私たちは、原稿を準備中の博士余市Liさんの助けに感謝しています。 SWがUTの南西医療センター、NIHグラントEY021862、失明基盤を防止するための研究からキャリア開発賞、加齢性黄斑変性症の研究における明るいフォーカス賞からの大​​統領の研究評議会の新しい研究者賞、チューレーン大学からのスタートアップ資金によってサポートされていました。

注：以下のプロトコルおよび代表的な結果は、実施例化合物として、HDAC阻害剤SAHAを使用しています。しかしながら、このプロトコルは、SAHAの使用に限定されるものではなく、角膜新生血管形成に対する可溶性化合物の効果を試験するための一般的な方法として推奨される。軽微な変更は、希釈の度合いだけでなく、周波数と印加時間のために作られる必要がある。また、水に容易に可溶​​性である化合物は、DMSOの非存在下で投与することができるようになる。 倫理的な声明：すべての動物実験は、国内法や制度の規制を遵守して実施されるべきである。このプロトコルは、チューレーン大学機関動物実験委員会で使用するために承認された。 1。材料の調製（使用順に） <ol><li> 2ミリメートルの円形にセルロース濾紙（11ミクロン）の部分をカット。 </li><li>で、NaOHの1Mの溶液を調製H 2 Oを500mlの蒸留中のNaOHを20g溶解室温で保管してください。注意：NaOHのソリューションは、腐食性であり、アルカリ火傷を引き起こす可能性があります。 </li><li> 100 mg / mlのケタミンおよび20 mg / mlのケタミンおよび4 mg / mlのキシラジンの最終濃度のために1X PBSを37.5ミリリットル中20 mg / mlのキシラジンの2.5ミリリットルの10ミリリットルを希釈することにより麻酔薬のカクテルを用意してください。 </li><li>濾過PBS 100mlにプロパラカイン塩酸塩500mgを溶解することによって（局所鎮痛のため）プロパラカイン塩酸塩の0.5％溶液を調製する。 </li><li> 8グラムのNaCl、KClを0.2グラム、1.44グラムのNa 2 HPO 4、蒸留H 2 Oの900ミリリットルのNaH 2 PO 4の0.23グラムを溶解することにより1X PBSを準備7.4のpHに調整する。無菌性を確保するために、 蒸留水とフィルターとの千ミリリットルの最終容量に解決策をもたらす。 </li><li> 1mlのDMSOにSAHAの26.4ミリグラムを溶解させて、ジメチルスルホキシド（DMSO）に〜100mmとSAHAの千Xストック溶液を準備します。 1Xに希釈（〜10μM）それぞれの使用のために濾過したPBS中でソリューションを提供します。最大1ヶ月間-20℃で保存溶液を保管してください。注意：DMSOは、既知の毒素や変異原である。 </li><li>固定用のホルムアルデヒド（PFA）の4％溶液を調製します。化学フードの下で、PBSを90mlに、PFAの4グラムを溶解する。 65℃まで混合物を持参し、7.4のpHに滴定する。 PFAを溶解した後、最終容量100mlの溶液をもたらす。最長1ヶ月間、4℃で保存してください。注意：PFAは、アレルギー性​​の発ガン性、および毒性があることが知られている。 </li><li> PBS 94.5中へヤギ血清およびTriton X-100500μlの5mlの希釈することにより、ブロッキング緩衝液または1x調製する。 </li><li> PBSを99.5ミリリットルにトリトンX-100の500 ulの希釈することにより1X洗浄バッファーを準備します。 </li></ol> 2。傷害·物の処理にアルカリバーン<ol><li> 1 MのNaOH溶液中に、直径〜2mmの濾紙のラウンド片を浸す。 </li><li> WH、100 mg / kgのケタミンおよび5 mg / kgのキシラジンの注射でマウスを麻酔ICHは、25グラムのマウスあたりのステップ1.3からの麻酔カクテル〜100μlである。麻酔は麻酔が無応答でなければなりません十分であれば、静かに動物の足指や尾をつまんで決定することができる〜麻酔深度インチに設定する1〜2分を取る必要があります。注意：お手入れは、マウスが麻酔誘発性低体温症に屈するしないように注意する必要があります。 </li><li>スポイトツールを使用して、局所的に地元の鎮痛のため角膜表面に0.5％プロパラカイン塩酸の滴を適用します。 </li><li>滅菌ピンセットを使用して、NaOHを浸した濾紙を拾う。あなたは過剰NaOHをにしがみついたり、ろ紙から滴下気付いた場合は、簡単に過剰を吸収するために、ろ紙の乾燥片に浸したろ紙をタップします。角膜中央部にNAOH浸した濾紙を置きます。エリア内の〜2×2ミリメートル2の急性アルカリ火傷を発生させる30秒間そのままにしておきます。