저자는 PGS 합성, 생물 반응기 설치, DRS에 대한 통찰력 토론을위한 박사 베드로 크라포 박사 진 가오 감사합니다. 모하메드 Ezzelarab와 개코 원숭이 경동맥의 동맥을 explanting위한 그치 우. 이 연구는 국립 보건원 (R01 HL089658)에서 부여에 의해 지원되었다.

1. 관형 스캐폴드 제작 <ol><li> 발판을위한 금형으로., 유리 튜브 (소형 부품, 미라, FL 길이 = 70mm, 외경 = 9.0 mm, 벽 두께 mm = 1.0) 준비 </li><li> 탈이온수 10 ML로 HA 100 MG를 용해하여 1.0 WT / 권 % hyaluronic 산성 (HA) (시그마 - 알드리치, 세인트 루이스, MO)를 준비합니다. 솔루션에 공기 방울이 없을 때까지 하루 회전을 사용하여 섞는다. </li><li> 유리 튜브의 상단에 1.0 %의 HA 솔루션을 붓고. 그것은 금형의 내부 벽을 따라 천천히 흘러가게. 솔루션은 회전을 사용하여 금형의 하단에 도달하면 튜브를 통해 플립과 금형의 내벽이 골고루 솔루션 코팅 때까지이 단계를 반복합니다. </li><li> 코팅 후, 24 H. 위해 37 진공 오븐 ° C로 모든 유리 tubings 건조 </li><li> 갈기와 체 소금 입자 (크기 = 25-32 μm의)는 porogens로 사용. </li><li> 유리 튜브 (1.0 %의 HA 솔루션 내부 코팅), 심봉 (스테인리스는 PTFE 튜빙으로 쌌다), 열 수축 (HS) 슬리브 및 PTFE 링으로 이전 8 설명한 조립. </li><li> 실리콘 고무 퍼널 통해 주걱을 사용하여 유리 몰드에 원하는 크기의 소금 입자를 추가합니다. 소금 입자의 균등을 보장하기 위해 부드럽게 금형을 누릅니다. 주걱의 측면을 사용하여 금형의 맨 위에 여분의 소금 입자를 다쳤어요. </li><li> 소금 포장의 금형을 전송하기 전에 30 분 하이브리드화 인큐베이터를 켭니다. 하이브리드화 배양기를 끄고 소금 융합에 대한 하이브리드화 인큐베이터에 소금 포장 금형을 넣어. </li><li> 하이브리드화 인큐베이터에서 금형을 제거하고 37 진공 오븐으로 그들을 건조 ° C를 24 H.위한 </li><li> 진공 오븐에서 소금 포장의 금형을 제거하고 그들을 실온에서 냉각 수 있습니다. PTFE의 반지를 들고 그것을 아래로 밀어 스테인리스 심봉를 제거합니다. 심봉가 금형에 너무 꽉 경우, 그것을 꺼내 바늘 펜치를 사용합니다. 금형의 하단에서 PTFE 반지를 제거합니다. </li><li> ° C 5 분 HS 슬리브를 축소 120의 오븐으로 금형을 넣어. HS 슬리브가 줄었 있는지 확인하십시오. 소금 포장 금형에서 HS 슬리브를 제거하고 그들을 실온에서 냉각 수 있습니다. 그들이 사용하는 때까지 dessicator에 금형 보관하십시오. </li><li> 20 WT / 권의 %의 솔루션을 형성 tetrahydrofuran 15 ML (THF) (시그마 - 알드리치, 세인트 루이스, MO)으로 PGS 3 G를 해소하여 PGS 솔루션을 준비합니다. </li><li> 흄 후드에서 spoid를 사용하여 그것을 놓아 소금 포장 금형의 루멘에 PGS 솔루션을 추가합니다. 45 °에 대한 유리 금형을 엎드려서 천천히 금형을 회전과 함께 내부 루멘으로 PGS 솔루션을 놓으십시오. PGS 솔루션 금형의 벽을 따라 아래로 흐르고 있는지 확인하십시오. 건조 장소가 관찰되면, 더 많은 솔루션을 추가합니다. </li><li> PGS 솔루션을 추가 후, THF를 증발을 위해 적어도 30 분 흄 후드에서 금형을 놓으십시오. </li><li> 100 mTorr 150 ° C 경화 PGS를 보려면 미리 정해진 경화 시간의 진공 오븐 (예 : 24 / 48분의 36 H)로 금형을 넣어. </li><li> 치료 후, 금형을 가지고 진정 실온에서 그들을 놓으십시오. 수직 위치 천천히 함께 탈이온수에 각각의 금형을 찍어. 공기 방울이 비계 찢어 원인이 있기 때문에 물이 빨리으로 그들을 찍어하지 마십시오. </li><li> 조심스럽게 물 목욕으로 금형을 전송하고 쉽게 HA를 해산하기 위해 실리콘 튜브를 사용하여 1 H에 대한 각도에서 그들을 놓으십시오. HA는 금형에서 녹아 있는지 확인하십시오. 아무 HA는 금형에서 공개하지 않으면 천천히 금형에서 공개 주걱을 사용하여 비계의 한쪽 끝을 밀어. 발판의 다른 끝에이 단계를 반복하여 물이 욕조에서 천천히 앞뒤로 금형을 흔들. 발판이 금형 내부 이동 있는지 확인하십시오. </li><li> 주의 활동가 다른 물 목욕으로 발판을 전송합니다. 발판을 깰 수 굳게 발판을 잡아하지 마십시오. 소금 입자 아웃 리치 물을 변화와 적어도 3 일 동안 물 목욕에 비계를 놓습니다. </li><li> 소금 입자 밖으로 침출 후 탈이온수 가득 15 ML의 원심 분리기 튜브 각 비계를 전송하고 동결 1 H 위해 드라이 아이스 상자에서 그들을 놓으십시오. lyophilizer (모든 튜브 택시가 열려 있어야합니다)에 원심 분리기 튜브를 넣어 2 일간을 lyophilize. </li><li> 그들이 사용하는 때까지 전에 dessicator에 모든 공사장 공중 발판을 넣고. </li></ol> 2. 셀 심는위한 발판 준비 <ol><li> dessicator에서 공사장 공중 발판을 가지고 길이의 25-30밀리미터로 잘라. </li><li> 이 실리콘 고무 stoppers을 (직경 = 20mm, 벽 두께 = 6.35 mm, 중간 구멍 직경 = 3 ㎜) 준비 두 PTFE의 tubings을 (외경 = 3.97 mm, 내경 연결 = 2.38 mm, 벽 두께 = 0.79 mm, 길이 = 각 스토퍼의 가운데 구멍을 60mm와 40mm). </li><li> 길이 1.5 mm로 HS 반지를 잘라 발판의 한쪽 끝을 상단에 올려 놓는거야. 가능한 한 작은 겹치는 부분을 발판의 한쪽 끝을 하나의 PTFE 튜빙을 (실리콘 고무 마개 연결되어 있음) 누르십시오. </li><li> ° C 10 분에 대한 HS 반지를 축소 120의 오븐에 발판과 PTFE 튜빙을 넣어. HS 링이 축소되고 공사장 공중 발판을 단단히 PTFE 튜빙에 연결되어 있는지 확인하십시오. </li><li> 발판과 PTFE 튜브를 타고 아래로 냉각 상온에서 그들을 놓으십시오. 폴리 카보 네이트 튜브 (외경이 15.5 mm =, 내경 = 9mm, 길이 = 50 ㎜) 생물 반응기 챔버 등에 비계 - PTFE 튜빙 어셈블리를 넣어. </li><li> 단계 2.3) 및 2.4)과 같은 비계로 PTFE 튜빙의 다른 쪽 끝을 연결합니다. </li><li> 폴리 카보 네이트 튜브의 양쪽 끝을 자신의 내부 표면을 첨부하는 방법은 두 실리콘 고무 stoppers를 조정합니다. (; 폭 = 20mm, 길이 = 70mm, 두께 = 6.35 mm 상단 및 하단) 2 알루미늄 합금 판으로 실리콘 고무 stoppers 모두 외부 표면을 연결합니다. 접시의 측면 구멍 두개의 스레드 봉을 넣고 접시에 엄지 너트 나사를 강화하여 접시에 폴리 카보 네이트 튜브 (비계 내부 포함) 이후의 수정 프로그램입니다. </li><li> 각 발판의 seedable 길이 (두 HS 고리 사이의 길이)를 측정하고 세포 시딩 각 비계의 내부 표면적 (π X 내경 X seedable 길이)를 계산합니다. </li><li> 랩 한 생물 반응기 챔버 알루미늄 호일로 유닛과 ° C 30 분 120에 autoclaving하여 소독. 30 분 120 ° C에서 autoclaving하여 생물 반응기의 각 부분 (중간 저수지, 펌프​​ 튜브, 가스 교환기, manifolds, 그리고 니들 밸브) 소독과 세포 배양 후드 안으로 그들을 조립. </li><li> 사전은 - 치료와 perfusions 일련의 (70, 50, 및 25 % 에탄올 1 H 들어, 생리 (PBS 인산염 버퍼와 공사장 공중 발판을 씻어; 사용하여 24 H에 대한 Mediatech, 헤른던, VA) 2 H, 그리고 SMC 문화 매체 1.0 ML / 흐름 회로의 분 연동 펌프. </li></ol> 3. 