우리는 영국의 국가 측정 사무실의 화학 및 생물 계측 프로그램에서 자금을 인정합니다. 우리는 기술적 조언과 제안 세바스티안 반 데 린데, 미 크로스 Erdelyi 에릭리스 감사합니다. 우리가 도움의 의견과이 원고에 대한 논의를 위해 미 크로스 Erdelyi, 에릭리스 및 최대 Ryadnov 감사합니다.

참고 :이 프로토콜 전반에 걸쳐 조언과 제안은 특정 단계에 따라 발견된다. &quot;* 1&quot;표기는 주 1 등등이 특정 단계에 관련하고 있음을 나타냅니다. 1. 유리의 형광 덱스 트란 코팅 <ol><li> 8 챔버 커버 글라스의 각 웰에 0.01 %의 폴리-L-라이신 솔루션 200 μl를 추가하고 10 분 동안 품어. 더 남은 액체를 보장하기 위해 피펫으로 제거합니다. </li><li> 2 ㎎ / ㎖의 원액을 만드는 제조 업체의 지침에 따라 덱스 트란 - 알렉사 647 * 1을 재구성. 이로부터, 20 ㎍ / ㎖의 솔루션을 만들 탈 이온수 25 μL로 0.25 μl를 희석. </li><li> 덱스 트란 알렉사 647 용액의 고밀도 코팅을 만들려면 탈 이온수 200 μL의 전체에 20 ㎍ / ㎖의 용액을 20 ㎕를 희석. 중간 밀도 솔루션을 탈 이온수 (원래 원액에서 1:10,000 희석)의 200 μL 2 μL를 희석. 저에 대한밀도 솔루션은 탈 이온수 (원래 원액에서 1:100,000 희석)의 200 ㎕의 0.2 μl를 희석. </li><li> 각 웰에 희석 된 덱스 트란 - 알렉사 647 솔루션 200 μl를 추가하고 10 분 동안 품어. 긴 배양 시간은 밀도 덱스 트란 코팅을 초래할 수있다 사용될 수있다. 세 번을 제거하고 H 2 O로 세척 * 2 </li></ol> 주 1 : 기타 덱스 트란 염색 복합체를 사용할 수 있습니다. 원하는 조합은 상업적으로 사용할 수없는 경우 비 결합 덱스 트란은 염료에 접합 될 수있다. 주 2 : 형광의 균일 성이 저하 될 수 있지만, 동일한 덱스 트란 챔버 주에 걸쳐 재 이미징 할 수있다. 모든 버퍼가없는 상태에서 4 ° C에서 보관하는 것이 좋습니다. 2. 유리에 형광 액틴 필라멘트 <ol><li> 챔버의 각 웰에 0.01 %의 폴리-L-라이신 솔루션 200 μl를 추가하고 * 3 10 분 동안 품어. 다시어떤 액체가 남아 있지 않은지 확인하기 위해 피펫으로 이동합니다. </li><li> 각 실에 일반 말라 버퍼 (제조업체의 지침에 따라 재구성)의 90 μl를 추가합니다. (제조 업체의 지침에 따라 메탄올 1.5 ㎖에 용해하면 0.2 단위) 액틴 필라멘트 용액 1 μL phalloidin도 - 알렉사 647 미리 형성된 10 μM의 10 μl를 추가하고 부드럽게까지 피펫 믹스 다운. * 4 30 분 동안 품어. </li></ol> 주 3 : 폴리-L-라이신 코팅 유리에 결합 닫기 필라멘트 챔버 결과 내에 필라멘트 용액의 부피를 증가시킨다. 4 주 : 4 ° C에서 최대 48 시간의 배양 시간을 좋은 결과로 테스트되었습니다. 챔버가 하루 이상 동일한 샘플을 사용하는 것이 추천되지 않도록 버퍼를 스위칭에 노출 된 후에 액틴 필라멘트 이미지 품질이 저하된다. 3. 기준 마커로 미세 형광 구슬 <ol><li&gt; 200 ㎕의 PBS에 TetraSpeck 구슬 1 μl를 희석 혼합. </li><li> 영상 실에 희석 구슬을 추가하고 * 5 15 분을 기다립니다. 솔루션을 제거하고 이전의 영상을 PBS로 3 회 세척한다. </li></ol> 주 5 - 희석 배양 시간은 비드의 다른 밀도를 얻기 위해 조정될 수있다. 20.5 μm의 당 10 구슬 X 20.5 μm의 시야 -이 프로토콜은 일반적으로 3 사이에 발생합니다. 4. 표피 성장 인자 세포 염색법 <ol><li> 둘 베코 변형 이글 중간 (DMEM)에서 약 80 % 컨 플루로 촬상 챔버 농경 HeLa 세포는 10 % 소 태아 혈청 (FBS) 및 1 % 페니실린 - 스트렙토 마이신 용액으로 보충. </li><li> 배지를 제거하고 PBS로 세척. 그런 다음 10 분 동안 4 % 포름 알데히드 용액 (4 ㎖의 10 % 포름 알데히드 용액 1 ㎖ 10X PBS, 5 ㎖의 물)의 500 μl를 추가합니다. 포름 알데히드를 제거하고 PBS로 3 회 세척한다. 세포가 D 유지하는 것을 허용하지 않는다공예 항상 사용하는 PBS는 저장성 스트레스를 방지하기 위해 솔루션을 버퍼. </li></ol> 주의 - 포름 알데히드는 매우 독성이다. 적절한 장갑, 눈 보호 및 실험실 코트를 착용하고 있는지 확인합니다. 포름 알데히드의 처리를위한 로컬 가이드 라인을 확인합니다. <ol start="3"><li> 50 ㎍ / ㎖의 원액을 만드는 제조 업체의 지침에 따라 EGF - 알렉사 647을 재구성. (PBS에서) 0.1 % BSA 용액 200 μL이 원액 2 μl를 추가합니다. 세포에서 PBS를 제거, EGF 솔루션을 추가하고 30 분 동안 품어. </li><li> 솔루션을 제거하고 15 분 동안 (PBS에서) 0.1 % BSA의 차단 솔루션을 추가하기 전에 PBS로 3 회 세척한다. 이를 제거하고 이전의 이미지에 PBS에 추가하는 과정을 3 회 반복한다. </li></ol> 5. 버퍼 준비를 전환 <ol><li> 카탈라아제의 10 μL (20 ㎍ / ㎖), 1 M 트리스 (2 - carboxyelthyl) 포스 하이드로 클로라이드 (4 ㎜), 2.5 ml의 글리세린 (50 %) 20 ㎕, 125 ㎕ 씩 효소 원액 (A)를 확인1 M의 KCl (25 ㎜)의 1 M의 pH를 7.5 트리스 - 염산 (20 ㎜)의 100 μL, 5 포도당 산화 효소 (1 ㎎ / ㎖)의 MG와 diH20와 5 ㎖ 볼륨에 가득 부어. 이 -20 ° C에서 저장까지 1 년간 사용할 수있는 100 × 50 ㎕의 분취 량을 확인하기에 충분하다. </li><li> ) 4g 혈당 (100 ㎎ / ㎖), 4 ㎖의 글리세린 (10 %), 36 ML의 diH20과 포도당 주식 솔루션 (B)를 확인합니다. 20 ° C와 1 년까지 사용 -이 저장 될 수있는 100 × 400 ㎕의 분취 량을 확인하기에 충분하다. </li><li> MEA-염산 (1M)의 113.6 밀리그램 DIH 2 0 1 ㎖와 환원제 원액 (C)를 ​​확인합니다. 신선한를 사용하거나 -20 ° C에서 저장까지 1 달 동안 사용할 수있는 10 × 100 ㎕의 분취 량을, (분취 량을 재 냉동하지 않음)합니다. </li><li> 직전 이미징, 효소 (A), 포도당 (B) 및 비율 50 μL에서 함께 에이전트 (C) 주식 솔루션을 감소, 400 μL, 100 μL를 혼합 * 6 PBS 1 ml로 구성한다. 이 버퍼는 현재 산소를 폐품 및 환원 환경 (100 MM의 MEA을해야합니다염산) * 7. 최종 pH의 범위는 6.0에 있어야합니다 - 8.5 (조정은 일반적으로 필요하지 않습니다) * 8. </li></ol> 6 주 -이 버퍼는 Cy5에 알렉사 647로 carbocyanine 기반의 염료로 사용하기에 적합하다. 7 주 - 최종 효소 농도는 포도당 산화 효소의 50 μg / ㎖ (5 개 / ㎖), 카탈라제의 1 ㎍ / ㎖ (40 ~ 60 단위 / ㎖)이다. 효소 활성 (단위) 공급 업체에 의해 부여 될 수 있습니다. 카탈라제에 대한 계산 단계 5.4 이후 1 ㎍ / ㎖의 최종 농도는 효소의 50 단위를 포함한다고 가정합니다. 유사한 산소 소거 성분 등 여러가지 버퍼 조성물은 21,30,40 찾을 수있다. 버퍼와 염료의 조합에 대한 요약 참조 (28, 29)을 참조하십시오. 글리세린과 TCEP는 -20 ° C에서 장기 저장에 필요한 8 주 - 영상 액틴 필라멘트 t을 안정화하는 데 도움이 2 mM의 MgCl2를 0.2 mM의 ATP를 추가하는 경우그는 필라멘트. 6. (알렉사 647 염료를 사용하여) STORM 데이터의 현미경 취득 <ol><li> 열 평형에 도달 할 수 있도록 STORM / PALM 현미경, 영상 전에 바람직하게는 3 시간에 스위치. 이 전 영상은 드리프트의 증가 기회가있다. </li><li> 현미경 단계 샘플 홀더에 영상 실을 삽입합니다. 샘플 홀더에 단단히하고 평평한 지 확인합니다. </li><li> 영상 실에서 PBS를 제거하고 스위칭 버퍼 상단에 입력합니다. 조심스럽게 확인 기포가 전혀 없다고하고 전체 챔버가 적용되어 제작, 챔버의 상부에 커버 슬립을 배치합니다. 기포가 보이는 경우 추가 버퍼 또는 PBS와 맨 그렇지 않으면 성능이 감소 할 수 있습니다 버퍼. </li></ol> 주의 - 대물 렌즈와 관련하여 샘플의 횡 방향 및 축 드리프트의 가능성을 최소화하기 It는 샘플 및 버퍼 평형화 남아있는 것을 권장이전 영상에 적어도 15 분 동안 실온에. <ol start="4"><li> 몇 군데에 관심 형광 구조를 찾습니다. 이것은 세포 샘플에 특히 이익이다 포커스 아웃 광을 최소화하여 신호 대 잡음비를 향상이 경우 조명의 원하는 각도, TIRF 또는 높은 경사각을 선택 추천. 