The authors want to thank Dr. Tadmiri Venkatesh for his encouragement to prepare this manuscript, Dova Brenman and Selwyn Chui for their constructive comments, Elyssa Burg and Wayne Rasband for designing the macro in ImageJ for all interfly distances and for nearest neighbor distances. The authors also want to thank the reviewers for their constructive comments.
A.A.A, M.C.C. and A.F.S were responsible for research design; S.N.J., A.A.A, M.N., Z.R., and A.J.M. performed the experiments. A.A.A, M.N., A.J.M. and M.C.C and A.F.S. analyzed the data; A.R.M. and A.F.S. wrote the manuscript.
This work was supported by PSC-CUNY research awards, jointly funded by The Professional Staff Congress and The City University of New York to A.F.S.; by internal funding from Western University to A.F.S.; by a Mathematics, Biology, Chemistry, and Geology majors scholarship for teachers-in-training and by a Louis Stokes Alliance for Minority Participation scholarship to A.A.A.

사내 만든 1. 장비 및 시약 (다른 사람을위한 재료의 목록을 참조하십시오) <ol><li> 이전 8 설명한 바와 같이 초파리 차가운 마취 장치를 준비합니다. </li><li> 이전 13 설명 ​​된대로 플라이 흡인기를 준비합니다. </li><li> 사회적 공간 챔버와 홀더를 준비합니다. <ol><li> 주문 또는 사회적 공간 실을 만드는 데 유리 창 아크릴 스페이서를 확인합니다. 각 사회 공간 챔버는 0.3 cm의 두께로, 16.5 cm, 8.9 cm의 염기의 높이, 두 직각 삼각형 아크릴 스페이서 ((0.3 cm의 두께로, 17.6 cm하여 17.6 cm) 개의 사각형 유리창 이루어져 ) 및 2 개의 직사각형 구역 (0.3 cm의 1.5 cm 두께 의한 9cm) (도 1a). </li><li> 이도 1b에 챔버와 동일하도록 유리 및 아크릴 사회적 공간 챔버를 조립한다. 이렇게하려면하도록 유리의 한 광장 창 상단에 하나의 삼각형 스페이서 평면 배치하여 시작 직각삼각형 스페이서의 사각형 패널의 모서리 중 하나에 정렬됩니다. 다음으로, 제 1 삼각형 스페이서를 미러링, 광장 창의 상단에있는 두 번째 삼각형 스페이서 평면을 배치합니다. 참고 : 당신의 손에서 오일과 향기와 조각을 오염되지 않도록 장갑을 착용해야합니다. </li><li> 이 적용되지 않습니다 창의 측면을 따라 광장 창의 상단에 평평한 두 개의 작은 사각형 스페이서를 놓습니다. 정사각형 평면 위에 아크릴 스페이서는 이제 삼각형 경기장을 형성한다. </li><li> 이 아래 유리의 원래 창 위에 정렬되도록 아크릴 스페이서의 상단에 유리의 두 번째 사각형 창을 배치합니다. </li><li> 사회적 공간 챔버를 형성하기 위해 함께 창 및 스페이서를 확보하기 위해 네 개의 바인더 클립을 사용합니다. 유리 창 내부를 확보, 삼각형 스페이서의 각각의 긴 측면을 통해, 코너 근처에 하나의 클립을 놓습니다. 이 같은 측면에서, 그들을 확보, 직사각형 스페이서의 각을 통해, 인접한 모서리에 클립을 배치유리 창쪽으로. </li><li> 지원 스탠드와 사회적 공간 챔버는 작업 표면 위에 가장자리에 달려있다 클램프, 수직 위치에서 사회적 공간 챔버를 유지하도록 플라스크 클램프를 조립합니다. </li><li> 실험에서 각각의 반복은, 사회적 공간 챔버를 조립하고 서 지원합니다. </li></ol></li><li> 테스트 파리의 등반 능력을 확인하는 등반 분석 응답 장치를 준비합니다. <ol><li> 이전에 14,15을 설명한 바와 같이, 역류 장치를 사용합니다. </li></ol></li><li> 흰색 벤치 커버 및 흰색 배경 앞에 덮여 작업 표면에서 실험을 수행하여 균일 한 조명 조건을 확인하십시오. </li></ol> 2. 실험 전에 파리를 준비 <ol><li> 표준 초파리 들어있는 병에 파리가 음식을 비행 유지한다. 12 시간 빛 / 어둠주기에 25 ° C에서 배양 챔버에 보관하십시오. </li><li> 전자에 한 2 일 전xperiment, 수집 및 이전 8 설명한 바와 같이 섹스, 차가운 마취 파리. <ol><li> 에서 추위 마취 장치를 진정 -4 ° C ~. 