이 작품은 KAM 우리는 또한 FFL을 제공하는 토론토 대학의 존 글로버 감사 JLA에 미생물 로버트 D. 왓킨스 대학원 학생 연구 친교의 미국 사회에 건강의 국립 연구소 (NIGMS-074696)에서 부여에 의해 지원되었다 -GFP 소스 플라스미드.

1. 플라스미드 FFL-GFP를 포함 균주의 건설 본 연구의 경우, 사카 cerevisiae의 변형 BY4741 (MAT, his3Δ1, leu2Δ0, met15Δ0, ura3Δ0)는 효모 녹아웃 컬렉션 (오픈 바이오 시스템 / 온도 과학)에서 HSP104 삭제 변형과 함께 사용되었다. 삭제가 서양 얼룩 분석을 위해 Hsp104 특정 항체를 사용하여 확인 하였다. FFL-GFP는 저자에게 요청 토론토 17 대학교 얻을에서 글로버 실험실에서 얻은 플라스미드 LEU2 기반의 소스로부터 구성, p426MET25-FFL-GFP의 표현되었다. FFL-GFP 플라스미드 융합 단백질의 발현은 MET25 메티오닌 - repressible 프로모터에 의해 제어됩니다. 플라스미드는 Gietz 등에서 적응 된 프로토콜을 사용하여 각 균주에 형질 전환 하였다. AL, 1995 <ol><li> 25 ML (을)를 원심 분리<html> 2 분 동안 4,400 rpm에서 50 ML 원뿔 튜브 F 로그 상 세포는 두 번 증류수 H 2 0 (DDH 2 O) 500 μL로 씻어 supernate 버립니다. </li><li> TE / LiAc (트리스 - 염산 10 MM, 산도 = 7.5, 1 ㎜ EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산), 0.1 M 리튬 아세테이트) 250 μL의 세포를 resuspend. 20 분 동안 혼합하지 않고 30 ° C에서 알을 품다. </li><li> 캐리어 DNA의 5 ML (50 μg)와 플라스미드 DNA의 5 μL (0.1 ~ μg)과 함께 새로운 튜브에 유능한 세포의 50 μl를 전송합니다. PEG / TE / LiAc (TE / LiAc 플러스 40 % 폴리에틸렌 글리콜과 같은)이 혼합물에 300 μl를 추가하고 ° C로 30 분 30 세포를 품어. </li><li> 6 분 동안 42에서이 혼합물 및 열 충격 ° C에 1 / 10 부피 (v / v)의 DMSO를 (36 μL)를 추가합니다. </li><li> 30 초 및 제거 supernate 6,000 rpm에서 혼합물을 원심 분리기. 우라실 (SC-URA)을 부족 합성 완벽한 매체에 멸균 DDH 2 0과 플레이트 세포 100 μL의 세포를 resuspend을. </li></ol> 2. FFL-GFP 유도 이전의 열 충격 단백질의 대부분은 새로 말기 노화 관련 세포의 부적절로 인해 시간이 지남에 따라 집계 한 단백질을 방지하기 위해 만든 그래서 세포가 로그 상에 한 번 NT는 &quot;&gt; FFL-GFP가 유도된다. <ol><li> 1 일 : 30 SC-URA 5 ㎖의 세포를 품어 ° C 회전 O / N. </li><li> 주 2 : 측정 OD 600 SC-URA OD 600 ~ 0.2 5 ㎖에 접종 신선한 문화. </li><li> 그들은 로그 단계 OD 600 ~ 0.8 ~ 1.0에 도달 ° C까지 30 회전 문화를 품어. </li><li> DDH 2 0 500 μL에 3 분, 가만히 따르다 supernate 및을 Resuspend 세포 펠렛을 위해 4,400 rpm에서 15 ML 원뿔 튜브에 세포를 원심 분리, microcentrifuge 관에 전송 솔루션을 제공합니다. </li><li> 6,000 rpm에서 원심 분리 supernate 버린다. </li><li> SC-URA-MET 5 ㎖의 세포를 resuspend을. 세포는 30 ℃에서 1 시간 동안이 미디어에서 회전 배양해야한다 </li><li> 원심 분리기 세포와 반복 DDH 2 0 씻어 supernate 버립니다. </li><li> Resuspe100 ㎍ / 단백질 발현을 억제하고, 3 단계로 바로 진행 cycloheximide의 ML을 포함하는 10 ML SC-URA 미디어에서 차 전지. </li></ol> 3. 효소 FFL-GFP 복구 분석 이 분석은 인구 활성 효소의 수준을 결정하는 정량적 인 방법입니다. <ol><li> 이 분석을위한 준비 : <ol class="lroman"><li> 각 샘플의 OD 600을 측정합니다. </li><li> D-루시페린의 필요한 양을 준비하는 것은 샘플의 수를 기반으로 복제 갯수 튜브 약 1,200 μl를 원하는했습니다. D-루시페린의 최종 농도는 세포 100 μL 당 ~ 23 μg이다. 처음에이 7.5 밀리그램 / ML의 원액 농도에서 물에 용해되어 이전의 실험 455 ㎍ / SC에서 ML로 희석. 각 샘플은 D-루시페린이 사용되는 2.4 ML의 총에서 발생 하였다는 그림 2에서는 세 복제합니다. </li><li> 플래시 루미위한 프로그램 플레이트 리더nescence 분석 (BioTek GEN5 &quot;주입 발광 플래시 분석&quot;에서 적응하며 다른 악기 제조 업체의 지침을 따르십시오 경우) <ol class="lalpha"><li> 30 ° C로 온도를 설정 </li><li> , D-루시페린을 추가 흔들어 개별적 잘 읽어 플레이트 리더를 설정합니다. </li><li> 발광을 읽고 (엔드 포인트 읽기, 5 초 적분 시간, 180 감도 레벨) </li><li> 5 분마다 독서 동요 사이에 복구 분석을 위해 20 분 지연 및 추가 5 분 흔들. </li><li> 인젝터에서 D-루시페린의 50 μl를 분배. </li></ol></li></ol></li><li> 세포는 단백질 합성을 중단 cycloheximide를 포함하는 미디어에 추가 한 후 예열 충격 발광은 즉시 측정한다. <ol class="lroman"><li> 단색 흰색 96 웰 플레이트에 복제의 원하는 번호와 함께 샘플 세포를 100 μl를 전송합니다. </li><li> 컨트롤은 물을 빈 빈 벡터를 포함하는 세포를 포함해야합니다. </li><li> SPE와 읽기를 시작합니다cifications 위에 나열된. </li></ol></li><li> FFL-GFP의 FFL 부분을 변성, 42에서 유리 문화 튜브에 5 ML 문화를 품어 ° C 25 분 동안 흔들어. </li><li> 세포는 시점 0입니다 인큐베이터에서 제거 된 후 복구 분석 발광 판독이 즉시 시작됩니다. 처음 점과 90 분마다 30 분 동안 위에서 설명한 동일한 측정 발광. </li><li> OD 600 (OD 600로 예열 충격 값을 분할)에 따라 조정되었습니다 예열 충격 발광 값으로 샘플을 정상화. </li></ol> 4. 형광 현미경 이 분석은 세포의 인구에서 시간이 지남에 따라 골재의 가용화를 결정하는 정량적 인 방법입니다. <ol><li> 유도 2 절에 설명 된대로 동일한 프로토콜의 1-8 단계를 반복합니다. </li><li> 동시에 점 (제 3, 4 단계) 위에서 설명한대로 수행되지만 마이크에 대한roscopy 1 예열 충격에서 세포의 ML 각 복구 시점 및 ° C 배양 관에서 30 회전 부화 샘플을 수집합니다. </li><li> 시각화 : <ol class="lroman"><li> 30 초 및 제거 supernate 6,000 rpm에서 전지 1 ㎖를 원심 분리기. </li><li> DDH 2 O 2 μL의 세포 펠렛을 Resuspend </li><li> 셀 플러스 슬라이드에 2 % 낮은 용융 아가로 오스 2 μL 2 μL를 혼합 커버 슬립을 추가합니다. 