이전 STORM 영상에 구조의 기준 회절 제한 이미지를 가져 가라. </li><li> 약 2 킬로와트 / cm (2)에 대응하는, 높은 전력으로 (약 640 ㎚의 적절한 여기 파장을 가진) 여기 레이저를 증가하는 동안 10 msec의 노출의 카메라 설정, 약 50 Hz의 사이클 시간에 이미징 (초당 프레임) . 형광 (대부분의 샘플 아마 10 초 이내) 스파 스 점멸 패턴으로 전환 한 후 * 9 10,000 프레임을 수집합니다. </li></ol> 9 주 - 10,000 프레임은 여기에 설명 된 샘플에 적합합니다그러나, 다른 샘플 50000 이상으로 프레임 번호를 증가시킬 필요가있을 수있다. 7. 원시 데이터에서 최고 해상도의 이미지를 재구성 (폭풍우를 사용) <ol><li> MATLAB 내에서 rainSTORM.m 파일을 열고 (그림 1A)를 실행합니다. </li><li> 폭풍우 창 (그림 1B)에서 찾아보기 버튼을 사용하여 분석 할 수있는 이미지 파일을 선택합니다. 이것은. TIF 파일 (ImageJ에가 TIF 포맷으로 다른 파일 형식을 변환하는 데 이용 될 수있다)이어야한다. * (10) 데이터를 획득하는 데 사용되는 현미경 시스템의 원시 데이터와 일치하는 픽셀 너비를 바꾼다. 기본값으로 다른 값을 둡니다. </li></ol> 10 주 - 이미지의 픽셀 크기가 160 나노 될 것 100X 대물 렌즈와 시스템에 따라서 일반적인 EMCCD 카메라는 16 ㎛의 픽셀 크기를 가지고 있습니다. 상용 시스템의 픽셀 크기는 일반적으로 소프트웨어에 표시됩니다. 픽셀 크기는 대부분의 현지화 현미경 100 nm의 160 nm의 사이에 다릅니다.<ol start="3"><li> &#39;공정 이미지&#39;버튼을 누르면 예비 이미지가 나타날 때까지 기다립니다. 처리 시간은 파일 크기, 컴퓨터 명세서 및 * 11 원시 데이터 내의 후보 점멸의 수에 의존 할 것이다. </li></ol> 주 11 - 액틴과 EGF 데이터 10,000 프레임 시퀀스는 인텔 제온 E5420의 CPU와 함께 PC를 사용하여 각각 처리하는 데 23 초, 25 초를했다. MATLAB에서 병렬 처리 도구 상자없이 동일한 컴퓨터를 사용하거나 여러 개의 코어 처리하지 않고 컴퓨터와, 시간은 각각 66 초와 81 초이었다. <ol start="4"><li> 업데이트 된 최고 해상도의 이미지를 눌러 &#39;열기 리뷰어&#39;버튼을 생성하고 두 번째 창 (그림 1C)가 나타납니다. (그림 1D) 원하는대로 이미지 표시를 변경하기 위해 &#39;명암 조정&#39;버튼을 누릅니다. 일부의 경우, 화상이 매우 어두운 곳 최대 값은 감소한다. </li><li> 회전을 사용하여유용한 이미지 품질 메트릭을 생성하고, 상기 초 - 해상도 화상을 세분화하기 iewer 창 (도 1C). 각각 4000, 0.1 및 0.8 ~ 2.0의 값 * (12)에 처음 세 개의 품질 제어 파라미터를 설정한다. 어느 광자 캘리브레이션 측정 또는 특정 EM 게인 카메라 제조자에 의해 지정된 광자 곡선 검량선 값을 이용에 근거한다 광자 값마다 카운트를 업데이트한다. 이것은 정확한 정밀도와 * 13 해상도의 측정을 얻기위한 중요합니다. </li></ol> 12 주 - 신호의 수는 밝기 기준에 따라 깜박을 거부합니다. 값이 밝은 높은 깜짝 최종 이미지에서 지역화로 인정 될 수 있어야합니다. 이 염료 및 노출 시간과 카메라의 감도의 광자 출력에 따라 변경해야 할 수 있습니다. 신호 및 장착 가우스 즉, D 사이에 상당한 광장에 에러가 발생했을 경우 공차가 깜박 거부ouble 봉우리. PSF의 장착 폭이 범위를 벗어난에있는 경우 PSF 시그마 범위가 깜박 거부, 즉 좁은 범위의 포커스 아웃 신호와 일정한 형광의 큰 집계 얼룩을 거부 할 수 있습니다. 넓은 범위를 사용하여 최종 이미지에 나타나는 mislocalization 아티팩트가 발생할 수 있습니다. 실제로,이 지역화 정밀 컷오프 파라미터를 이용하여 초기 품질 관리를 실시하도록 권장한다. 13 주 - 해상도 메트릭에 대한 자세한 내용은 참고 문헌 23, 27을 참조하십시오. 각에 의해 생성 된 광자의 수는 각 지역화의 현지화 정도를 계산하고 그 결과 전체 이미지 전체에 대한 정밀 추정치를 평균 산출 할 수있다 깜박 아는하여 간단히. 광자 값 당 200 카운트의 이득 설정과 도르 IXON DU-897E를 사용하면 9.04입니다. <ol start="6"><li> 평균 현지화 PRECIS을 최적화 사이의 절충 현지화 정밀 컷오프 (그림 1C)를 변경최종 이미지의 현지화 수에 이온. 30-50 ㎚의 값은 데이터의 품질과 샘플에 따라 추천된다. 히스토그램 및 info.txt 파일은 모두이 결정 (그림 1 층 및 1G)를 알릴 수 있습니다. </li><li> 재구성 스케일 팩터 (도 1C)는 기본적 원래 이미지에서 픽셀 폭이 160 ㎚이다 가정 32 ㎚의 초 - 해상도의 화소를 생성하는 것, 5이다. RAW 이미지는 100 nm의 픽셀 크기가있는 경우이 20 ㎚의 화소 최고 해상도의 이미지를 생성합니다. * 14 최종 이미지에서 작은 슈퍼 해상도 픽셀을 생산하는 규모 계수를 증가시킨다. </li></ol> 주 14 - 지역화 현미경의 분해능은 (간단한 히스토그램 재구성 픽셀 크기 즉) 시각화뿐만 아니라 지역화 정밀도에 필요에 따라 평활. 실제, 재구성 픽셀 크기는 일반적으로 지역화보다 작아야정밀도는 (정보 텍스트 파일의 평균 정밀 견적 메트릭을 참조 - 6.11 및 6.12 단계). 이 경우에 의한 재구성 화소 크기로 해상도의 손실 23,27 작은 것이다. 예를 들어 행과도 4E의 ​​열 방향의 평균 추정 정밀도는 16.1 nm 내지 16.2 nm의이다. 16 ㎚의 픽셀 크기는 (160 ㎚의 원래 픽셀 폭 (10)의 재구성 스케일 팩터)이 데이터를 시각화하는데 사용되었다. <ol start="8"><li> 예를 들어, 원시 데이터의 하위 집합에 재건을 제한하는 제한 프레임 범위 (그림 1C)을 수정 [2001-INF] 원시 데이터의 초기 2,000 프레임을 제외한다. </li><li> 업데이트 된 최고 해상도 이미지 (그림 1E)를 생성하는 &#39;실행 리뷰어&#39;버튼 (그림 1C)를 누릅니다. </li><li> 화상 품질 메트릭 (도 1F) * 15을 표시하기 위해, &#39;뷰 히스토그램&#39;버튼 (도 1C)을 누른다. </li></ol&gt; 주 15 - 카메라의 프레임 번호와 오른쪽 아래 (그림 1 층)에서 톰슨 현지화 정밀도 히스토그램에 대한 허용 현지화의 수를 묘사 오른쪽 상단에있는 그래프는 현지화 정밀 차단 검토 옵션을 알릴 수 있습니다. 예를 들어, 50 nm의 컷오프를 사용하여 최종적인 수퍼 - 해상도 화상에 포함되는 나쁜 정밀도 모두 현지화 제외 된 것이다. <ol start="11"><li> 이 모든 데이터 * 16을 저장하기 위해 검토 (그림 1C)에서 &#39;이미지 저장&#39;버튼을 누릅니다. </li></ol> 16 주 - 3에서 5 사이의 파일 (합계 이미지, STORMdataImage, STORMprocessed, 정보 및 hists) 선택한 옵션에 따라 저장 될 수있다, 그림 1G 참조하십시오. STORM 처리 된 이미지가 수정 명암 및지도와 함께 표시됩니다. STORMdataImage 각 픽셀의 그레이 레벨이 마비에 해당하는, 그레이 스케일 이미지입니다그 안에 확인 된 현지화의 어. <ol start="12"><li> 7.6 단계 원하는 경우 다른 검토 매개 변수를 사용하여 다음 단계를 반복 할 데이터를 검사 한 후 (예 : Info.txt 파일 및 히스토그램)으로 돌아갑니다. 단계 7.11에서 &#39;이미지 저장&#39;을 누르면 이전에 저장된 데이터를 덮어 쓰게됩니다. </li></ol> 8. 박스 추적 및 편차 수정 (폭풍우를 사용) <ol><li> 일반적인 방법으로 이미지를 생성하는 7.9 - 7.1 단계를 따릅니다. </li><li> 검토 (그림 1C)의 &#39;상자 추적&#39;버튼을 눌러 클릭하고 검토 된 이미지에 대한이자의 기준 마커 또는 구조에 상자를 드래그합니다. </li><li> 새로운 이미지가 나타날 때까지 &#39;박스형 포지션&#39;(예제 그림의 (b), (c) 및 6 층 참조) 표시되는, 기다립니다. 원하는 경우이 이미지를 저장합니다. </li><li> 관심의 대상이 기준 마커 인 경우, 정정을 표류하는 &#39;하위 다음&#39;설정 앵커 &#39;버튼을 클릭하여 수행 할 수 있습니다요로 드리프트 &#39;버튼을 누릅니다. 마지막으로 &#39;실행 리뷰어&#39;다시 이제 현지화가 기준 마커의 위치에 따라 해결해야 할 새로운 STORM 이미지를 생성합니다. 구슬의 위치는 최종 검토 이미지에서 삭제됩니다. </li><li> 최종 드리프트 보정 된 이미지 내의 다른 기준 마커가있는 경우, 이러한 &#39;상자 추적&#39;을 눌러 제거 할 수있다, &#39;박스형 삭제&#39;를 한 후 원하는대로 &#39;실행 리뷰어&#39;로 여러 번. </li></ol>