장소는 50 ㎖의 플라스틱 튜브로 날아갑니다. 완전 파리가 움직이지 될 때까지 적어도 5 분 정도 기다린 절연 얼음 양동이에 얼음에 파리가 들어있는 플라스틱 튜브 잠수함. </li><li> 추위 마취 장치의 폴리에틸렌 시트에 파리를 놓습니다. 실온에서, 여성에서 남성을 분리 실체 현미경을 사용합니다. 표준 초파리를 포함하는 유리 병에, 그룹, 파리를 유지는 바이알 당 40 파리를 초과하지 않는 음식을 비행. </li></ol></li><li> 두 시간 실험 시작 전에 실험이 수행 될 실내의 온도가 24 ~ 25 ° C 사이이고 습도가 약 50 %임을 확인. </li><li> 음식을 포함하는 새로운 유리 병에 파리를 전송하고, 실험이 수행 될 작업 표면에 2 시간 동안 배치합니다. 참고 :이 experimen 들어TS, 사용 된 플라이 균주 초파리 균주했다 : 1118 와트, 고사 10 (또는 W - 광저우 - S에 10 회 outcrossed 1118 원) 광저우 - 특수 또는 광저우-S (CS), 오레곤과 사마르 칸트 파리는 우리의 실험실에서 모든했다 주식 (16); 엘우드 파리는 롱 아일랜드, 뉴욕, 미국 8, 헌팅턴의 엘우드 인근에서 2011 년 가을에 수집되었다. 달리 규정하는 경우 외에, 제시된 결과는 광저우-S는 (빨간색의 그늘에서) (으)로 운항하는 항공사로 얻었다. </li></ol> 3. 실험 수행 <ol><li> (- 빛의 발병 후 시간의 시간 - Zeitgeber 시간 ZT 4의 7) 오후 12시부터 ​​오후 3시까지 실험을 수행합니다. </li><li> 파리의 전송을위한 사회적 공간 챔버를 준비합니다. <ol><li> 당신의 몸에 가장 가까운 직사각형 스페이서를 포함하는면, 작업 표면에 사회적 공간 실 평면을 배치합니다. </li><li> O 제거네브라스카의 몸 가까운 클립은 직사각형 스페이서 사이에 약 1cm의 간격을 생성, 바깥쪽으로 한 직사각형 스페이서를 밀어 넣습니다. </li><li> 테이프 및 마커를 사용하여, 성별, 변형, 반복 번호 상단 모서리에있는 사회적 공간 챔버 레이블을 붙입니다. 내부 삼각형 경기장의 일부를 커버하지 않는 테이프를 보장하기 위해주의하십시오. </li></ol></li><li> 사회적 공간 챔버에 파리를 전송합니다. <ol><li> 전송 새, 빈 유리 병에 음식을 포함하는 자신의 병에서 파리. 대기음은 빈 유리 병에서 날아와 사회적 공간 챔버로 전송합니다. <ol><li> 흡입기의 끝으로 파리를 그려 흡입. 사회적 공간 챔버의 직사각형 스페이서 사이에 1cm 간격으로 팁을 놓고 내부 삼각형 무대로 파리를 강제로 일정한 속도로 숨을 내쉬고. </li><li> 즉시 내부 삼각형 분야의 기반을 폐쇄, 제자리에 다시 직사각형 스페이서를 밀어 다시에 바인더 클립을 배치합니다. </li></ol></lI&gt; </ol></li><li> 실험 일이 일어나는 경우는 다른 벤치에있는 두근 두근 패드에서 직사각형 스페이서가 바닥면에이되도록 직립 사회적 공간 챔버를 개최합니다. 모든 파리를 보장하기 위해 파운드 세 번 경기장의 바닥에 떨어졌다. 참고 : 파리는 바닥에 떨어진하기 위해 장치의 보안 유지를 유지하면서 작은 챔버 크기 (그림 1D)의 바깥으로 튀어 나와 아크릴 스페이서, 작업 표면에 팔꿈치를 세게 인해. </li><li> 타이머를 시작합니다. </li><li> 작업 표면에 사회적 공간 챔버를 놓고 수직을 유지하기 위해 지원 스탠드와 플라스크 클램프를 사용합니다. 내부 삼각형 경기장의 모든 부분을 커버하는 자 또는 사회적 공간 챔버에 평평하게 알려진 길이의 스티커가 아닌 놓습니다. <ol><li> 수평 위치 실험을 위해, 지지대의 사회적 공간 실을 배치하지 마십시오; 대신 작업 표면에 사회적 공간 실 평면을 배치. </li></oL&gt; </li><li> 파리이 정착되면, 일반적으로 약 30 분 후, 사회적 공간 챔버의 사진을 촬영. 프레임이 전체 내부 삼각형 경기장, 통치자, 및 레이블이 포함되어 있는지 확인합니다. </li><li> 각각의 유전자형과 조건 (이상적으로 3 내부 복제 및 3 독립적 인 반복)에 대한 실험을 반복합니다. </li></ol> 4. 사회 공간 데이터를 분석 <ol><li> ImageJ에 17에서 다음과 같은 매크로를 가져옵니다 <ol><li> ImageJ에 여기에 있습니다 : http://rsbweb.nih.gov/ij/. </li><li> 당신은 매크로 하위 폴더에, 이름을 &#39;Measure_Distances.txt&#39;ImageJ에 / 플러그인 폴더에 파일에 아래의 매크로를 저장하고, 도움말&gt; 업데이트 메뉴 명령을 사용하여 플러그인 메뉴에서 &#39;측정 거리&#39;명령을 만들 수 있습니다. &#39; </li><li> .txt를 복사 보충 데이터를 제공하고, 원래 3 년에 출판 된 매크로 파일. </li></ol></li><li> 컴퓨터에 사진을 업로드 한 pictu을 엽니 다ImageJ에를 사용하고. <ol><li> 의 스티커를 위해 (동일한 방법을 그림에 눈금자 1cm 마크에 0cm에서 선을 그려 규모를 생성하고 분석 탭에서, 그 거리를 1cm의 규모를 설정하는 설정 스케일 기능을 선택 알려진 길이). 