세포 심는 문화 <ol><li> 청소년 남성 개코 원숭이 (Papio 아누비스)의 경동맥 동맥에서 기본 동맥 평활근 세포를 (SMCs) 분리 및 passaging 이전에 설명된 바와 같이 9 시딩하기 전에 2 차원 (2D) 문화를 특징. </li><li> 10% 태아 소 혈청 (Lonza, 워커스빌, MD), 1 % L - 글루타민 (Mediatech), 50 μg / ML의 아스코르비 산 (피셔 과학, 페어 론과 MCDB 131 매체 (Mediatech, 헤른던, VA)를 사용하여 SMCs을 확장 NJ), 그리고 항생 - antimycotic 솔루션 (10,000 IU / ML 페니실린, 10,000 μg / ML의 스트렙토 마이신, 25 μg / ML amphotericin B, Mediatech). </li><li> 생물 반응기의 흐름 회로에서 각 생물 반응기 챔버를 분리합니다. (입구) abluminal 및 luminal (콘센트) 흐름을 모두 잘라 후 공사장 공중 발판의 루멘에 5 ML의 주사기와 서스펜션을 주사하여 2x10 6 세포 / cm 2 밀도 발판에 씨앗 SMCs (통로 4-6). </li><li> 37 ° C에서 하이브 리다이 제이션 인큐베이터에 모든 생물 반응기의 챔버 스를 넣고 세포가 균일하게 발판으로 확산 수 있도록 4 H 2 RPM에서 그들을 돌린다. </li><li> 후드에있는 생물 반응기의 회로를 흐름에 하이브리드화 보육 다시 첨부 그들의 생물 반응기 챔버 스를 꺼내. 세포 문화 인큐베이터로 모든 생물 반응기 시스템을 전송합니다. </li><li> 연동 펌프의 연골에 펌프 튜브 (내경 1.6 mm =)를 연결하고 저수지에서 신선한 문화 매체를로드합니다. 1.0 ML / 전용 luminal 흐름 뒤에 15 분 분을 통해 - 벽면 재관류를 (abluminal하는 luminal)를 시작합니다. </li><li> 1-14.2 ML / 분 (15.3 다인즈 / cm 2) 일 21 일 120 mmHg, 각각 및 일 20 mmHg : 1.0 ML / 분부터 점진적으로 (1.1 다인즈 / cm 2 luminal 전단 응력)를 유량 및 압력을 향상시킬 수 있습니다. 일 4 펌프 튜브 (내경 3.2 mm =)와 매체 매주 한번을 변경합니다. </li></ol> 4. 조직 착취 및 분석을위한 샘플 준비 <ol><li> 21 일 문화 후, 중간 저수지의 펌프와 클램프 tubings을 (유입 및 콘센트) 중지합니다. 후드에 연동 펌프 및 전송 생물 반응기 시스템의 연골에서 펌프 튜브를 분리합니다. </li><li> 입구와 각 생물 반응기 챔버의 출구 tubings 고정 및 유동 루프에서 분리합니다. 입구 관을 열고 폴리 카보 네이트 튜브 내부의 문화 매체를 수집하는 아울렛 튜브에서 배양 - 요리를 준비합니다. 천천히 아울렛 튜브를 열고 챔버에서 매체를 제거합니다. </li><li> 챔버에서 abluminal 게이지 바늘과 luminal 실리콘 튜브를 분리하고 엄지 나사를 출시하여 알루미늄 접시를 분리합니다. 폴리 카보 네이트 튜브를 제거하고 PTFE 튜빙의 구조 조직의 한쪽 끝을 분리. </li><li> PBS 10 ML 가득 배양 - 접시를 준비하고 PTFE 튜빙에서 구조의 다른 쪽 끝을 분리. PBS로 구조를 세 번 씻어 넣어. </li><li> 길이 5 - mm로 면도날과 구조를 잘라. -80 생화 학적 분석에 대한 ° C의 냉장고에서 그것을 정지하거나 조직 테크 최적의 절삭 온도 화합물 (사쿠라 Finetek 주식 회사, 토랜스, CA에 기계적 시험 또는 스냅 동결을위한 신선한 매체의 5 ML 가득 15 ML의 원심 분리기 튜브로 전송 )에 대한 조직학 / immunofluorescence 얼룩. </li></ol> 5. 대표 결과 : 관형 PGS의 공사장 공중 발판은 소금 융합 방법 (그림 1A)에 의해 생분해성 탄성체를 사용하여 가공되었습니다. 각 생물 반응기 챔버 luminal와 abluminal 두 흐름과 공사장 공중 발판을 제공하고 주요 흐름 루프 (그림의 1B)에서 별도의 단위로 분리 수 있습니다. 생물 반응기 시스템은 제어 및 흐름뿐만 아니라 압력 (그림 1C &amp; D)를 모니터링하여 한 번에 culturing 네 공사장 공중 발판을 위해 설계되었습니다. 생물 반응기 문화의 개략도는 그림에 표시되었다. 2. SMCs을 심는 후, 각 생물 반응기 챔버는 37 회전되었습니다 ° C 발판의 루멘에 균일하게 세포를 배포 4 H하십시오. 그리고, 타악기 흐름이 점차 증가 유량 (그림 2A) 및 압력 (그림 2B)로 14 일까지 공사장 공중 발판을 적용했다. 14 일 후, 흐름과 압력이 문화의 끝 (일 21)까지 지속적으로 유지. PGS 발판의 표면 형태는 전자 현미경 (SEM)을 검색하여 조사되었다. 스캐닝 전자 micrographs는 비계가 일관성 벽이 (539 ± 18 μm의)을 두께 것을 보여주었다 (그림 3A)와 무작위로 luminal 표면 (그림 3B)에 대한 매크로 및 마이크로 모공을 배포했습니다. 발판의 Morphometric 매개 변수는 microcomputed tomography (마이크로 - CT) 및 영상 분석 측정되었다. 평균 기공 크기는 23.3 ± 3.9 μm의 기공과 상호 연관이 99.4 ± 0.62 %이다, 모든 모공이 완전히 발판으로 서로 연결되어있다는 것을 의미합니다. 에탄올 변위로 측정 다공성은 75.6 ± 2.7 %입니다. PGS 구조의 세포 형태는 SEM (그림 4)에 의해 조사되었다. Multilayered의 SMCs 완전히 luminal 표면을 커버하고 그들은 흐름 방향에 수직 지향했다. 이러한 결과는 타악기 흐름 생물 반응기에서 기계 시설의 발판에서 SMC 방향을 지원하는 것으로 나타났습니다. 세포외 매트릭스 (ECM) 및 탄성 섬유의 존재는 H &amp; E의 얼룩과 엘라스틴 autofluorescence (그림 5)에 의해 조사되었다. H &amp; E 염색법은 세포와 ECM 단백질이 완전히 구조 PGS의 루멘을 취재 것을 보여주었다. 엘라스틴 autofluorescence 또한 구조의 luminal 표면에 circumferentially 조직 탄성 섬유를 보여주었다. PGS 구조의 ECM 단백질의 생산은 생화 학적 assays에서 측정되었습니다. 불용성 엘라스틴과 콜라겐의 내용은 20.2 ± 9.1 μg / 조직 및 6.3의 MG ± 조직의 1.9 μg / MG, 각각 있었다. <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig1.jpg" alt="그림 1"/> 그림 1. 스캐폴드 제조 및 생물 반응기 시스템. 관형 발판 제조의 (A) 도식. (B) 생물 반응기 챔버가. 공사장 공중 발판은 PTFE 튜빙에 연결된 폴리 카보 네이트 튜브에 배치하고, 실리콘 고무 stoppers 및 알루미늄 합금 판으로 수정되었습니다. (게이지 바늘로) luminal (실리콘 튜브로)와 abluminal 흐름 : 각 챔버는 두 흐름 경로를하고 있습니다. 인큐베이터 안에 (C) 생물 반응기 시스템. 그것은 중간 저수지, 연동 펌프 모듈, 가스 교환기, 압력​​ 트랜스 듀서, 두 manifolds (위쪽과 아래쪽) 및 니들 밸브를 포함합니다. (D) 생물 반응기 시스템은 인큐베이터 밖으로 배치. 그것은 압력 모니터, 흐름 제어 장치, 데이터 수집 시스템 및 컴퓨터가 포함됩니다. <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig2.jpg" alt="그림 2"/> 그림 2. 생물 반응기 문화의 도식. (A) 문화 프로토콜. (B) 각각의 시점 (1 일, 4, 7, 14)에서 압력 프로파일을 적용. <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig3.jpg" alt="그림 3"/> 그림 3. PGS 발판의 표면 형태. (A) 크로스 - 섹션을 참조하십시오. (B) 루멘은. <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig4.jpg" alt="그림 4"/> 그림 4. PGS의 세포 형태는 구조. (A) 루멘은. 45 ° 컷의 (B) 크로스 - 섹션을 참조하십시오. 두 그림의 화살표는 흐름 방향을 나타냅니다. <img src="/files/ftp_upload/2691/2691fig5.jpg" alt="그림 5"/> 그림 5. 조직학 및 PGS의 엘라스틴 autofluorescence는 건설. (A) H &amp; E 염색법. (B) 대응 엘라스틴의 autofluorescence가. L : 루멘. 배율 : 40X. 스케일 바 : 50 μm의.