우리는 공개 아무것도 없어.

우리는 몇 가지 간단한 테스트 샘플하고 STORM 최고 해상도의 이미지를 최적화 할 수있는, 자유롭게 사용 가능한 처리 소프트웨어 비바람 보여. 이러한 도구 및 방법은 새로운 사용자와 사용자의 현미경에 대한 자신감과 전례없는 세부 사항을 생물학적, 세포 구조를 연구하기 위해 그들의 사용을 증가하는 숙련 된 사용자를위한 방법에 대한 유용한 시작점을 제공 할 것입니다. 그것은 이미지 품질을 향상시키기 위해 더 큰 신뢰를 갖는 것이 가능하다 보여주는 그러한 평균 정밀 추정 지역화 번호 및 히스토그램으로 유용한 이미지 품질 메트릭의 개수를 생산할 수 알려진 또는 널리 알려진 구조 및 알고리즘과 함께 시료의 조합을 사용하여 STORM 이미징 과정에서. 아무도 크기가 사용될 수있는 다른 상업적 자체 내장 현미경 구성 개수가로 데이터를 획득하는 모든 방법을 적합하지가있다. 또한, influ 수있는 많은 샘플 준비 및 이미지 수집 단계가 있습니다최종 이미지는 따라서 소프트웨어 툴과 테스트 샘플을 갖는 이해와 STORM 이미지 품질을 최적화하는 데 중요합니다 줬어. 또한이 프로토콜은 발생할 수있는 모든 문제를 해결하는 유용한 덜 모호한 방법을 제공 할 수 있습니다. 예를 들어 덱스 트란 시료는 레이저 빔의 오정렬 또는 샘플의 고르지 조도가 있는지 확인하기 위해 매우 유용한 방법이다. 스위칭 버퍼가 어떤 &#39;깜박이&#39;가 도움이 될 것입니다가 있는지 확인하기 위해 매우 간단한 시각적 테스트를 작동하지 않을 우려가있는 경우. 액틴 필라멘트 FWHM 비교를 사용하여뿐만 아니라 드리프트 mislocalization 유물을 강조 해상도를 측정하는 유용한 방법입니다. 그러나, 지역화 기반 수퍼 - 해상도 방법과 같은 노출 시간, 프레임 속도, 레이저 파워 및 화상 처리 방법과 같은 다른 요인에도 불구 민감한 형광 물질 농도가 될 수 있음을 유의해야한다, 그것은 할당 불가 의 해결특히 현미경 모든 이미지는 그 해결책이있을 것이라는 점을 가정합니다. 무엇을 할 수는 있지만, 이러한 평균 현지화 정밀도, 현지화 번호와 같은 해상도의 다양한 측면을 측정하고 27 표류하는 것입니다. 기준 마커는 그들이 할 수있는 모든 실험에 포함되지 않을 수 있더라도, 적어도, 현미경 시스템, 그 환경의 특성과 잘 같은 많은 시간 후에 시작 열 평형에 도달하는 데 필요한 방법으로서 작동 고려 사항을 이해하는데 사용될 수. 이것은 이미지 (43)를 획득되는 동안 샘플 위치를 보정하는 난시 렌즈의 사용 및 피드백 메커니즘을 필요하지만뿐만 아니라 측 방향 드리프트 보정으로서, 기준 마커는, 특성화하기 위해 사용 및 축 드리프트에 대한 정확한 수있다. 상용 최고 해상도 시스템은 일반적으로 안정성 제어 또는 초점 드리프트를 보정하기위한 실제적인 솔루션이 될 수 있습니다 초점 잠금을 메커니즘의 일종을 포함 할 것이다. 이비 구체적으로 염료 직접 또는 보조 항체와 같은 다른 공액 분자를 사용하는 등 덱스 트란과 유리 코팅에 대한 대안 재. 이러한 방법의 한계는 유리에 결합 분자의 개수를 알 수없는 점이다. 사용 된 대체 필라멘트 구조는 미세 소관 (28)와 DNA 21이 (가) 있습니다. 그러나, 매우 작은 크기와 편리한 시판 시약의 조합이 발산 또는 분지 필라멘트의 이격 거리가 또한 시스템 성능 (27)의 유용한 측정 될 수 특별히, 매력적인 대안 악틴 만든다. 테스트 샘플의 발전을위한 공간이 지역 28,29,46,47 최근 진행에도 불구하고 있습니다. 특히, 다색 화상이 촬상 모든 세 주요 측면에서 도전의 개수, 샘플 라벨링 화상 획득 (하드웨어), 소프트웨어 (영상 처리 및 정렬)을 제시한다. 가 있었다출판물 이러한 측면 4-6을 해결하고 적절한 시료 및 방법은 이미지의 이러한 유형을 생성하고 신뢰성 해석에 중요한 것을 따라서 분명하다의 수. 실제로, 최근은 dSTORM는 두 가지 컬러 이미지를 가지고 가고, 해결, 핵 기공 복합체의 높은 대칭성하는 데 사용할 수와 저자는이 색수차 보정 (45)의 성능을 평가하는 이상적인 방법이 될 것이라고 제안 것으로 나타났다. 또 다른 흥미로운 방법은 떨어져 46 특정 하위 회절 거리에 위치 형광체의 가능성을 만들어 nanoruler을 만들 수있는 DNA 종이 접기를 사용하는 것입니다. 이것은 해상도를 평가하고 거리 측정의 제조 방법을 제공한다. 그러나, 궁극적 인 목적은 복잡한 3 차원 구조이다 같은 세포 같은 비 이상화 샘플, 이러한 초 해상 기술을 적용하는 것이다. 이때, t의보다 철저한 이해를 배합그 데이터를 취득하는 적절한 방법으로 처리하고, 화상 메트릭스를 제공 한 사용자를 돕는 소프트웨어 도구와 결합 기법은 궁극적 해답이 될 가능성이있다. 28,29,47,48