세포의 단일 비행기를 얻기 위해 가볍게 커버 슬립의 중앙에 손가락을 아래로 눌러 커버 슬립 이동하기 어려울 때까지 돌립니다. </li><li> 세포는 형광 현미경 100X 오일 목표를 사용하여 시각화, GFP의 형광을 시각화하는 세포와 FITC 필터를 시각화하는 DIC 사용합니다. </li><li> 정량 각 시점에서 각 변형에 대한 여러 사진을 촬영합니다. 사진에 대한 필드는 양적 사후 실험 분석을 위해 ~ 15-30 세포를 포함해야합니다. </li><li> 집계를 포함하는 세포의 비율을 계산하려면 50을 계산-100 세포는 총 집계를 포함하는 셀의 수를 나눕니다. </li></ol></li></ol> 5. 단일 셀 현미경 이 방법은 시간이 지남에 따라 단일 셀에서 개별 집계의 가용화를 따라하는 데 사용됩니다. <ol><li> 제 2 장에서 설명한대로 FFL-GFP의 발현을 유도, 1-8 단계를 반복합니다. </li><li> 후 열 충격, 2 분 동안 4,400 rpm에서 15 ML 원뿔 튜브 원심 분리기 세포. </li><li> DDH 2 O 20 μL에 물을 Resuspend 500 μL와 세포를 씻으 </li><li> 각 변형에 대해, SC-URA 한천 플레이트 5X5 mm 섹션을 잘라 페트리 접시, 피펫 팁과 한천의 표면 주위 세포의 확산 μL 피펫 4와 접촉 한 표면을 사용. ~ 1 분 동안 서 보자. </li><li> ~ 55mm 유리 바닥 요리의 번호 0에 얼굴을 아래로 한천 큐브 섹션을 배치하고 가볍게 눌러 핀셋을 사용합니다. </li><li> 시각화 : <ol class="lroman"><li> 분파에 I-III를 참조하십시오이온 4. </li><li> 세트는 문화의 밀도에 따라 각 균주 2-4 초점 포인트에 대한 좌표. </li><li> (- 0.5-1.0 μm의 슬라이스 두께 / + 15 μM) 90 분 동안 5 분마다 적절한 범위 Z-스택 사진을 찍을 카메라를 설정합니다. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Balch, W. E., Morimoto, R. I., Dillin, A., Kelly, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adapting+proteostasis+for+disease+intervention.">Adapting proteostasis for disease intervention.</a> Science. 319, 916-919 (2008).</li><li>Cashikar, A. G., Duennwald, M., Lindquist, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+chaperone+pathway+in+protein+disaggregation.+Hsp26+alters+the+nature+of+protein+aggregates+to+facilitate+reactivation+by+Hsp104.">A chaperone pathway in protein disaggregation. Hsp26 alters the nature of protein aggregates to facilitate reactivation by Hsp104.</a> J. Biol. Chem. 280, 23869-23875 (2005).</li><li>Conti, E., Lloyd, L. F., Akins, J., Franks, N. P., Brick, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystallization+and+preliminary+diffraction+studies+of+firefly+luciferase+from+Photinus+pyralis.">Crystallization and preliminary diffraction studies of firefly luciferase from Photinus pyralis.</a> Acta Crystallogr. D. Biol. Crystallogr. 52, 876-878 (1996).</li><li>Gietz, R. D., Schiestl, R. H., Willems, A. R., Woods, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+on+the+transformation+of+intact+yeast+cells+by+the+LiAc/SS-DNA/PEG+procedure.">Studies on the transformation of intact yeast cells by the LiAc/SS-DNA/PEG procedure.</a> Yeast. 11, 355-360 (1995).</li><li>Glover, J. R., Lindquist, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hsp104,+Hsp70,+and+Hsp40:+a+novel+chaperone+system+that+rescues+previously+aggregated+proteins.">Hsp104, Hsp70, and Hsp40: a novel chaperone system that rescues previously aggregated proteins.</a> Cell. 94, 73-82 (1998).</li><li>Grantcharova, V., Alm, E. J., Baker, D., Horwich, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+protein+folding.">Mechanisms of protein folding.</a> Curr. Opin. Struct. Biol. 11, 70-82 (2001).</li><li>Kim, S., Schilke, B., Craig, E. A., Horwich, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Folding+in+vivo+of+a+newly+translated+yeast+cytosolic+enzyme+is+mediated+by+the+SSA+class+of+cytosolic+yeast+Hsp70+proteins.">Folding in vivo of a newly translated yeast cytosolic enzyme is mediated by the SSA class of cytosolic yeast Hsp70 proteins.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 95, 12860-12865 (1998).</li><li>Lum, R., Niggemann, M., Glover, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peptide+and+protein+binding+in+the+axial+channel+of+Hsp104.+Insights+into+the+mechanism+of+protein+unfolding.">Peptide and protein binding in the axial channel of Hsp104. Insights into the mechanism of protein unfolding.</a> J. Biol. Chem. 283, 30139-30150 (2008).</li><li>Marques, S. M., Esteves da Silva, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Firefly+bioluminescence:+a+mechanistic+approach+of+luciferase+catalyzed+reactions.">Firefly bioluminescence: a mechanistic approach of luciferase catalyzed reactions.</a> IUBMB Life. 61, 6-17 (2009).</li><li>Morimoto, R. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+heat+shock+response:+systems+biology+of+proteotoxic+stress+in+aging+and+disease.">The heat shock response: systems biology of proteotoxic stress in aging and disease.</a> Cold Spring Harb. Symp. Quant. Biol. 76, 91-99 (2011).</li><li>Nakatsu, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+basis+for+the+spectral+difference+in+luciferase+bioluminescence.">Structural basis for the spectral difference in luciferase bioluminescence.</a> Nature. 440, 372-376 (2006).</li><li>Nathan, D. F., Vos, M. H., Lindquist, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+functions+of+the+Saccharomyces+cerevisiae+Hsp90+chaperone.">In vivo functions of the Saccharomyces cerevisiae Hsp90 chaperone.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 94, 12949-12956 (1997).</li><li>Parsell, D. A., Kowal, A. S., Singer, M. A., Lindquist, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Protein+disaggregation+mediated+by+heat-shock+protein+Hsp104.">Protein disaggregation mediated by heat-shock protein Hsp104.</a> Nature. 372, 475-478 (1994).</li><li>Penna, T. C., Ishii, M., Junior, A. P., Cholewa, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Thermal+stability+of+recombinant+green+fluorescent+protein+(GFPuv)+at+various+pH+values.">Thermal stability of recombinant green fluorescent protein (GFPuv) at various pH values.</a> Appl. Biochem. Biotechnol. , 113-116 (2004).</li><li>Seliger, H. H., Buck, J. B., Fastie, W. G., McElroy, W. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Spectral+Distribution+of+Firefly+Light.">The Spectral Distribution of Firefly Light.</a> J. Gen. Physiol. 48, 95-104 (1964).</li><li>Shorter, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+mammalian+disaggregase+machinery:+Hsp110+synergizes+with+Hsp70+and+Hsp40+to+catalyze+protein+disaggregation+and+reactivation+in+a+cell-free+system.">The mammalian disaggregase machinery: Hsp110 synergizes with Hsp70 and Hsp40 to catalyze protein disaggregation and reactivation in a cell-free system.</a> PLoS One. 6, e26319 (2011).</li><li>Tkach, J. M., Glover, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nucleocytoplasmic+trafficking+of+the+molecular+chaperone+Hsp104+in+unstressed+and+heat-shocked+cells.">Nucleocytoplasmic trafficking of the molecular chaperone Hsp104 in unstressed and heat-shocked cells.</a> Traffic. 9, 39-56 (2008).</li><li>Unno, K., Kishido, T., Hosaka, M., Okada, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+Hsp70+subfamily,+Ssa,+in+protein+folding+in+yeast+cells,+seen+in+luciferase-transformed+ssa+mutants.">Role of Hsp70 subfamily, Ssa, in protein folding in yeast cells, seen in luciferase-transformed ssa mutants.</a> Biol. Pharm. Bull. 20, 1240-1244 (1997).</li><li>Verghese, J., Abrams, J., Wang, Y., Morano, K. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+of+the+heat+shock+response+and+protein+chaperones:+budding+yeast+(Saccharomyces+cerevisiae)+as+a+model+system.">Biology of the heat shock response and protein chaperones: budding yeast (Saccharomyces cerevisiae) as a model system.</a> Microbiol. Mol. Biol. Rev. 76, 115-158 (2012).</li></ol>

관심 없음 충돌 선언하지 않습니다.

이 문서에서는 모델 단백질은 FFL-GFP는 효모 disaggregase이 Hsp104 단백질 재 가용화 및 수리에 기여하는 것을 보여주기 위해 사용되었다. 효소 분석과 현미경 차동 접힘 효율과 수율을 결정하기 위해 동일한 기판 단백질의 상태를 심문. 효소 복구 분석의 결과는 비효율적 hsp104D 균주의 최대 복구 만이 아니다하는 것이 좋습니다,하지만 전개 스트레스의 초기 크기는 돌연변이 균주 (그림 2)?...

인간의 알츠하이머, 파킨슨 병, 헌팅턴의 질환 등 퇴행성 신경 질환은 단백질의 misfolding 및 집계 10에 연결되어있다. 세포는 잘못 접힌 비활성 구조 6으로 세포 단백질의 운동 포획을 방지하기 위해 분자 보호자를 사용합니다. 보호자는 세포 내의 복잡한 상호 작용 네트워크에 참여하지만, 그것은 완전히 이러한 상호 작용의 합이 생명체의 proteostasis에 기여하는 방법을 이해하지 않습니다. 세포질 단백질 폴딩의 대부분을 담당하는 주 보호자의 하나는 70 kD의 열 충격 단백질 (Hsp70의) 가족 19이다. 이 표시되었음을 Hsp70의 감소 효모 손실 초기 발현 된 FFL을 접을 생체 18, 7 내인성 단백질, 오르니 틴 transcarbamoylase를 재 접힘 할 수있다. 실시간에 가까운 해상도로 접는 분석 할 수있는 능력은 이해를 촉진하는 방법을 추가로 휴대 요인 연속이 Hsp70의 종속 프로세스에 ribute. 또한, 폴딩 / 반응 접힘은이 기여하는 단백질에 완전히 의존하지 않을 수 있으므로 분석은 반응 속도와 효율성에 크고 작은 변화를 모두 감지 할 정도로 민감해야합니다. 효모 세포 disaggregase, Hsp104는 집계 잘못 접힌 단백질을 수리에서 중요한 역할을합니다. Hsp104 상동는 곰팡이와 식물에서 발견되었지만,이 가족은 후생에없는 것 같습니다. 이 같은 Hsp110 가족들과 같은 다른 보호자는 포유류 16 알려진 Hsp104 활동의 일부를 수행 할 것을 제안하고있다. Hsp104는 AAA +, hexameric 단백질 복합체입니다 리모델링 단백질 집계에 효모의 기능, 재 접힘 및 수리 13에 기여. Hsp70의 효모, Ssa1, 그리고 효모 Hsp40, Ydj1와 함께 Hsp104는, 효모 세포 5, 8 변성 FFL을 복구해야합니다. 작은 열 충격 단백질, Hsp26은 또한 requi 것으로 표시되었습니다FFL 2 Hsp104 매개 세분화 빨간색. FFL은 기판의 활성 부위에있는 루시페린과 ATP, 산소, decarboxylates을 필요로하는 구조적 변화에 따라 바인딩 두 개의 도메인 단백질 oxyluciferin, 이산화탄소 (CO 2), 아데노신 일 인산염 (AMP), 가벼운 11를 풀어 기판 9, 3. 상업적으로 이용 가능한 FFL 기판, D-루시페린, luminometer 15를 사용하여 검색 할 수 있습니다 550-570 nm의 사이에 발광 결과. FFL은 전개시 화학 물질 또는 열처리 빠르게 집계에서 변성을 정교하게 구분합니다. 39-45 사이의 온도에 노출되었을 때 ° C FFL은 가역적으로 전개 및 비활성화 12입니다. 반면, GFP 및 그 유도체는 스트레스 14 전개 단백질이 뛰어납니다. 따라서이 두 단백질의 융합 기능 G를 타겟팅 할 수있는 실험적으로 불안정한 부분의 기능을 FFL 수 있습니다FP는 인구와 단일 세포 수준 모두에서 형광 현미경을 사용하여 시각화 할 수있는 예금을 세포 내. 자동화 된 현미경과 결합 반자동 멀티 플레이트 리더 효소 분석의 응용 프로그램 속도론 및 반응 접힘 수율의 전례없는 동시 평가를 할 수 있습니다. 또한, 모델 진핵 생물 인 Saccharomyces cerevisiae의의 손쉬운 분자 유전학 정확한 단백질 품질 관리 네트워크의 조작과 세포 스트레스 반응 및 proteostasis에 기여하는 새로운 플레이어를 식별하는 검색 기반의 접근 기회를 모두 할 수 있습니다. 본 연구에서는 FFL-GFP를 표현 야생형 (WT)와 HSP104 삭제 변종 단백질 변성 열 충격을받습니다. FFL-GFP의 재 접힘은 복구 시간 과정을 통해 표현 프로테옴의 수리를 위해 프록시 판독 등의 효소 분석 및 현미경 모두를 통해 모니터링됩니다. WT 세포에 비교하면, 우리는 일을 보여전자 Hsp104 삭제 균주는 변성 FFL 2의 재 활성화에 Hsp104의 역할을 확립 이전의 연구를 지원, FFL-GFP를 접힘시 ~ 60 % 덜 효율적이다.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Reagents</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Synergy MX Microplate Reader</td>
 <td>BioTek</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Olympus IX81-ZDC Confocal Inverted Microscope</td>
 <td>Olympus, Tokyo Japan</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Lumitrac 200 white 96-well plates</td>
 <td>USA Scientific</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>SlideBook 5.0 digital microscopy software</td>
 <td>Intelligent Imaging Innovations, Inc. Denver, CO, USA</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Equipment</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Tris Base</td>
 <td>Fisher</td>
 <td>BP152-1</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>(LiAc) Lithium Acetate</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>L6883</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>PEG (polyethelene glycol)</td>
 <td>Fisher</td>
 <td>BP233-1</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>EDTA</td>
 <td>Fisher</td>
 <td>BP120-1</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>DMSO</td>
 <td>Malinckrodt</td>
 <td>4948</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>SC</td>
 <td>Sunrise</td>
 <td>1300-030</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>SC-URA</td>
 <td>Sunrise</td>
 <td>1306-030</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>cycloheximide</td>
 <td>Acros Organics</td>
 <td>357420050</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>D-luciferin</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>L9504</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>low melt agarose</td>
 <td>NuSieve</td>
 <td>50082</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>immersion oil</td>
 <td>Cargille</td>
 <td>16484</td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

coupled assays for monitoring protein refolding in saccharomyces cerevisiae

단백질 폴딩 / 생합성의 통합 프로세스로 정의 Proteostasis는 재 접힘 / 수리, 그리고 성능 저하, 해로운 결과 1을 방지하기 위해 유지해야하는 섬세한 세포의 균형이다. 이 균형을 방해 외부 또는 내부 요인 단백질 응집, 독성 및 세포 죽음으로 이어질 수 있습니다. 인간이는 헌팅턴의, 파킨슨, 알츠하이머 병 10 신경 퇴행성 질환과 관련된 증상에 대한 주요 기여 요소이다. 그것은 proteostasis의 유지 보수에 관련된 단백질이 쇠약 질병에 대한 치료법을 개발하기 위해 확인하는 것이 필수적이다. 이 문서에서는 녹색 형광 단백질 (FFL-GFP)을 융합 한 모델 단백질 반딧불 루시 페라 제를 사용하여 실시간에 가까운 해상도로 생체 내 단백질 폴딩의 모니터링을위한 기술을 설명합니다. FFL 부분은 스트레스 유발 m에 매우 민감로 FFL-GFP는 고유 모델 키메라 단백질효소 12 불 활성화 isfolding 및 집계. 루시 페라 제 활동은 효소 분석을 사용하여 모니터링하고, GFP 부분은 자동화 된 현미경을 사용하여 수용성 또는 집계 FFL을 시각화하는 방법을 제공합니다. 이러한 결합 방법은 재 접힘과 스트레스 후 효소의 기능을 재 활성화 모두를 분석하기 위해 두 개의 병렬 기술적으로 독립적 인 접근 방식을 통합합니다. 활동 복구는 직접 더 나은 이러한 단백질 보호자와 같은 단백질 품질 관리 요소가 이러한 기능을 수행하기 위해 협력하는 방법을 이해하기 위해 세분화하고 다시 가용화 반응 속도와 상관 될 수 있습니다. 또한, 유전자 삭제 또는 돌연변이는이 과정에 특정 단백질 또는 단백질 소단위의 기여를 테스트하는 데 사용할 수 있습니다. 이 문서에서 우리는이 방법의 유효성을 검사하는 단백질 재 접힘에 시스템 5 접힘 Hsp40/70/nucleotide 교환 계수 (NEF) 파트너로 알려진 단백질 disaggregase Hsp104 13 일의 기여를 검사합니다.

효모 disaggregase에 의존, Hsp104 효율적으로 열 변성 단백질을 재 접힘 수 있습니다. FFL-GFP의 활동은 발광 플래시 분석 그림 1을 사용하여, 25 분 열 충격 후 측정 하였다. 그림 2에서와 같이이 자동화 된 분석의 결과는 궁극적으로 WT 세포의&gt; 80 % 회복했다 90 분 이상 활동 단계적 증가를 발표했다. hsp104Δ 변형은 동일한 시간 프레임에 원래 활동의 19 %를 회복. 또한, 초기...

Watch this Scientific Journal Video about Coupled Assays for Monitoring Protein Refolding in Saccharomyces cerevisiae at JoVE.com

Coupled Assays for Monitoring Protein Refolding in Saccharomyces cerevisiae

이 문서에서는 조사 반딧불 루시 페라 제 - GFP 융합 단백질의 사용을 설명합니다<em&gt; 생체 내</em&gt;의 단백질 폴딩<em&gt; 사카 cerevisiae의</em&gt;. 모델 열 변성 된 단백질의 접힘이 시약을 사용하면 형광 현미경 및 단백질 품질 관리 proteostasis 네트워크 구성 요소의 역할을 조사하는 효소 분석에 의해 동시에 모니터링 할 수 있습니다.

의 모니터링 단백질 접힘에 대한 결합 분석 실험<em&gt; 사카 cerevisiae의</em

Proteostasis, defined as the combined processes of protein folding/biogenesis, refolding/repair, and degradation, is a delicate cellular balance that must ...

coupled-assays-for-monitoring-protein-refolding-saccharomyces

Research

JoVE Journal

Biology

Coupled Assays for Monitoring Protein Refolding in Saccharomyces cerevisiae

10.2K 조회수.  University of Texas Medical School. 이 문서에서는 조사 반딧불 루시 페라 제 - GFP 융합 단백질의 사용을 설명합니다 생체 내의 단백질 폴딩 사카 cerevisiae의. 모델 열 변성 된 단백질의 접힘이 시약을 사용하면 형광 현미경 및 단백질 품질 관리 proteostasis 네트워크 구성 요소의 역할을 조사하는 효소 분석에 의해 동시에 모니터링 할 수 있습니다.

비디오: Coupled Assays for Monitoring Protein Refolding in Saccharomyces cerevisiae

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae exists in either a haploid or diploid state. The ability to combine alleles from two haploids and the ability to introduce modifications to the genome requires the production and dissection of asci. Asci production from haploid cells begins with the mating of two yeast haploid strains with compatible mating types to produce a diploid strain. This can be accomplished in a number of ways either on solid medium or in liquid. It is advantageous to select for the diploids in medium that selectively promotes their growth compared to either of the haploid strains. The diploids are then allowed to sporulate on nutrient-poor medium to form asci, a bundle of four haploid daughter cells resulting from meiotic reproduction of the diploid. A mixture of vegetative cells and asci is then treated with the enzyme zymolyase to digest away the membrane sac surrounding the ascospores of the asci. Using micromanipulation with a microneedle under a dissection microscope one can pick up individual asci and separate and relocate the four ascopores. Dissected asci are grown for several days and tested for the markers or alleles of interest by replica plating onto appropriate selective media.

Dissection of Saccharomyces Cerevisiae Asci

Micromanipulation of yeast cells is needed for meiotic genetic analysis or to select diploid zygotes. These micromanipulations are carried out using the microneedle of a dissection microscope. The microneedle is used to relocate cells and is controlled by a micromanipulator which are available with various degrees of automation.

의 해부 Saccharomyces Cerevisiae Asci

Yeast is a highly tractable model system that is used to study many different cellular processes. The common laboratory strain Saccharomyces cerevisiae ...

연구

생물학

Quantitative Phosphoproteomics in Fatty Acid Stimulated Saccharomyces cerevisiae

This protocol describes the growth and stimulation, with the fatty acid oleate, of isotopically heavy and light S. cerevisiae cells. Cells are ground using a cryolysis procedure in a ball mill grinder and the resulting grindate brought into solution by urea solubilization. This procedure allows for the lysis of the cells in a metabolically inactive state, preserving phosphorylation and preventing reorientation of the phosphoproteome during cell lysis.  Following reduction, alkylation, trypsin digestion of the proteins, the samples are desalted on C18 columns and the sample complexity reduced by fractionation using hydrophilic interaction chromatography (HILIC). HILIC columns preferentially retain hydrophilic molecules which is well suited for phosphoproteomics.  Phosphorylated peptides tend to elute later in the chromatographic profile than the non phosphorylated counterparts. After fractionation, phosphopeptides are enriched using immobilized metal chromatography, which relies on charge-based affinities for phosphopeptide enrichment. At the end of this procedure the samples are ready to be quantitatively analyzed by mass spectrometry.

Quantitative Phosphoproteomics in Fatty Acid Stimulated Saccharomyces cerevisiae

Description of a quantitative phosphorylation procedure using cryolysis, urea solubilziation, HILIC fractionation and IMAC enrichment of phosphorylated peptides.

지방산의 정량 Phosphoproteomics은 자극 Saccharomyces cerevisiae</em

This protocol describes the growth and stimulation, with the fatty acid oleate, of isotopically heavy and light S. cerevisiae cells. Cells are ground ...

Microarray Analysis for Saccharomyces cerevisiae

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen peroxide (H2O2), an oxidizing agent. In the experiment, yeast is grown for 48 hours in 1/2X YPD broth containing 3X glucose. The culture is split into a control and treated group. The experiment culture is treated with 0.5 mM H2O2 in Hanks Buffered Saline (HBSS) for 1 hour. The control culture is treated with HBSS only. Total RNA is extracted from both cultures and is converted to a biotin-labeled cRNA product through a multistep process. The final synthesis product is taken back to the UVM Microarray Core Facility and hybridized to the Affymetrix yeast GeneChips. The resulting gene expression data are uploaded into bioinformatics data analysis software.

Microarray Analysis for Saccharomyces cerevisiae

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen peroxide (H2O2), an oxidizing agent.

Microarray 분석을위한 Saccharomyces cerevisiae</em

In this protocol, gene expression in yeast (Saccharomyces cerevisiae) is changed after exposure to oxidative stress induced by the addition of hydrogen ...

A Fluorescence Microscopy Assay for Monitoring Mitophagy in the Yeast Saccharomyces cerevisiae

Autophagy is important for turnover of cellular components under a range of different conditions. It serves an essential homeostatic function as well as a quality control mechanism that can target and selectively degrade cellular material including organelles1-4. For example, damaged or redundant mitochondria (Fig. 1), not disposed of by autophagy, can represent a threat to cellular homeostasis and cell survival. In the yeast, Saccharomyces cerevisiae, nutrient deprivation (e.g., nitrogen starvation) or damage can promote selective turnover of mitochondria by autophagy in a process termed mitophagy 5-9.
We describe a simple fluorescence microscopy approach to assess autophagy. For clarity we restrict our description here to show how the approach can be used to monitor mitophagy in yeast cells. The assay makes use of a fluorescent reporter, Rosella, which is a dual-emission biosensor comprising a relatively pH-stable red fluorescent protein linked to a pH-sensitive green fluorescent protein. The operation of this reporter relies on differences in pH between the vacuole (pH ~ 5.0-5.5) and mitochondria (pH ~ 8.2) in living cells. Under growing conditions, wild type cells exhibit both red and green fluorescence distributed in a manner characteristic of the mitochondria. Fluorescence emission is not associated with the vacuole. When subjected to nitrogen starvation, a condition which induces mitophagy, in addition to red and green fluorescence labeling the mitochondria, cells exhibit the accumulation of red, but not green fluorescence, in the acidic vacuolar lumen representing the delivery of mitochondria to the vacuole. Scoring cells with red, but not green fluorescent vacuoles can be used as a measure of mitophagic activity in cells5,10-12.

A Fluorescence Microscopy Assay for Monitoring Mitophagy in the Yeast Saccharomyces cerevisiae

A robust approach to monitor the delivery of organelles to the acidic lumen of the yeast vacuole for degradation and recycling is described. The method relies on the specific labeling of target organelles with a genetically encoded dual-emission fluorescence pH-biosensor, and visualization of individual cells using fluorescence microscopy.

효모에서 모니터링 Mitophagy을위한 형광 현미경 분석 Saccharomyces cerevisiae

Autophagy is important for turnover of cellular components under a range of different conditions. It serves an essential homeostatic function as well as a ...

Expression and Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein in Saccharomyces cerevisiae

The cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) is a chloride channel, that when mutated, can give rise to cystic fibrosis in humans.There is therefore considerable interest in this protein, but efforts to study its structure and activity have been hampered by the difficulty of expressing and purifying sufficient amounts of the protein1-3. Like many 'difficult' eukaryotic membrane proteins, expression in a fast-growing organism is desirable, but challenging, and in the yeast S. cerevisiae, so far low amounts were obtained and rapid degradation of the recombinant protein was observed 4-9. Proteins involved in the processing of recombinant CFTR in yeast have been described6-9 .In this report we describe a methodology for expression of CFTR in yeast and its purification in significant amounts. The protocol describes how the earlier proteolysis problems can be overcome and how expression levels of CFTR can be greatly improved by modifying the cell growth conditions and by controlling the induction conditions, in particular the time period prior to cell harvesting. The reagants associated with this protocol (murine CFTR-expressing yeast cells or yeast plasmids) will be distributed via the US Cystic Fibrosis Foundation, which has sponsored the research. An article describing the design and synthesis of the CFTR construct employed in this report will be published separately (Urbatsch, I.; Thibodeau, P. et al., unpublished). In this article we will explain our method beginning with the transformation of the yeast cells with the CFTR construct - containing yeast plasmid (Fig. 1). The construct has a green fluorescent protein (GFP) sequence fused to CFTR at its C-terminus and follows the system developed by Drew et al. (2008)10. The GFP allows the expression and purification of CFTR to be followed relatively easily. The JoVE visualized protocol finishes after the preparation of microsomes from the yeast cells, although we include some suggestions for purification of the protein from the microsomes. Readers may wish to add their own modifications to the microsome purification procedure, dependent on the final experiments to be carried out with the protein and the local equipment available to them. The yeast-expressed CFTR protein can be partially purified using metal ion affinity chromatography, using an intrinsic polyhistidine purification tag. Subsequent size-exclusion chromatography yields a protein that appears to be &gt;90% pure, as judged by SDS-PAGE and Coomassie-staining of the gel.

Expression and Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein in Saccharomyces cerevisiae

Attempts to express the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) in Saccharomyces cerevisiae have, until now, yielded relatively low amounts of protein. This protocol and the associated reagents distributed via the Cystic Fibrosis Foundation should allow the preparation of milligram amounts of this 'difficult' eukaryotic membrane protein.

의 낭성 섬유증의 Transmembrane의 전도성 조절 단백질의 표현과 정제 Saccharomyces cerevisiae

The  cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) is a chloride  channel, that when mutated, can give rise to cystic fibrosis in  ...

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for using FISH to quantify the number of mRNAs in single yeast cells. Cells can be grown in any condition of interest and then fixed and made permeable. Subsequently, multiple single-stranded deoxyoligonucleotides conjugated to fluorescent dyes are used to label and visualize mRNAs. Diffraction-limited fluorescence from single mRNA molecules is quantified using a spot-detection algorithm to identify and count the number of mRNAs per cell. While the more standard quantification methods of northern blots, RT-PCR and gene expression microarrays provide information on average mRNAs in the bulk population, FISH facilitates both the counting and localization of these mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

Visualization and Analysis of mRNA Molecules Using Fluorescence In Situ Hybridization in Saccharomyces cerevisiae

This protocol describes an experimental procedure for performing Fluorescence in situ Hybridization (FISH) for counting mRNAs in single cells at single-molecule resolution.

형광을 사용하여 mRNA의 분자의 시각화 및 분석<em&gt; 제자리에서</em에서&gt; 하이브리드<em&gt; 사카 cerevisiae의</em

The Fluorescence in situ Hybridization (FISH) method allows one to detect nucleic acids in the native cellular environment. Here we provide a protocol for ...

Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein Expressed in Saccharomyces cerevisiae

Defects in the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) protein cause cystic fibrosis (CF), an autosomal recessive disease that currently limits the average life expectancy of sufferers to &#60;40 years of age. The development of novel drug molecules to restore the activity of CFTR is an important goal in the treatment CF, and the isolation of functionally active CFTR is a useful step towards achieving this goal.
We describe two methods for the purification of CFTR from a eukaryotic heterologous expression system, S. cerevisiae. Like prokaryotic systems, S. cerevisiae can be rapidly grown in the lab at low cost, but can also traffic and posttranslationally modify large membrane proteins. The selection of detergents for solubilization and purification is a critical step in the purification of any membrane protein. Having screened for the solubility of CFTR in several detergents, we have chosen two contrasting detergents for use in the purification that allow the final CFTR preparation to be tailored to the subsequently planned experiments.
In this method, we provide comparison of the purification of CFTR in dodecyl-&#946;-D-maltoside (DDM) and 1-tetradecanoyl-sn-glycero-3-phospho-(1&#39;-rac-glycerol) (LPG-14). Protein purified in DDM by this method shows ATPase activity in functional assays. Protein purified in LPG-14 shows high purity and yield, can be employed to study post-translational modifications, and can be used for structural methods such as small-angle X-ray scattering and electron microscopy. However it displays significantly lower ATPase activity.

Purification of the Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator Protein Expressed in Saccharomyces cerevisiae

Heterologous expression and purification of the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) are significant challenges and limiting factors in the development of drug therapies for cystic fibrosis. This protocol describes two methods for the isolation of milligram quantities of CFTR suitable for functional and structural studies.&#160;

로 표현 낭포 성 섬유증 막 횡단 전도력 규칙 단백질의 정제<em&gt; 사카로 마이 세스 세레 비시 애</em

Defects in the cystic fibrosis transmembrane conductance regulator (CFTR) protein cause cystic fibrosis (CF), an autosomal recessive disease that ...

Measurement of mRNA Decay Rates in Saccharomyces cerevisiae Using rpb1-1 Strains

mRNA steady state levels vary depending on environmental conditions. Regulation of the steady state accumulation levels of an mRNA ensures that the correct amount of protein is synthesized for the cell&#8217;s specific growth conditions. One approach for measuring mRNA decay rates is inhibiting transcription and subsequently monitoring the disappearance of the already present mRNA. The rate of mRNA decay can then be quantified, and an accurate half-life can be determined utilizing several techniques. In S. cerevisiae, protocols that measure mRNA half-lives have been developed and include inhibiting transcription of mRNA using strains that harbor a temperature sensitive allele of RNA polymerase II, rpb1-1. Other techniques for measuring mRNA half-lives include inhibiting transcription with transcriptional inhibitors such as thiolutin or 1,10-phenanthroline, or alternatively, by utilizing mRNAs that are under the control of a regulatable promoter such as the galactose inducible promoter and the TET-off system. Here, we describe measurement of S. cerevisiae mRNA decay rates using the temperature sensitive allele of RNA polymerase II. This technique can be used to measure mRNA decay rates of individual mRNAs or genome-wide.

Measurement of mRNA Decay Rates in Saccharomyces cerevisiae Using rpb1-1 Strains

The steady state level of specific mRNAs is determined by the rate of synthesis and decay of the mRNA. Genome-wide mRNA degradation rates or the decay rates of specific mRNAs can be measured by determining mRNA half-lives. This protocol focuses on measurement of mRNA decay rates in Saccharomyces cerevisiae.

mRNA의 붕괴 요금의 측정에<em&gt; 사카로 미세스 세 레비 시아</em사용&gt;<em&gt; rpb1-1</em&gt; 균주

mRNA steady state levels vary depending on environmental conditions. Regulation of the steady state accumulation levels of an mRNA ensures that the ...

Rapid Identification of Chemical Genetic Interactions in Saccharomyces cerevisiae

Determining the mode of action of bioactive chemicals is of interest to a broad range of academic, pharmaceutical, and industrial scientists. Saccharomyces cerevisiae, or budding yeast, is a model eukaryote for which a complete collection of ~6,000 gene deletion mutants and hypomorphic essential gene mutants are commercially available. These collections of mutants can be used to systematically detect chemical-gene interactions, i.e. genes necessary to tolerate a chemical. This information, in turn, reports on the likely mode of action of the compound. Here we describe a protocol for the rapid identification of chemical-genetic interactions in budding yeast. We demonstrate the method using the chemotherapeutic agent 5-fluorouracil (5-FU), which has a well-defined mechanism of action. Our results show that the nuclear TRAMP RNA exosome and DNA repair enzymes are needed for proliferation in the presence of 5-FU, which is consistent with previous microarray based bar-coding chemical genetic approaches and the knowledge that 5-FU adversely affects both RNA and DNA metabolism. The required validation protocols of these high-throughput screens are also described.

Rapid Identification of Chemical Genetic Interactions in Saccharomyces cerevisiae

Here we present a cost-effective method for defining chemical-genetic interactions in budding yeast. The approach is built on fundamental techniques in yeast molecular biology and is well suited for the mechanistic interrogation of small to medium collections of chemicals and other media environments.

화학 유전자 상호 작용의 신속한 식별<em&gt; 사카로 미세스 세 레비 시아</em

Determining the mode of action of bioactive chemicals is of interest to a broad range of academic, pharmaceutical, and industrial scientists. ...

Growth-based Determination and Biochemical Confirmation of Genetic Requirements for Protein Degradation in Saccharomyces cerevisiae

Regulated protein degradation is crucial for virtually every cellular function. Much of what is known about the molecular mechanisms and genetic requirements for eukaryotic protein degradation was initially established in Saccharomyces cerevisiae. Classical analyses of protein degradation have relied on biochemical pulse-chase and cycloheximide-chase methodologies. While these techniques provide sensitive means for observing protein degradation, they are laborious, time-consuming, and low-throughput. These approaches are not amenable to rapid or large-scale screening for mutations that prevent protein degradation. Here, a yeast growth-based assay for the facile identification of genetic requirements for protein degradation is described. In this assay, a reporter enzyme required for growth under specific selective conditions is fused to an unstable protein. Cells lacking the endogenous reporter enzyme but expressing the fusion protein can grow under selective conditions only when the fusion protein is stabilized (i.e. when protein degradation is compromised). In the growth assay described here, serial dilutions of wild-type and mutant yeast cells harboring a plasmid encoding a fusion protein are spotted onto selective and non-selective medium. Growth under selective conditions is consistent with degradation impairment by a given mutation. Increased protein abundance should be biochemically confirmed. A method for the rapid extraction of yeast proteins in a form suitable for electrophoresis and western blotting is also demonstrated. A growth-based readout for protein stability, combined with a simple protocol for protein extraction for biochemical analysis, facilitates rapid identification of genetic requirements for protein degradation. These techniques can be adapted to monitor degradation of a variety of short-lived proteins. In the example presented, the His3 enzyme, which is required for histidine biosynthesis, was fused to Deg1-Sec62. Deg1-Sec62 is targeted for degradation after it aberrantly engages the endoplasmic reticulum translocon. Cells harboring Deg1-Sec62-His3 were able to grow under selective conditions when the protein was stabilized.

Growth-based Determination and Biochemical Confirmation of Genetic Requirements for Protein Degradation in Saccharomyces cerevisiae

This article describes a yeast growth-based assay for the determination of genetic requirements for protein degradation. It also demonstrates a method for rapid extraction of yeast proteins, suitable for western blotting to biochemically confirm degradation requirements. These techniques can be adapted to monitor degradation of a variety of proteins.