사진에 스케일을 적용하기 전에 글로벌 옵션을 선택합니다. </li><li> 가능한 한 그림의 나머지 부분만큼을 제거하는 동안, 그것은 파리 모두 포함하도록 이미지 탭에서 자르기 기능을 사용하여 사진을 자릅니다. </li><li> 이미지 탭에서 유형 옵션에서 8 비트를 선택하여 사진이 흑백으로합니다. </li><li> 이미지 탭의 조정 옵션에 임계 값 기능으로 이동하여 사진의 모든 배경 잡음을 제거합니다. 강화 또는 각각의 플라이의 본체 명확 화상의 다른 표시없이 볼 수 있도록 대비를 제거하는 슬라이더를 끌어. 되지 파리 아르 표시가있는 경우, 직사각형 도구들을 캡처하고이를 삭제. </li><li> 설정분석 탭에서 설정 측정 도구를 사용하여 측정. 지역, 질량, 무게 중심의 센터 및 표시 라벨을 선택합니다. 다음으로, 분석 입자가 파리를 대표하는 모든 검은 반점의 번호 매기기 목록을 만들 분석 탭에서 기능을 선택합니다. <ol><li> 때 입자를 분석하여, 세트 크기 0.01-0.1 (픽셀 단위를 선택하지 마십시오) 원형 0.00-1.00; 쇼 윤곽; 결과를 표시하고 관리자로 추가 할 수 있습니다. </li><li> 각각의 검은 점 (각 입자가) 원래 사진에 번호 매기기 목록을 비교하여, 원본 사진에있는 파리의 정확한 표현이 있는지 확인합니다. 참고 : 함께 매우 가까운 일부 파리는 하나의 입자로 간주되는 경우, 수동으로 바이너리 이미지에있는 두 개의 파리를 분리하는 흰색 선을 그립니다. </li></ol></li><li> EA에서, CM에, 거리를 포함하는 새로운리스트를 생성하기 위해 플러그인 탭에서 두 번째 매크로 옵션 아래 목록 거리 매크로 -리스트를 선택한 상태에서, 가장 가까운 이웃를 사용채널 자신의 가장 가까운 이웃에 도착. </li></ol></li><li> ImageJ에에서 가장 가까운 이웃 거리를 복사하여 스프레드 시트 프로그램의 컬럼에 붙여 넣습니다. <ol><li> 같은 스프레드 시트에 각 반복에서 모든 데이터를 컴파일하고 유전자형과 조건에 의해 구성 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 통계 소프트웨어를 사용하여 데이터 분석을 수행한다. 이 실험에서, 그래프 패드 프리즘 (에서라도의 버전 6, 그래프 패드 소프트웨어, 샌디에고 캘리포니아 미국, www.graphpad.com)는 일원 분산 분석하고, 크루스 칼 - 월리스 테스트, Tukey에의 및 둔넷 (Dunnet) 사후 검사를 실시 하였다. </li><li> 거리의 분포 비 파라 메트릭 분포 한 다음, 데이터는 상자와 Tukey에 수염 (특이점을 제거하기 위해)으로 표현된다. </li></ol> 5. 등반 분석 (제어 동작) <ol><li> 능력 14,15,18 등반 테스트 파리에 대조군으로 등반 분석을 사용합니다. <ol><li> 역류 장치를 사용되도록 세 가지 시험의 C병렬로 실행. </li></ol></li><li> 반대 위치에 신선한 빈 유리 병으로 역류 장치의 맨 아래에있는 1 차, 3 차에 100 순진한 파리 세 가지 테스트 튜브에 (이전에 테스트되지 않은 파리), 그 스냅로 전송 (50)와 마지막 슬롯. </li><li> 장치의 맨 아래에있는 빈 슬롯에 신선한, 빈 유리 병을 놓습니다. </li><li> 실험을 개시하기 위해, 모든 파리는 각 튜브의 아래쪽이되도록, 상기 장치를 세 번 눌러 내려. </li><li> 15 초 동안 타이머 시작 (상단 유리 병에 도달 3-7 일 이전 광저우-S의 ~ 100 % 충분한 시간을 - 그림 3F 참조). </li><li> 하나의 슬롯에 의해 상부 튜브를 변위, 역류 장치의 상부 부분을 밀어. </li><li> 바닥 유리 병에있는 모든 파리를 가지고, 아래로 장치를 활용하여 파리를 수집합니다. <ol><li> 1 차 및 2 차 튜브 (또는 3 번째, 4 번째, 5 번째 </s&gt; 6 일)까지 상단에 도달하지 않은 파리와 상단 유리 병에 도달 파리에 각각 해당합니다. </li></ol></li><li> 성능 지수 (PI)를 계산합니다. <ol><li> 각각의 유리 병에 파리의 수를 계산합니다. </li><li> PI는 상부 튜브에 오를 수 파리의 비율입니다. </li><li> PI의 수단은 정규 분포 (1)를 수행하고, 데이터는 평균 (SEM)에 평균 플러스 또는 마이너스 표준 오차의 열 그래프로 표시됩니다. 주 : 또는, PI는 이전 파리위한 하부 바이알 (의 상부에 도달 할 수 파리의 비율로 계산 될 수는, 5 초 12 일 이전에 감염된 감염된 비 사이 능력 등반 차이를 정량화하기에 충분한 시간이다 스틸 사진에서 정량화 광저우-S : 결과를 참조). 다른 사람들은 또한 능력 19-22 등반 정량화하기 적합한 놀라게 유발 부정 geotaxis 성능의 다른 조치를 사용하고 있습니다. </li></ol></li></ol>