최근 광학 현미경 기술의 범위는 일반적으로 회절 한계를 우회하고 100 ㎚ 이상 1,2 나은 해상도의 이미지를 생성 할 수있는 초 - 해상도 현미경 또는 nanoscopy,라고도 개발되었다. 2008 년 올해의 방법 자연 방법 것으로 초 고해상도 현미경의 발표 이후, 현지화 기반 현미경의 개발의 큰 거래되고있다. 예를 들어, 다색 애플리케이션 3-6, 3D 구현 7-12, 심지어 생균 애플리케이션 5,13-17있다. 이 시스템은 세포 생물학의 손에 광학 실험실 밖으로 상용화되고 있으며, 지금 그들의 방법을하고 있습니다 더욱이, 생물 의학 질문에 대한 자신의 사용 및 응용 프로그램에서 더 증가 될 가능성이있다. 이 가족의 한 지점은 이미지 분자에 의해 분자를 구축하여 작동 현지화 기반의 방법입니다. 나는단지 약간 공간적으로 분리 된 분자는 한번에 활성화되도록 이렇게 N 순서는, 샘플 내의 형광 분자의 대부분은 스위치 오프되어야한다. 이 분자는 빠른 속도에 꺼지는 인구의 상당 부분이 서브 회절 정밀도의 기본 구조를 반영하는 이미지가 될 수 있도록 많은 이미지를 촬영하고 있습니다. 방법의 수는 GSDIM 18, PALM 19 fPALM 20, STORM 21 RESOLFT 22 등의 발표되었다. 단일 분자 검출의 위치를 측정하는 알고리즘은 다음 예 rapidSTORM 24,25 QuickPALM 26, 12 palm3d 및 비바람 27, 가우시안 피트 (23)를 사용하여 20 nm의보다 좋은 정밀도로 분자의 실제 위치를 찾는 데 사용될 수있다. 셀 또는 높은 분자 밀도가 다른 생물학적 샘플을 영상화 할 때, 프레임의 수천을 취할 필요가있다이것은, 공간적으로 분리, 깜박 이미지 순서라는 분자의 상당한 부분에 신호. 확률 적 광학 재건 현미경 (STORM)과 매우 관련 dSTORM 및 GSDIM 방법은 상업적으로 이용 가능한 유기 염료 (21)와 함께 작동하도록 입증 된 현지화 기반 슈퍼 확인 방법입니다. 그들은 이후 때문에 특이 형광 현미경을 수행 할 수있는 잘 설립 immunolabeling 방식의 상대적 편익의 방법론은 특히 매력에게 서로 다른 염료의 번호 28 ~ 30에 해당하는 것으로 표시되었습니다. 따라서, 지역화 기반 수퍼 - 해상도 이미징에 사용될 가능성이있는 색소 및 항체 염색 생체 분자 접합체의 범위로 접근이 용이하다. 폭풍과 유사한 방식의 일반적인 원리는 비교적 간단하다, 한눈에 하드웨어 및 샘플 준비는 상대적으로 스트라 보인다 동안ightforward, 품질 이슈없는, 최고 해상도의 이미지를 달성하기위한 중요한 공정 단계들의 수가있다. 모든 현미경 기술과 마찬가지로 처리는 3 가지 주요 단계로 간주 할 수있다 : 첫 번째, 두 번째 샘플 준비, 화상 취득하고, 셋째, 화상 처리 및 / 또는 이미지를 분석 및 해석. 추가 해결 능력과 현지화 기반의 접근 방식을 사용하여 최고 해상도의 이미지를 생성하는 방법은 몇 가지 새로운 문제 및 고려 사항 31-33을 소개합니다. immunolabeling, 일차 및 이차 항체의 조합이 사용되는 특히 간접 면역 형광을 수행 할 때 샘플 준비를 시작으로, 그 형광 염료가 떨어져 그 분자로부터 최대 20 ㎚에있을 수 있다는 것을 주목해야한다. 미세 소관의 경우, 이것은 25 nm의 28, 30의 예상 미세 소관 직경에 비해 35 ~ 50 ㎚의 직경을 초래한다. 또한, 표시 밀도가해야 m고품질의 이미지 (14)를 생성하기 위해 나이 퀴 스트 기준을 EET. 필라멘트 구조를 따라 20 ㎚의 예상 이미지 해상도에 대한 예를 들어 적어도 매 10 나노 27 염료 분자가 있어야합니다. 에 평형 - 많은 염료는 현지화 기반의 염료의 전반적인 성능은 적어도 네 가지 중요한 기준, 이벤트를 전환 당, 즉 검출 된 광자 (밝은이 더 각 깜박임의 밝기)의 혼합이다 접근을 위해 일에 게시 된 반면 오프 듀티 사이클 (국가에 비해 떨어져있는 염료의 명암비 - 오프 더 일반적으로 더 나은), 생존 분획 (낮은 표백 속도가 더 낫다) 및 스위칭주기의 수 (형광 당 깜박의 수 - 더 형광 당 깜박임)이 분자 계산을 위해 장점이 될 수 있지만, 높은 해상도를 위해 더 낫다. 상황은 더 이상 특정 염료에 대한 이러한 속성은 다른 버퍼 조건이 다를 수 있다는 사실에 의해 복잡레이저 전원 (28, 29)와 함께. 또, 물론 이들 고유 STORM 고려로서, 화질이 정착 조건의 변형 및 급냉 시약의 사용에 의해 자기 형광을 최소화하여, 예를 들어 전통적인 형광 현미경 기술과 동일한 방식으로 샘플 준비를 최적화함으로써 개선 될 수있다. 또한, 비특이적 결합 형광체를 최소화 라벨 농도, 배양 시간 및 차단 및 세척 단계를 조정함으로써 수행 될 수있는 것이 중요하다. 화상 획득의 두 번째 단계는 매우 중요하다. 현미경의 최적 설정은 염료, 버퍼 상태, 레이블링 밀도 및 샘플 타입, 유리, 세포 또는 조직 샘플에서 예를 들어 단층에 의존 할 것이다. 주요 고려 사항은 카메라 노출 시간, 프레임 번호, 조명 각 (TIRF, HILO, 에피) 및 레이저 파워이다. 목표는 가능한 한 빨리 많은 밝은 공간적으로 분리 깜박를 수집하는 것입니다. 만약 배경 I재구성 알고리즘이 정확하게 위치를 지역화 할 수 없을 것이며, 매우 높은 발 또는 점멸은 매우 밝지 않다 즉 신호 대 잡음비가 좋지 않습니다. 뿐만 아니라 측정 할 수있는 각 분자의 위치와 정확성, 즉 지역화 정밀도를 극대화로, 이미지 품질도 현지화의 높은 수에 따라 달라집니다. 또한 분자의 수가 충분하지가 묘화되는 경우에는 나이키 스트 기준 14,27을 충족하지 않으므로, 어느 빈약 라벨링 효율 과도한 광표백 또는 불충분 프레임 번호로 다음 결과 초해 콘텐츠 점상 불연속 것 . 그리고 마지막 세 번째 단계, 화상 처리는, 표준 형광 현미경 기술과 비교하여 특히 중요하다. 그것은 w를 알고 혼란 스러울 수 있다는 점에서 선택의 측면에서 장점과 단점이 둘 다 자유롭게 상업적으로 이용 가능한 알고리즘의 범위가있다HICH는 사용하기에 가장 적합합니다. 예를 들어, 원시 데이터가 공간적으로 구별 깜박 잘 간격 경우 다음 단일 분자 피팅 알고리즘은 폭풍우 27에서 사용할 수있는 스파 스 피팅 알고리즘에 의해, 예를 들어, 매우 정확하고 효율적으로 할 수있다, rapidSTORM (24, 25)는 QuickPALM 26 소프트웨어 (12)를 palm3d 및 . 원시 데이터가 다음 더 적합 할 수 있습니다 알고리즘을 신호를 중복이 많이 포함되어있는 경우 DAOSTORM (34), (b) 35 deconSTORM 36 (가) 있습니다. 더욱이, 이러한 알고리즘은 그러한 신호 카운트 또는 깜박임 당 광자뿐만 아니라, 평활화 가우시안 함수로 시각화로서 또는 초해 픽셀 크기가 될 수있는 픽셀 그리드와 히스토그램 같은 각종 다른 이미지 디스플레이 옵션과 같은 다양한 기준에 대한 임계 값을 포함 사용자에 의해 선택된. 이러한 모든 옵션은 최종 이미지의 모양을 변경하고 이미지의 해석과 분석에 영향을 미칠 수있다. <p class="jove_content"&gt; 따라서 우리는 명확성을 위해 우리가 폭풍을 참조한다 염료 기반의 현지화 기반의 슈퍼 해상도 실험하고, 더 경험이있는 기회에 대한 출발점으로 새 사용자를 제공 할 것입니다 3 테스트 샘플을 제시 더 이상 자신의 실험을 최적화 할 수 있습니다. 첫째, 코팅하는 덱스 트란 염료 접합체의 형광체 층으로 유리 표면 가능하다. 이 현미경, 염료 및 버퍼 형광 신호를 점멸 생성하기 위해 노력하고 있음을 설정하는 빠르고 간단한 방법을 제공합니다. 방법은, 버퍼의 조건을 최적화 화상 획득 설정 및 다른 염료를 테스트하는 비바람에 의해 생성 된 평균 지역화 정밀도 및 개수 메트릭과 비교하여 확장 될 수있다. 둘째, 우리는 쉽게 phalloidin도 염색 복합체를 사용하여 표시 할 수 있습니다 유리에 액틴 필라멘트를 제조하는 간단한 프로토콜을 제시한다. 이 해상도 27 일반적으로 전체 폭의 절반 최대 (FWHM)의 측정을 수행하는 이상적인 구조를 제공의 필라멘트는 해상도 (37)의 경험적 추정치로 주어진다. 그것은 지역화 기반 수퍼 - 해상도 현미경 해상도 형광 광도, 배경 잡음 및 지역화 밀도 (27)의 함수이며, 이들 시험편에 걸쳐 반드시 일정하지 않기 때문에 해상도는 샘플 사이와 동일한 샘플 내의 이미지 사이에서 변화 주목해야한다. 액틴 필라멘트와 같은 mislocalizations 잠재적 이슈를 설명하고 표류하는 데 사용하고 그들이 폭풍우 내에서 소프트웨어의 기능을 식별 할 수있는 방법을합니다. 더욱이, 우리는 측정 및 올바른 드리프트 모두에 형광 기준 마커의 사용을 설명한다. 셋째, 표피 성장 인자 (EGF) - 염료 접합체와 세포의 염색을 설명한다. 세포 표면 수용체의 비율은 약 50 ~ 150 N의 서브 회절 크기의 구조이다 소체를 통해 엔도 시토 시스를 겪는다 때문에 EGF는, 초 - 해상도 이미지 성능의 유용한 지표를 제공한다직경 27,38,39에서 m.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labtek Imaging chamberglass</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>CBR-166-390E</td>
			<td>Sample preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>IX71</td>
			<td>* See below for alternatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 X TIRF Objective Lens</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UAPON 100XOTIRF</td>