<ol>
	<li>The American Heart Association Statistics Committee Stroke Statistics Subcommittee. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=American+Heart+Association:+Heart+disease+and+stroke+statistics-2009+update.">American Heart Association: Heart disease and stroke statistics-2009 update.</a> Circulation. 119, 480-486 (2009).</li><li>Isenberg, B. C., Williams, C., Tranquillo, R. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small-diameter+artificial+arteries+engineered+in+vitro.">Small-diameter artificial arteries engineered in vitro.</a> Circ Res. 98, 25-35 (2006).</li><li>Conte, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+ideal+small+arterial+substitute:+a+search+for+the+Holy+Grail.">The ideal small arterial substitute: a search for the Holy Grail.</a> FASEB J. 12, 43-45 (1998).</li><li>Wang, X., Lin, P., Yao, Q., Chen, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+small-diameter+vascular+grafts.">Development of small-diameter vascular grafts.</a> World J Surg. 31, 682-689 (2007).</li><li>L'Heureux, N., Paquet, S., Labbe, R., Germain, L., Auger, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+completely+biological+tissue-engineered+human+blood+vessel.">A completely biological tissue-engineered human blood vessel.</a> FASEB J. 12, 47-56 (1998).</li><li>Niklason, L. E., Gao, J., Abbott, W. M., Hirschi, K. K., Houser, S., Marini, R., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+arteries+grown+in+vitro.">Functional arteries grown in vitro.</a> Science. 284, 489-493 (1999).</li><li>Wang, Y., Ameer, G. A., Sheppard, B. J., Langer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+tough+biodegradable+elastomer.">A tough biodegradable elastomer.</a> Nat Biotechnol. 20, 602-606 (2002).</li><li>Crapo, P. M., Gao, J., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seamless+tubular+poly(glycerol+sebacate)+scaffolds:+high-yield+fabrication+and+potential+applications.">Seamless tubular poly(glycerol sebacate) scaffolds: high-yield fabrication and potential applications.</a> J Biomed Mater Res A. 86, 354-363 (2008).</li><li>Gao, J., Ensley, A. E., Nerem, R. M., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Poly(glycerol+sebacate)+supports+the+proliferation+and+phenotypic+protein+expression+of+primary+baboon+vascular+cells.">Poly(glycerol sebacate) supports the proliferation and phenotypic protein expression of primary baboon vascular cells.</a> J Biomed Mater Res A. 83, 1070-1075 (2007).</li><li>Murphy, W. L., Dennis, R. G., Kileny, J. L., Mooney, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Salt+fusion:+an+approach+to+improve+pore+interconnectivity+within+tissue+engineering+scaffolds.">Salt fusion: an approach to improve pore interconnectivity within tissue engineering scaffolds.</a> Tissue Eng. 8, 43-52 (2002).</li><li>Gao, J., Crapo, P. M., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Macroporous+elastomeric+scaffolds+with+extensive+micropores+for+soft+tissue+engineering.">Macroporous elastomeric scaffolds with extensive micropores for soft tissue engineering.</a> Tissue Eng. 12, 917-925 (2006).</li><li>Wilson, E., Mai, Q., Sudhir, K., Weiss, R. H., Ives, H. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanical+strain+induces+growth+of+vascular+smooth+muscle+cells+via+autocrine+action+of+PDGF.">Mechanical strain induces growth of vascular smooth muscle cells via autocrine action of PDGF.</a> J Cell Biol. 123, 741-747 (1993).</li><li>Leung, D. Y., Glagov, S., Mathews, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyclic+stretching+stimulates+synthesis+of+matrix+components+by+arterial+smooth+muscle+cells+in+vitro.">Cyclic stretching stimulates synthesis of matrix components by arterial smooth muscle cells in vitro.</a> Science. 191, 475-477 (1976).</li><li>Kim, B. S., Nikolovski, J., Bonadio, J., Mooney, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyclic+mechanical+strain+regulates+the+development+of+engineered+smooth+muscle+tissue.">Cyclic mechanical strain regulates the development of engineered smooth muscle tissue.</a> Nat Biotechnol. 17, 979-983 (1999).</li><li>Yang, J., Motlagh, D., Webb, A. R., Ameer, G. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+biphasic+elastomeric+scaffold+for+small-diameter+blood+vessel+tissue+engineering.">Novel biphasic elastomeric scaffold for small-diameter blood vessel tissue engineering.</a> Tissue Eng. 11, 1876-1886 (2005).</li><li>Stankus, J. J., Soletti, L., Fujimoto, K., Hong, Y., Vorp, D. A., Wagner, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fabrication+of+cell+microintegrated+blood+vessel+constructs+through+electrohydrodynamic+atomization.">Fabrication of cell microintegrated blood vessel constructs through electrohydrodynamic atomization.</a> Biomaterials. 28, 2738-2746 (2007).</li><li>Nieponice, A., Soletti, L., Guan, J., Deasy, B. M., Huard, J., Wagner, W. R., Vorp, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+tissue-engineered+vascular+graft+combining+a+biodegradable+scaffold,+muscle-derived+stem+cells+and+a+rotational+vacuum+seeding+technique.">Development of a tissue-engineered vascular graft combining a biodegradable scaffold, muscle-derived stem cells and a rotational vacuum seeding technique.</a> Biomaterials. 29, 825-833 (2008).</li></ol>

관심 없음 충돌 선언하지 않습니다.

여기에서 설명한 생분해성 탄성체를 사용하여 제조 기술은 몇 가지 기능을 가지고 있습니다. (1) 우리는 금형 자료로 hyaluronic 산성 (HA)을 사용합니다. HA는 물 용해되기 때문에, 발판은 쉽게 물에 그것을 몸으로 후 유리 금형에서 발표되었습니다. 솔루션의 낮은 농도 (&lt;0.5 WT / 권 %)가 점성이 아니므로 우리가 유리 튜브의 상단에 물을 붓는 경우 아래로 너무 빨리 흐르고 있기 때문에이 보고서에서 우리는 HA 솔루션의 1.0 WT / 권 %를 사용합니다. 이 솔루션은 튜브의 바닥을 날아이 단계를 반복하면 코트의 HA 솔루션에 균일하게, 우리는 유리 튜브를 통해 협조했습니다. 이 HA 코팅이 최종 공사장 공중 발판을 발표에 대한 우리의 제작 과정에 중요합니다. (2) 우리는 유리 튜브에 염분을 유지를위한 열 수축 (HS) 슬리브를 사용합니다. 소금은 밀도가 유리 튜브와 HS 슬리브의 내부 벽 사이의 공간에 포장하고 있기 때문에, HS 슬리브가 튜브의 바닥에 심봉 및 PTFE 링을 제거한 후 소금을 유지. 우리는 ° C 5 분 120에 오븐에 곰팡이를 넣어 쉽게 HS 슬리브를 제거한 다음 소금 관형 템플릿을 얻을 수 있습니다. (3) 우리는 소금의 융합 방법을 사용합니다. 이곳은 소금 융합 방법은 융합 시간 10 변화에 의해 기공 상호 및 기계적 특성을 향상시킬 수있는 것으로 알려져 있습니다. 우리가 PGS를 사용한 이후 마이크로 모공 가능성이 글리세롤의 증기에 의해 생성된 우리가 이전에 11 설명된대로 치료 PGS 동안 형성하는 동안 또한, 매크로 모공은 침출 과정에서 소금 입자에 의해 생산되었다. 따라서이 방법은 소금의 입자뿐만 아니라 조건을 치료 PGS을 변화하여 다른 매크로 및 마이크로 구조와 다공성 관형 공사장 공중 발판을 조작하는 잠재력이있다. 생물 반응기에서 기계 시설은 타악기 흐름 재관류를 제공하고 있습니다 (최대 유량을 의미 = 14 ML / 분, 최대 전단 응력 = 15.3 다인 / cm 2, 주파수 = 0.5-1.7 Hz에서) 및 LED PGS 발판과 생리학 관련 압박 SMC의 성장과 방향 (그림 4). 이러한 결과는 이전 연구는이 주파수에서 그 순환 스트레칭을보고 및 전단 응력은 SMC 증식 12 및 ECM 단백질 생산 13,14 증가와 일치하고 있습니다. SMC의 성장과 방향뿐만 아니라, PGS는 특히 circumferentially 생물 반응기에서 3 주간 문화 이내 탄성 섬유 (그림 5) 조직, ECM 단백질 생산을 지원하는 개념입니다. 더 탄성 섬유가 이러한 구조를 찾을 수 없습니다 동안 작은 직경 동맥 구조로 탄성 발판을 사용하여 일부 연구는, 기계적 강도와 원시 동맥 15, 스피너 플라스크 16,17를 사용하여 호환 공사장 공중 발판으로 급속한 SMC 통합 비교 버스트 압력을 증명하고있다. 우리의 결과는 생물 반응기로부터 순환 방사형 팽만 가능성이 합성과 조직을 엘라스틴에 기여 PGS 발판에 SMCs에보다 효과적으로 기계적 신호 전달을 개선하는 것이 좋습니다. 혈관 SMCs 우리 접근, 정지 내피에서 ECM의 단백질을 생산하고 임상 성공 작은 직경 동맥 구조를 개발하는 데 필요한 기계적 강도를 개선하는 유일한 세포가 있기 때문에. 우리는 내피 세포가 우리 문화의 조건과 기계 시설 9 미만의 합류 monolayer 및 지원 표현형 단백질 발현을 생성 SMCs 공동 교양보고있다. 따라서, 우리의 접근 방법을 바탕으로 공동의 문화 실험 조건의 수정이 결과 구조의 기능을 개선하고 nonthrombogenic, 강력한를 생성하기 위해 다음 단계로 될, 여기서 설명하고, 준수 동맥 원래 동맥과 비슷한 개념입니다.

<table border="1"><tbody><tr><th> 시약의 이름 </th><th> 회사 </th><th> 카탈로그 번호 </th></tr><tr><td> Hyaluronic의 산 나트륨 소금 </td><td> 시그마 - 알드리치 </td><td> H7630 </td></tr><tr><td> Tetrahydrofuran </td><td> 시그마 - 알드리치 </td><td> 401757 </td></tr><tr><td> MCDB 131 </td><td> Mediatech </td><td> 15-100 - CV </td></tr><tr><td> 태아 소 혈청 </td><td> Lonza </td><td> BW14 - 502F </td></tr><tr><td> L - 글루타민 </td><td> Mediatech </td><td> 25-005 - CV </td></tr><tr><td> 아스코르비 산 </td><td> 피셔 사이 언티픽 </td><td> A62 - 500 </td></tr><tr><td> 항생제 - antimycotic 솔루션 </td><td> Mediatech </td><td> 30-004 - CI </td></tr><tr><td> 인산은 살린 (PBS)를 버퍼 </td><td> Mediatech </td><td> 21-031 - CV </td></tr><tr><td> 조직 테크 최적의 절삭 온도 화합물, 4583 </td><td> 사쿠라 Finetek </td><td> 25608-930 </td></tr></tbody></table>

elastomeric pgs scaffolds in arterial tissue engineering

심혈관 질환은 미국에서 사망의 주요 원인 중 하나이며, 특히 관상 동맥 질환은 노령화 인구 증가 비만 1 증가합니다. 현재 autologous 선박, allografts, 그리고 합성 이식 일반적으로이 동맥 대체 사용으로 알려져 있습니다을 사용하여 수술을 우회. 그러나 이러한 이식은 동맥의 내경이 낮은 가용성, thrombotic 합병증, 컴플 라 이언스 불일치, 그리고 늦은 내막 증식증 3,4로 인해 6mm 이하는 제한된 애플 리케이션을했습니다. 이러한 한계를 극복하기 위해, 조직 공학이 성공적으로 nonthrombogenic, 강력하고, 준수 작은 직경 동맥 구조를 개발하는 유망 대안으로 적용되었습니다. 몇몇 이전 연구는 트라이 - 층상 구조, 우수한 기계적 성질과 기본 동맥 5,6에 비해 파열 압력과 작은 직경 동맥 구조를 개발했습니다. 높은 인장 강도와 단단한 재료 또는 셀 시트 발판에서 콜라겐의 생산을 증가하여 파열 압력이 구조는 여전히 이식 후 이식 실패를 일으킬 수있는 주요 문제 낮은 엘라스틴 생산 및 규정 준수를했다 동안. 이러한 문제 고려, 우리는 기계 컨디셔닝과 함께 elastometric biomaterial이 탄력을 제공하고 세포외 기질의 생산을 증가하고 세포의 방향을 지원하는 혈관 세포에보다 효율적으로 기계적 신호를 실시할 것이라고 가상. 이 보고서의 목적은 다공성 관형 공사장 공중 발판의 제조 기술과 동맥 조직 공학에게 적용하는 역동적인 기계 시설을 소개하는 것입니다. 우리는 소금의 융합 방식에서 다공성 관형 공사장 공중 발판을 fabricating위한 폴리 (글리세롤의 sebacate) (PGS) 7 생분해성 탄성체를 사용합니다. 성인 기본 개코 원숭이 평활근 세포 (SMCs)은 3 주간의 설계 타악기 유동 생물 반응기에서 교양 공사장 공중 발판의 루멘에 씨앗을 품고 있었다. PGS의 공사장 공중 발판을 일관성 두께했고 무작위로 배포 매크로 및 마이크로 모공. 타악기 흐름 생물 반응기에서 기계 시설은 SMC 오리 엔테이션과 공사장 공중 발판의 향상된 ECM 생산을 지원. 이러한 결과는 탄성 공사장 공중 발판 및 생물 반응기 문화의 기계적 조절은 동맥 조직 공학을위한 유망한 방법 수 있습니다하는 것이 좋습니다.

Watch this Scientific Journal Video about Elastomeric PGS Scaffolds in Arterial Tissue Engineering at JoVE.com

Elastomeric PGS Scaffolds in Arterial Tissue Engineering

타악기 흐름 생물 반응기에서 교양 혈관 평활근 세포와 탄성 PGS의 공사장 공중 발판은 비교적 짧은 기간에 문화 기본 ECM 생산과 유망 중소 지름 동맥 구조가 발생할 수 있습니다.

탄성 PGS는 아티 조직 공학 공사장 공중 발판

Cardiovascular disease is one of the leading cause of mortality in the US and especially, coronary artery disease increases with an aging population and ...

elastomeric-pgs-scaffolds-in-arterial-tissue-engineering

Research

JoVE Journal

Bioengineering

15.5K 조회수.  University of Pittsburgh. 타악기 흐름 생물 반응기에서 교양 혈관 평활근 세포와 탄성 PGS의 공사장 공중 발판은 비교적 짧은 기간에 문화 기본 ECM 생산과 유망 중소 지름 동맥 구조가 발생할 수 있습니다.

비디오: Elastomeric PGS Scaffolds in Arterial Tissue Engineering

Tissue Engineering of the Intestine in a Murine Model

Tissue-engineered small intestine (TESI) has successfully been used to rescue Lewis rats after massive small bowel resection, resulting in return to preoperative weights within 40 days.1 In humans, massive small bowel resection can result in short bowel syndrome, a functional malabsorptive state that confers significant morbidity, mortality, and healthcare costs including parenteral nutrition dependence, liver failure and cirrhosis, and the need for multivisceral organ transplantation.2 In this paper, we describe and document our protocol for creating tissue-engineered intestine in a mouse model with a multicellular organoid units-on-scaffold approach. Organoid units are multicellular aggregates derived from the intestine that contain both mucosal and mesenchymal elements,3 the relationship between which preserves the intestinal stem cell niche.4 In ongoing and future research, the transition of our technique into the mouse will allow for investigation of the processes involved during TESI formation by utilizing the transgenic tools available in this species.5The availability of immunocompromised mouse strains will also permit us to apply the technique to human intestinal tissue and optimize the formation of human TESI as a mouse xenograft before its transition into humans. Our method employs good manufacturing practice (GMP) reagents and materials that have already been approved for use in human patients, and therefore offers a significant advantage over approaches that rely upon decellularized animal tissues. The ultimate goal of this method is its translation to humans as a regenerative medicine therapeutic strategy for short bowel syndrome.

This article and the accompanying video present our protocol for generating tissue-engineered intestine in the mouse, using an organoid units-on-scaffold approach.

손쥐 모델에서 창자의 조직 공학

Tissue-engineered small intestine (TESI) has successfully been used to rescue Lewis rats after massive small bowel resection, resulting in return to ...

연구

생체공학

Density Gradient Multilayered Polymerization (DGMP): A Novel Technique for Creating Multi-compartment, Customizable Scaffolds for Tissue Engineering

Complex tissue culture matrices, in which types and concentrations of biological stimuli (e.g. growth factors, inhibitors, or small molecules) or matrix structure (e.g. composition, concentration, or stiffness of the matrix) vary over space, would enable a wide range of investigations concerning how these variables affect cell differentiation, migration, and other phenomena. The major challenge in creating layered matrices is maintaining the structural integrity of layer interfaces without diffusion of individual components from each layer1. Current methodologies to achieve this include photopatterning2-3, lithography4, sequential functionalization5, freeze drying6, microfluidics7, or centrifugation8, many of which require sophisticated instrumentation and technical skills. Others rely on sequential attachment of individual layers, which may lead to delamination of layers9. 
DGMP overcomes these issues by using an inert density modifier such as iodixanol to create layers of varying densities10. Since the density modifier can be mixed with any prepolymer or bioactive molecule, DGMP allows each scaffold layer to be customized. Simply varying the concentration of the density modifier prevents mixing of adjacent layers while they remain aqueous. Subsequent single step polymerization gives rise to a structurally continuous multilayered scaffold, in which each layer has distinct chemical and mechanical properties. The density modifier can be easily removed with sufficient rinsing without perturbation of the individual layers or their components. This technique is therefore well suited for creating hydrogels of various sizes, shapes, and materials.
A protocol for fabricating a 2D-polyethylene glycol (PEG) gel, in which alternating layers incorporate RGDS-350, is outlined below. We use PEG because it is biocompatible and inert. RGDS, a cell adhesion peptide11, is used to demonstrate spatial restriction of a biological cue, and the conjugation of a fluorophore (Alexa Fluor 350) enables us to visually distinguish various layers. This procedure can be adapted for other materials (e.g. collagen, hyaluronan, etc.) and can be extended to fabricate 3D gels with some modifications10.

Density Gradient Multilayered Polymerization DGMP: A Novel Technique for Creating Multi-compartment, Customizable Scaffolds for Tissue Engineering

Here we describe a unique strategy for creating biocompatible, layered matrices with continuous interfaces between distinct layers for tissue engineering. Such a scaffold could provide an ideal customizable environment to modulate cell behavior by various biological, chemical or mechanical cues

밀도 그라데이션 Multilayered 중합 (DGMP) : 멀티 칸 만들기위한 소설 기법, 조직 공학을위한 사용자 정의 공사장 공중 발판

Complex tissue culture matrices, in which types and concentrations of biological stimuli (e.g. growth factors, inhibitors, or small molecules) or matrix ...

Capillary Force Lithography for Cardiac Tissue Engineering

Cardiovascular disease remains the leading cause of death worldwide1. Cardiac tissue engineering holds much promise to deliver groundbreaking medical discoveries with the aims of developing functional tissues for cardiac regeneration as well as in vitro screening assays. However, the ability to create high-fidelity models of heart tissue has proven difficult. The heart&#8217;s extracellular matrix (ECM) is a complex structure consisting of both biochemical and biomechanical signals ranging from the micro- to the nanometer scale2. Local mechanical loading conditions and cell-ECM interactions have recently been recognized as vital components in cardiac tissue engineering3-5.
A large portion of the cardiac ECM is composed of aligned collagen fibers with nano-scale diameters that significantly influences tissue architecture and electromechanical coupling2. Unfortunately, few methods have been able to mimic the organization of ECM fibers down to the nanometer scale. Recent advancements in nanofabrication techniques, however, have enabled the design and fabrication of scalable scaffolds that mimic the in vivo structural and substrate stiffness cues of the ECM in the heart6-9.
Here we present the development of two reproducible, cost-effective, and scalable nanopatterning processes for the functional alignment of cardiac cells using the biocompatible polymer poly(lactide-co-glycolide) (PLGA)8 and a polyurethane (PU) based polymer. These anisotropically nanofabricated substrata (ANFS) mimic the underlying ECM of well-organized, aligned tissues and can be used to investigate the role of nanotopography on cell morphology and function10-14.
Using a nanopatterned (NP) silicon master as a template, a polyurethane acrylate (PUA) mold is fabricated. This PUA mold is then used to pattern the PU or PLGA hydrogel via UV-assisted or solvent-mediated capillary force lithography (CFL), respectively15,16. Briefly, PU or PLGA pre-polymer is drop dispensed onto a glass coverslip and the PUA mold is placed on top. For UV-assisted CFL, the PU is then exposed to UV radiation (&#955; = 250-400 nm) for curing. For solvent-mediated CFL, the PLGA is embossed using heat (120 &#176;C) and pressure (100 kPa). After curing, the PUA mold is peeled off, leaving behind an ANFS for cell culture. Primary cells, such as neonatal rat ventricular myocytes, as well as human pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes, can be maintained on the ANFS2.

In this protocol, we demonstrate the fabrication of biomimetic cardiac cell culture substrata made from two distinct polymeric materials using capillary force lithography. The described methods provide a scalable, cost-effective technique to engineer the structure and function of macroscopic cardiac tissues for in vitro and in vivo applications.

심장 조직 공학을위한 모세관 력 리소그래피

Cardiovascular disease remains the leading cause of death worldwide1. Cardiac tissue engineering holds much promise to deliver groundbreaking medical ...

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Cancer is one of the leading causes of death worldwide. Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture systems, which inadequately reflect physiological conditions in vivo. Biological 3D matrices provide cells an environment in which cells can self-organize, allowing the study of tissue organization and cell differentiation. Such scaffolds can be seeded with a mixture of different cell types to study direct 3D cell-cell-interactions. To mimic the 3D complexity of cancer tumors, our group has developed a 3D in vitro tumor test system.	
	Our 3D tissue test system models the in vivo situation of malignant peripheral nerve sheath tumors (MPNSTs), which we established with our decellularized porcine jejunal segment derived biological vascularized scaffold (BioVaSc). In our model, we reseeded a modified BioVaSc matrix with primary fibroblasts, microvascular endothelial cells (mvECs) and the S462 tumor cell line. For static culture, the vascular structure of the BioVaSc is removed and the remaining scaffold is cut open on one side (Small Intestinal Submucosa SIS-Muc). The resulting matrix is then fixed between two metal rings (cell crowns).	
	Another option is to culture the cell-seeded SIS-Muc in a flow bioreactor system that exposes the cells to shear stress. Here, the bioreactor is connected to a peristaltic pump in a self-constructed incubator. A computer regulates the arterial oxygen and nutrient supply via parameters such as blood pressure, temperature, and flow rate. This setup allows for a dynamic culture with either pressure-regulated pulsatile or constant flow.	
	In this study, we could successfully establish both a static and dynamic 3D culture system for MPNSTs. The ability to model cancer tumors in a more natural 3D environment will enable the discovery, testing, and validation of future pharmaceuticals in a human-like model.

Tissue Engineering of a Human 3D in vitro Tumor Test System

Methods to create human 3D tumor tissues as test systems are described. These technologies are based on a decellularized Biological Vascularized Scaffold (BioVaSc), primary human cells and a tumor cell line, which can be cultured under static as well as under dynamic conditions in a flow bioreactor.

인간의 3 차원의 조직 공학<em&gt; 시험관</em&gt; 종양 테스트 시스템

Cancer is one of the leading causes of death worldwide.  Current therapeutic strategies are predominantly developed in 2D culture  systems, which ...

Self-reporting Scaffolds for 3-Dimensional Cell Culture

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting 3D cellular construct can often be more relevant to studying the molecular events and cell-cell interactions than similar experiments studied in 2D. To create effective 3D cultures with high cell viability throughout the scaffold the culture conditions such as oxygen and pH need to be carefully controlled as gradients in analyte concentration can exist throughout the 3D construct. Here we describe the methods of preparing biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors and their incorporation into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds along with their subsequent preparation for the culture of mammalian cells. The pH responsive scaffolds can be used as tools to determine microenvironmental pH within a 3D cellular construct. Furthermore, we detail the delivery of pH responsive nanosensors to the intracellular environment of mammalian cells whose growth was supported by electrospun PLGA scaffolds. The cytoplasmic location of the pH responsive nanosensors can be utilized to monitor intracellular pH (pHi) during ongoing experimentation.

Biocompatible pH responsive sol-gel nanosensors can be incorporated into poly(lactic-co-glycolic acid) (PLGA) electrospun scaffolds. The produced self-reporting scaffolds can be used for in&#160;situ monitoring of microenvironmental conditions whilst culturing cells upon the scaffold. This is beneficial as the 3D cellular construct can be monitored in real-time without disturbing the experiment.

3 차원 세포 배양을위한 자기보고 발판

Culturing cells in 3D on appropriate scaffolds is thought to better mimic the in vivo microenvironment and increase cell-cell interactions. The resulting ...

Electrospun Fibrous Scaffolds of Poly(glycerol-dodecanedioate) for Engineering Neural Tissues From Mouse Embryonic Stem Cells

For tissue engineering applications, the preparation of biodegradable and biocompatible scaffolds is the most desirable but challenging task. &#160;Among the various fabrication methods, electrospinning is the most attractive one due to its simplicity and versatility. Additionally, electrospun nanofibers mimic the size of natural extracellular matrix ensuring additional support for cell survival and growth. This study showed the viability of the fabrication of long fibers spanning a larger deposit area for a novel biodegradable and biocompatible polymer named&#160;poly(glycerol-dodecanoate) (PGD)1 by using a newly designed collector for electrospinning. PGD exhibits unique elastic properties with similar mechanical properties to nerve tissues, thus it is suitable for neural tissue engineering applications. The synthesis and fabrication set-up for making fibrous scaffolding materials was simple, highly reproducible, and inexpensive. In biocompatibility testing, cells derived from mouse embryonic stem cells could adhere to and grow on the electrospun PGD fibers. In summary, this protocol provided a versatile fabrication method for making PGD electrospun fibers to support the growth of mouse embryonic stem cell derived neural lineage cells.

Electrospun Fibrous Scaffolds of Polyglycerol-dodecanedioate for Engineering Neural Tissues From Mouse Embryonic Stem Cells

Synthesis and fabrication of electrospun long fibers spanning a larger deposit area via a newly designed collector from a novel biodegradable polymer named poly(glycerol-dodecanoate) (PGD) was reported. The fibers were able to support the growth of cells derived from mouse pluripotent stem cells.

마우스 배아 줄기 세포에서 신경 조직 공학을위한 폴리의 전기 방사 섬유 발판 (글리세롤 dodecanedioate)

For tissue engineering applications, the preparation of biodegradable and biocompatible scaffolds is the most desirable but challenging task. &#160;Among ...

Engineering 3D Cellularized Collagen Gels for Vascular Tissue Regeneration

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. Collagen has been extensively used for a wide range of biomedical applications and is considered a valid alternative to synthetic materials due to its inherent biocompatibility (i.e., low antigenicity, inflammation, and cytotoxic responses). However, the limited mechanical properties and the related low hand-ability of collagen gels have hampered their use as scaffold materials for vascular tissue engineering. Therefore, the rationale behind this work was first to engineer cellularized collagen gels into a tubular-shaped geometry and second to enhance smooth muscle cells driven reorganization of collagen matrix to obtain tissues stiff enough to be handled.
The strategy described here is based on the direct assembling of collagen and smooth muscle cells (construct) in a 3D cylindrical geometry with the use of a molding technique. This process requires a maturation period, during which the constructs are cultured in a bioreactor under static conditions (without applied external dynamic mechanical constraints) for 1 or 2 weeks. The &#8220;static bioreactor&#8221; provides a monitored and controlled sterile environment (pH, temperature, gas exchange, nutrient supply and waste removal) to the constructs. During culture period, thickness measurements were performed to evaluate the cells-driven remodeling of the collagen matrix, and glucose consumption and lactate production rates were measured to monitor the cells metabolic activity. Finally, mechanical and viscoelastic properties were assessed for the resulting tubular constructs. To this end, specific protocols and a focused know-how (manipulation, gripping, working in hydrated environment, and so on) were developed to characterize the engineered tissues.

In this work, we present a technique for the rapid fabrication of living vascular tissues by direct culturing of collagen, smooth muscle cells and endothelial cells. In addition, a new protocol for the mechanical characterization of engineered vascular tissues is described.

혈관 조직 재생을위한 엔지니어링 3D Cellularized 콜라겐 젤

Synthetic materials are known to initiate clinical complications such as inflammation, stenosis, and infections when implanted as vascular substitutes. ...

Sandwich-like Microenvironments to Harness Cell/Material Interactions

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. However in vivo, most of the cells are completely surrounded by the extracellular matrix (ECM), resulting in a three-dimensional (3D) distribution of receptors. This may trigger differences in the outside-in signaling pathways and thus in cell behavior.
This article shows that stimulating the dorsal receptors of cells already adhered to a 2D substrate by overlaying a film of a new material (a sandwich-like culture) triggers important changes with respect to standard 2D cultures. Furthermore, the simultaneous excitation of ventral and dorsal receptors shifts cell behavior closer to that found in 3D environments. Additionally, due to the nature of the system, a sandwich-like culture is a versatile tool that allows the study of different parameters in cell/material interactions, e.g., topography, stiffness and different protein coatings at both the ventral and dorsal sides. Finally, since sandwich-like cultures are based on 2D substrates, several analysis procedures already developed for standard 2D cultures can be used normally, overcoming more complex procedures needed for 3D systems.

The following protocol describes the procedure to assemble sandwich-like cultures to be used as an intermediate stage between bi-dimensional (2D) and three-dimensional (3D) cellular environments. The engineered systems can have applications in microscopy, biomechanics, biochemistry and cell biology assays.

샌드위치 같은 미세 환경은 셀 / 재료의 상호 작용을 활용하는

Cell culture has been traditionally carried out on bi-dimensional (2D) substrates where cells adhere using ventral receptors to the biomaterial surface. ...

Epithelial Cell Repopulation and Preparation of Rodent Extracellular Matrix Scaffolds for Renal Tissue Development

This protocol details the generation of acellular, yet biofunctional, renal extracellular matrix (ECM) scaffolds that are useful as small-scale model substrates for organ-scale tissue development. Sprague Dawley rat kidneys are cannulated by inserting a catheter into the renal artery and perfused with a series of low-concentration detergents (Triton X-100 and sodium dodecyl sulfate (SDS)) over 26 hr to derive intact, whole-kidney scaffolds with intact perfusable vasculature, glomeruli, and renal tubules. Following decellularization, the renal scaffold is placed inside a custom-designed perfusion bioreactor vessel, and the catheterized renal artery is connected to a perfusion circuit consisting of: a peristaltic pump; tubing; and optional probes for pH, dissolved oxygen, and pressure. After sterilizing the scaffold with peracetic acid and ethanol, and balancing the pH (7.4), the kidney scaffold is prepared for seeding via perfusion of culture medium within a large-capacity incubator maintained at 37 &#176;C and 5% CO2. Forty million renal cortical tubular epithelial (RCTE) cells are injected through the renal artery, and rapidly perfused through the scaffold under high flow (25 ml/min) and pressure (~230 mmHg) for 15 min before reducing the flow to a physiological rate (4 ml/min). RCTE cells primarily populate the tubular ECM niche within the renal cortex, proliferate, and form tubular epithelial structures over seven days of perfusion culture. A 44 &#181;M resazurin solution in culture medium is perfused through the kidney for 1 hr during medium exchanges to provide a fluorometric, redox-based metabolic assessment of cell viability and proliferation during tubulogenesis. The kidney perfusion bioreactor permits non-invasive sampling of medium for biochemical assessment, and multiple inlet ports allow alternative retrograde seeding through the renal vein or ureter. These protocols can be used to recellularize kidney scaffolds with a variety of cell types, including vascular endothelial, tubular epithelial, and stromal fibroblasts, for rapid evaluation within this system.

This protocol describes decellularization of Sprague Dawley rat kidneys by antegrade perfusion of detergents through the vasculature, producing acellular renal extracellular matrices that serve as templates for repopulation with human renal epithelial cells. Recellularization and use of the resazurin perfusion assay to monitor growth is performed within specially-designed perfusion bioreactors.

상피 세포 다시 채우기 및 신장 조직 개발을위한 설치류 세포 외 기질 비계의 준비

This protocol details the generation of acellular, yet biofunctional, renal extracellular matrix (ECM) scaffolds that are useful as small-scale model ...

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and trade one defect for another. Tissue engineering holds the promise to address this increasing demand. However, most tissue engineering strategies fail to generate stable and functional tissue substitutes because of poor vascularization. This paper focuses on an in vivo tissue engineering chamber model of intrinsic vascularization where a perfused artery and a vein either as an arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration is directed inside a protected hollow chamber. In this chamber-based system angiogenic sprouting occurs from the arteriovenous vessels and this system attracts ischemic and inflammatory driven endogenous cell migration which gradually fills the chamber space with fibro-vascular tissue. Exogenous cell/matrix implantation at the time of chamber construction enhances cell survival and determines specificity of the engineered tissues which develop. Our studies have shown that this chamber model can successfully generate different tissues such as fat, cardiac muscle, liver and others. However, modifications and refinements are required to ensure target tissue formation is consistent and reproducible. This article describes a standardized protocol for the fabrication of two different vascularized tissue engineering chamber models in vivo.

Tissue Engineering by Intrinsic Vascularization in an In Vivo Tissue Engineering Chamber

This is a guideline for constructing in vivo vascularized tissue using a microsurgical arteriovenous loop or a flow-through pedicle configuration inside a tissue engineering chamber. The vascularized tissues generated can be employed for organ regeneration and replacement of tissue defects, as well as for drug testing and disease modeling.

에 내장 혈관 신생에 의하여 조직 공학<em&gt; 생체</em&gt; 조직 공학 상공 회의소

In reconstructive surgery, there is a clinical need for an alternative to the current methods of autologous reconstruction which are complex, costly and ...