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B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single+population+of+olfactory+sensory+neurons+mediates+an+innate+avoidance+behaviour+in+Drosophila.">A single population of olfactory sensory neurons mediates an innate avoidance behaviour in Drosophila.</a> Nature. 431, 854-859 (2004).</li><li>Helfrich-Fo&#776;rster, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+control+of+morning+and+evening+components+in+the+activity+rhythm+of+Drosophila+melanogaster.--Sex-specific+differences+suggest+a+different+quality+of+activity.">Differential control of morning and evening components in the activity rhythm of Drosophila melanogaster.--Sex-specific differences suggest a different quality of activity.</a> J. Biol. Rhythms. 15, 135-154 (2000).</li><li>Fujii, S., Krishnan, P., Hardin, P. E., Amrein, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nocturnal+male+sex+drive+in+Drosophila.">Nocturnal male sex drive in Drosophila.</a> Curr Biol. 17, 244-251 (2007).</li><li>Pellegrino, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Weather+forecasting+by+insects:+modified+sexual+behaviour+in+response+to+atmospheric+pressure+changes.">Weather forecasting by insects: modified sexual behaviour in response to atmospheric pressure changes.</a> PLoS One. 8, e75004 (2013).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

이 프로토콜에서, 사회적 공간의 정량화에 대한 자세한 절차는 설명했다. 실험을 보장하기 위해 몇 가지 중요한 단계는 성공 : 1) 청소 및 2) 파리 전에 적어도 일일를 수집하고 확인 장치의 내부 챔버 떨어져 자신의 오일과 향을 유지하기 위해, 장치를 설정할 때 항상 장갑을 사용 실험이 차가운 마취 미치는 영향을 줄이기 위해, 3) 실험 전에 2 시간이 파리 굶어되지 않고, 자신을 청소 한 보장하기 ...