			<td>* See below for alternatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EMCCD Camera</td>
			<td>Andor</td>
			<td>iXon 897</td>
			<td>* See below for alternatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>640 nm laser</td>
			<td>Toptica</td>
			<td>iBEAM-SMART-640-S</td>
			<td>*150 mW - for imaging Alexa 647 or Cy5 dyes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>*Acquisition software (controlling hardware)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PC</td>
			<td>Dell</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Windows XP (64 bit), Intel Xeon E5420 CPU, 16 GB RAM *Instrument control and image processing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Image analysis and processing <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rainSTORM</td>
			<td>Laser Analytics Group (Cambridge) software</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td><a href="http://laser.cheng.cam.ac.uk/wiki/index.php/Resources" target="_blank">http://laser.cheng.cam.ac.uk/wiki/index.php/Resources</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>Running rainSTORM</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td><a href="http://www.mathworks.co.uk/products/matlab/" target="_blank">http://www.mathworks.co.uk/products/matlab/</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>*Example of self-built STORM/PALM microscopes</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Also see reference 29 <a href="http://code.google.com/p/quickpalm/wiki/Tutorial_CustomMicroscope" target="_blank">http://code.google.com/p/quickpalm/wiki/Tutorial_CustomMicroscope</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>*Commercial STORM/PALM super-resolution microscopes</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Leica SR GSD, Nikon N-STORM, Vutara SR-200, Zeiss Elyra P.1, DeltaVision OMX Blaze (Monet Localization) Alternatives to self-built microscopes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Table 1. Materials &amp; Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>[header]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS (10X)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>VX70013065</td>
			<td>1; 2; 3; 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-L-Lysine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P4707</td>
			<td>1.1; 2.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dextran-Alexa fluor 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>D-22914</td>
			<td>1.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>General actin buffer</td>
			<td>Cytoskeleton Inc</td>
			<td>BSA01</td>
			<td>2.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Preformed-actin filaments</td>
			<td>Cytoskeleton Inc</td>
			<td>AKF99</td>
			<td>2.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phallodin-Alexa fluor 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A22287</td>
			<td>2.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TetraSpeck Microspheres (0.1 micron)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>T-7279</td>
			<td>3.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HeLa cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CCL-2</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>VX31966021</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>VX10500064</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pen/Step</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15070063</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic dishes</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>734-0006</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EGF - Alexa fluor 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>E35351</td>
			<td>4.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A7906</td>
			<td>4.3, 4.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formaldehyde - 10% solution EM grade</td>
			<td>Polysciences</td>
			<td>04018-1</td>
			<td>4.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Catalase</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C100</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose oxidase</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G2133</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9541</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TCEP</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C4706</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>93352</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C7528</td>
			<td>5.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEA-HCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M6500</td>
			<td>5.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G2289</td>
			<td>5.1; 5.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Table 2. Reagents</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

