can be utilized to monitor intracellular pH (pHi) during ongoing experimentation.

Biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors can be incorporated into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds. The produced self-reporting scaffolds can be used for in&#160;situ monitoring of microenvironmental conditions whilst culturing cells upon the scaffold. This is beneficial as the 3D cellular construct can be monitored in real-time without disturbing the experiment.

3次元細胞培養のための自己申告足場

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting ...

Electrospun Fibrous Scaffolds of Poly(glycerol-dodecanedioate) for Engineering Neural Tissues From Mouse Embryonic Stem Cells

For tissue engineering applications, the preparation of biodegradable and biocompatible scaffolds is the most desirable but challenging task. &#160;Among the various fabrication methods, electrospinning is the most attractive one due to its simplicity and versatility. Additionally, electrospun nanofibers mimic the size of natural extracellular matrix ensuring additional support for cell survival and growth. This study showed the viability of the fabrication of long fibers spanning a larger deposit area for a novel biodegradable and biocompatible polymer named&#160;poly(glycerol-dodecanoate) (PGD)1 by using a newly designed collector for electrospinning. PGD exhibits unique elastic properties with similar mechanical properties to nerve tissues, thus it is suitable for neural tissue engineering applications. The synthesis and fabrication set-up for making fibrous scaffolding materials was simple, highly reproducible, and inexpensive. In biocompatibility testing, cells derived from mouse embryonic stem cells could adhere to and grow on the electrospun PGD fibers. In summary, this protocol provided a versatile fabrication method for making PGD electrospun fibers to support the growth of mouse embryonic stem cell derived neural lineage cells.

Electrospun Fibrous Scaffolds of Polyglycerol-dodecanedioate for Engineering Neural Tissues From Mouse Embryonic Stem Cells

Synthesis and fabrication of electrospun long fibers spanning a larger deposit area via a newly designed collector from a novel biodegradable polymer named poly(glycerol-dodecanoate) (PGD) was reported. The fibers were able to support the growth of cells derived from mouse pluripotent stem cells.

マウス胚性幹細胞からの神経組織エンジニアリングのためのポリエレクトロ繊維状足場（グリセロール - ドデカン）

For tissue engineering applications, the preparation of biodegradable and biocompatible scaffolds is the most desirable but challenging task. &#160;Among ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

エンジニアリング3D細胞化血管組織再生のためのコラーゲンゲル

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Sandwich-like Microenvironments to Harness Cell/Material Interactions

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. However in vivo, most of the cells are completely surrounded by the extracellular matrix (ECM), resulting in a three-dimensional (3D) distribution of receptors. This may trigger differences in the outside-in signaling pathways and thus in cell behavior.
This article shows that stimulating the dorsal receptors of cells already adhered to a 2D substrate by overlaying a film of a new material (a sandwich-like culture) triggers important changes with respect to standard 2D cultures. Furthermore, the simultaneous excitation of ventral and dorsal receptors shifts cell behavior closer to that found in 3D environments. Additionally, due to the nature of the system, a sandwich-like culture is a versatile tool that allows the study of different parameters in cell/material interactions, e.g., topography, stiffness and different protein coatings at both the ventral and dorsal sides. Finally, since sandwich-like cultures are based on 2D substrates, several analysis procedures already developed for standard 2D cultures can be used normally, overcoming more complex procedures needed for 3D systems.

The following protocol describes the procedure to assemble sandwich-like cultures to be used as an intermediate stage between bi-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) cellular environments. The engineered systems can have applications in microscopy, biomechanics, biochemistry and cell biology assays.

サンドイッチ状の微小環境は、Cell /材料の相互作用を活用します

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. ...

Epithelial Cell Repopulation and Preparation of Rodent Extracellular Matrix Scaffolds for Renal Tissue Development

This protocol details the generation of acellular, yet biofunctional, renal extracellular matrix (ECM) scaffolds that are useful as small-scale model substrates for organ-scale tissue development. Sprague Dawley rat kidneys are cannulated by inserting a catheter into the renal artery and perfused with a series of low-concentration detergents (Triton X-100 and sodium dodecyl sulfate (SDS)) over 26 hr to derive intact, whole-kidney scaffolds with intact perfusable vasculature, glomeruli, and renal tubules. Following decellularization, the renal scaffold is placed inside a custom-designed perfusion bioreactor vessel, and the catheterized renal artery is connected to a perfusion circuit consisting of: a peristaltic pump; tubing; and optional probes for pH, dissolved oxygen, and pressure. After sterilizing the scaffold with peracetic acid and ethanol, and balancing the pH (7.4), the kidney scaffold is prepared for seeding via perfusion of culture medium within a large-capacity incubator maintained at 37 &#176;C and 5% CO2. Forty million renal cortical tubular epithelial (RCTE) cells are injected through the renal artery, and rapidly perfused through the scaffold under high flow (25 ml/min) and pressure (~230 mmHg) for 15 min before reducing the flow to a physiological rate (4 ml/min). RCTE cells primarily populate the tubular ECM niche within the renal cortex, proliferate, and form tubular epithelial structures over seven days of perfusion culture. A 44 &#181;M resazurin solution in culture medium is perfused through the kidney for 1 hr during medium exchanges to provide a fluorometric, redox-based metabolic assessment of cell viability and proliferation during tubulogenesis. The kidney perfusion bioreactor permits non-invasive sampling of medium for biochemical assessment, and multiple inlet ports allow alternative retrograde seeding through the renal vein or ureter. These protocols can be used to recellularize kidney scaffolds with a variety of cell types, including vascular endothelial, tubular epithelial, and stromal fibroblasts, for rapid evaluation within this system.

This protocol describes decellularization of Sprague Dawley rat kidneys by antegrade perfusion of detergents through the vasculature, producing acellular renal extracellular matrices that serve as templates for repopulation with human renal epithelial cells. Recellularization and use of the resazurin perfusion assay to monitor growth is performed within specially-designed perfusion bioreactors.

上皮細胞の再増殖および腎組織の開発のための齧歯類細胞外マトリックスの足場の調製

This protocol details the generation of acellular, yet biofunctional, renal extracellular matrix (ECM) scaffolds that are useful as small-scale model ...

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and trade one defect for another. Tissue engineering holds the promise to address this increasing demand. However, most tissue engineering strategies fail to generate stable and functional tissue substitutes because of poor vascularization. This paper focuses on an in vivo tissue engineering chamber model of intrinsic vascularization where a perfused artery and a vein either as an arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration is directed inside a protected hollow chamber. In this chamber-based system angiogenic sprouting occurs from the arteriovenous vessels and this system attracts ischemic and inflammatory driven endogenous cell migration which gradually fills the chamber space with fibro-vascular tissue. Exogenous cell/matrix implantation at the time of chamber construction enhances cell survival and determines specificity of the engineered tissues which develop. Our studies have shown that this chamber model can successfully generate different tissues such as fat, cardiac muscle, liver and others. However, modifications and refinements are required to ensure target tissue formation is consistent and reproducible. This article describes a standardized protocol for the fabrication of two different vascularized tissue engineering chamber models in vivo.

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

中に組み込み血管新生による組織工学<em&gt;インビボ</em&gt;ティッシュ・エンジニアリング商工会議所

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...