사회적 상호 작용은 전체적으로 그룹 내의 개인의 적절한 발달과 건강에 매우 중요하며, 이러한 초파리 (Drosophila의 melanogaster의) 5,6- 같은 단순한 유기체 인간 (호모 사피엔스)에서, 다수의 종에 걸쳐 관찰 될 수있다. 청각, 시각, 후각, 촉각, 또는 맛보기 : 개별 초파리 또는 인간 공유 일반적인 방법은 감각이다는 이러한 상호 작용 동안 정보를 처리합니다. 우리와 다른 사람은 사회적 상호 작용에 진화 될 수 관련된 신경 세포 및 유전자 (7)을 보존하는 행동 반응의 기초가 잠재적으로 공유 neurocircuitry이 있다는 가설. 초기 상호 작용이 발생되면, 상호 작용하는 개인들 사이의 사회적 공간 것 중 하나 증가 (사회 회피 8) 또는 감소 (그룹 형성 / 통합 5). 더 복잡한 상호 작용은 침략 또는 구애처럼, 다음 자리를 차지할 수 있습니다. 1-4,9에서 사용 된 초파리 melanogaster의 안정적 그룹 사회적 상호 작용을 평가하기 위해, 간 비행 거리, 또는 사회적 공간을 정량화 간단한 프로토콜을 설명한다. 사회적 공간 플라이 가장 가까운 인접 열 사이의 거리의 측정 값을 의미한다. 사회 공간은 D의 특정 인구에 대한 일치 실험 조건 (약 1-2 본체 내의 길이를 평균) 보존, 및 개별 분리가 1로 유지되고있는 경우 증가 파리의 소셜 체험에 대하여 변화된다 melanogaster의. 적당한 비전 고전 취기 또는 CVA 인식 한 정상적인 사회 거리를 유지하기 위해 필요한 것이 아니라. 사회적 공간의 측정은 이렇게 될 수 있습니다사회적 상호 작용을 분석 및 D의 사회적 행동을 정량화 할 수있는 진단 도구로 사용 melanogaster의 1. 우리는이 정량을 수행하고, 어느 정도 공통의 실험 변수는이 동작에 영향을 미치는 방법에 대한 자세한 여기에 대해 설명합니다. 범위 - - 수행 사회적 공간에 영향을 우리는 상기 분석이 수행되는 챔버뿐만 아니라 초파리의 수의 방향을 보여준다. 그것은 이전에 실 형상은 파리 11, 12의 자발적인 탐구 운동에 영향을 미치는 것으로 나타났다, 그들이 정착하기로 결정 곳이 현상은 궁극적으로 영향을 미칠 수 있습니다. 그러나, 긴 비행 밀도 (플라이 / ㎠) 및 챔버 방향으로 동일하게 유지되어, 파리의 사회적 공간은 일정하게 유지된다. 이 분석의 견고성은 독립된 실험실 WH의 돌연변이에 의해 표시된 결과를 복제 할 수있는 다른 챔버 크기, 형상을 이용하여, 자세는 사실에 의해 설명된다증가, 사회적 공간이다 ITE 유전자 (눈의 색소 침착에 영향을 미치는), (1 수직 삼각형 또는 수평 원을, 3의 공기 흐름과 수평 광장). 우리 수컷, 암컷은 아니지만, 상기 이격 밤인지를 보여 우리의 결과는 또한, 사회적 공간 실험이 수행되는 시간을 유지하는 결과의 일관성에 결정적임을 나타낸다. 그러나, 낮과 저녁 시간 사이에 보이는 차이는 파리의 활동의 차이에 기인하지 않고, 우리는 사회적 공간과 관련되지 않은 활동 수준을 나타내는 인수에 대해 설명합니다. 마지막으로, 거기에 흰색 돌연변이로 표시된 바와 같이 사회적 공간의 결정에 유전 적 토대는 이미 1,3를 설명하고, 우리가 여기서 제시 파리의 여러 근친 및 자연산 균주의 차이. 따라서, 이러한 분석은 우수한 공구 F를 만든다또는 유전의 효과뿐만 아니라 환경 적 요인을 연구.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Stereo Zoom Microscope&#160;</td>
			<td>Nikon&#160;&#160;</td>
			<td>SMZ-645</td>
			<td>Any other standard scope for fly handling would work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brushes&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>for pushing flies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jazz-mix</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>33545</td>
			<td>any other standard drosophila food would work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mini-Alarm Timer/Stopwatch</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Sharpie pens</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adhesive Tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium size binder clips</td>
			<td>Staples</td>
			<td></td>
			<td>to hold the chambers together: 1-1/4&#34; (32mm) medium clips with 5/8&#34; capacity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small SupportStands</td>
			<td>Carolina&#160;</td>
			<td>707161</td>
			<td rowspan="2">to hold the chambers in a vertical orientation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buret clamps</td>
			<td>Carolina</td>
			<td>707362</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Camera</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>&#160;Coolpix S8000&#160;</td>
			<td>to take the still pictures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small ruler</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to be able to scale the picture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>trifold board and white bench cover</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to provide a white background, and a homogeneous light.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pounding pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any mouse pad works.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prism 6</td>
			<td>GraphPad Software Inc.</td>
			<td>Prism 6 for Mac OS X</td>
			<td>Any statistical analysis software with t-test, one-way and two ANOVA would work</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

conditions affecting social space in drosophila melanogaster

또는 다른 작은 곤충 - - 간단한 방식으로 기재되어있는 사회적 공간 분석은 초파리 melanogaste 연구 사회적 상호 작용을 정량화하는데 사용될 수있다. 우리는 이전에 1 있듯이, 이차원 챔버에서는 먼저, 꽉기를 형성 파리 강제이어서 이들을 서로 그들의 바람직한 거리를 취하도록 허용한다. 파리에 정착 한 후, 우리는 무료 온라인 소프트웨어 (ImageJ에)와 정지 화면을 처리하는, 가장 가까운 이웃 (사회 공간)까지의 거리를 측정한다. 잠재적 교란 요인 제어하면서 가장 가까운 이웃 거리의 분석은 연구자들이 사회적 상호 작용에 대한 유전 적 및 환경 적 요인의 영향을 결정하도록 허용한다. 이러한 등반 능력, 일, 섹스의 시간, 파리의 수와 같은 다양한 요인, 파리의 사회적 간격을 수정할 수 있습니다. 따라서 우리는 이러한 교란 효과를 완화하기 위해 실험 컨트롤 시리즈을 제안한다. 이 분석 할 수적어도 두 가지 목적으로 이용 될 수있다. 첫째, 연구자들은 (예 : 분리, 온도, 스트레스 나 독소 등) 자신이 좋아하는 환경 변화가 사회 간격 1,2에 영향을 줄 방법을 결정할 수 있습니다. 둘째, 연구자들은 사회적 행동 1,3의 기본적인 형태의 유전 적, 신경 토대를 해부 할 수 있습니다. 구체적으로, 우리는 인간 4 자폐증 후보 유전자와 같은 다른 생물체에 사회적 행동에 관여하는 것으로 생각 orthologous 유전자의 역할을 연구하기 위해 진단 도구로 사용된다.

