The authors want to thank Dr. Tadmiri Venkatesh for his encouragement to prepare this manuscript, Dova Brenman and Selwyn Chui for their constructive comments, Elyssa Burg and Wayne Rasband for designing the macro in ImageJ for all interfly distances and for nearest neighbor distances. The authors also want to thank the reviewers for their constructive comments.
A.A.A, M.C.C. and A.F.S were responsible for research design; S.N.J., A.A.A, M.N., Z.R., and A.J.M. performed the experiments. A.A.A, M.N., A.J.M. and M.C.C and A.F.S. analyzed the data; A.R.M. and A.F.S. wrote the manuscript.
This work was supported by PSC-CUNY research awards, jointly funded by The Professional Staff Congress and The City University of New York to A.F.S.; by internal funding from Western University to A.F.S.; by a Mathematics, Biology, Chemistry, and Geology majors scholarship for teachers-in-training and by a Louis Stokes Alliance for Minority Participation scholarship to A.A.A.

In-house düzenlendi 1. Ekipman ve Reaktifler (Diğerleri için malzemeler gör Liste) <ol><li> Daha önce 8 açıklandığı gibi bir Drosophila soğuk anestezi cihazı hazırlayın. </li><li> Daha önce 13 açıklandığı gibi bir sinek aspiratör hazırlayın. </li><li> Sosyal uzay odaları ve tutucular hazırlayın. <ol><li> Sipariş veya sosyal alan odaları oluşturmak için cam bölmeleri ve akrilik ayırıcılar yapmak. Her sosyal alanı bölmesi 0.3 cm kalınlığında, 16.5 cm, 8,9 cm bir bazın bir yüksekliğe sahip, iki dik üçgen akrilik aralayıcılar ((0,3 cm kalınlığında, 17.6 cm 17,6 cm) bir, iki kare cam bölmeden oluşur ) ve iki dikdörtgen alanlar (0,3 cm kalınlığında 1,5 cm 9 cm) (Şekil 1A). </li><li> Bu Şekil 1 B &#39;de bölme ile aynıdır, öyle ki cam ve akrilik sosyal alan bölmesini monte edin. Bunu yapmak için, öyle ki cam bir kare bölmesinin üstüne bir üçgen boşluk düz koyarak başlamak dik açıÜçgen aralama kare bölmesinde köşelerinden biri ile uyumludur. Sonraki ilk üçgen ayırıcı yansıtma, kare bölmesinin üstündeki ikinci üçgen boşluk düz yerleştirin. NOT: elinden yağlar ve kokuları ile parçaları kontamine etmeyecek şekilde eldiven giymek emin olun. </li><li> Kapsamında değildir bölmesinin yan tarafı boyunca, kare bölmesinin en düz iki küçük dikdörtgen ayırıcılar yerleştirin. Kare düzlemin üstünde akrilik ayırıcılar şimdi üçgen arenada oluşturmalıdır. </li><li> Aşağıda cam orijinal bölmesinin üzerinde hizalanacak şekilde, akrilik aralama üstünde cam bir ikinci kare bölme yerleştirin. </li><li> Sosyal uzay odasını oluşturmak üzere bir araya bölme ve ara sabitleyen dört bağlayıcı klipleri kullanın. Cam bölmeler içinde onları güvence üçgen aralama her uzun kenarı boyunca, köşeye yakın tek klibi yerleştirin. Bu aynı tarafta, onları güvence dikdörtgen aralama her aşkın, bitişik köşede bir klip yerleştirmekCamların yan. </li><li> Bir destek standı ve sosyal alan odasının çalışma yüzeyinin üstünde onun kenarında dinlendiği gibi kelepçe, dik konumda sosyal alan odasını koruyacaktır böyle bir şişeye kelepçe birleştirin. </li><li> Deneyde her tekrarı için bir sosyal alan odasını montajı ve durmak destekliyoruz. </li></ol></li><li> Test sineklerin tırmanma yeteneği kontrol etmek için bir tırmanma tahlil yanıt cihazı hazırlayın. <ol><li> Daha önce 14,15 tarif edildiği gibi, bir karşı cihazı kullanın. </li></ol></li><li> Beyaz tezgah kapağı ve beyaz zemin önünde kaplı bir çalışma yüzeyine deney yaparak homojen aydınlatma koşulları sağlamak. </li></ol> 2. Deney öncesi Sinekler hazırlanması <ol><li> Standart Drosophila içeren şişelerde sinekler yiyecek sinek koruyun. 12 saat aydınlık / karanlık döngüsünde 25 ° C&#39;de bir kuluçka bölmesinde muhafaza edin. </li><li> E Bir iki gün önceXperiment, toplamak ve daha önce 8 açıklandığı gibi cinsiyet, soğuk anestezi altında uçuyor. <ol><li> Soğuk anestezi cihazı Chill -4 ° C. Yeri 50 ml&#39;lik plastik tüplere uçar. Tamamen sinekler hareketsiz olmak için en az 5 dakika bekleyiniz, yalıtılmış bir buz kovası, buz içine sinekler içeren plastik tüpler daldırın. </li><li> Soğuk anestezi cihazının polietilen levha üzerine sinekler yerleştirin. Oda sıcaklığında, kadınlarda gelen erkeklerin ayırmak için Stereomikroskopta kullanın. Standart Drosophila içeren şişeler içinde, gruplar halinde, sinekler koruyun flakon başına 40 sinekleri aşmayan, gıda sinek. </li></ol></li><li> İki saat deney başlamadan önce, deney gerçekleştirilir oda sıcaklığı 24-25 ° C arasındadır ve nem yaklaşık olarak% 50 olduğundan emin olun. </li><li> Gıda içeren yeni şişe içine sinekler aktarın ve deney yapılacaktır çalışma yüzeyine 2 saat koyun. NOT: Bu experimen içints, kullanılan sinek suşları Drosophila melanogaster suşları vardı: 1118 w, Cs 10 (veya W - Kanton-S 10 kez çaprazlanırlar 1118 w) Kanton-Özel veya Kanton-S (CS), Oregon ve Semerkand sinekler laboratuvarımızda tüm vardı hisse senetleri 16; Elwood sinekler Long Island, New York, ABD 8, Huntington Elwood Mahallesi&#39;nde Sonbahar 2011&#39;de toplanmıştır. Aksi belirtilmediği zaman dışında, sunulan sonuçlar Kanton-S (kırmızı tonlarında) uçar ile elde edilmiştir. </li></ol> 3. Deneme Sahne <ol><li> (- Işık başladıktan sonra saat zaman - Zeitgeber zamanlı ZT 4 ila 7) 12 pm ve 3 saatleri arasında deney yapın. </li><li> Sinekler transferi için sosyal alan odasını hazırlayın. <ol><li> Vücudunuza yakın dikdörtgen aralayıcıları içeren tarafı, bir çalışma yüzeyine bir sosyal alan kamara düz yerleştirin. </li><li> O Kaldırne vücudunuzun en yakın klip ve dikdörtgen spacers arasında yaklaşık 1 cm boşluk yaratarak, dışarıya tek dikdörtgen ayırıcı kaydırın. </li><li> Bandı ve kalem kullanarak, cinsiyet, gerginlik ve tekrar sayısı ile bir üst köşede sosyal alan odasını etiket. İç üçgen arenada kısmını kapsamaz bandı sağlamak için özen gösterin. </li></ol></li><li> Sosyal uzay odasına sinekler aktarın. <ol><li> Aktarım, yeni, boş bir şişe içine gıda içeren flakon kendi uçar. Aspire boş şişeye uçar ve sosyal alan odasına aktarabilirsiniz. <ol><li> Aspiratör ucu içine sinekler çizmek Nefes. Sosyal uzay odasının dikdörtgen aralama arasında 1 cm boşluk içine ucu yerleştirin ve iç üçgen arenaya sinekler zorlamak için tutarlı bir oranda nefes verin. </li><li> Hemen iç üçgen arena tabanını kapanış yerine geri dikdörtgen ayırıcı kaydırın ve tekrar bağlayıcı klibi yerleştirin. </li></ol></li&gt; </ol></li><li> Deneysel çalışmalar gerçekleştiği yerlerdir farklı bankta bulunan bir vurma pedi, üzerinde, dikdörtgen aralama alt tarafta olduğu gibi dik sosyal alan odasını tutun. Tüm sinekler sağlamak için Sterlini üç kez arena altına düşmüş. NOT: sinekler altına düştüğü sağlamak için aparat güvenli bir tutuş korurken küçük odacık boyutu (Şekil 1D) dışarı çıkmış akrilik ayırıcı için çalışma yüzeyinin üzerine dirseklerinizi patlama nedeniyle. </li><li> Bir zamanlayıcı başlatın. </li><li> Çalışma yüzeyine sosyal alan odasına yerleştirin ve dik tutmak için destek standı ve şişe kelepçe kullanın. İç üçgen alanda herhangi bir bölümünü kaplayan bir cetvel ya da sosyal alan odasına karşı düz bilinen uzunlukta bir etiket değil, yerleştirin. <ol><li> Yatay konumlandırılmış deneyler için, destek stand sosyal alan odasına koymayın; yerine çalışma yüzeyine sosyal alan kamara düz yatıyordu. </li></ol&gt; </li><li> Sinekler yerleşti zaman genellikle yaklaşık 30 dakika sonra, sosyal alan odasının bir resim çekmek. Çerçeve tüm iç üçgen arena, cetvel ve etiketi içerdiğinden emin olun. </li><li> Her genotip ve durum (ideal 3 dahili çoğaltır ve 3 bağımsız tekrarlar) için deney tekrarlayın. </li></ol> 4. Sosyal Uzay Veri Analizi <ol><li> ImageJ 17 aşağıdaki makrolar alma <ol><li> ImageJ buradan ulaşabilirsiniz: http://rsbweb.nih.gov/ij/. </li><li> Makro alt adlı &#39;Measure_Distances.txt&#39; ImageJ / plugins klasöründeki bir dosyaya aşağıdaki makro kaydetme ve Yardım&gt; Güncelleme Menüler komutunu kullanarak Eklentiler menüsünden, bir &#39;Ölçü Mesafeler&#39; komutunu oluşturabilirsiniz. &#39; </li><li> Bir .txt kopya ek veriler verilmektedir ve ilk 3&#39;te yayınlanan makro dosyası. </li></ol></li><li> Bir bilgisayara resim yüklemek ve bir pictu açınImageJ kullanarak yeniden. <ol><li> Etiketinde için (aynı yaklaşımı resimde cetvel üzerinde 1 cm işaretleri 0 cm bir çizgi çizerek bir ölçek oluşturmak ve Analiz sekmesi altında, o mesafe için 1 cm&#39;lik bir ölçek ayarlamak için Set Ölçek özelliğini seçin Bilinen uzunluk). Resim ölçeği uygulamadan önce Küresel seçeneği seçin. </li><li> Mümkün olduğunca resmin geri kalanı kadar çıkarırken, bu sinek tümünü içerir böyle Görüntü sekmesi altında Kırpma özelliğini kullanarak resim kırpın. </li><li> Görüntü sekmesi altında Tipi seçeneğinden 8-bit seçerek resim siyah ve beyaz yapın. </li><li> Görüntü sekmesinin ayarla seçeneği altında Eşik özelliği giderek resimden tüm arka plan gürültü çıkarın. Geliştirmek veya her sineğin beden imajı açıkça başka işaretler olmadan görülebilir böylece kontrast kaldırmak için sürgüleri sürükleyin. Değil sinekler olan işaretler varsa, dikdörtgen aracı ile onları yakalamak ve onları silin. </li><li> Yı kurAnaliz sekmesi altında Set Ölçümleri aracını kullanarak ölçümler. Alan, Kütle, Geometrik Merkezi ve Görüntü Etiket seçin. Ardından, analiz Parçacıklar sinekler temsil tüm siyah noktalar numaralı bir liste oluşturmak için Analiz sekmesi altında özelliğini seçin. <ol><li> Tüm parçacıkların analiz kullanılarak set boyutu 0,01-0,1 (piksel birimi seçin DEĞIL); dairesellik 0,00-1,00; göstermek özetliyor; sonuçlarını görüntülemek ve yöneticiye ekleyin. </li><li> Her kara nokta (her parçacık) orijinal resme numaralı liste karşılaştırarak, orijinal resimde olan sinekler doğru bir temsilidir olduğundan emin olun. NOT: birbirine çok yakın olan bazı sinekler tek parçacık olarak sayılmasına, el ikili görüntüde iki sinekler ayırmak için beyaz bir çizgi çizin. </li></ol></li><li> Ea dan, cm, mesafeleri içeren yeni bir liste oluşturmak için Eklentiler sekmesinde ikinci Makro seçeneği altında Liste Mesafeler makro - liste seçili iken, En Yakın Komşu kullanınch kendilerine en yakın komşusu uçmak. </li></ol></li><li> ImageJ en yakın komşu mesafeleri kopyalayın ve elektronik tablo programı sütuna yapıştırın. <ol><li> Aynı e-tabloya üzerine her tekrar tüm verileri derlemek ve genotip ve durumuna göre düzenliyoruz. </li></ol></li><li> İstatistiksel yazılımı kullanarak veri analizi yapın. Bu deneyde, Graph Pad Prism (MacOSX sürüm 6, GraphPad Yazılım, San Diego California USA, www.graphpad.com) tek yönlü ANOVA ve Kruskal Wallis Testleri, Tukey en ve Dunnet Post-Hoc testleri yürütmek için kullanılmıştır. </li><li> Mesafeler dağılımı olmayan bir parametrik dağılımı 1 izler ve veri kutusu ve Tukey bıyıkları (outliers ortadan kaldırmak için) olarak temsil edilmektedir. </li></ol> 5. Tırmanma Testi (Kontrol Davranışı) <ol><li> Yeteneği 14,15,18 tırmanma testi sinekler bir kontrol olarak bir tırmanma tahlil kullanın. <ol><li> Karşı akım cihazı kullanın şekilde üç deneme cBir paralel çalıştırılabilir. </li></ol></li><li> Karşıt konumlarda taze boş şişeleri ile karşı akım aparatı dibinde 1., 3 rd içine 100 naif sinekler üç farklı test şişelerde (daha önce test edilmemiş sinekler) ve bunları ek Transfer 50 ve son yuvaları. </li><li> Aparatın altındaki boş yuvalara taze, boş şişeleri yerleştirin. </li><li> Denemeyi başlatmak için, bütün sinekler her tüpün dibinde öyle ki, aygıtına üç kere aşağı dokunun. </li><li> 15 saniye Sayacı başlat (üst flakon ulaşmaya 3-7 gün eski Kanton-S ~% 100 için yeterli zaman - Şekil 3F bakınız). </li><li> Bir yuva ile üst şişeleri yerini almaya, karşı-akım cihazının üst kısmını kaydırın. </li><li> Alt şişelerde tüm sinekler getirmek için aşağı aparatı dokunarak sinekler toplayın. <ol><li> 1 ve 2. tüpleri (veya 3 ve 4., 5. </s&gt; ve 6 th) kontör ulaşamadı sinekler ve üst şişe ulaştı sinekler sırasıyla gelmektedir. </li></ol></li><li> Performans Endeksi (PI) hesaplayın. <ol><li> Her flakon sineklerin sayısını. </li><li> PI üst tüp tırmanmak mümkün sinekler yüzdesidir. </li><li> PI araçları normal dağılıma 1 izleyin ve veri ortalama (SEM) ile ortalama artı veya eksi standart hata sütun grafikleri olarak temsil edilmektedir. NOT: Alternatif olarak, PI eski sinekler için alt flakon (üst kısmını ulaşmak mümkün sinekler yüzdesi olarak hesaplanır, 5 sn 12 gün eski enfekte enfekte olan ve olmayan arasındaki yeteneği tırmanma fark ölçmek için yeterli zaman Hareketsiz bir resimden miktarı Kanton-S: sonuçlarını görmek). Diğerleri de yeteneği 19-22 tırmanma ölçmek için uygun irkilme-kaynaklı olumsuz geotaxis performans farklı tedbirler, kullandık. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Simon, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+assay+to+study+social+behavior+in+Drosophila.:+measurement+of+social+space+within+a+group.">A simple assay to study social behavior in Drosophila.: measurement of social space within a group.</a> Genes Brain Behav. 11, 243-252 (2012).</li><li>Kaur, K., Simon, A. F., Chauhan, V., Chauhan, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effect+of+bisphenol+A+on+the+behavior+of+Drosophila+melanogaster.+-+Potential+use+of+Drosophila+as+a+model+in+the+study+of+neurodevelopmental+disorders.">Effect of bisphenol A on the behavior of Drosophila melanogaster. - Potential use of Drosophila as a model in the study of neurodevelopmental disorders.</a> Behavioural Brain Research. , (2015).</li><li>Burg, E. D., Langan, S. T., Nash, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+social+clustering+is+disrupted+by+anesthetics+and+in+narrow+abdomen+ion+channel+mutants.">Drosophila social clustering is disrupted by anesthetics and in narrow abdomen ion channel mutants.</a> Genes Brain Behav. 12, 338-347 (2013).</li><li>Wise, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+autism+candidate+gene+Neurobeachin+(Rugose)+mutants+in+Drosophila+exhibit+neuro-developmental+disorders,+aberrant+synaptic+properties,+altered+locomotion,+impaired+adult+social+behavior+and+activity+patterns.">The autism candidate gene Neurobeachin (Rugose) mutants in Drosophila exhibit neuro-developmental disorders, aberrant synaptic properties, altered locomotion, impaired adult social behavior and activity patterns.</a> J Neurosci. , 1-9 (2015).</li><li>Parrish, J. K., Edelstein-Keshet, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complexity,+pattern,+and+evolutionary+trade-offs+in+animal+aggregation.">Complexity, pattern, and evolutionary trade-offs in animal aggregation.</a> Science. 284, 99-101 (1999).</li><li>Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Social+interactions+in+&#8216;&#8216;simple&#8217;&#8217;+model+systems.">Social interactions in &#8216;&#8216;simple&#8217;&#8217; model systems.</a> Neuron. 65, 780-794 (2010).</li><li>Rittschof, C. C., Robinson, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genomics:+moving+behavioural+ecology+beyond+the+phenotypic+gambit.">Genomics: moving behavioural ecology beyond the phenotypic gambit.</a> Animal Behaviour. 92, 263-270 (2014).</li><li>Fernandez, R. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Straightforward+assay+for+quantification+of+social+avoidance+in+Drosophila+melanogaster.">Straightforward assay for quantification of social avoidance in Drosophila melanogaster.</a> JoVE. (94), e52011 (2014).</li><li>Hahn, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monogenic+heritable+autism+gene+neuroligin+impacts+Drosophila.+social+behaviour.">Monogenic heritable autism gene neuroligin impacts Drosophila. social behaviour.</a> Behav Brain Res. 252, 450-457 (2013).</li><li>Mogilner, A., Edelstein-Keshet, L., Bent, L., Spiros, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutual+interactions,+potentials,+and+individual+distance+in+a+social+aggregation.">Mutual interactions, potentials, and individual distance in a social aggregation.</a> J Math Biol. 47, 353-389 (2003).</li><li>Liu, L., Davis, R. L., Roman, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exploratory+activity+in+Drosophila+requires+the+kurtz+nonvisual+arrestin.">Exploratory activity in Drosophila requires the kurtz nonvisual arrestin.</a> Genetics. 175, 1197-1212 (2007).</li><li>Soibam, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Open-field+arena+boundary+is+a+primary+object+of+exploration+for+Drosophila.">Open-field arena boundary is a primary object of exploration for Drosophila.</a> Brain Behav. 2, 97-108 (2012).</li><li>Ejima, A., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ch.+30.">Ch. 30.</a> Drosophila Neurobiology - A laboratory Manual., Ch. , 475-481 (2010).</li><li>Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavioral+mutants+of+Drosophila+melanogaster.+isolated+by+countercurrent+distribution.">Behavioral mutants of Drosophila melanogaster. isolated by countercurrent distribution.</a> PNAS. 58, 1112-1119 (1967).</li><li>Connolly, J. B., Tully, T., Roberts, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila:+A+practical+approach.">Drosophila: A practical approach.</a> 1, 265-317 (1998).</li><li>Simon, A. F., Shih, C., Mack, A., Benzer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Steroid+control+of+longevity+in+Drosophila+melanogaster.">Steroid control of longevity in Drosophila melanogaster.</a> Science. 299, 1407-1410 (2003).</li><li>Rasband, W. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> ImageJ. , (1997).</li><li>Simon, A. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila,+vesicular+monoamine+transporter+mutants+can+adapt+to+reduced+or+eliminated+vesicular+stores+of+dopamine+and+serotonin.">Drosophila, vesicular monoamine transporter mutants can adapt to reduced or eliminated vesicular stores of dopamine and serotonin.</a> Genetics. 181, 525-541 (2009).</li><li>Barone, M. C., Bohmann, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+neurodegenerative+phenotypes+in+Drosophila+.dopaminergic+neurons+by+climbing+assays+and+whole+brain+immunostaining.">Assessing neurodegenerative phenotypes in Drosophila .dopaminergic neurons by climbing assays and whole brain immunostaining.</a> JoVE. (74), e50339 (2013).</li><li>Ali, Y. O., Escala, W., Ruan, K., Zhai, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assaying+locomotor,+learning,+and+memory+deficits+in+Drosophila.+models+of+neurodegeneration.">Assaying locomotor, learning, and memory deficits in Drosophila. models of neurodegeneration.</a> JoVE. , e2504 (2011).</li><li>Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+iterative+negative+geotaxis+(RING):+a+new+method+for+assessing+age-related+locomotor+decline+in+Drosophila.">Rapid iterative negative geotaxis (RING): a new method for assessing age-related locomotor decline in Drosophila.</a> Exp Gerontol. 40, 386-395 (2005).</li><li>Simon, A. F., Liang, D. T., Krantz, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+decline+in+behavioral+performance+of+Drosophila+melanogaster.+with+age.">Differential decline in behavioral performance of Drosophila melanogaster. with age.</a> Mech Ageing Dev. 127, 647-650 (2006).</li><li>Khalil, S., Jacobson, E., Chambers, M. C., Lazzaro, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systemic+bacterial+infection+and+immune+defense+phenotypes+in+Drosophila+melanogaster.">Systemic bacterial infection and immune defense phenotypes in Drosophila melanogaster.</a> JoVE. , (2015).</li><li>Fernandez, R. W., Akinleye, A. A., Nurilov, M., Rouzyi, Z., Simon, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> , (2013).</li><li>Suh, G. S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+single+population+of+olfactory+sensory+neurons+mediates+an+innate+avoidance+behaviour+in+Drosophila.">A single population of olfactory sensory neurons mediates an innate avoidance behaviour in Drosophila.</a> Nature. 431, 854-859 (2004).</li><li>Helfrich-Fo&#776;rster, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+control+of+morning+and+evening+components+in+the+activity+rhythm+of+Drosophila+melanogaster.--Sex-specific+differences+suggest+a+different+quality+of+activity.">Differential control of morning and evening components in the activity rhythm of Drosophila melanogaster.--Sex-specific differences suggest a different quality of activity.</a> J. Biol. Rhythms. 15, 135-154 (2000).</li><li>Fujii, S., Krishnan, P., Hardin, P. E., Amrein, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nocturnal+male+sex+drive+in+Drosophila.">Nocturnal male sex drive in Drosophila.</a> Curr Biol. 17, 244-251 (2007).</li><li>Pellegrino, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Weather+forecasting+by+insects:+modified+sexual+behaviour+in+response+to+atmospheric+pressure+changes.">Weather forecasting by insects: modified sexual behaviour in response to atmospheric pressure changes.</a> PLoS One. 8, e75004 (2013).</li></ol>

The authors declare that they have no competing financial interests.

Bu protokol, sosyal alan ölçümü için detaylı bir prosedür tarif edilmiştir. Denemeyi sağlamak için bazı önemli adımlar başarılı şunlardır: 1) temizlik ve 2) sinekler önce en az bir gün toplanır sağlamak, aparatın iç odasının kapalı kendi yağlar ve kokular tutmak, aparat kurarken hep eldiven kullanın Deney soğuk anestezi olası etkilerini azaltmak için, 3) deneyden önce 2 saat sinekleri hasret değil, kendilerini temizlemiş sağlamak için taze gıda içeren yeni şişeleri sağlamak, 4) ...

Sosyal etkileşimler, bir bütün olarak, bir grup içindeki bireylerin doğru gelişmesi ve sağlığı için çok önemlidir ve bu meyve sinekleri (Drosophila melanogaster) 5,6 olarak basit organizmalar için insanlarda (Homo sapiens) dan, çok sayıda türler arasında görülebilir. Işitsel, görsel, koku, dokunma, tatma veya: Tek bir meyve sineği ya da insan payı ortak araçlar duyusal o olsun bu etkileşimler sırasında bilgi, işlemek için. Biz ve diğerleri sosyal etkileşimler ve evrimsel olabilir ilgili nöronal hücreleri ve genler 7 korunmuş olduğu davranışsal tepkileri altında yatan potansiyel ortak neurocircuitry olduğunu varsayımında. İlk etkileşim meydana geldi sonra, etkileşim, bireyler arasındaki sosyal alan olacak, ya bir artış (sosyal kaçınma 8) veya azaltmak (grup oluşumu / yığılması 5). Daha karmaşık etkileşimler, saldırganlık ya da kur gibi, o zaman gerçekleşebilir. <p class = &quot;jove_content&quot;&gt; sofistike araçlar ve yöntemler, ne zaman ve eğitim büyük yatırımlar ne güçlü bir analitik araç haline toplumsal davranışın bu basit formu ölçmek için gereklidir. Burada, aşağıdaki çalışmalarda 1-4,9 kullanılan, Drosophila melanogaster stabil gruplarında sosyal etkileşim değerlendirmek arası uçucu mesafe veya sosyal alan nicelleştiren basit bir protokol açıklar. Sosyal alan sinek ve en yakın komşusu 10 arasındaki mesafe bir ölçüsü anlamına gelir. Sosyal alan D. verilen nüfus için tutarlı deneysel koşullar (yaklaşık 1-2 içinde vücut uzunluklarının ortalama) korunmuş ve bireysel izolasyonu 1 muhafaza edilmiş ise artan sineklerin sosyal deneyim açısından farklılık vardır melanogaster. Doğru görme, klasik koku veya SVO algı 1 normal bir sosyal mesafeyi korumak için gerekli değil ama. Sosyal alan ölçüsü böylece olabilirSosyal etkileşimleri analiz ve D&#39;de sosyal davranışı ölçmek için bir tanı aracı olarak kullanılan melanogaster 1.. Biz bu ölçümü gerçekleştirmek için, ve ne ölçüde ortak deneysel değişkenler bu davranışını etkileyen nasıl ayrıntılarıyla burada açıklamak. Bir ölçüde - - yapılacak sosyal alan etki Biz deney gerçekleştirilir boşluğun yanı sıra, sineklerin sayısı yönü göstermektedir. Daha önce kamara geometri sinekler 11,12 spontan keşif hareketi etkilediği gösterilmiştir ve onlar yerleşmeye karar nerede bu fenomen sonuçta etkileyebilir. Ancak, sürece sinek yoğunluğu (sinek / cm 2) ve bölme yönelim aynı tutulur, sineklerin sosyal alan da sabit kalır. Bu testte sağlamlığı bağımsız laboratuvarlar wh mutantlar tarafından görüntülenen sonucu çoğaltabilirsiniz farklı odacık boyutlarını, şeklini kullanarak ve oryantasyon gerçeği ile gösterilmektedirbir artış, sosyal alan olan ite geni (göz pigmentasyon etkileyen), (1 dikey üçgen veya yatay daire, 3, hava akımı ile yatay kare). Biz erkekler değil, kadınlar, daha da ayrı akşamları olduğunu göstermektedir Bizim sonuçları, sosyal alan deney yapıldığı zaman muhafaza sonuçların tutarlılığı açısından son derece önemli olduğunu göstermektedir. Ancak, gündüz ve akşam saatleri arasında görülen farklar sineklerin faaliyet farklılıklara bağlı değildir ve sosyal alanı ile ilişkili olmadığını aktivite düzeylerini gösteren argümanları tartışmak. Son olarak, beyaz mutant tarafından belirtildiği gibi toplumsal alanın belirlenmesi genetik temelleri şimdiden 1,3 tarif vardır, ve biz burada sunuyoruz sinekler çeşitli kendilenmiş ve vahşi yakalanmış suşlar arasındaki farklar. Bu nedenle, bu deney, mükemmel bir araç f yaparveya genetik etkilerini yanı sıra çevresel faktörleri araştırmak.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Stereo Zoom Microscope&#160;</td>
			<td>Nikon&#160;&#160;</td>
			<td>SMZ-645</td>
			<td>Any other standard scope for fly handling would work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brushes&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>for pushing flies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jazz-mix</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>33545</td>
			<td>any other standard drosophila food would work</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mini-Alarm Timer/Stopwatch</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;Sharpie pens</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adhesive Tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Medium size binder clips</td>
			<td>Staples</td>
			<td></td>
			<td>to hold the chambers together: 1-1/4&#34; (32mm) medium clips with 5/8&#34; capacity</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small SupportStands</td>
			<td>Carolina&#160;</td>
			<td>707161</td>
			<td rowspan="2">to hold the chambers in a vertical orientation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buret clamps</td>
			<td>Carolina</td>
			<td>707362</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital Camera</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>&#160;Coolpix S8000&#160;</td>
			<td>to take the still pictures</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small ruler</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to be able to scale the picture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>trifold board and white bench cover</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>to provide a white background, and a homogeneous light.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pounding pad</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>any mouse pad works.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Prism 6</td>
			<td>GraphPad Software Inc.</td>
			<td>Prism 6 for Mac OS X</td>
			<td>Any statistical analysis software with t-test, one-way and two ANOVA would work</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

conditions affecting social space in drosophila melanogaster

Ya da diğer küçük böcekler - - basit bir şekilde burada açıklanan sosyal alan tahlil Drosophila melanogaste r sosyal etkileşimlerini ölçmek için kullanılabilir. Daha önce 1 gösterdiği gibi, iki boyutlu bir oda içinde, ilk önce, sıkı bir grubu oluşturmak için sinekler kuvvet, daha sonra, birbirlerinden kendi tercih edilen mesafe almaya izin verir. Sinekler yerleşmiş sonra, biz ücretsiz çevrimiçi yazılımları (ImageJ) ile statik bir resim işleme, yakın komşuya (veya sosyal alan) mesafeyi ölçün. Potansiyel karıştırıcı faktörlerin kontrol altında tutarken en yakın komşusu mesafe analizi, araştırmacılar sosyal etkileşim üzerine genetik ve çevresel faktörlerin etkilerini belirlemek için izin verir. Böyle tırmanma yeteneği, gün, cinsiyet zaman ve sinek sayısı gibi çeşitli faktörler, sineklerin sosyal aralığı değiştirebilirsiniz. Böylece bu karıştırıcı etkilerini azaltmak amacıyla deneysel kontrollerin bir dizi öneriyorum. Bu tahlil canen az iki amaçlar için kullanılabilir. İlk olarak, araştırmacılar (örneğin izolasyon, sıcaklık, stres veya toksinler gibi) sevdikleri çevresel vardiya sosyal aralığı 1,2 nasıl etkileyeceğini belirleyebilirsiniz. İkincisi, araştırmacılar sosyal davranış 1,3 bu temel formu genetik ve sinirsel temellerini incelemek olabilir. Özellikle, bu tür insanlarda 4 otizm için aday genlerin gibi diğer organizmalar, sosyal davranış dahil olmak üzere düşünce orthologous genlerin rolünü araştırmak için bir tanı aracı olarak kullanılır.

Sosyal uzay odasının Drosophila melanogaster sosyal davranışlarını ölçmek için bir araç olarak kullanılabilir. Akrilik aralama ve cam levhalar birçok potansiyel karıştırıcı ipuçlarının olmaksızın stabil grupları oluşturabilirler uçan olan bir iki boyutlu alanı sağlayan bir iç üçgen arena oluşturmak üzere birlikte kırpılır. Sinekler dikey arenada transfer edildiğinde, onlar aşağı vurdu edilerek ürküyor ve onlar bir kaçış davranışı ile cevap vardır: Negatif geotaxis...

Watch this Scientific Journal Video about Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster at JoVE.com

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Sosyal Space Etkileyen Koşullar<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

conditions-affecting-social-space-in-drosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

12.0K Görüntüleme.  University of Western Ontario. The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Video: Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Böcekler Tek Sensillum Kayıtlar Drosophila melanogaster Ve Anofel gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Nörobilim

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Yılında Escape Davranış Optogenetic Uyarım<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Olarak spontan lokomotor aktivitenin belirlenmesi<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Sosyal Kaçınma Niceleme için Basit Testi<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Arasında Mechanosensation için bir davranış tahlilinde klonlarda MARCM tabanlı<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral variation. The larval path-length assay was developed to measure individual differences in foraging behavior that were later linked to the foraging gene. Larval path-length is an easily scored trait that facilitates the collection of large sample sizes, at minimal cost, for genetic screens. Here we provide a detailed description of the current protocol for the larval path-length assay first used by Sokolowski. The protocol details how to reproducibly handle test animals, perform the behavioral assay and analyze the data. An example of how the assay can be used to measure behavioral plasticity in response to environmental change, by manipulating feeding environment prior to performing the assay, is also provided. Finally, appropriate test design as well as environmental factors that can modify larval path-length such as food quality, developmental age and day effects are discussed.

Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

için yiyecek arama yolu uzunluğu Protokolü<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Larva

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of the right type and quantity of food therefore has a major influence on quality of life. Research on feeding behavior focuses on the underlying processes that ensure actual feeding and unravels the role of factors regulating internal energy homeostasis and the neuronal bases of decision-making. The model organism Drosophila melanogaster, with its great variety of genetically traceable tools for labeling and manipulating single neurons, allows mapping of neuronal networks and identification of molecular signaling cascades involved in the regulation of food intake. This report demonstrates the CApillary FEeder assay (CAFE) and shows how to measure food intake in a group of flies for time spans ranging from hours to days. This easy-to-use assay consists of glass capillaries filled with liquid food that flies can freely access and feed on. Food consumption in the assay is accurately determined using simple measurement tools. Herein we describe step-by-step the method from setup to successful execution of the CAFE assay, and provide practical examples to analyze the food intake of a group of flies under controlled conditions. The reader is guided through possible limitations of the assay, and advantages and disadvantages of the method compared to other feeding assays in D. melanogaster are evaluated.

The CApillary FEeder Assay Measures Food Intake in Drosophila melanogaster

The CApillary FEeder (CAFE) assay is a simple, budget-friendly, highly reliable method for investigating mechanisms underlying food intake. Used with the highly versatile genetic model organism Drosophila melanogaster, it provides a powerful means of gaining new insights into regulatory mechanisms of food intake.

Kılcal Besleyici Testi Gıda Alımını içinde Tedbirler<em&gt; Drosophila melanogaster</em

For most animals, feeding is an essential behavior for securing survival, and it influences development, locomotion, health and reproduction. Ingestion of ...

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, reductionist, and scalable system for in-depth investigation of motivation using the mating drive of male Drosophila&#160;melanogaster (Drosophila), the methods for which we detail here. The behavioral paradigm centers on the finding that male mating drive decreases alongside fertility over the course of repeated copulations and recovers over ~3 d. In this system, the powerful neurogenetic tools available in the fly converge with the genetic accessibility and putative wiring diagram available for sexual behavior. This convergence allows rapid isolation and interrogation of small neuronal populations with specific motivational functions. Here we detail the design and execution of the satiety assay that is used to measure and alter courtship motivation in the male fly. Using this assay, we also demonstrate that low male mating drive can be overcome by stimulating dopaminergic neurons. The satiety assay is simple, affordable, and robust to influences of genetic background. We expect the satiety assay to generate many new insights into the neurobiology of motivational states.

Measuring and Altering Mating Drive in Male Drosophila melanogaster

This article describes a behavioral assay that uses male mating drive in Drosophila melanogaster to study motivation. Using this method, researchers can utilize advanced fly neurogenetic techniques to uncover the genetic, molecular, and cellular mechanisms that underlie this motivation.

Ölçme ve Male Değiştirme Çiftleşme Sürücü<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Despite decades of investigation, the neuronal and molecular bases of motivational states remain mysterious. We have recently developed a novel, ...

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. Learning-induced changes in synaptic transmission are often distributed across many neurons and levels of processing in the brain. Therefore, methods to visualize learning-dependent synaptic plasticity across neurons are needed. The fruit fly Drosophila melanogaster represents a particularly favorable model organism to study neuronal circuits underlying learning. The protocol presented here demonstrates a way in which the processes underlying the formation of associative olfactory memories, i.e., synaptic activity and their changes, can be monitored in vivo. Using the broad array of genetic tools available in Drosophila, it is possible to specifically express genetically encoded calcium indicators in determined cell populations and even single cells. By fixing a fly in place, and opening the head capsule, it is possible to visualize calcium dynamics in these cells whilst delivering olfactory stimuli. Additionally, we demonstrate a set-up in which the fly can be subjected, simultaneously, to electric shocks to the body. This provides a system in which flies can undergo classical olfactory conditioning - whereby a previously na&#239;ve odor is learned to be associated with electric shock punishment - at the same time as the representation of this odor (and other untrained odors) is observed in the brain via two-photon microscopy. Our lab has previously reported the generation of synaptically localized calcium sensors, which enables one to confine the fluorescent calcium signals to pre- or postsynaptic compartments. Two-photon microscopy provides a way to spatially resolve fine structures. We exemplify this by focusing on neurons integrating information from the mushroom body, a higher-order center of the insect brain. Overall, this protocol provides a method to examine the synaptic connections between neurons whose activity is modulated as a result of olfactory learning.

In Vivo Optical Calcium Imaging of Learning-Induced Synaptic Plasticity in Drosophila melanogaster

Here we present a protocol with which pre- and/or postsynaptic calcium can be visualized in the context of Drosophila learning and memory. In vivo calcium imaging using synaptically localized calcium sensors is combined with a classical olfactory conditioning paradigm such that the synaptic plasticity underlying this type of associative learning may be determined.

Drosophila melanogaster Öğrenme Kaynaklı Sinaptik Plastisite Vivo Optik Kalsiyum Görüntüleme

Decades of research in many model organisms have led to the current concept of synaptic plasticity underlying learning and memory formation. ...

Drosophila için Mikrorespirometrinin Uyarlanması - CASK Mutant Metabolizmasına İlişkin Görüşler

Measuring O2 Consumption in Drosophila melanogaster Using Coulometric Microrespirometry

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable environment. A coulometric microrespirometer consists of an airtight chamber in which O2 is consumed and the CO2 produced by the organism is removed by an absorbent medium. The resulting pressure decrease triggers electrolytic O2 production, and the amount of O2 produced is measured by recording the amount of charge used to generate it. In the present study, the method has been adapted to Drosophila melanogaster tested in small groups, with the sensitivity of the apparatus and the environmental conditions optimized for high stability. The amount of O2 consumed by wildtype flies in this apparatus is consistent with that measured by previous studies. Mass-specific O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and known to be less active, was not different from congenic controls. However, the small size of CASK mutants resulted in a significant reduction in O2 consumption on a per-fly basis. Therefore, the microrespirometer is capable of measuring O2 consumption in D. melanogaster, can distinguish modest differences between genotypes, and adds a versatile tool for measuring metabolic rates.

Yazar Spot Işığı: Sıcaklığın Drosophila melanogaster ve Çöle Adapte Böcekler Üzerindeki Etkisi 

Coulometric respirometry is ideal for measuring the metabolic rate of small organisms. When adapted for Drosophila melanogaster in the present study, measured O2 consumption was within the range reported for wildtype D. melanogaster by previous studies. Per-fly O2 consumption by CASK mutants, which are smaller and less active, was significantly lower than the wildtype.

Kulometrik Mikrorespirometri Kullanılarak Drosophila melanogaster'de O2 Tüketiminin Ölçülmesi

Coulometric microrespirometry is a straightforward, inexpensive method for measuring the O2 consumption of small organisms while maintaining a stable ...

Methods Article

Sosyal Space Etkileyen Koşullar