手術用顕微鏡は、適切に、ろ紙を置くのに役立ちます。注：マウスの​​Sの片目だけをhouldは、他のコントロールとして機能してけがをする。 </li><li>フィルター紙を取り除きます。 10ミリリットルの注射器を使用して、静かに残留1MのNaOHを洗い流し回1X 10mlのPBSで目を洗い。 </li><li>すぐに角膜に局所1X SAHAのドロップ作業溶液（またはSAHAを含まないPBSで希釈し、DMSOからなる車両制御）を適用。 14日間、アプリケーション1日3回を繰り返します。注：それは傷害の開発や化合物の送達を妨げる可能性として、この期間中に局所抗生物質軟膏はお勧めできません。代わりに、このような3％ゲンタマイシン液などの液体抗生物質溶液を使用してください。 </li><li>臨床的評価（以下のプロトコール3）に直接進むか、マウスを犠牲にして、角膜のフラットマウント（プロトコール下記4）または従来のパラフィン/冷凍組織学のために目を脱核。 </li></ol> 3。臨床的評価<ol><li>手術用顕微鏡下で盲検法でマウスの毎日の検査を行うとCスコア角膜混濁、ネバダ、容器の大きさに基づいてornealネバダ州。少なくとも2オブザーバーを使用し、2の平均である最終的なスコアを記録。 <ol><li> 0-4の規模で角膜混濁スコア。 0 =完全にクリア; 1 =わずかに曇っ、虹彩と瞳孔見やすい。 2 =わずかに不透明、虹彩と瞳孔依然として検出;ほとんど検出3 =不透明、生徒;と瞳孔の無い景色を完全に不透明4 =。 </li><li> 0-3の規模でネバダ州のスコア。 0 =いいえ新生血管;角膜輪部の1 =新生血管; 2 =新生血管、角膜輪部に及ぶと角膜中心に近づく。角膜中心にまたがる3 =新生血管。 </li><li> 0-3の規模で船舶のサイズをスコア。 0 =いいえ新生血管;手術用顕微鏡下で検出可能な1 =新生血管;簡単に手術用顕微鏡下で見る2 =新生血管;簡単に顕微鏡なしで見られる3 =新生血管。 </li></ol></li><li>デジタルカメラを使用して、7日と14日に、目の代表的な画像を取る。 </li></ol> 4。角膜染色とフラットマウント<ol><li> 4℃で少なくとも1時間、4％PFA中で除核の目を修正しました。 </li><li> PBSを1Xと慎重に余分な組織を除去するために鉗子を使用するように目を移す。 </li><li>手術用顕微鏡を用いて、（これは、目から流体を解放する必要があります注意してください）​​、目の角膜周囲領域に穿孔する針（18ゲージ）またはマイクロナイフを使用しています。 <ol><li>セクション4.3.1で行われたミシン目からの後方部分から目（角膜）の前方部分をカットする外科はさみを使用しています。 </li></ol></li><li> 4℃で一晩固定のために戻って、4％PFA中に角膜を転送</li><li> 4％PFA（注意：PFAは危険ですと制度の規制に従って、廃棄しなければならない）を破棄し、残留PFAを除去するために、1X PBSで角膜を3回すすいでください。 </li><li>組織を透過性にし、一次抗体の非特異的結合を防止するために室温で少なくとも2時間、1×ブロッキング緩衝液中でインキュベートする。。 <ol><li> 100〜500倍希釈で、1×ブロッキングバッファーで一次抗体を適用します。マクロファージを検出するための（1:100で血管を検出するための例えば 、ラット抗マウスPECAM-1、1:500でリンパ管を検出するためのウサギ抗マウスLYVE-1、および/ ​​またはラットanti-mouse-F4/80 1:100）。 4℃で一晩インキュベートする。 </li><li>完全に非結合一次抗体を除去し、室温で各回1時間、1×洗浄バッファーで6回洗浄する。 </li><li> 1Xは500〜1,000倍希釈でブロッキング緩衝液中で二次抗体を適用します。 （ 例えば 488 nmの蛍光は1:800でヤギ抗ラットIgGとタグ付きまたは594 nmの蛍光は1:800でヤギ抗ウサギIgGとタグ付けされた）。 4℃で一晩インキュベートする。 </li><li>完全に未結合の二次抗体を除去し、室温で1時間毎に1×PBSで3回洗浄する。 </li></ol></li><li>新鮮な1X PBSに角膜を転送して、手術用顕微鏡を用いて、慎重にセントに向けて周囲から4切開を作るER。これは、ほぼ等しい大きさの4つの象限に角膜を分割（その結果、形状がかなり蝶のようになります）で、それをスライドに平らにできるようにする必要があります。 </li><li>蛍光イメージングのための封入剤の適切でマウントします。最適な結果を得るために、サンプルは直ちに画像化されるべきであり、デジタル写真を撮影するが、4℃で光から保護して数週間保存することができる</li></ol>