사회적 공간 챔버는 초파리의 사회적 행동을 정량화하는 도구로 사용될 수있다. 아크릴 스페이서 및 유리 창은 많은 잠재적 혼동 큐의 존재없이 안정한기를 형성 할 수 날아간 이차원 영역을 제공 경기장 내부 삼각형을 형성하도록 함께 클립핑된다. 파리는 수직 분야로 전송되면, 그들은 아래로 도청 됨으로써 깜짝, 그들은 탈출 동작으로 응답되어 부정적인 geotaxis. 그들은 꽉 그룹으로 강?...

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Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

사회적 공간에 영향을 미치는 조건<em&gt; 초파리</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

conditions-affecting-social-space-in-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

12.0K 조회수.  University of Western Ontario. The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

비디오: Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

곤충의 단일 Sensillum 레코딩 Drosophila melanogaster과 아노 펠 레스 gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

연구

신경과학

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

의 이스케이프 문제의 Optogenetic의 자극<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

의 자발적인 운동 활성의 결정<em&gt; 초파리</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

사회 회피의 정량화에 대한 간단한 분석<em&gt; 초파리</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

의 Mechanosensation에 대한 행동 분석 클론의 MARCM은 기반<em&gt; 초파리</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

대한 꼴 경로 길이 프로토콜<em&gt; 노랑 초파리</em&gt; 애벌레

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

모세관 공급 분석은 식품 섭취를 측정<em&gt; 노랑 초파리</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, reductionist, and scalable system for in-depth investigation of motivation using the mating drive of male Drosophila&#160;melanogaster (Drosophila), the methods for which we detail here. The behavioral paradigm centers on the finding that male mating drive decreases alongside fertility over the course of repeated copulations and recovers over ~3 d. In this system, the powerful neurogenetic tools available in the fly converge with the genetic accessibility and putative wiring diagram available for sexual behavior. This convergence allows rapid isolation and interrogation of small neuronal populations with specific motivational functions. Here we detail the design and execution of the satiety assay that is used to measure and alter courtship motivation in the male fly. Using this assay, we also demonstrate that low male mating drive can be overcome by stimulating dopaminergic neurons. The satiety assay is simple, affordable, and robust to influences of genetic background. We expect the satiety assay to generate many new insights into the neurobiology of motivational states.

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

This article describes a behavioral assay that uses male mating drive in Drosophila melanogaster to study motivation. Using this method, researchers can utilize advanced fly neurogenetic techniques to uncover the genetic, molecular, and cellular mechanisms that underlie this motivation.

측정과 남성의 변경 결합 드라이브<em&gt; 노랑 초파리</em

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

초파리 멜라노가스터에서 학습 유발 시냅스 가소성의 생체 내 광학 칼슘 이미징

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

초파리에 대한 미세호흡계 적응 - CASK 돌연변이 대사에 대한 통찰력

Measuring O2 Consumption in Drosophila melanogaster Using Coulometric Microrespirometry

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable environment. A coulometric microrespirometer consists of an airtight chamber in which O2 is consumed and the CO2 produced by the organism is removed by an absorbent medium. The resulting pressure decrease triggers electrolytic O2 production, and the amount of O2 produced is measured by recording the amount of charge used to generate it. In the present study, the method has been adapted to Drosophila melanogaster tested in small groups, with the sensitivity of the apparatus and the environmental conditions optimized for high stability. The amount of O2 consumed by wildtype flies in this apparatus is consistent with that measured by previous studies. Mass-specific O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and known to be less active, was not different from congenic controls. However, the small size of CASK mutants resulted in a significant reduction in O2 consumption on a per-fly basis. Therefore, the microrespirometer is capable of measuring O2 consumption in D. melanogaster, can distinguish modest differences between genotypes, and adds a versatile tool for measuring metabolic rates.

저자 스포트라이트: Drosophila melanogaster 및 사막 적응 딱정벌레에 대한 온도의 영향 

Coulometric respirometry is ideal for measuring the metabolic rate of small organisms. When adapted for Drosophila melanogaster in the present study, measured O2 consumption was within the range reported for wildtype D. melanogaster by previous studies. Per-fly O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and less active, was significantly lower than the wildtype.

전기량 미세호흡계를 사용한 초파리 멜라노가스터의O2 소비량 측정

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable ...