브루스 Bagwell (진실성 소프트웨어 하우스), Nadège Bercovici (IDM), Lizanne Breslin (Zynaxis 세포 과학 PTI 연구) : 저자는 특히 년 동안 이러한 방법의 개발에 자신의 기술 및 지적 공헌에 대한 다음 개인을 감사드립니다 브라이언 그레이 (PTI 연구), 월 피셔 (다트머스 의과 대학), 앨리스 Givan (다트머스 의과 대학), 베시 Ohlsson - 빌헬름 (SciGro 주식회사), 그리고 마리아 Waugh (다트머스 의과 대학). 또한 그림 2에 표시된 데이터를 생성 연간 연구 방법의 과정과 유동 세포 계측법의 응용에서 2006 년 Bowdoin 클래스를 감사드립니다. 유동 세포 계측법은 NIH 공유 악기 프로그램에서 장비 교부금의 일부에 설립 된 로즈웰 파크 암 연구소의 유동 세포 계측법 연구소에서 수행하고, 국가의 핵심 권한 부여 (5 P30 CA016056-29)의 지원을받는되었다암 로스웰 파크 암 연구소로, 그리고라고 Abramson 암 센터의 유동 세포 계측법 및 NIH 공유 악기 프로그램에서 장비 교부금의 일부에 설립 된 펜실베니아 대학의 셀 정렬 자원 연구소의 연구원, 그리고 NIH # 2P30에서 지원을받는 국립 암 연구소에서 CA016520. 도 3 및도 5에 도시 된 작품은 PTI 연구, 주식회사에게 수여 바이오 메디컬 이미징 및 생물의 국립 연구소 (NIBIB)에서 SBIR 보조금 EB00228에 의해 부분적으로 지원되었다

1. PKH26 셀 추적 염료와 일반 막 라벨링 (Ref. 25, 그림 1) <ol><li> 1.9 - 단계 1.1 무균 기술을 사용합니다. 혈소판 오염을 최소화하기 위해 최종 300 XG 스핀의 추가와 함께 실험실의 표준 방법을 사용하여 ~ 10 7 사람 말초 혈 mononuclear 세포 또는 림프구를 (hPBMC, hPBL) 준비합니다. 2 단계에서 사용하기 위해 500 μl 나누어지는을 (5x10 6 셀) 예약, 10 얼음에 HBSS 1%의 BSA와 장소에서 7 / ML에서 세포를 Resuspend. </li><li> 12 X 75mm 원뿔 폴리 프로필렌 관 장소 5x10 6 셀 (500 μl). 3.5 ML의 HBSS에 한 번 씻으십시오. 조심스럽게 잔류 유체의 더 이상 15-25보다 μl를두고 있지만, 세포를 제거 할 수 없습니다를 돌보는 표면에 뜨는을 대기음. 단계 1.4에서 2 배 세포 현탁액을 준비하려면이 튜브를 사용하십시오. </li><li> 단계 1.2에서 세척 셀 동안 12 X 75mm 원뿔 폴리 프로필렌 튜브에 희석제 C 라벨 차량의 0.5 ML을 (PKH26GL 키트에서) 추가 할 수 있습니다. 사립이 튜브를 사용하여단계 1.5에서 2 배 PKH26 솔루션입니다. </li><li> 단계 1.2에서 한물 세포 펠렛에 희석제 C 라벨 차량의 0.5 ML를 추가하고 단일 세포 현탁액 (2 배 세포)를 얻기 위해 3-4 회를 기음과 분배. 세포 생존과 복구를 줄일 수 있습니다 거품 형성과 혼합 과도한를 피하십시오. </li><li> 즉시 단계 1.4에서 2 배 세포 현탁액을 준비 후, 단계 1.3과 소용돌이에 준비 희석제 C 관에 에탄올에 1.0 MM PKH26 염색 가공 (PKH26GL 키트에서) 2.0 μl를 추가하여 2 배 (4 μM) 염료 솔루션을 준비 균일하게 분산. </li><li> 즉시 단계 1.5에서 2 배 염료 솔루션을 준비 후, 신속하게 배 염료 솔루션에 단계 1.4에서 2 배 세포 현탁액을 피펫 동시에 기음 완전히 염료에 세포를 분산하기 위해 3-4 회를 분배하지 않습니다.에 직접 1.0 밀리미터 염료를 추가 세포, 배 염료로 2 배 세포를 부어, 또는 vortexing하면서 염료를 배에 배 셀을 추가 할 수 있습니다. 착색 거의 즉시이기 때문에, 이러한 방법은 적은 얻을 수권장하는 방법보다 균일 한 농도 (그림 2). </li><li> 1 분 후, 열 inactivated 혈청 또는 셀 멤브레인에 염료 이해를 중지 할 수 HBSS 5퍼센트의 BSA의 1.0 ML를 추가합니다. 충분한 단백질을 사용하지 않으면 세척 단계에서 세포를 가지고 펠릿 수와 다른 세포의 의도 라벨을 일으킬는 실험에서 제시 염료 집계의 형성을 위험. 10% 열 inactivated 혈청 (CM) 또는 HBSS 1퍼센트 BSA와 매체가 정지 시약으로 사용되는 경우, 15 ML 원뿔 폴리 프로필렌 튜브에 얼룩 수행과 모든 흡착을 확보하기 위해 정지 시약 최소한 5.0 ML를 추가합니다 비법 염료. </li><li> 5 분의 라벨 세포를 원심 분리기 @ ~ 400 X g. 세포를 제거하지 않고 표면에 뜨는을 자세히 대기음. 잘 recentrifugation 전에 펠렛을 분산, CM 또는 HBSS 1%의 BSA 4 ML로 두 번 펠렛을 씻으십시오. 튜브 벽에 adsorbed 염료의 carryover를 최소화하고 세정 효율을 최대화하기 위해 Fi 접속 설비를 한 후 새로운 폴리 프로필렌 튜브에 세포를 전송첫 resuspension. 참고 : 적절하게 스테인드 세포 펠렛의 독특한 핑크 가미을 전시합니다. </li><li> 1.0 ML HBSS 하나의 %의 BSA에 씻은 세포 펠렛을 Resuspend. , 셀을 계산 셀 복구를 결정, 10 7 / ML의 최종 농도를 제공 볼륨을 조정할 수 있습니다. 주의 흡인으로, 세포 복구 ≥ 85%해야합니다. 세포 복구가 &lt;70% 경우, 더 진행하기 전에 원인을 결정한다. 2 단계에서 사용하기위한 얼음에 150 μl 나누어지는 (1.5x10 6 셀) 및 장소를 철회 할 수 있습니다. </li></ol> 2. 악기 및 분석 설정 컨트롤의 작성 (표 1) <ol><li> 1, 3, 4, 5, 7 다섯 1.8 ML Eppendorf 튜브의 각 단계에 1.1에서 저장 한 세포 현탁액에서 흠없는 세포의 나누어지는 50 μl (5x10 5). 2, 6, 8 : PKH26 POS의 세 관의 각 단계에 1.9 세포 나누어지는 50 μl (5x10 5). </li><li> 튜브 1-8로, 10 μl IgG 블록 (시약의 표를 참조 100 μg / IgG의 관을)를 추가그리고 주위 온도 (20-25 ° C)에서 10 분에 품다. </li><li> 포화 튜브 4, 5, 7 표 1에 나와있는 항체의 양 (이거 야), 그리고 8 추가 30 주위 온도에서 분, 빛으로부터 보호의 모든 샘플을 (튜브 1-8) 품다. </li><li> 모든 샘플에 HBSS 1%의 BSA의 1.5 ML를 추가 펠릿 원심 분리 (5 분 @ 400 XG)와주의 염원과 함께 HBSS 1퍼센트 BSA의 1.5 ML로 한 번 씻어하여 셀은 셀 손실을 방지합니다. </li><li> HBSS 1퍼센트의 BSA 500 μl 각 샘플을 Resuspend. 귀하의 cytometer에 분석 할 시료에 필요한 경우, 12 X 75mm 둥근 바닥 튜브로 전송할 수 있습니다. 표 1에 표시된대로 튜브 3, 6, 7, 8-100 μg / ML 7 AAD 작동 주식 매일 (시약의 표 참조) 10 μl를 추가합니다. 흐름 cytometer 설정 및 착색 확인 (3 단계)에서 사용하기 전에 30 분을 위해 얼음을 품다. </li></ol> 3. 흐름 Cytometer 설치 및 착색 확인 <ol><li> 있는지 확인 흐름 cytome적이 매일 품질 관리를위한 실험실의 설립 절차를 사용하여 제대로 작동합니다. 그 신호를 확인하는 것은 쉽게 사용할 수 있도록 각각의 스펙트럼 창에 감지하고, 검출기 응답이 확산 모니터링 14에 사용되는 창에서 강도를 신호에 비례 것을. 할 수 있습니다 </li><li> 선형 디스플레이 비늘을 사용하여 FSC 대 튜브 1 SSC 데이터를 수집. 림프구 인구가 점 음모의 왼쪽 하단 사분면에 속하는 각 검출기의 증폭 이러한 조정, 각 매개 변수에 오프 규모 없으며, 임계 값으로 인해 중단되지 않습니다. 3.7 - 3.3 단계의 모든 샘플 ungated FSC 대 SSC 데이터를 수집합니다. </li><li> 모든 4 형광 검출기에 대한 컬러 보상 및 로그 디스플레이 비늘을 사용하지, 튜브 1 데이터를 수집. / 더 셀 첫 번째 채널에 몇 축적되지과 규모에 흠없는 림프구의 autofluorescence을 배치 각 검출기의 높은 전압 (HV)를 조정합니다. 각 히스토그램에 대한 분석 경계를 설정흠없는 셀의 밝은 2 %에 해당. </li><li> 단계 3.2 3.3 년에 설립 어떤 색 보상 및 HV 설정을 사용하지, FSC, SSC와 모든 4 형광 감지기에서 신호를 수집, 튜브 2 데이터를 수집. PKH26 형광을 모니터링하는 데 사용되는 검출기를 들어, 마지막으로 채널에 몇 / 아니오 세포로, 모든 PKH26 POS 세포는 3 -4 번째 시대에서 하나의 대칭 정상으로 규모에 표시되는지 확인합니다. 거기에 여러 봉우리가 또는 최고 모양이 왜곡되는 경우, 최소화 및 혼합 기술 (그림 2) 솔트 세심한주의와 함께 1 단계를 반복합니다. 필요한 경우, 염료 농도를 조정합니다. </li><li> 단계 3.3 년에 설립 된 설정을 사용 FSC, SSC와 모든 4 형광 감지기에서 신호를 수집 관 3 데이터를 수집. 7 AAD의 형광을 모니터링하는 데 사용되는 검출기를 들어, 7 AAD POS 세포 (비 가능한 세포가 잘 해결 즉, 단계 3.3 년에 설립 된 2 %의 경계 위에 떨어질 있는지 확인가능한 7 AAD 제외 세포에서). </li><li> 단계 3.3 년에 설립 된 설정을 사용 FSC, SSC와 모든 4 형광 감지기에서 신호를 수집 관 4 데이터를 수집. CD8 POS 세포가 잘 흠없는 세포 (즉, FITC 검출기에 대한 단계 3.3 년에 설립 된 2 %의 경계 위의 가을)에서 해결되었는지 확인합니다. 튜브 5 반복하고 CD8 POS 세포가 잘 흠없는 세포 (예를 들면 가을 APC 감지기를위한 단계 3.3 년에 설립 된 2 %의 경계 위)에서 해결되어 있는지 확인합니다. </li><li> 단계 3.3 년에 설립 된 사용 설정, FSC, SSC와 모든 4 형광 감지기에서 신호를 수집 튜브 6, 7, 8에 대한 데이터를 수집. </li><li> 튜브 1-5와 다른 세 fluorochromes를 모니터링하는 데 사용되는 감지기의 각 fluorochrome에 대한 행렬을 겹치는 색​​상을 설정하려면 색상 보정 소프트웨어를 수집 목록 모드 파일을 사용합니다. 샘플 6 목록 모드 파일에이 행렬을 적용하고 확인이 PKH26 연구소의 존재eling는 7 AAD POS 세포를 감지 할 수있는 기능을 변경하지 않습니다. </li><li> ) 3 잘 해결 subpopulations합니다 (3 번 CD 제외의 CD4 제외, 3 번 CD POS CD4 제외하고 3 번 CD POS CD4 POS) FITC 대에서 확인할 수 있습니다 : 색상 샘플 7 목록 모드 파일에 단계 3.8에서 행렬을 중복 확인 ​​신청 APC 점 플롯, 그리고 반에는 3 번 CD-FITC 및 안티 CD4-APC의 b)는 존재는 7 AAD POS 세포를 감지 할 수있는 기능을 변경하지 않습니다. 반에는 3 번 CD-FITC의 존재가 PKH26 검출기에서 수집 데이터에 대한 상위 2 %의 경계를 변경하는 경우, 필요에 따라 경계를 재조정. </li><li> 단계 3.8의 샘플 8 목록 모드 파일에 색 중복 행렬을 적용합니다. PKH26 라벨의 존재 단계 3.3에서 autofluorescence 컨트롤을 사용하는 세트에서 FITC, 7 AAD 또는 APC 감지기에 대한 2 %의 경계를 변경하는 경우, 표 1의 관 7을 사용 필요에 따라 경계 (이거 야)를 재조정하고 확인 그게 아직 disting 할 수 있습니다uish에는 3 번 CD POS CD4 POS, 3 번 CD POS CD4 제외하고, 3 번 CD 제외의 CD4 제외 전지는 조정 된 경계 (이거 야)를 사용하여. </li></ol> 4. 염료 희석하여 전지 부문 모니터링을위한 확산 모델 선택 <ol><li> 당신의 cytometer에 채널과 로그 수십 년의 수에 따라 달라집니다 세대 사이의 간격을 결정합니다. 디지털 기기를 들어,이 값은 일반적으로 4 ~ 5 년은 디지털 신호 프로세서에서 용기의 수에 의해 결정됩니다. 아날로그 악기에서 수십 년의 수는 거의 전체 숫자입니다 위치를 정확하게 모델링은 실험적으로 결정되는 수십 년의 정확한 숫자가 필요합니다. 이 작업을 수행하려면 제조업체 할당 상대적 농도로 보정 된 형광 구슬의 혼합물의 데이터는 실험에 사용 된 동일한 검출기 높은 전압 설정에서 획득됩니다. 구슬 봉우리의 위치는 정수의 관점에서 로그 눈금의 교정이 가능로그 10 년마다 ensity 범위. 특히, 이것은 제조업체 할당 된 값의 로그에 대해 각 구슬 유형에 대한 채널 번호를 음모에 의해 이루어집니다. 비드 데이터 값에 대한 최적 직선의 기울기는 채널 당 상대 강도 단위의 수를 제공합니다. 채널의 수를 곱한 값,이 값은 다음 강도의 두 배 감소 (즉, 딸이 생성 간격)에 해당하는 채널의 수는 14으로 계산 할 수있는 전체 규모에 대한 로그 수십 년의 수, 될 것입니다. </li><li> 세대 간의 고정 된 간격을 사용하거나 간격이 떠 허용할지 여부를 결정합니다. 표준 (고정) 설정은 각 세대의 위치를 지정하는 단계 4.5에서 결정된 세대 간격 값을 사용하며, 히스토그램이 뚜렷한 봉우리가 부족하면 일반적으로 사용됩니다. 플로트 설정은 각 세대 피크의 위치는 히스토그램 모양에 의해 결정 할 수 있습니다 언제 distinguishabl 일반적으로 사용됩니다전자 세대 봉우리가 분명 있습니다. </li><li> 모든 세대 또는 부동 너비를 고정 피크 폭을 사용할지 여부를 결정합니다. 고정 폭은 모든 세대를 모델로 unstimulated 컨트롤 샘플의 SD는 계산 사용하여 샘​​플 구별 세대 봉우리가 부족하면 일반적으로 선택됩니다. 부동 폭이 프로그램은 독립적으로 각 세대의 SD을 변경할 수 있으며 가장 구별 세대 봉우리과 함께 사용됩니다. </li><li> 확산 분석 모듈 (여기 ModFit LT 버전 3.3)이 포함 된 프로그램을 실행을 클릭합니다. (예를 들어, 표 1 관 8로 counterstained PKH26 POS 세포의 자극을 96 시간 문화) 분석하도록 설정 데이터를 자극 PKH26 POS 파일을로드합니다. </li><li> 이 경우 가능한에 출입을 금지 PKH26 (42분의 585) (7 AAD 제외)에는 3 번 CD POS 림프구와 작은 파편 및 대형 집계 (그림 3)을 제외 FSC 대 SSC에, 분석에 대한 매개 변수를 선택합니다. 정의에이 지역은 폭발는 일반적으로 발견되는 높은 기대 분산 지역을 포함하고 3 번 CD 표현이 자극을 문화 속에서 변조 될 수 있습니다에주의해야합니다. </li><li> 확산 마법사를 사용하여 새 확산 모델을 만듭니다. 개방형 데이터 파일 (시작 탭)을 사용하여 unstimulated PKH26 POS 제어 파일을로드하고 나눌 세포에 해당하는 부모의 분포에서 피크 채널의 위치를 정의합니다. </li><li> 부모 피크 위치와 폭 (표준 편차)에 대한 값을 지정하고 unstimulated PKH26 POS 컨트롤에 대한 파일을 분석합니다. 고정 피크 폭 (SD)가 필요하다면, 잠금 SD를 선택합니다. </li><li> PKH26 제외 제어 (예를 들어, PKH26 제외 세포의 96 시간 문화 표 1 관 7로 counterstained)을로드합니다. PKH26 제외 컨트롤 위의 dimmest 세대를위한 정상 채널을 설정하여 세대의 수를 조정합니다. 이것은 뉴를 결정모델이 정확하게 넣을 수 딸 세대의 mber하고 일반적으로 6-9 세대입니다. </li><li> 자극 샘플에 대한 데이터 파일을 (예를 들어, 표 1 관 8과 같은 counterstained PKH26 POS 세포의 자극을 96 시간 문화) 열고 단계 4.7에 정의 된 부모 피크 위치와 SD의 영역은 변경되지 않습니다되었는지 확인합니다. 고정 세대 간격이 필요하다면, 표준 모델 옵션을 선택하고, 그렇지 않으면 떠 옵션을 선택합니다. </li><li> 단계 4.9에 정의 된 동일한 모델을 사용하여 데이터 집합에있는 각 실험 파일을 분석합니다. 모두 시각 및 감소 치 광장 (RCS) 값에 의해 정의 된 부모 피크 위치에 사소한 조정에 가장 적합한 맞춤을 위해 필요할 수 있습니다. </li><li> 데이터 집합의 각 실험 파일에 대한 최적으로 인해 원하는 확산 통계를 기록합니다. 가능한 통계의 포괄적 인 설명을 보려면 참조를 참조하십시오. 22. </li></ol>

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Biol. 699, 119-164 (2011).</li><li>Fuse, S., Underwood, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+Analysis+of+In+Vivo+CD8++T+Cell+Cytotoxicity+Against+Multiple+Epitopes+using+Multicolor+Flow+Cytometry.">Simultaneous Analysis of In Vivo CD8+ T Cell Cytotoxicity Against Multiple Epitopes using Multicolor Flow Cytometry.</a> Immunol. Invest. 36, 829-845 (2007).</li><li>Sch&#252;tz, C., Fleck, M., Mackensen, A., Zoso, A., Halbritter, D., Schneck, J. P., Oelke, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Killer+artificial+antigen-presenting+cells:+a+novel+strategy+to+delete+specific+T+cells.">Killer artificial antigen-presenting cells: a novel strategy to delete specific T cells.</a> Blood. 111, 3546-3552 (2008).</li><li>Zaritskaya, L., Shurin, M. R., Sayers, T. J., Malyguine, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+flow+cytometric+assays+for+monitoring+cell-mediated+cytotoxicity.">New flow cytometric assays for monitoring cell-mediated cytotoxicity.</a> Expert Rev. Vaccines. 9, 601-616 (2010).</li><li>Roederer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interpretation+of+cellular+proliferation+data:+Avoid+the+panglossian.">Interpretation of cellular proliferation data: Avoid the panglossian.</a> Cytometry. 79A, 95-101 (2011).</li><li>Quah, B. J. C., Parish, C. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Use+of+Carboxyfluorescein+Diacetate+Succinimidyl+Ester+(CFSE)+to+Monitor+Lymphocyte+Proliferation.">The Use of Carboxyfluorescein Diacetate Succinimidyl Ester (CFSE) to Monitor Lymphocyte Proliferation.</a> J. Vis. Exp. (44), e2259 (2010).</li><li>Houlihan, D. D., Newsome, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Critical+Review+of+Clinical+Trials+of+Bone+Marrow+Stem+Cells+in+Liver+Disease.">Critical Review of Clinical Trials of Bone Marrow Stem Cells in Liver Disease.</a> Gastroenterology. 135, 438-450 (2008).</li><li>Brusko, T. M., Hulme, M. A., Myhr, C. B., Haller, M. J., Atkinson, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+the+In+Vitro+Suppressive+Capacity+of+Regulatory.">Assessing the In Vitro Suppressive Capacity of Regulatory.</a> T Cells. Immunol. Invest. 36, 607-628 (2007).</li></ol>

K. 험프리, JD Tario, 주니어 PK 월레스 생활 기술 주식회사와 BD Biosciences의 평가를 위해 사전 상업 셀 추적 시약을 받았습니다. AD는 Bantly와 JS 무어 평가 시약을 추적 사전 상업 셀을받은 염료를 추적 다양한 CellVue 전지의 사전 상업적 특성에 대한 PTI 연구, 주식회사의 생명 기술의 주식회사와 기금. K. Muirhead는 (Phanos 기술 주식회사에 컨설팅 서비스를 제공합니다 (PKH 및 CellVue 염료의 소유자)와 시그마 - 알드리치 및 분자 타겟팅 기술 주식회사에 대한 백업 기술 지원을 제공합니다 SciGro 주식회사에 의해 고용되어 이들의 유통 염료). 이 기사에 생산 및 무료 액세스 시그마 - 알드리치의 후원을받습니다.

여기에 설명 된 방법은 대부분 안정적으로 막 염료에게 13,16,18를 사용하여 hPBMC 라벨링와 막이나 단백질 염료 2,11,13,16을 사용하여 림프구 집합의 phenotyping과 확산 추적을위한 최적의 결과를 제공하기 위해 결합 된 실험실에서 발견 한 아르 18. 도 1 및도 2에 도시 된 바와 같이, 밝은 균일 한 라벨이 가장 쉽게 physiologic 소금의 존재를 제한하고 혼합 기법을 사용하여 달성된다 염료의 동일한 농도에 대한 모든 세포의 급속한, 균일 한 노출의 결과가. 막 염료로 착색은 지질 이중층에 파티션으로 발생하기 때문에, 무료 염료 농도를 변경 다른 변수는 라벨의 효율성에 영향을 미칠 수 있습니다. 예를 들어, 이전 희석제 C의 resuspension에 소금을 덜 효율적으로 유실에 둥근 바닥 폴리스티렌 튜브 결과에 라벨 있으며, 특히, 튜브 벽에 흡착 색깔을 사용하기 때문에 감소 무료 염료 농도낮은 염료 농도에서. 두 요인은 원추형 바닥 폴리 프로필렌 튜브를 (도 3, 4 및 사용 라벨이 완료되면보다 폭 넓은 착색 분포를 제공하는 경향이 게시되지 않은 결과). 최적화 된 착색 절차를 사용하는 경우에도 샘플 연령과 유형도 최대 폭에 영향을 미칠 수 있습니다. 예를 들어, 24 시간 이전의 혈액 샘플이나 TRIMA pheresis 필터 범위로부터 격리 림프구에 대한 CVS 반면 14~20%에서 갓 그려 혈액 범위 (그림 3, 참조. 13되지 않은 결과)에서 분리 PKH26 POS의 림프구에 대한 CVS 25-30에서 % (그림 4 참조. 18). 균일 및 비 가능한 세포 분석에서 제외 모두 구별의 딸 봉우리가 차례로 관측 데이터 (그림 5와 6에 맞게 확산 모델의 선택에 영향을 미치는 염료 희석 프로필에서 분명 여부에 영향을 될 수있는 범위를 더럽히는 것 </strong&gt;). ModFit (진실성 소프트웨어 하우스, Topsham, ME)이 같은 확산 지수와 전구체 주파수 (도 3, 5, 6, 표 3)과 같은 통계를 생성하는 데 사용되는 소프트웨어의 한 예로서 여기에 사용되지만, 다른 소프트웨어 패키지는 모듈 분석이 포함 확산 데이터입니다. 이 포함 FCSExpress (드 노보 소프트웨어, 로스 앤젤레스, CA)과 FlowJo (트리 스타 주식회사, 애쉬 랜드, OR). 이러한 프로그램은 모두 반복적 위치, 높이와 순차 딸이 세대를 대표하는 가우스 피크의 SD (또는 폭)을 변경하여 원시 데이터에 가장 적합한를 찾을 비선형 최소 제곱 분석을 사용합니다. Proliferative 지수 (PI) 및 전구체 주파수 (PF)는 확산의 범위에 가장 일반적으로 사용되는 조치입니다. 로 ModFit에 의해 정의 된 PI는 thymidine의 호응을 분석의 &#39;자극 지수&#39;와 유사한 분석의 과정 동안 세포 수의 증가,을 측정하기위한 한 방법입니다. PF는 초기 populat에 ​​세포의 일부를 반환proliferating하여 자극에 반응 이온. 용어는 소프트웨어 패키지 (예를 들어, FlowJo 및 ModFit는 &quot;확산 지수 &#39;을 뜻합니다에 대해 서로 다른 정의와 계산을 사용하여) 22 중 다소 차이가 있기 때문에 기사를 읽을 때주의 그러나, 권장합니다. 단백질 염료를 사용할 때 막 염료와 라벨링과 확산 분석을 보시려면 여기를 논의 중요한 문제도 발생하고 있습니다. 예를 들어, 혼합 기술에 대한 세심한주의도 CFSE (그림 6) 2-4,13,18,24를 사용하면 균일 한 분포와 구별 딸이 봉우리를 얻기 위해, 죽은 / 죽어 세포의 배제와 함께 준수해야합니다. phenotyping 및 생존 능력 평가를위한 fluorochromes의 적절한 선택은 특히 같은 CFSE 2-4,11,13,16,18와 같은 눈에 보이는 발광 단백질 염료와 함께 과도한 스펙트럼 중복 및 항체 양성 세포를 인식 할 수 없다는를 방지하는 것도 중요합니다 </sup&gt;. 추적 염료의 농도를 줄이면 인접 스펙트럼 채널에 보상 문제를 감소하지만, 딸 세포의 농도가 autofluorescence과 중복을 시작하기 전에도 모니터링 할 수 있습니다 셀 부문의 수를 제한합니다. 또는, 그러한까지 붉은 색 발광 CellVue의 피 (시그마 - 알드리치, 세인트 루이스, MO) 또는 보라색 발광 CellTrace 누나 (생명 기술, 그랜드 아일랜드, NY)와 같은 새로운 셀 추적 염료의 보상 문제 (그림 6)을 줄일 수 있습니다 사용합니다. 막 염료는 일반적으로 덜 독성 11,26을 전시하는 경향이 있지만 마지막으로,이 염료 중 클래스와 오버 레이블 셀 수 있습니다. 그것은 사용 추적 염료의 농도가 추적 할 수있는 세포의 기능 (그림 6) 3,13,16,18를 변경되지 않았는지 확인하는 것이 그러므로 필요가 있습니다.

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약이나 장비 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 코멘트 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 상업적으로 구입 </td></tr><tr><td> 7 Aminoactinomycin D </td><td> 시그마 - 알드리치 </td><td> A9400 </td><td></td></tr><tr><td> 소 혈청 알부민 (BSA) </td><td> 시그마 - 알드리치 </td><td> A4503 </td><td></td></tr><tr><td> 태아 소 혈청 (FBS) </td><td> 애틀랜타 체액 </td><td> S11150 </td><td></td></tr><tr><td> 행크스 균형 소금 솔루션 (HBSS) </td><td> 생명 기술 </td><td> 14175-079 </td><td> 페놀 붉은없이 칼슘, 마그네슘 무료, </td></tr><tr><td> 인간 IgG Cohn 분수 II 및 III 글로블린 </td><td> 시그마 - 알드리치 </td><td> G-4386 </td><td></td></tr><tr><td> 마우스 반 인간 3 번 CD-FITC </td><td> BD Biosciences </td><td> 349201 </td><td> 실험실 적정에 의해 결정으로 포화 농도 </td></tr><tr><td> 마우스 반 인간 CD4-APC </td><td> BD Biosciences </td><td> 340672 </td><td> 실험실 적정에 의해 결정으로 포화 농도 </td></tr><tr><td> 마우스 반 인간 CD4-PECy7 </td><td> BD Biosciences </td><td> 348799 </td><td> 실험실 적정에 의해 결정으로 포화 농도 </td></tr><tr><td> 마우스 반 인간 CD8-FITC </td><td> BD Biosciences </td><td> 347313 </td><td> 실험실 적정에 의해 결정으로 포화 농도 </td></tr><tr><td> 마우스 반 인간 CD8-APC </td><td> Caltag (생명 기술) </td><td> MHCD0805 </td><td> 실험실 적정에 의해 결정으로 포화 농도 </td></tr><tr><td> 마우스 반 인간 CD19-APC </td><td> Caltag (생명 기술) </td><td> MHCD1905 </td><tD 실험실 적정에 의해 결정됩니다&gt; 포화 농도 </td></tr><tr><td> 마우스 반 인간 CD25-APC </td><td> BD Biosciences </td><td> 340938 </td><td> 실험실 적정에 의해 결정으로 포화 농도 </td></tr><tr><td> 마우스 반 인간 CD127-PE </td><td> BD Biosciences </td><td> 557938 </td><td> 실험실 적정에 의해 결정으로 포화 농도 </td></tr><tr><td> 마우스 반 인간 3 번 CD </td><td> eBiosciences </td><td> 16-0037-85 </td><td> 1.0 MG / ML, azide 무료 </td></tr><tr><td> 마우스 반 인간 CD28 </td><td> eBiosciences </td><td> 16-0289-85 </td><td> 1.0 MG / ML, azide 무료 </td></tr><tr><td> PBS </td><td> Gibco </td><td> 21300-058 </td><td></td></tr><tr><td> EtOH 10-3M PKH26 및 희석제 C를 포함하는 PKH26 붉은 형광 세포 링커 키트 </td><td> 시그마 - 알드리치 </td><td> PKH26GL - 1KT 또는 MINI26 - 1KT </td><td> 1 단계 절차도 적용PKH67을 포함하는 키트 또는 기타 CellVue 염료에 </td></tr><tr><td> EtOH 및 희석제 C에서 10 3M CellVue의 피를 포함하는 CellVue 피까지 붉은 형광 세포 링커 키트 </td><td> 시그마 - 알드리치 </td><td> MINCLARET - 1KT 또는 MIDCLA​​RET - 1KT </td><td></td></tr><tr><td> 5 - (및-6) carboxyfluorescein의 diacetate, succinimidyl 에스테르 (CFDA-SE) </td><td> Invitrogen (생명 기술) </td><td> C34554 </td><td> 비 형광, 형성 할 막 esterases으로 흘리고 형광 아미노 반응 carboxyfluorescein succinimidyl 에스테르 (CFSE) </td></tr><tr><td> 죽었 / LIVE 고칠 수 있었던 </td><td> Invitrogen (생명 기술) </td><td> L34955 </td><td></td></tr><tr><td> 멸균 12 원뿔형 X 75mm 폴리 프로필렌 튜브 및 모자 </td><td> VWR </td><td> 60818-102 </td><td> 더 나은 막 염료 착색 효율을 (; 표면에 뜨는 흡인하는 동안 더 적은 세포의 손실을 감소 염료 흡착) 제공 </td></tr><tr><td> 12 X 75mm rounD 바닥 폴리스티렌 튜브 </td><td> Becton 디킨슨 </td><td> 21008-936 </td><td></td></tr><tr><td> 흐름 cytometer </td><td> Bioscience BD </td><td> FACSCalibur LSRFortessa </td><td> 그리고 APC 예, FITC, PKH26, 7-AAD (. 그들 각각 520 nm의, 567 nm의, 그리고 655 nm의, 예 : 488 nm의)를 감지 할 수있는 어떠한 cytometer. 633-640 나노 미터, 그들을. 660 nm의) </td></tr><tr><td> 흐름 cytometer </td><td> Beckman 보습 바로 앞에 달린 풀 베는 날 </td><td> LSRII 청록색 </td><td> 그리고 APC 예, FITC, PKH26, 7-AAD (. 그들 각각 520 nm의, 567 nm의, 그리고 655 nm의, 예 : 488 nm의)를 감지 할 수있는 어떠한 cytometer. 633-640 나노 미터, 그들을. 660 nm의) </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 연구소는 준비 </td></tr><tr><td> 7 Aminoactinomycin D, 농축 가공 </td><td> NA </td><td> NA </td><td> PBS 1 MG / ML. -20 ° C.에서 aliquots 및 저장소에 고정 </td></tr><tr><td> 7 Aminoactinomycin D, wor왕 주식 </td><td> NA </td><td> NA </td><td> 100 μg / PBS에 ML은, 1 MG / ML 냉동 가공에서 매일 준비합니다. </td></tr><tr><td> IgG 블록 </td><td> NA </td><td> NA </td><td> HBSS + 10 MG / ML 인간 IgG Cohn 분수 II 및 III 글로블린 + 10 MG / ML BSA. </td></tr></tbody></table>

optimized staining and proliferation modeling methods for cell division monitoring using cell tracking dyes

형광 셀 추적 염료는, 흐름 및 이미지 세포 계측법과 결합, 체외 ​​및 생체의 여러 세포 유형의 상호 작용과 운명을 공부하는 강력한 도구입니다. 1-5 등 염료를 사용하여 출판물의 수천의 일부가 그대로가 있지만 가장 일반적으로 발생 셀 추적 응용 프로그램의 모니터링을 포함 : <ol><li> 줄기 및 전구 세포 정지, 확산 및 / 또는 차별화 6-8 </li><li> 항원 기반 멤브레인 전송 구 및 / 또는 전구체 세포 증식 3,4,10-18 및 </li><li> 면역 규정 및 효과기 세포 기능 1,18-21. </li></ol> 상업적으로 이용 가능한 세포 추적 염료는 화학 및 형광 속성에 다양하지만, 셀 라벨 자신의 메커니즘에 따라 두 클래스 중 하나에 대다수의 가을. &quot;막 염료는&quot;높은 lipophilic 염료는 t이며, PKH26에 의해 typified셀 멤브레인 1,2,11에 안정적으로하지만 비 covalently 모자 파티션. &quot;단백질 염료는&quot;CFSE에 의해 typified, 세포 단백질 4,16,18과 안정적인 공유 결합 채권을 형성 아미노 반응 염료 있습니다. 각 클래스는 자신의 장점과 한계를 가지고있다. 성공적인 사용의 핵심은, 특히 여러 염료가 다른 세포 유형을 추적하는 데 사용되는 여러 가지 빛깔의 연구에 각 클래스 2-4,16,18,24의 최적 사용을 가능하게하는 중요한 문제를 이해하는 것이 있습니다. 프로토콜 셀 추적 염료를 사용하는 경우 가난한 또는 가변 결과의 세 가지 일반적인 원인을 강조 여기에 포함되어 있습니다. 이는 다음과 같습니다 <ol><li> 밝고 균일 재현 라벨을 달성하기 실패했습니다. 이 모든 세포 추적 연구를위한 필요 출발점이 될 것입니다하지만 단백질 염료 또는 항체와 같은 평형 구속력이 시약을 사용할 때보다 막 염료를 사용하여 다른 변수에주의가 필요합니다. </li><li> 차선 fluorochrome 조합차 / 또는 실패는 중요한 보상 컨트롤을 포함 할 수 있습니다. 염료 형광을 추적하면 일반적으로 10 2 - 항체 형광보다 10 3 배 더 밝아. 이 추적 염료의 존재가 사용하는 다른 프로브를 감지 할 수있는 능력을 손상하지 않습니다 있는지 확인하는 것이 중요합니다. </li><li> 최대 모델링 소프트웨어과 잘 맞는지를 얻기 위해 실패했습니다. 이러한 소프트웨어는 전구체 주파수 또는 기타 통계에 따라 서로 다른 집단이나 자극에 걸쳐 proliferative 응답 양적 비교를 할 수 있습니다. 적합한 구하기 그러나,의 염료 희석 프로필을 왜곡 할 수 세포를 죽음과 관찰 염료 희석 프로파일의 특성과 모델을 근간 가정의 일치 / 죽었어. 제외가 필요합니다 </li></ol> 여기에 주어진 예는 세포 증식을 모니터링 막 및 / 또는 단백질 염료를 사용하는 경우이 변수가 결과에 영향을 미칠 수 방법을 보여줍니다.

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Optimized Staining and Proliferation Modeling Methods for Cell Division Monitoring using Cell Tracking Dyes

면역 세포 기능과 확산을 모니터하기위한 셀 추적 염료의 성공적인 사용은 몇 가지 중요한 단계를 포함한다. 우리가 방법을 설명합니다 : 1) 막 염료를 갖춘 밝고 균일 재현 라벨 - ING 획득, 2) fluorochromes 및 데이터 수집 조건을 선택을하고, 3) 염료 희석에 따라 세포 증식을 수량화 할 수있는 모델을 선택.

셀 추적 염료를 사용하여 전지 부문 모니터링에 최적화 된 착색 및 확산 모델링 방법

Fluorescent cell tracking dyes, in combination with flow and image cytometry, are powerful tools with which to study the interactions and fates of ...

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Research

JoVE Journal

Biology

35.3K 조회수.  Roswell Park Cancer Institute. 면역 세포 기능과 확산을 모니터하기위한 셀 추적 염료의 성공적인 사용은 몇 가지 중요한 단계를 포함한다. 우리가 방법을 설명합니다 : 1) 막 염료를 갖춘 밝고 균일 재현 라벨 - ING 획득, 2) fluorochromes 및 데이터 수집 조건을 선택을하고, 3) 염료 희석에 따라 세포 증식을 수량화 할 수있는 모델을 선택.

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Selective Labelling of Cell-surface Proteins using CyDye DIGE Fluor Minimal Dyes

Surface  proteins are central to the cell's ability to react to its environment and to interact with neighboring cells. They are known to be inducers of almost all intracellular signaling. Moreover, they play an important role in environmental adaptation and drug treatment, and are often involved in disease pathogenesis and pathology (1). Protein-protein interactions are intrinsic to signaling pathways, and to gain more insight in these complex biological processes, sensitive and reliable methods are needed for studying cell surface proteins. Two-dimensional (2-D) electrophoresis is used extensively for detection of biomarkers and other targets in complex protein samples to study differential changes. Cell surface proteins, partly due to their low abundance (1 2% of cellular proteins), are difficult to detect in a 2-D gel without fractionation or some other type of enrichment. They are also often poorly represented in 2-D gels due to their hydrophobic nature and high molecular weight (2). In this study, we present a new protocol for intact cells using CyDye  DIGE Fluor minimal dyes for specific labeling and detection of this important group of proteins. The results showed specific labeling of a large number of cell surface proteins with minimal labeling of intracellular proteins. This protocol is rapid, simple to use, and all three CyDye DIGE Fluor minimal dyes (Cy 2, Cy 3 and Cy 5) can be used to label cell-surface proteins. These features allow for multiplexing using the 2-D Fluorescence Difference Gel Electrophoresis (2-D DIGE) with Ettan  DIGE technology and analysis of protein expression changes using DeCyder  2-D Differential Analysis Software. The level of cell-surface proteins was followed during serum starvation of CHO cells for various lengths of time (see Table 1). Small changes in abundance were detected with high accuracy, and results are supported by defined statistical methods.

A simple and specific method was demonstrated for fluorescent labeling and enhanced detection of cell surface proteins without a fractionation step. Differential abundance in cell surface proteins was analyzed using two-dimensional (2-D) electrophoresis and Ettan&#x2122; DIGE technology.

CyDye DIGE 플루어 최소 염료를 사용하여 셀 표면 단백질의 선택적 Labelling

Surface  proteins are central to the cell's ability to react to its environment and to interact with neighboring cells. They are known to be inducers of ...

연구

생물학

Cell Tracking Using Photoconvertible Proteins During Zebrafish Development

Embryogenesis is a dynamic process that is best studied by using techniques that allow the documentation of developmental changes in vivo. The use of genetically-encoded fluorescent proteins has proven a valuable strategy for elucidating dynamic morphogenetic processes as they occur in the intact organism. During the past decade, the development of photoactivatable and photoconvertible fluorescent proteins has opened the possibility to investigate the fate of discrete subpopulations of tagged proteins1. Unlike photoactivatable proteins, photoconvertible fluorescent proteins (PCFPs) are readily tracked and imaged in their native emission state prior to photoconversion, making it easier to identify and select regions by optical inspection. PCFPs, such as Kaede2, KikGR3, Dendra4 and EosFP5, can be shifted from green to red upon exposure to UV or blue light due to a His-Tyr-Gly tripeptide sequence which forms a green chromophore that can be photoconverted to a red one by a light-catalyzed &beta;-elimination and subsequent extension of a &pi;-conjugated system3. PCFPs and their monomeric variants are useful tools for tracking cells6-10 and studying protein dynamics11-14, respectively. During recent years, PCFPs have been expressed in different animal model, such as zebrafish6, chicken7,8 and mouse9,10 for cell fate tracking. Here we report a protocol for cell-specific photoconversion of PCFPs in the living zebrafish embryo and further tracking of photoconverted proteins at later developmental stages. This methodology allows studying, in a tissue-specific manner, cell biological events underlying morphogenesis in the zebrafish animal model.

Here, we present a method for the photoactivated switch of photoconvertible fluorescent proteins (PCFPs) in the living zebrafish embryo and further tracking of photoconverted protein at specific time points during development. This methodology allows monitoring of cell biological events underlying different developmental processes in a live vertebrate organism.

Zebrafish 개발하는 동안 Photoconvertible 단백질을 사용하여 셀 추적

Embryogenesis is a dynamic process that is best studied by using techniques that allow the documentation of developmental changes in vivo. The use of ...

In Vivo Modeling of the Morbid Human Genome using Danio rerio

Here, we present methods for the development of assays to query potentially clinically significant nonsynonymous changes using in vivo complementation in zebrafish. Zebrafish (Danio rerio) are a useful animal system due to their experimental tractability; embryos are transparent to enable facile viewing, undergo rapid development ex vivo, and can be genetically manipulated.1 These aspects have allowed for significant advances in the analysis of embryogenesis, molecular processes, and morphogenetic signaling. Taken together, the advantages of this vertebrate model make zebrafish highly amenable to modeling the developmental defects in pediatric disease, and in some cases, adult-onset disorders. Because the zebrafish genome is highly conserved with that of humans (~70% orthologous), it is possible to recapitulate human disease states in zebrafish. This is accomplished either through the injection of mutant human mRNA to induce dominant negative or gain of function alleles, or utilization of morpholino (MO) antisense oligonucleotides to suppress genes to mimic loss of function variants. Through complementation of MO-induced phenotypes with capped human mRNA, our approach enables the interpretation of the deleterious effect of mutations on human protein sequence based on the ability of mutant mRNA to rescue a measurable, physiologically relevant phenotype. Modeling of the human disease alleles occurs through microinjection of zebrafish embryos with MO and/or human mRNA at the 1-4 cell stage, and phenotyping up to seven days post fertilization (dpf). This general strategy can be extended to a wide range of disease phenotypes, as demonstrated in the following protocol. We present our established models for morphogenetic signaling, craniofacial, cardiac, vascular integrity, renal function, and skeletal muscle disorder phenotypes, as well as others.

In Vivo Modeling of the Morbid Human Genome using Danio rerio

Here, we present a systematic approach for developing physiologically relevant, sensitive and specific in vivo assays for interpreting variation in human pathology. Transient genetic manipulation via microinjection of WT and mutant human mRNA and morpholino (MO) antisense oligonucleotides harness the tractability of the developing zebrafish embryo to rapidly assay pathogenic mutations, especially, but not exclusively, in the context of human developmental disorders.

Danio rerio를 사용하여 병적 인 인간 게놈의 생체 모델링에

Here,  we present methods for the development of assays to query potentially clinically  significant nonsynonymous changes using in  vivo complementation ...

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively in the study of secondary cell wall formation. Secondary cell wall deposition occurs after the primary cell wall is laid down, a process carried out exclusively by specialized cells such as those forming vessel and fiber tissues. Most secondary cell walls are composed of cellulose (40&#8211;50%), hemicellulose (25&#8211;30%), and lignin (20&#8211;30%). Several mutations affecting secondary cell wall biosynthesis have been isolated, and the corresponding mutants may or may not exhibit obvious biochemical composition changes or visual phenotypes since these mutations could be masked by compensatory responses. Staining procedures have historically been used to show differences on a cellular basis. These methods are exclusively visual means of analysis; nevertheless their role in rapid and critical analysis is of great importance. Congo red and calcofluor white are stains used to detect polysaccharides, whereas M&#228;ule and phloroglucinol are commonly used to determine differences in lignin, and toluidine blue O is used to differentially stain polysaccharides and lignin. The seemingly simple techniques of sectioning, staining, and imaging can be a challenge for beginners. Starting with sample preparation using the A. thaliana model, this study details the protocols of a variety of staining methodologies that can be easily implemented for observation of cell and tissue organization in secondary cell walls of plants.

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Plant cell wall composition varies between tissue types and can include lignin, cellulose, hemicelluloses, and pectin. Various staining techniques have been developed to visualize differences at the cell-type level. This paper is a compilation of commonly used cell wall staining techniques.

의 조직 화학 염색<em&gt; 애기 장대</em&gt; 차 전지 벽 요소

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively ...

Methods for Skin Wounding and Assays for Wound Responses in C. elegans

The C. elegans epidermis and cuticle form a simple yet sophisticated skin layer that can repair localized damage resulting from wounding. Studies of wound responses and repair in this model have illuminated our understanding of the cytoskeletal and genomic responses to tissue damage. The two most commonly used methods to wound the C. elegans adult skin are pricks with microinjection needles, and local laser irradiation. Needle wounding locally disrupts the cuticle, epidermis, and associated extracellular matrix, and may also damage internal tissues. Laser irradiation results in more localized damage. Wounding triggers a succession of readily assayed responses including elevated epidermal Ca2+ (seconds-minutes), formation and closure of an actin-containing ring at the wound site (1-2 hr), elevated transcription of antimicrobial peptide genes (2-24 hr), and scar formation. Essentially all wild type adult animals survive wounding, whereas mutants defective in wound repair or other responses show decreased survival. Detailed protocols for needle and laser wounding, and assays for quantitation and visualization of wound responses and repair processes (Ca dynamics, actin dynamics, antimicrobial peptide induction, and survival) are presented.

Methods for Skin Wounding and Assays for Wound Responses in C. elegans

The adult C. elegans skin is a tractable model for studies of epithelial wound responses, including wound closure, scar formation, and innate immunity.

에 상처 응답에 대한 피부 상처에 대한 방법 및 분석 실험<em&gt; C. 엘레</em

The C. elegans epidermis and cuticle form a simple yet sophisticated skin layer that can repair localized damage resulting from wounding. Studies of wound ...

Temporal Tracking of Cell Cycle Progression Using Flow Cytometry without the Need for Synchronization

This protocol describes a method to permit the tracking of cells through the cell cycle without requiring the cells to be synchronized. Achieving cell synchronization can be difficult for many cell systems. Standard practice is to block cell cycle progression at a specific stage and then release the accumulated cells producing a wave of cells progressing through the cycle in unison. However, some cell types find this block toxic resulting in abnormal cell cycling, or even mass death. Bromodeoxyuridine (BrdU) uptake can be used to track the cell cycle stage of individual cells. Cells incorporate this synthetic thymidine analog, while synthesizing new DNA during S phase. By providing BrdU for a brief period it is possible to mark a pool of cells that were in S phase while the BrdU was present. These cells can then be tracked through the remainder of the cell cycle and into the next round of replication, permitting the duration of the cell cycle phases to be determined without the need to induce a potentially toxic cell cycle block. It is also possible to determine and correlate the expression of both internal and external proteins during subsequent stages of the cell cycle. These can be used to further refine the assignment of cell cycle stage or assess effects on other cellular functions such as checkpoint activation or cell death.

This protocol describes the use of bromodeoxyuridine (BrdU) uptake to permit the temporal tracking of cells that were in S phase at a specific point in time. Addition of DNA dyes and antibody labeling facilitates detailed analysis of the fate of the S phase cells at later times.

동기화를 필요로하지 않고 유동 세포 계측법을 사용하여 세포주기 진행의 시간적 추적

This protocol describes a method to permit the tracking of cells through the cell cycle without requiring the cells to be synchronized. Achieving cell ...

Comparison of Three Different Methods for Determining Cell Proliferation in Breast Cancer Cell Lines

Measuring cell proliferation can be performed by a number of different methods, each with varying levels of sensitivity, reproducibility and compatibility with high-throughput formatting. This protocol describes the use of three different methods for measuring cell proliferation in vitro including conventional hemocytometer counting chamber, a luminescence-based assay that utilizes the change in the metabolic activity of viable cells as a measure of the relative number of cells, and a multi-mode cell imager that measures cell number using a counting algorithm. Each method presents its own advantages and disadvantages for the measurement of cell proliferation, including time, cost and high-throughput compatibility. This protocol demonstrates that each method could accurately measure cell proliferation over time, and was sensitive to detect growth at differing cellular densities. Additionally, measurement of cell proliferation using a cell imager was able to provide further information such as morphology, confluence and allowed for a continual monitoring of cell proliferation over time. In conclusion, each method is capable of measuring cell proliferation, but the chosen method is user-dependent.

This protocol describes the use of three different methods for analyzing cell proliferation in breast cancer cell lines. This includes the use of conventional cell counting, luminescence-based cell viability, and cell counting through the use of a cell imager. Each offers advantages for the reproducible measurement of cell proliferation.

유방암 세포주에서 세포 증식을 결정하기위한 세 가지 방법 비교

Measuring cell proliferation can be performed by a number of different methods, each with varying levels of sensitivity, reproducibility and compatibility ...

Xenopus Oocytes: Optimized Methods for Microinjection, Removal of Follicular Cell Layers, and Fast Solution Changes in Electrophysiological Experiments

The Xenopus oocyte as a heterologous expression system for proteins, was first described by Gurdon et al.1 and has been widely used since its discovery (References 2 - 3, and references therein). A characteristic that makes the oocyte attractive for foreign channel expression is the poor abundance of endogenous ion channels4. This expression system has proven useful for the characterization of many proteins, among them ligand-gated ion channels.
The expression of GABAA receptors in Xenopus oocytes and their functional characterization is described here, including the isolation of oocytes, microinjections with cRNA, the removal of follicular cell layers, and fast solution changes in electrophysiological experiments. The procedures were optimized in this laboratory5,6 and deviate from the ones routinely used7-9. Traditionally, denuded oocytes are prepared with a prolonged collagenase treatment of ovary lobes at RT, and these denuded oocytes are microinjected with mRNA. Using the optimized methods, diverse membrane proteins have been expressed and studied with this system, such as recombinant GABAA receptors10-12, human recombinant chloride channels13, Trypanosome potassium channels14, and a myo-inositol transporter15, 16.
The methods detailed here may be applied to the expression of any protein of choice in Xenopus oocytes, and the rapid solution change can be used to study other ligand-gated ion channels.

Xenopus Oocytes: Optimized Methods for Microinjection, Removal of Follicular Cell Layers, and Fast Solution Changes in Electrophysiological Experiments

Optimized procedures for the isolation of single follicles, cytoplasmic RNA microinjections, the removal of surrounding cell layers, and protein expression in Xenopus oocytes are described. In addition, a simple method for fast solution changes in electrophysiological experiments with ligand-gated ion channels is presented.

Xenopus의 난 모세포 : 미세 주입을위한 최적화 방법, 여포 세포 레이어의 제거 및 전기 생리 실험에서 빠른 해결 방법 변경

The Xenopus oocyte as a heterologous expression system for proteins, was first described by Gurdon et al.1 and has been widely used since its discovery ...

LDL Cholesterol Uptake Assay Using Live Cell Imaging Analysis with Cell Health Monitoring

The regulation of LDL cholesterol uptake through LDLR-mediated endocytosis is an important area of study in various major pathologies including metabolic disorder, cardiovascular disease, and kidney disease. Currently, there is no available method to assess LDL uptake while simultaneously monitoring for health of the cells. The current study presents a protocol, using a live cell imaging analysis system, to acquire serial measurements of LDL influx with concurrent monitoring for cell health. This novel technique is tested in three human cell lines (hepatic, renal tubular epithelial, and coronary artery endothelial cells) over a four-hour time course. Moreover, the sensitivity of this technique is validated with well-known LDL uptake inhibitors, Dynasore and recombinant PCSK9 protein, as well as by an LDL uptake promoter, Simvastatin. Taken together, this method provides a medium-to-high throughput platform for simultaneously screening pharmacological activity as well as monitoring of cell morphology, hence cytotoxicity of compounds regulating LDL influx. The analysis can be used with different imaging systems and analytical software.

This protocol provides an efficient approach to measuring LDL cholesterol uptake with real time influx rates using a live cell imaging system in various cell types. This technique provides a platform to screen the pharmacological activity of compounds affecting LDL influx while monitoring for cell morphology and hence potential cytotoxicity.

LDL 콜레스테롤 이해 분석 결과 라이브 셀 이미징 분석 셀을 사용 하 여 상태 모니터링

The regulation of LDL cholesterol uptake through LDLR-mediated endocytosis is an important area of study in various major pathologies including metabolic ...

Measuring Proliferation of Vascular Smooth Muscle Cells Using Click Chemistry

The ability of a cell to proliferate is integral to the normal function of most cells, and dysregulation of proliferation is at the heart of many disease processes. For these reasons, measuring proliferation is a common tool used to assess cell function. Cell proliferation can be measured simply by counting; however, this is an indirect means of measuring proliferation. One common means of directly detecting cells preparing to divide is by incorporation of labeled nucleoside analogs. These include the radioactive nucleoside analog 3H-thymidine plus non-radioactive nucleoside analogs such as 5-bromo-2&#8217; deoxyuridine (BrdU) and 5-ethynyl-2&#8242;-deoxyuridine (EdU). Incorporation of EdU is detected by click chemistry, which has several advantages when compared to BrdU. In this report, we provide a protocol for measuring proliferation by the incorporation of EdU. This protocol includes options for various readouts, along with the advantages and disadvantages of each. We also discuss places where the protocol can be optimized or altered to meet the specific needs of the experiment planned. Finally, we touch on the ways that this basic protocol can be modified for measuring other cell metabolites.

Proliferation is a critical part of cellular function, and a common readout used to assess potential toxicity of new drugs. Measuring proliferation is, therefore, a frequently used assay in cell biology. Here we present a simple, versatile method of measuring proliferation that can be used in adherent and non-adherent cells.

클릭 화학을 사용하여 혈관 평활근 세포의 증식 측정

The ability of a cell to proliferate is integral to the normal function of most cells, and dysregulation of proliferation is at the heart of many disease ...