<ol>
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Sci. 54 (3), 1680-1688 (2013).</li><li>Sosne, G., Christopherson, P., Barrett, R., Fridman, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thymosin-beta4+modulates+corneal+matrix+metalloproteinase+levels+and+polymorphonuclear+cell+infiltration+after+alkali+injury.Invest.">Thymosin-beta4 modulates corneal matrix metalloproteinase levels and polymorphonuclear cell infiltration after alkali injury.Invest.</a> Ophthalmol. Vis. Sci. 46 (7), 2388-2395 (2005).</li><li>Li, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+Multiple+Pathogenic+Pathways+by+Histone+Deacetylase+Inhibitor+SAHA+in+a+Corneal+Alkali-Burn+Injury+Model.">Inhibition of Multiple Pathogenic Pathways by Histone Deacetylase Inhibitor SAHA in a Corneal Alkali-Burn Injury Model.</a> Mol. 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Protoc. 4 (11), 1565-1573 (2009).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

ここで紹介するプロトコルは、これらの3（相互に）プロセスを研究するための理想的なシステム作り、hemangiogenesis、リンパ管、および炎症の再現可能なレベルになる。この方法は、集中角膜NVを生成するが、より多くの監督ネバダ、すなわち角膜17の縫合、ペレット18を表現移植し、成長因子を引き起こすために開発されているいくつかの方法が、また、関心があるかもしれ?...

角膜失明はすべてのケース1の約4％に責任失明の第四の最も一般的な原因です。角膜血管新生（NV）は、ヘルペス性角膜炎（西の失明の主な感染原因）とトラコーマ（世界的な感染失明の主な原因）2を含むこれらの病態の多くの重要な役割を果たしている。現在の治療は、ステロイド、非ステロイド性抗炎症薬（NSAID）、抗VEGF療法と同様に従来のまたはレーザ手術技術3シクロスポリン Aを含む。しかし、角膜NV基づく病状の深刻な衰弱性質上、外科角膜NVを治療することができる施設、好調理学的選択肢の欠如の不足は、現存の治療法にもかかわらず、それを締結する基本的な医療ニーズを、最近の専門家の円卓会議を主導これらの病理によって提示されたが4満たされていないままです。 ヒトの角膜5層、3細胞層（上皮細胞、間質および内皮）および2インターフェイス（ボーマン膜とデスメ膜）で構成されています。それは、目には機械的な障壁や屈折面として機能します。その透明な性質は、その構成要素の微妙なバランスの結果であり、その適切な機能5に不可欠である。通常は無血管、角膜は毛様体および眼動脈から供給され、その外縁に沿って実行されている微小血管から血液を受け取る。刺激が彼らが角膜の中心に向かって成長し、そのためのビジョン6を制限することができ、これらの血管の新生を促進する際の角膜NVが発生します。角膜血管新生は、角膜の中心に向かって輪部血管アーケードからの血管やリンパ管の内部成長につながる、これhemangiogenesisやリンパ管が含まれています。これは角膜の「血管新生の特権」、角膜混濁および線維症の増加、角膜LAの崩壊の崩壊につながるyers、および浮腫7。角膜NVの正確なトリガーは数多くあり、そのような化学的に誘発された状態へのトラコーマなどの感染性疾患に対する応答に至るまで、伝統的な医薬品、工業薬品、さらには化学兵器を引き起こした。 このプロセスの分子メカニズムは、まだ、完全に特徴付けられていない。しかし、いくつかの重要な選手が同定されている。通常の条件下では、角膜（例えば、可溶性VEGF-R1のような）抗血管新生因子8の冗長アレイによって維持されるユニークな「血管新生特権&#39;有する。しかし、（このような損傷のような）外部刺激に反応して、血管新生促進因子（ 例えば VEGF-A）の局所的なアップレギュレーションがあるでしょう。これは、先端角膜の血管新生特権の根底炎症および抗血管新生因子のバランス、従って角膜の病理及び失明さえ9を引き起こし、hemangiogenesis、lymphangeogenesis、および炎症をもたらす。 &lt;Pクラス= &quot;jove_contentは&quot;&gt;この非常に衰弱させる病理学の満たされていない医療ニーズを考えると、角膜NVの信頼できる動物モデルを持っている分野に関心がある。制御アルカリ火傷：ここでは、そのようなモデルを提示する。濾紙環の使用に基づく様々な眼損傷モデル1970 10が使用されてきた。 1989年には、ハーバード大学医学部の眼科医のグループは、水酸化ナトリウム（NaOH）の円形濾紙を浸漬し、特定の範囲の角膜にそれを適用することに基づいてウサギ角膜中央アルカリ火傷の標準モデルを特徴づけ濃度11。それ以来、この技術は、マウス12-14での使用に適合されている。最近では、王の研究室では、マウスの角膜アルカリ火傷モデル15を使用して角膜NVの病因におけるヒストン脱アセチル化酵素（HDAC）阻害剤SAHAの治療効果を検討した。ここで紹介するマウスの角膜アルカリ火傷モデルの方法論は、建設されました主に2他の論文14,16の前の仕事に。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="598">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">1 mL Syringe</td>
			<td style="width:96px;">BD</td>
			<td align="right" style="width:119px;">309659</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">18 Guage Needle</td>
			<td style="width:96px;">BD</td>
			<td align="right" style="width:119px;">305918</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">10 mL Syringe</td>
			<td style="width:96px;">BD</td>
			<td align="right" style="width:119px;">306575</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">25 Guage Needle</td>
			<td style="width:96px;">BD</td>
			<td align="right" style="width:119px;">305916</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Anti-F4/80 (rat anti-mouse)</td>
			<td style="width:96px;">AbD Serotech</td>
			<td>MCA497RT</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Anti-LYVE-1 (rabbit anti-mouse)</td>
			<td style="width:96px;">Abcam</td>
			<td style="width:119px;">ab14917</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Anti-PECAM-1 (rat anti-mouse)</td>
			<td style="width:96px;">BD</td>
			<td align="right" style="width:119px;">553370</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Anti-IgG Alexa488 (goat anti-rat)</td>
			<td style="width:96px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">A11006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Anti-IgG Alexa594 (goat anti-rabbit)</td>
			<td style="width:96px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">A11012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Camera</td>
			<td style="width:96px;">Tucsen</td>
			<td style="width:119px;">TCC 5.0 ICE</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Coverslips</td>
			<td style="width:96px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">12-548-B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">DMSO</td>
			<td style="width:96px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">D4540-1L</td>
			<td>Caution: Mutagenic, Toxic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Forceps (Blunt), Iris</td>
			<td style="width:96px;">WPI</td>
			<td align="right" style="width:119px;">15915</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Forceps (Sharp), Dumont #4</td>
			<td style="width:96px;">WPI</td>
			<td align="right" style="width:119px;">500340</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">KCl</td>
			<td style="width:96px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">P217-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ketamine Solution</td>
			<td style="width:96px;">MedVet</td>
			<td>RXKETAMINE</td>
			<td>Controlled substance, proper license required for use.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Light Source for Microscope</td>
			<td style="width:96px;">AmScope</td>
			<td style="width:119px;">LED-14M-YA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Microscope (Stereo 7X-45X)</td>
			<td style="width:96px;">AmScope</td>
			<td style="width:119px;">SM-1B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mounting Medium, Vectashield</td>
			<td style="width:96px;">Vector</td>
			<td style="width:119px;">H-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">NaCl</td>
			<td style="width:96px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">S271-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">NaH2PO4</td>
			<td style="width:96px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">S397-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">NaOH</td>
			<td style="width:96px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">S318-1</td>
			<td>Caution: Corrosive</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Paraformaldehyde</td>
			<td style="width:96px;"></td>
			<td style="width:119px;">P6148-500G</td>
			<td>Caution: Allergenic, Carcenogenic, Toxic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Proparacaine Hydrochloride</td>
			<td style="width:96px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">P4554-1G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Scissors (5mm blade), Vanas</td>
			<td style="width:96px;">WPI</td>
			<td align="right" style="width:119px;">14003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Goat Serum</td>
			<td style="width:96px;">MPBio</td>
			<td align="right" style="width:119px;">92939249</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Microscope Slides</td>
			<td style="width:96px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">12-550-15</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Triton X-100</td>
			<td style="width:96px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">T8787-100ML</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Whatman Grade 1 Filter Paper</td>
			<td style="width:96px;">Whatman</td>
			<td style="width:119px;">1001-6508</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Xylazine Solution</td>
			<td style="width:96px;">MedVet</td>
			<td style="width:119px;">RXANASED-20</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an alkali-burn injury model of corneal neovascularization in the mouse

通常の条件下では、角膜は無血管であり、この透明性が良好な視力を維持するために不可欠である。外傷、角膜移植や感染症が原因で発生することができ、角膜の新生血管形成（NV）は、角膜のいわゆる「血管新生の特権」を分解し、さらには失明につながる可能性があり、複数の視覚的な病理の基礎を形成します。利用可能ないくつかの治療の選択肢がありますが、角膜新生血管の病変によって提示された基本的な医学的必要性が満たされていないままです。 、安全で、有効で、標的療法を開発するために、角膜NVおよび薬理学的介入の信頼性のあるモデルが必要である。ここでは、マウスにアルカリ火傷角膜新生血管形成モデルについて説明します。このプロトコルは、角膜、興味のある薬理学的化合物を投与し、その結果の可視化への制御されたアルカリ火傷を適用するための方法を提供する。この方法は、instrumen証明することができた角膜NVと他の血管新生性疾患に介入するためのメカニズムと機会を研究するためのTAL。

アルカリ熱傷後、角膜NVは、予測可能な、時間依存的に発生します。1は 、未処理の動物（ 図1A）とHDAC阻害剤SAHA（ 図1Bで処理された動物の間での血管新生および角膜混濁の両方でスタークの違いを実証している）7日の時点で。 図2Aおよび2Bは 、一次PECAM-1とLYVE-1染色および二次のAlexa®488および59...

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An Alkali-burn Injury Model of Corneal Neovascularization in the Mouse

角膜の新生血管形成（NV）は、複数の視覚的な病状を複雑にする可能性がある。制御、アルカリ火傷モデルを利用して、角膜NVの定量化可能なレベルは、血管新生性疾患のための潜在的な治療法の角膜NVと評価のメカニズムの研究のために製造することができる。

マウス角膜血管新生のアルカリ熱傷損傷モデル

Under normal conditions, the cornea is avascular, and this transparency is essential for maintaining good visual acuity. Neovascularization (NV) of the ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

16.4K ビュー.  Tulane University. 角膜の新生血管形成（NV）は、複数の視覚的な病状を複雑にする可能性がある。制御、アルカリ火傷モデルを利用して、角膜NVの定量化可能なレベルは、血管新生性疾患のための潜在的な治療法の角膜NVと評価のメカニズムの研究のために製造することができる。 

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Renal Ischaemia Reperfusion Injury: A Mouse Model of Injury and Regeneration

Renal ischaemia reperfusion injury (IRI) is a common cause of acute kidney injury (AKI) in patients and occlusion of renal blood flow is unavoidable during renal transplantation. Experimental models that accurately and reproducibly recapitulate renal IRI are crucial in dissecting the pathophysiology of AKI and the development of novel therapeutic agents. Presented here is a mouse model of renal IRI that results in reproducible AKI. This is achieved by a midline laparotomy approach for the surgery with one incision allowing both a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia of the left kidney. By careful monitoring of the clamp position and body temperature during the period of ischaemia this model achieves reproducible functional and structural injury. Mice sacrificed 24 hr&#160;following surgery demonstrate loss of renal function with elevation of the serum or plasma creatinine level as well as structural kidney damage with acute tubular necrosis evident. Renal function improves and the acute tissue injury resolves during the course of 7 days following renal IRI such that this model may be used to study renal regeneration. This model of renal IRI has been utilized to study the molecular and cellular pathophysiology of AKI as well as analysis of the subsequent renal regeneration.

The mouse model of renal ischaemia reperfusion injury described here comprises of a right nephrectomy that provides control tissue and clamping of the left renal pedicle to induce ischaemia that results in acute kidney injury. This model uses a midline laparotomy approach with all steps performed via one incision.

腎臓虚血再灌流障害：障害のマウスモデルおよび再生

Renal ischaemia reperfusion injury (IRI) is a common cause of acute kidney injury (AKI) in patients and occlusion of renal blood flow is unavoidable ...

医学

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

新生児マウス脊髄圧縮損傷モデル

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

A Mouse Model for Laser-induced Choroidal Neovascularization

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) research. By administering targeted laser injury to the RPE and Bruch&#8217;s membrane, the procedure induces angiogenesis, modeling the hallmark pathology observed in neovascular AMD. 
First developed in non-human primates, the laser-induced CNV model has come to be implemented into many other species, the most recent of which being the mouse. Mouse experiments are advantageously more cost-effective, experiments can be executed on a much faster timeline, and they allow the use of various transgenic models. The miniature size of the mouse eye, however, poses a particular challenge when performing the procedure. Manipulation of the eye to visualize the retina requires practice of fine dexterity skills as well as simultaneous hand-eye-foot coordination to operate the laser. However, once mastered, the model can be applied to study many aspects of neovascular AMD such as molecular mechanisms, the effect of genetic manipulations, and drug treatment effects. 
The laser-induced CNV model, though useful, is not a perfect model of the disease. The wild-type mouse eye is otherwise healthy, and the chorio-retinal environment does not mimic the pathologic changes in human AMD. Furthermore, injury-induced angiogenesis does not reflect the same pathways as angiogenesis occurring in an age-related and chronic disease state as in AMD.
Despite its shortcomings, the laser-induced CNV model is one of the best methods currently available to study the debilitating pathology of neovascular AMD. Its implementation has led to a deeper understanding of the pathogenesis of AMD, as well as contributing to the development of many of the AMD therapies currently available.

Here, we present the mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) protocol, an experimental model that re-creates the vascular hallmarks of neovascular age-related macular degeneration (AMD). Once mastered, it can reliably and effectively induce CNV as a model system to test various experimental measures.

レーザ誘起脈絡膜血管新生のためのマウスモデル

The mouse laser-induced choroidal neovascularization (CNV) model has been a crucial mainstay model for neovascular age-related macular degeneration (AMD) ...

A Mouse Model of Single and Repetitive Mild Traumatic Brain Injury

Mild Traumatic Brain Injury (mTBI) can result in the acute loss of brain function, including a period of confusion, a loss of consciousness (LOC), focal neurological deficits and even amnesia. Athletes participating in contact sports are at high risk of exposure to large number of mTBIs. In terms of the level of injury in a sporting athlete, a mTBI is defined as a mild injury that does not cause gross pathological changes, but does cause short-term neurological deficits that are spontaneously resolved. Despite previous attempts to model mTBI in mice and rats, many have reported gross adverse effects including skull fractures, intracerebral bleeding, axonal injury and neuronal cell death. Herein, we describe our highly reproducible animal model of mTBI that reproduces clinically relevant symptoms. This model uses a custom made pneumatic impactor device to deliver a closed-head trauma. This impact is made under precise velocity and deformation parameters, creating a reliable and reproducible model to examine the mechanisms that contribute to effects of single or repetitive concussive mTBI.

Athletes absorb several hundred mild traumatic brain injuries (mTBI)/concussions every year; however, the consequence of these on the brain is poorly understood. Therefore, an animal model of single and repetitive mTBI that consistently replicates clinically relevant symptoms provides the means to advance the study of mTBI and concussion.

片性および反復性軽度外傷性脳損傷のマウスモデル

Mild Traumatic Brain Injury (mTBI) can result in the acute loss of brain function, including a period of confusion, a loss of consciousness (LOC), focal ...

Puncture-Induced Iris Neovascularization as a Mouse Model of Rubeosis Iridis

We describe a model of puncture-induced iris neovascularization as a general model for noninvasive evaluation of angiogenesis. The model is also relevant for targeting neovascular glaucoma, a sight-threatening complication of diabetic retinopathy. This method is based on the induction of iris vascular response by a series of self-sealing uveal punctures on BALB/c mice and takes advantage of the postpartum maturation of mouse ocular vasculature. Mouse pups undergo uveal punctures from postnatal day 12.5, when the pups naturally open their eyes, until postnatal day 24.5. Due to the transparency of the cornea, iris vasculature can be analyzed easily through time by noninvasive in vivo methods. Furthermore, the semitransparent iris of BALB/c mice can be flatmounted for detailed immunohistologic analysis with minimal non-specific background staining. In this model, angiogenesis is mainly driven by the inflammatory and plasminogen activating systems. The puncture-induced model is the first to induce iris neovascularization in small rodents, and has the advantage of allowing direct noninvasive in vivo analysis of the angiogenic process. Moreover, the model can be combined with angiogenic modulating substances, which highlights its potential in the study of angiogenesis with an in vivo perspective.

Iris neovascularization, a common complication of ischemic retinal disease, may lead to sight-threatening neovascular glaucoma. Here, we describe a murine protocol for inducing experimental iris neovascularization that may be used for noninvasive evaluation of angiogenesis-modulating substances.

虹彩ルベオーシスのマウス モデルとして虹彩新生血管を穿刺誘発

We describe a model of puncture-induced iris neovascularization as a general model for noninvasive evaluation of angiogenesis. The model is also relevant ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

ワイヤー図法を使用してマウスの腸間膜動脈の等尺性収縮力測定

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Corneal Epithelial Abrasion with Ocular Burr As a Model for Cornea Wound Healing

The murine cornea provides an excellent model to study wound healing. The cornea is the outermost layer of the eye, and thus is the first defense to injury. In fact, the most common type of eye injury found in clinic is a corneal abrasion. Here, we utilize an ocular burr to induce an abrasion resulting in removal of the corneal epithelium in vivo on anesthetized mice. This method allows for targeted and reproducible epithelial disruption, leaving other areas intact. In addition, we describe the visualization of the abraded epithelium with fluorescein staining and provide concrete advice on how to visualize the abraded cornea. Then, we follow the timeline of wound healing 0, 18, and 72 h after abrasion, until the wound is re-epithelialized. The epithelial abrasion model of corneal injury is ideal for studies on epithelial cell proliferation, migration and re-epithelialization of the corneal layers. However, this method is not optimal to study stromal activation during wound healing, because the ocular burr does not penetrate to the stromal cell layers. This method is also suitable for clinical applications, for example, pre-clinical test of drug effectiveness.

This protocol describes a method to inflict an abrasion to the ocular surface of the mouse, and to follow the wound healing process thereafter. The protocol takes advantage of an ocular burr to partially remove the surface epithelium of the eye in anaesthetized mice.

角膜上皮摩耗眼はりのモデルとして角膜創傷治癒

The murine cornea provides an excellent model to study wound healing. The cornea is the outermost layer of the eye, and thus is the first defense to ...

A Novel Approach to Monitoring Graft Neovascularization in the Human Gingiva

Laser speckle contrast imaging (LSCI) is a novel method for measuring superficial blood perfusion over large areas. Since it is non-invasive and avoids direct contact with the measured area, it is suitable for monitoring blood flow changes during wound healing in human patients. Vestibuloplasty is periodontal surgery to the oral vestibule, aiming to restore vestibular depth with simultaneous enlargement of the keratinized gingiva. In this special clinical case, a split thickness flap was elevated at the first upper premolar and a xenogenic collagen matrix was adapted to the resulting recipient bed. LSCI was used to monitor the re- and neovascularization of the graft and the surrounding mucosa for one year. A protocol is introduced for the correct adjustment of microcirculation measurement in the oral mucosa, highlighting difficulties and possible failures.
The clinical case study presented demonstrated that &#8212; following the appropriate protocol &#8212; LSCI is a suitable and reliable method for following up microcirculation in a healing wound in the human oral mucosa and gives useful information on graft integration.

This study introduces a protocol for measuring microcirculation in human oral mucosa by laser speckle contrast imaging. The monitoring of wound healing after vestibuloplasty combined with a xenogenic collagen graft is presented on a clinical case.

ひと歯肉移植血管新生を監視への新しいアプローチ

Laser speckle contrast imaging (LSCI) is a novel method for measuring superficial blood perfusion over large areas. Since it is non-invasive and avoids ...

Blood Circuit Reconstruction in an Abdominal Mouse Heart Transplantation Model

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the established technique for a modified blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal heart transplantation model is presented. This method uses the intrathoracic inferior vena cava (IIVC) instead of the pulmonary artery of the donor heart for the anastomosis to the inferior vena cava of the recipient. It is facilitating and improving success rates for abdominal heart transplantation in mice.

A novel technique for blood circuit reconstruction in a heterotopic abdominal mouse heart transplantation model is demonstrated.

腹部マウス心臓移植モデルにおける血液回路再建

The surgical technique of heterotopic abdominal heart transplantation in mice is a standard model for research in transplantation immunology. Here, the ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

片側性腎虚血再灌流傷害の有効マウスモデル

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...