test samples for optimizing storm super-resolution microscopy

STORM 표준 형광 현미경 기술보다 최대 10 배 더 좋은 해상도로 최근에 개발 된 초 고해상도 현미경 기술이다. 이미지가 이미지 분자에 의해 분자를 구축하여, 평소보다 매우 다른 방식으로 획득 그러나, 자신의 이미지 수집을 최적화하기 위해 노력하고있는 사용자에 대한 몇 가지 중요한 문제가 있습니다. 이 과정을 돕고 STORM 우리가 3 시료의 준비와 30 ~ 50 나노 미터 사이의 일반적인 해상도가 최고 해상도의 이미지를 수집하고 처리 STORM의 방법론을 제시 작동하는 방법에 더 많은 통찰력을 얻기 위해. 개방 비바람 처리 소프트웨어를 이용하여 시험 샘플을 조합하여 이미지 품질 및 해상도에 대한 많은 정보를 얻을 수있다. 이러한 메트릭을 사용하여 그 제제, 염료의 선택, 버퍼 상태, 및 화상 획득 설정을 샘플링하기 위해, 광학 이미징에서 절차를 최적화하는 것이 가능하다. 우리이러한 이미지 수집 및 밀도 동안 시료가 이동 &#39;mislocalization&#39;현상이 발생하는 문제를 관련 측면 드리프트, 가난한 이미지 품질이 저하 될 몇 가지 일반적인 문제의 lso의 예를 보여줍니다.

Watch this Scientific Journal Video about Test Samples for Optimizing STORM Super-Resolution Microscopy at JoVE.com

Test Samples for Optimizing STORM Super-Resolution Microscopy

우리는 세 개의 시험 샘플의 제조 방법들이 최적화 STORM 현미경의 성능을 평가하는 데 사용될 수를 기술한다. 이 예제를 사용하여 우리는 원시 데이터를 수집 한 후 약 30 ~ 50 nm의 해상도의 세포에서 최고 해상도의 이미지를 얻기를 처리하는 방법을 보여줍니다.

최적화 STORM 슈퍼 해상도 현미경에 대한 테스트 샘플

STORM is a recently developed super-resolution microscopy technique with up to 10 times better resolution than standard fluorescence microscopy ...

test-samples-for-optimizing-storm-super-resolution-microscopy

Research

JoVE Journal

Biology

31.0K 조회수.  National Physical Laboratory.  우리는 세 개의 시험 샘플의 제조 방법들이 최적화 STORM 현미경의 성능을 평가하는 데 사용될 수를 기술한다. 이 예제를 사용하여 우리는 원시 데이터를 수집 한 후 약 30 ~ 50 nm의 해상도의 세포에서 최고 해상도의 이미지를 얻기를 처리하는 방법을 보여줍니다. 

비디오: Test Samples for Optimizing STORM Super-Resolution Microscopy

Super-resolution Imaging of the Bacterial Division Machinery

Bacterial cell division requires the coordinated assembly of more than ten essential proteins at midcell1,2. Central to this process is the formation of a ring-like suprastructure (Z-ring) by the FtsZ protein at the division plan3,4. The Z-ring consists of multiple single-stranded FtsZ protofilaments, and understanding the arrangement of the protofilaments inside the Z-ring will provide insight into the mechanism of Z-ring assembly and its function as a force generator5,6. This information has remained elusive due to current limitations in conventional fluorescence microscopy and electron microscopy. Conventional fluorescence microscopy is unable to provide a high-resolution image of the Z-ring due to the diffraction limit of light (~200 nm). Electron cryotomographic imaging has detected scattered FtsZ protofilaments in small C. crescentus cells7, but is difficult to apply to larger cells such as E. coli or B. subtilis. Here we describe the application of a super-resolution fluorescence microscopy method, Photoactivated Localization Microscopy (PALM), to quantitatively characterize the structural organization of the E. coli Z-ring8.
	PALM imaging offers both high spatial resolution (~35 nm) and specific labeling to enable unambiguous identification of target proteins. We labeled FtsZ with the photoactivatable fluorescent protein mEos2, which switches from green fluorescence (excitation = 488 nm) to red fluorescence (excitation = 561 nm) upon activation at 405 nm9. During a PALM experiment, single FtsZ-mEos2 molecules are stochastically activated and the corresponding centroid positions of the single molecules are determined with &lt;20 nm precision. A super-resolution image of the Z-ring is then reconstructed by superimposing the centroid positions of all detected FtsZ-mEos2 molecules.
	Using this method, we found that the Z-ring has a fixed width of ~100 nm and is composed of a loose bundle of FtsZ protofilaments that overlap with each other in three dimensions. These data provide a springboard for further investigations of the cell cycle dependent changes of the Z-ring10 and can be applied to other proteins of interest.

We describe a super-resolution imaging method to probe the structural organization of the bacterial FtsZ-ring, an essential apparatus for cell division. This method is based on quantitative analyses of photoactivated localization microscopy (PALM) images and can be applied to other bacterial cytoskeletal proteins.

세균 본부 기계의 슈퍼 해상도 이미징

Bacterial cell division requires the coordinated  assembly of more than ten essential proteins at midcell1,2. Central  to this process is the formation of ...

연구

생물학

Sample Preparation for Single Virion Atomic Force Microscopy and Super-resolution Fluorescence Imaging

Immobilization of virions to glass surfaces is a critical step in single virion imaging. Here we present a technique&#160;adopted from single molecule imaging assays which allows adhesion of single virions to glass surfaces with specificity. This preparation is based on grafting the surface of the glass with a mixture of PLL-g-PEG and PLL-g-PEG-Biotin, adding a layer of avidin, and finally creating virion anchors through attachment of biotinylated virus specific antibodies. We have applied this technique across a range of experiments including atomic force microscopy (AFM) and super-resolution fluorescence imaging. This sample preparation method results in a control adhesion of the virions to the surface.

The attachment of virions to a surface is a requirement for single virion imaging by Super-resolution fluorescence imaging or atomic force microscopy (AFM). Here we demonstrate a sample preparation method for controlled adhesion of virions to glass surfaces suitable for use in AFM and super-resolution fluorescence imaging.

단일 비리온 원자력 현미경 검사및 초분해성 형광 이미징을 위한 샘플 준비

Immobilization of virions to glass surfaces is a critical step in single virion imaging. Here we present a technique&#160;adopted from single molecule ...

Super-resolution Imaging of the Cytokinetic Z Ring in Live Bacteria Using Fast 3D-Structured Illumination Microscopy (f3D-SIM)

Imaging of biological samples using fluorescence microscopy has advanced substantially with new technologies to overcome the resolution barrier of the diffraction of light allowing super-resolution of live samples. There are currently three main types of super-resolution techniques &#8211; stimulated emission depletion (STED), single-molecule localization microscopy (including techniques such as PALM, STORM, and GDSIM), and structured illumination microscopy (SIM). While STED and single-molecule localization techniques show the largest increases in resolution, they have been slower to offer increased speeds of image acquisition. Three-dimensional SIM (3D-SIM) is a wide-field fluorescence microscopy technique that offers a number of advantages over both single-molecule localization and STED. Resolution is improved, with typical lateral and axial resolutions of 110 and 280 nm, respectively and depth of sampling of up to 30 &#181;m from the coverslip, allowing for imaging of whole cells. Recent advancements (fast 3D-SIM) in the technology increasing the capture rate of raw images allows for fast capture of biological processes occurring in seconds, while significantly reducing photo-toxicity and photobleaching. Here we describe the use of one such method to image bacterial cells harboring the fluorescently-labelled cytokinetic FtsZ protein to show how cells are analyzed and the type of unique information that this technique can provide.

Super-resolution Imaging of the Cytokinetic Z Ring in Live Bacteria Using Fast 3D-Structured Illumination Microscopy f3D-SIM

Spatiotemporal information about dynamic proteins inside live cells is crucial for understanding biology. A type of super-resolution microscopy called fast 3D-structured illumination microscopy (f3D-SIM) reveals unique information about the cytokinetic Z ring in bacteria: both its bead-like appearance and the rapid dynamics of FtsZ within the ring.

고속 3D 구조 조명 현미경을 사용하여 라이브 박테리아의 Cytokinetic Z 반지의 슈퍼 해상도 이미징 (F3D-SIM)

Imaging of biological samples using fluorescence microscopy has advanced substantially with new technologies to overcome the resolution barrier of the ...

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM)

Fluorescence microscopy enables direct visualization of specific biomolecules within cells. However, for conventional fluorescence microscopy, the spatial resolution is restricted by diffraction to ~ 200 nm within the image plane and &#62; 500 nm along the optical axis. As a result, fluorescence microscopy has long been severely limited in the observation of ultrastructural features within cells. The recent development of super resolution microscopy methods has overcome this limitation. In particular, the advent of photoswitchable fluorophores enables localization-based super resolution microscopy, which provides resolving power approaching the molecular-length scale. Here, we describe the application of a three-dimensional super resolution microscopy method based on single-molecule localization microscopy and multiphase interferometry, called interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM). This method provides nearly isotropic resolution on the order of 20 nm in all three dimensions. Protocols for visualizing the filamentous actin cytoskeleton, including specimen preparation and operation of the iPALM instrument, are described here. These protocols are also readily adaptable and instructive for the study of other ultrastructural features in cells.

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy iPALM

We present a protocol for the application of interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM), a 3-dimensional single-molecule localization super resolution microscopy method, to the imaging of the actin cytoskeleton in adherent mammalian cells. This approach allows light-based visualization of nanoscale structural features that would otherwise remain unresolved by conventional diffraction-limited optical microscopy.

입체 슈퍼의 간섭 광 활성화 현지화 현미경으로 F-액틴 필라멘트의 해상도 현미경 (iPALM)

Fluorescence microscopy enables direct visualization of specific biomolecules within cells. However, for conventional fluorescence microscopy, the spatial ...

Scanning Electron Microscopy (SEM) Protocols for Problematic Plant, Oomycete, and Fungal Samples

Common problems in the processing of biological samples for observations with the scanning electron microscope (SEM) include cell collapse, treatment of samples from wet microenvironments and cell destruction. Using young floral tissues, oomycete cysts, and fungi spores (Agaricales) as examples, specific protocols to process delicate samples are described here that overcome some of the main challenges in sample treatment for image capture under the SEM.
Floral meristems fixed with FAA (Formalin-Acetic-Alcohol) and processed with the Critical Point Dryer (CPD) did not display collapsed cellular walls or distorted organs. These results are crucial for the reconstruction of floral development. A similar CPD-based treatment of samples from wet microenvironments, such as the glutaraldehyde-fixed oomycete cysts, is optimal to test the differential growth of diagnostic characteristics (e.g., the cyst spines) on different types of substrates. Destruction of nurse cells attached to fungi spores was avoided after rehydration, dehydration, and the CPD treatment, an important step for further functional studies of these cells.
The protocols detailed here represent low-cost and rapid alternatives for the acquisition of good-quality images to reconstruct growth processes and to study diagnostic characteristics.

Scanning Electron Microscopy SEM Protocols for Problematic Plant, Oomycete, and Fungal Samples

Problems in the processing of biological samples for scanning electron microscopy observation include cell collapse, treatment of samples from wet microenvironments and cell destruction. Low-cost and relatively rapid protocols suited for preparing challenging samples such as floral meristems, oomycete cysts, and fungi (Agaricales) are compiled and detailed here.

문제있는 공장, 난균 강 및 곰팡이 샘플에 대한 전자 현미경 (SEM) 프로토콜을 스캔

Common problems in the processing of biological samples for observations with the scanning electron microscope (SEM) include cell collapse, treatment of ...

Open-source Single-particle Analysis for Super-resolution Microscopy with VirusMapper

Super-resolution fluorescence microscopy is currently revolutionizing cell biology research. Its capacity to break the resolution limit of around 300 nm allows for the routine imaging of nanoscale biological complexes and processes. This increase in resolution also means that methods popular in electron microscopy, such as single-particle analysis, can readily be applied to super-resolution fluorescence microscopy. By combining this analytical approach with super-resolution optical imaging, it becomes possible to take advantage of the molecule-specific labeling capacity of fluorescence microscopy to generate structural maps of molecular elements within a metastable structure. To this end, we have developed a novel algorithm &#8212; VirusMapper &#8212; packaged as an easy-to-use, high-performance, and high-throughput ImageJ plugin. This article presents an in-depth guide to this software, showcasing its ability to uncover novel structural features in biological molecular complexes. Here, we present how to assemble compatible data and provide a step-by-step protocol on how to use this algorithm to apply single-particle analysis to super-resolution images.

This manuscript uses the Fiji-based open-source software package VirusMapper to apply single-particle analysis to super-resolution microscopy images in order to generate precise models of nanoscale structure.

VirusMapper 슈퍼 해상도 현미경을위한 오픈 소스 단일 입자 분석

Super-resolution fluorescence microscopy is currently revolutionizing cell biology research. Its capacity to break the resolution limit of around 300 nm ...

Ground State Depletion Super-resolution Imaging in Mammalian Cells

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to dramatic leaps in our understanding of how cells function. The development and availability of super-resolution microscopy has considerably extended the limits of optical resolution from ~250-20 nm. Biologists are no longer limited to describing molecular interactions in terms of colocalization within a diffraction limited area, rather it is now possible to visualize the dynamic interactions of individual molecules. Here, we outline a protocol for the visualization and quantification of cellular proteins by ground-state depletion microscopy&#160;for fixed cell imaging. We provide examples from two different membrane proteins, an element of the endoplasmic reticulum translocon, sec61&#946;, and a plasma membrane-localized voltage-gated L-type Ca2+ channel (CaV1.2). Discussed are the specific microscope parameters, fixation methods, photo-switching buffer formulation, and pitfalls and challenges of image processing.

This article outlines a protocol for the detection of one or more plasma and/or intracellular membrane proteins using Ground State Depletion (GSD) super-resolution microscopy in mammalian cells. Here, we discuss the benefits and considerations of using such approaches for the visualization and quantification of cellular proteins.

포유류 세포에 있는 바닥 상태 고갈 슈퍼 해상도 영상

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to ...

Application of High-speed Super-resolution SPEED Microscopy in Live Primary Cilium

The primary cilium is a microtubule-based protrusion on the surface of many eukaryotic cells and contains a unique complement of proteins that function critically in cell motility and signaling. Since cilia are incapable of synthesizing their own protein, nearly 200 unique ciliary proteins need to be trafficked between the cytosol and primary cilia. However, it is still a technical challenge to map three-dimensional (3D) locations of transport pathways for these proteins in live primary cilia due to the limitations of currently existing techniques. To conquer the challenge, recently we have developed and employed a high-speed virtual 3D super-resolution microscopy, termed single-point edge-excitation sub-diffraction (SPEED) microscopy, to determine the 3D spatial location of transport pathways for both cytosolic and membrane proteins in primary cilia of live cells. In this article, we will demonstrate the detailed setup of SPEED microscopy, the preparation of cells expressing fluorescence-protein-labeled ciliary proteins, the real-time single-molecule tracking of individual proteins in live cilium and the achievement of 3D spatial probability density maps of transport routes for ciliary proteins.

Recently we mapped the three-dimensional (3D) spatial locations of transport routes for various proteins translocating inside primary cilia in live cells. Here this paper details the experimental setup, the process of biological samples and the data analyses for the 3D super-resolution fluorescence imaging approach newly applied in live primary cilia.

The primary cilium is a microtubule-based protrusion on the surface of many eukaryotic cells and contains a unique complement of proteins that function ...

High-Accuracy Correction of 3D Chromatic Shifts in the Age of Super-Resolution Biological Imaging Using Chromagnon

Quantitative multicolor fluorescence microscopy relies on the careful spatial matching of color channels acquired at different wavelengths. Due to chromatic aberration and the imperfect alignment of cameras, images acquired in each channel may be shifted, and magnified, as well as rotated relative to each other in any of the three dimensions. With the classical calibration method, chromatic shifts are measured by multicolor beads attached to the surface of a coverslip, and a number of software are available to measure the chromatic shifts from such calibration samples. However, chromatic aberration can vary with depth, change with observation conditions and be induced by the biological sample itself, thus hindering determination of the true amount of chromatic shift in the sample of interest and across the volume. Correcting chromatic shifts at higher accuracy is particularly relevant for super-resolution microscopy where only slight chromatic shifts may affect quantitative analyses and alter the interpretation of multicolor images. We have developed an open-source software Chromagnon and accompanying methods to measure and correct 3D chromatic shifts in biological samples. Here we provide a detailed application protocol that includes special requirements for sample preparation, data acquisition, and software processing to measure chromatic shifts in biological samples of interest.

High-Accuracy Correction of 3D Chromatic Shifts in the Age of Super-Resolution Biological Imaging Using Chromagnon

Correction of chromatic shifts in three-dimensional (3D) multicolor fluorescence microscopy images is crucial for quantitative data analyses. This protocol is developed to measure and correct chromatic shifts in biological samples through acquisition of suitable reference images and processing with the open-source software, Chromagnon.

크로마뇽을 이용한 초분해능 생물학적 이미징 시대의 3D 색채 시프트의 고정밀 교정

Quantitative multicolor fluorescence microscopy relies on the careful spatial matching of color channels acquired at different wavelengths. Due to ...

Super-Resolution Live Cell Imaging of Subcellular Structures

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally been restricted to be used only on fixed samples or live cells outside of tissue labeled with strong fluorescent signal. Current super-resolution live cell imaging techniques require the use of special fluorescence probes, high illumination, multiple image acquisitions with post-acquisition processing, or often a combination of these processes. These prerequisites significantly limit the biological samples and contexts that this technique can be applied to.
Here we describe a method to perform super-resolution (~140 nm XY-resolution) time-lapse fluorescence live cell imaging in situ. This technique is also compatible with low fluorescent intensity, for example, EGFP or mCherry endogenously tagged at lowly expressed genes. As a proof-of-principle, we have used this method to visualize multiple subcellular structures in the Drosophila testis. During tissue preparation, both the cellular structure and tissue morphology are maintained within the dissected testis. Here, we use this technique to image microtubule dynamics, the interactions between microtubules and the nuclear membrane, as well as the attachment of microtubules to centromeres.
This technique requires special procedures in sample preparation, sample mounting and immobilizing of specimens. Additionally, the specimens must be maintained for several hours after dissection without compromising cellular function and activity. While we have optimized the conditions for live super-resolution imaging specifically in Drosophila male germline stem cells (GSCs) and progenitor germ cells in dissected testis tissue, this technique is broadly applicable to a variety of different cell types. The ability to observe cells under their physiological conditions without sacrificing either spatial or temporal resolution will serve as an invaluable tool to researchers seeking to address crucial questions in cell biology.

Presented here is a protocol for super-resolution live-cell imaging in intact tissue. We have standardized the conditions for imaging a highly sensitive adult stem cell population in its native tissue environment. This technique involves balancing temporal and spatial resolution to allow for the direct observation of biological phenomena in live tissue.

세포 전 형 구조의 슈퍼 해상도 라이브 세포 이미징

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally ...