Reconhecemos o financiamento do programa de Química e Metrologia Biológica do Office Medição Nacional do Reino Unido. Agradecemos Sebastian van de Linde, Miklos Erdelyi e Eric Rees para assessoria técnica e sugestões. Agradecemos Miklos Erdelyi, Eric Rees e Max Ryadnov para comentários e discussões sobre este manuscrito úteis.

Nota: Ao longo deste protocolo, dicas e sugestões são encontradas seguindo determinadas etapas. A notação &quot;* 1&quot; indica que a nota 1 é relevante para este passo específico, e assim por diante. 1. Fluorescente Dextran Revestimento de Vidro <ol><li> Adicionar 200 mL de L-lisina de poli solução 0,01% a cada poço de uma lamela 8-câmara e incuba-se durante 10 min. Retire com uma pipeta para garantir que não é líquido restante. </li><li> Reconstituir dextrano-Alexa 647 * 1 de acordo com as instruções do fabricante para criar uma solução de 2 mg / ml. A partir deste, diluir 0,25 ul em 25 ul de água desionizada para criar uma solução de 20 ug / ml. </li><li> Para criar um revestimento de alta densidade de dextrano-Alexa 647 solução diluída 20 ul da solução de 20 ng / ml dentro de um total de 200 mL de água desionizada. Para uma solução de média densidade diluir 2 ul em 200 mL de água desionizada (diluição de 1:10.000 a partir da solução em bruto). Por um baixosolução densidade diluir 0,2 mL em 200 mL de água deionizada (1:100.000 diluição da solução estoque original). </li><li> Adicionar 200 ul dos diluídos dextrano-Alexa 647 soluções a cada poço e incubar durante 10 min. Tempos de incubação mais longos podem ser utilizados, que podem resultar em uma camada de dextrano mais denso. Remover e lavar com H2O, três vezes * 2 </li></ol> Nota 1: Outros conjugados de corante-dextrano pode ser utilizado. Dextrano não conjugado também pode ser conjugado com corantes se combinações desejadas não se encontram disponíveis comercialmente. Nota 2: As mesmas câmaras de dextrano pode ser recriada ao longo de um período de semanas, embora a uniformidade da fluorescência pode diminuir. O armazenamento a 4 ° C, na ausência de qualquer tampão é recomendado. 2. Fluorescente filamentos de actina em Vidro <ol><li> Adicionar 200 mL de L-lisina de poli solução 0,01% a cada poço da câmara, e incubar durante 10 min * 3. Remover-se com uma pipeta, para garantir que o líquido não é remanescente. </li><li> Adicionar 90 ul de tampão de actina geral (reconstituídos de acordo com as instruções do fabricante) para cada câmara. Adicionar 10 ml de 10 uM preformados solução filamentos de actina e 1 ul faloidina-Alexa 647 (0,2 unidades, quando dissolvido em 1,5 ml de metanol, conforme as instruções do fabricante) e suavemente pipetar para cima e para baixo para misturar. Incubar por 30 minutos * 4. </li></ol> Nota 3: O aumento do volume da solução de filamentos dentro dos resultados da câmara de menos filamentos que se ligam ao vidro revestidas com poli-L-lisina. Nota 4: Os tempos de incubação de até 48 horas a 4 ° C foram testados com bons resultados. Qualidade de imagem deteriora-se filamentos de actina, uma vez uma câmara tiver sido exposto a tampão de interrupção, por isso, não é recomendado utilizar a mesma amostra para mais do que um dia. 3. Microesferas fluorescentes Beads como Fiducial Marcadores <ol><li&gt; Diluir 1 ml de pérolas de TetraSpeck em 200 ul de PBS e misturar. </li><li> Adicione as contas diluídas em uma câmara de imagem e esperar por 15 minutos * 5. Remover a solução e lava-se 3 vezes com PBS antes da imagiologia. </li></ol> Nota 5 - o tempo de incubação e de diluição pode ser ajustada para se obter diferentes densidades dos grânulos. Este protocolo normalmente resulta em entre 3-10 contas por 20,5 mM x 20,5 mM campo de visão. 4. Fator de Crescimento Epidérmico coloração celular <ol><li> Cultura de células HeLa em câmaras de imagem para cerca de 80% de confluência em Meio Eagle Modificado por Dulbecco (DMEM) suplementado com 10% de soro fetal bovino (FBS) e solução de penicilina-estreptomicina a 1%. </li><li> Remover o meio de cultura e lava-se com PBS. Em seguida adicionar 500 ml de solução de formaldeído a 4% (solução de formaldeído a 4 ml de 10%, 1 ml de PBS 10X, 5 ml de água) durante 10 min. Remover o formaldeído e lava-se 3 vezes com PBS. Não permita que as células permaneçam dry e use sempre PBS tamponado soluções para evitar o estresse hipotônico. </li></ol> ATENÇÃO - formaldeído é extremamente tóxico. Certifique-se de que as luvas apropriadas, proteção para os olhos e jalecos são usados. Verifique as diretrizes locais para a eliminação de formaldeído. <ol start="3"><li> Reconstituir o EGF-Alexa 647 de acordo com as instruções do fabricante para criar uma solução de estoque de 50 mg / ml. Adicionar 2 mL de desta solução de reserva a 200 ml de solução de BSA a 0,1% (em PBS). Remover o PBS a partir das células, adicionar a solução de EGF e incuba-se durante 30 min. </li><li> Remova a solução e lava-se 3 vezes com PBS antes da adição de uma solução de bloqueio de BSA a 0,1% (em PBS) durante 15 min. Remover esta e lavar mais 3 vezes com PBS antes da imagem. </li></ol> 5. Mudando de Buffer Preparação <ol><li> Adicione uma solução de estoque de enzima (A) com 10 ml de catalase (20 ug / ml), 20 pi de 1 M Tris cloridrato de (2-carboxyelthyl) fosfina (4 mM), 2,5 ml de glicerina (50%), 125 ulde 1 M de KCl (25 mM), 100 ul de 1 M de pH 7,5 Tris-HCl (20 mM), 5 mg de glicose-oxidase (1 mg / ml) e de topo até 5 ml de volume com diH20. Isto é suficiente para fazer 100 x alíquotas de 50 ul, que podem ser armazenadas a -20 ° C e utilizados para até 1 ano. </li><li> ) Adicione uma solução de glicose (B) com 4 g de glicose (100 mg / ml), 4 ml de glicerina (10%) e 36 ml diH20. Isto é suficiente para fazer 100 x 400 mL alíquotas, que podem ser armazenados a - 20 ° C e usadas até 1 ano. </li><li> Produzir uma solução stock do agente redutor (C) com 113,6 mg de MEA-HCl (1 M) e 1 ml de 2 0 dih. Use fresco ou fazer 10 x 100 mL alíquotas, as quais podem ser armazenadas a -20 ° C e utilizados para até 1 mês (não recongelar alíquotas). </li><li> Imediatamente antes da imagiologia, misturar a enzima (A), glucose (B) e as soluções de agente de redução (C) em conjunto na proporção de 50 ul, 400 ul, 100 ul e perfazer 1 ml com PBS * 6. Esse buffer será agora eliminar o oxigénio e ter um ambiente redutor (100 MEA-mMHCl) * 7. O pH final deverá estar na gama de 6,0-8,5 (ajustamento não é normalmente necessário) * 8. </li></ol> Nota 6 - este tampão é adequado para utilização com os corantes à base de carbocianina, tais como Cy5 e Alexa 647. Nota 7 - a concentração final de enzima é de 50 ng / ml (5 unidades / ml) de uma oxidase de glucose e 1 mg / ml (40-60 unidades / ml) de catalase. A atividade enzimática (unidades) é dada por fornecedores e podem variar. Os cálculos para a catalase assumir que 1 ug / ml de concentração final após a etapa 5.4 irá conter 50 unidades de enzima. Várias composições de tampão, incluindo os componentes de eliminação de oxigénio semelhantes podem ser encontrados 21,30,40. Para um resumo das combinações de tampão e corante ver referências 28,29. Glicerina e TCEP são necessários para o armazenamento a longo prazo a -20 ° C. Nota 8 - se os filamentos de actina imagiologia adicionar MgCl2 2 mM e ATP 0,2 mM, para ajudar a estabilizar tele filamentos. 6. Microscópio Aquisição de Dados STORM (usando Alexa 647 corante) <ol><li> Ligue o microscópio TEMPESTADE / PALM, de preferência, pelo menos, 3 horas antes de imagem para permitir um equilíbrio térmico a ser alcançado. Imagem antes disso tem uma chance maior de drift. </li><li> Insira a câmara de imagem no suporte de amostra do palco microscópio. Certifique-se de que a amostra é firmemente no suporte e é plana. </li><li> Retire a PBS da câmara de imagem e, em seguida, preencher a parte superior com o tampão de comutação. Com cuidado, coloque uma lamela sobre a parte superior da câmara, certificando-se de que não existem bolhas em tudo e que toda a câmara é coberto. Atestar com tampão adicional ou PBS, se as bolhas são vistos de outra forma tampão desempenho pode diminuir. </li></ol> CUIDADO - para minimizar as possibilidades de desvio lateral e axial da amostra em relação à lente objectiva, recomenda-se que a amostra e o tampão são deixados a equilibrarà temperatura ambiente durante pelo menos 15 minutos antes da imagiologia. <ol start="4"><li> Localize uma estrutura fluorescente de interesse a ser trabalhada. Seleccione o ângulo desejado de iluminação, neste caso, um ângulo TIRF ou altamente inclinado é recomendada pois aumenta a relação sinal-ruído através da minimização de luz fora do foco, o que é particularmente benéfico para as amostras de células. Pegue uma imagem de difração limitada de referência da estrutura antes da imagem STORM. </li><li> Aumentar o laser de excitação (com um comprimento de onda de excitação apropriada de cerca de 640 nm) a uma potência elevada, que corresponde a cerca de 2 kW / cm 2, embora de imagem com as configurações da câmara de exposição de 10 ms e um tempo de ciclo de cerca de 50 Hz (frames por segundo) . Uma vez que os fluoróforos fizeram a transição para um padrão de piscar escassa (provavelmente dentro de 10 segundos para a maioria das amostras) coletar 10.000 quadros * 9. </li></ol> Nota 9 - 10.000 quadros é adequado para as amostras aqui descritasmas pode ser necessário aumentar o número de quadros a 50.000 ou mais para outras amostras. 7. Reconstruindo Super-resolução de imagens a partir de dados brutos (usando tempestade) <ol><li> Abra o ficheiro de dentro rainSTORM.m MATLAB e executar (Figura 1A). </li><li> Na janela de tempestade (Figura 1B), selecione o arquivo de imagem a ser analisada usando o botão Procurar. Este deve ser um arquivo. Tif (ImageJ pode ser usado para converter outros tipos de arquivos em um formato tif). Altere a largura de pixel para combinar os dados brutos do sistema de microscópio utilizado para a aquisição dos dados * 10. Deixe os outros valores para o padrão. </li></ol> Nota 10 - A câmera típico EMCCD tem um tamanho de pixel de 16 mM de modo em um sistema com uma lente objetiva de 100X o tamanho do pixel na imagem será de 160 nm. Em sistemas comerciais o tamanho do pixel geralmente é exibido dentro do software. Tamanhos de pixel variar entre 100 nm e 160 nm, para a maioria dos microscópios de localização.<ol start="3"><li> Pressione o botão &quot;Processar Imagens &#39;e espere até que uma imagem preliminar aparece. A duração do tratamento dependerá do tamanho do ficheiro, especificação de computador e o número de candidatos pisca dentro dos dados brutos * 11. </li></ol> Nota 11 - 10.000 seqüências de quadros de actina e dados EGF levou 23 seg e 25 seg para processar respectivamente usando um PC com um processador Intel Xeon E5420. Usando o mesmo computador sem uma caixa de ferramentas de processamento paralelo em MATLAB, ou com um computador sem múltiplas core, os tempos eram de 66 seg e 81 seg, respectivamente. <ol start="4"><li> Para gerar uma super-resolução de imagem imprensa atualizou o botão &#39;Abrir Revisor&#39; e uma segunda janela será exibida (Figura 1C). Pressione o botão &quot;Ajustar Contraste&quot;, a fim de mudar a visualização da imagem se for o caso (Figura 1D). Em alguns casos, onde a imagem é muito escuro o valor máximo deve ser diminuído. </li><li> Use o reviewer janela (Figura 1C) para gerar métricas úteis qualidade de imagem e melhorar a imagem de super-resolução mais. Defina os três primeiros parâmetros de controle de qualidade a valores de 4000, 0,1 e 0,8-2,0 respectivamente * 12. Atualize as contagens por valor de fótons, que deve ser baseada em uma medida de calibração ou de fótons usando fótons curva valores das curvas de calibração especificado pelo fabricante da câmera para um ajuste de ganho particular, EM. Isso é fundamental para a obtenção de precisão exata e medidas de resolução * 13. </li></ol> Nota 12 - Contagens de sinal rejeita pisca com base em critérios de brilho. Quanto maior o valor mais brilhante a piscar deve ser tornar-se aceito como uma localização na imagem final. Isto pode necessitar de ser alterada de acordo com a saída de fotões de corante e o tempo de exposição e da sensibilidade da câmara. Tolerância rejeita pisca se houver erro quadrado significativa entre o sinal eo equipada Gaussian ou seja, dpicos ouble. PSF Sigma Faixa rejeita pisca se a largura de ajuste do PSF encontra-se fora deste intervalo, ou seja, uma faixa mais estreita pode ser usado para rejeitar fora de foco sinais e grandes manchas agregadas de fluorescência constante. Usando uma gama mais ampla pode resultar em artefactos mislocalization aparecem na imagem final. Na prática, recomenda-se realizar o controle de qualidade inicial usando o parâmetro de corte de precisão de localização. Nota 13 - para saber mais sobre as métricas de resolução de ver referências 23,27. Em resumo, conhecendo o número de fótons produzidos por cada piscar, é possível calcular a precisão de localização de cada localização e, consequentemente, derivam média global estimativas de precisão para toda a imagem. Usando um Andor IXON DU-897E com um ajuste de ganho de 200 as contagens por valor Photon é 9.04. <ol start="6"><li> Alterar a localização de corte de precisão (Figura 1C) a troca entre otimizando precis médios de localizaçãoíon contra número de localização na imagem final. Os valores de 30-50 nm, são recomendados, dependendo da qualidade dos dados e a amostra. Ambos os histogramas e os arquivos INFO.TXT pode ser utilizado para informar esta decisão (Figuras 1F e 1G). </li><li> O fator de escala reconstrução (Figura 1C) padrão é 5, o que irá gerar pixels de super-resolução de 32 nm, assumindo que a largura de pixel nas imagens originais é de 160 nm. Se as imagens cruas têm um tamanho de pixel de 100 nm isso irá produzir imagens de super-resolução, com pixels de 20 nm. Aumentar o fator de escala para a produção de pequenos pixels de super-resolução na imagem final * 14. </li></ol> Nota 14 - Resolução de microscopia localização depende da suavização necessária para a visualização (isto é, o tamanho do pixel de uma reconstrução histograma simples), bem como a precisão de localização. Na prática, o tamanho do pixel de reconstrução deve geralmente ser menor do que a localizaçãoprecisão (ver a métrica Média Precisão Estimativa no arquivo de texto info - passos 6.11 e 6.12). Neste caso, a perda de resolução devida a reconstrução tamanho do pixel será pequeno 23,27. Por exemplo, as estimativas de precisão média na linha e direção da Figura 4E coluna são de 16,1 nm e 16,2 nm. Um tamanho de pixel de 16 nm foi utilizado para visualizar dados (fator de escala reconstrução de 10 com uma largura original do pixel de 160 nm). <ol start="8"><li> Modificar a faixa limite do quadro (Figura 1C) para restringir a reconstrução de subconjuntos dos dados brutos, por exemplo [2001-inf] excluiria os 2.000 quadros iniciais de dados brutos. </li><li> Pressione o botão &quot;Run Revisor &#39;(Figura 1C) para gerar uma imagem de super-resolução atualizado (Figura 1E). </li><li> Pressione o botão &#39;Exibir&#39; histogramas (Figura 1C), a fim de exibir métricas de qualidade de imagem (Figura 1F) * 15. </li></ol&gt; Nota 15 - O gráfico no canto superior direito que representa o número de localizações aceites contra número do quadro da câmera e do histograma Thompson Localização Precisions no canto inferior direito (Figura 1F) pode ser usado para informar a opção de precisão de localização crítica de corte. Por exemplo, usando um corte de 50 nm excluiria todas as localizações com pior precisão de ser incluído na imagem final super-resolução. <ol start="11"><li> Pressione o botão &quot;Salvar imagem&quot; na revisor (Figura 1C), a fim de salvar todos esses dados * 16. </li></ol> Nota 16 - entre 3 e 5 arquivos podem ser salvos, dependendo das opções selecionadas (imagem soma, STORMdataImage, STORMprocessed, info &amp; hists), ver figura 1G. A imagem processada STORM é exibido com mapas de contraste e cores modificadas. O STORMdataImage é uma imagem em tons de cinza, em que o nível de cinza de cada pixel é igual ao entorpecidoer de localizações que foram identificados dentro dele. <ol start="12"><li> Depois de examinar os dados (por exemplo Info.txt arquivo e histogramas) retorno para a etapa 7.6 e repita os passos subsequentes com diferentes parâmetros do revisor, se desejar. Clicando no botão &quot;Salvar imagem&quot; no passo 7.11 substituirá os dados salvos anteriormente. </li></ol> 8. Box Rastreamento e Correção de Deriva (usando tempestade) <ol><li> Siga passos 7,1-7,9 para gerar uma imagem de uma forma normal. </li><li> Pressione o botão &#39;Caixa de rastreamento &quot;na revisor (Figura 1C) e clique e arraste uma caixa sobre o marcador fiducial ou estrutura de juros sobre a revisão da imagem. </li><li> Aguarde até que uma nova imagem aparece, que irá mostrar os &#39;Posições encaixotado&#39; (ver Figuras 6B, 6C e 6F para exemplos). Salve esta imagem, se desejar. </li><li> Se o objeto de interesse é um marcador fiducial então deriva correção pode ser feita clicando no botão &#39;Definir âncora&#39;, seguido do &#39;Subbotão Deriva trato &#39;. Por fim, clique novamente em &quot;Executar Revisor &#39;para gerar uma nova imagem STORM, que terá agora todas as localizações corrigidos de acordo com as posições dos marcadores fiduciais. As posições de contas são excluídos da imagem revisado final. </li><li> Se houver outros marcadores fiduciais dentro da imagem deriva corrigido final, estas podem ser removidas pressionando &#39;Box Rastreamento&#39;, &#39;Apagar em caixa &quot;e, em seguida, quantas vezes&#39; Run Viajante&quot; se o desejar. </li></ol>

Não temos nada a divulgar.

Mostramos com algumas amostras de teste simples e livremente disponível tempestade software de processamento, é possível otimizar STORM super-resolução de imagem. Estas ferramentas e métodos irá fornecer pontos de partida úteis para novos usuários e maneiras para os usuários experientes para aumentar a confiança em seus microscópios e seu uso deles para estudo das estruturas biológicas e celulares com detalhes sem precedentes. Usando uma combinação de amostras com estruturas conhecidas ou bem compreendidos e um algoritmo que pode produzir uma série de métricas úteis qualidade de imagem, tais como estimativas de precisão média, o número de localização e histogramas mostrando que é possível melhorar a qualidade de imagem e de ter maior confiança no processo de imagem STORM. Não há um tamanho único abordagem para a aquisição dos dados, pois há um número de diferentes configurações de microscópio comerciais e auto-construído, que pode ser utilizada. Além disso, há muitos e preparação de amostras de imagem etapas de aquisição, que pode influenrência a imagem final, portanto, ter ferramentas de software e amostras de teste é fundamental para a compreensão e otimizando a qualidade de imagem de tempestade. Além disso, estes protocolos podem fornecer formas úteis e menos ambíguas de resolver quaisquer problemas que possam surgir. Por exemplo, a amostra de dextrano é uma forma muito útil para identificar se existe qualquer desalinhamento do feixe de laser ou de iluminação não uniforme da amostra. Se há preocupações de que o buffer de comutação não pode ser trabalho de um teste visual muito simples para ver se há alguma &#39;piscar&#39; vai ajudar. Filamentos de actina são uma maneira útil de medir resolução usando comparações FWHM, bem como destacar deriva e mislocalization artefatos. No entanto, deve notar-se que, como métodos de super-resolução com base em localização podem ser densidade fluoróforo sensível, não obstante os outros fatores que contribuem, tais como tempo de exposição, as taxas de frame, poderes laser e a forma como a imagem é processada, é impossível atribuir uma resolução para umespecial microscópio e assumir que todas as imagens terão essa resolução. O que é possível, no entanto, é medir vários aspectos da resolução, como precisões média de localização, número de localização e deriva 27. Mesmo marcadores fiduciais não pode ser incorporado em cada experiência que pode, pelo menos, ser usado para caracterizar um sistema de microscópio, o seu ambiente e entender melhor as considerações operacionais, tais como a forma como é exigido muito tempo para atingir o equilíbrio térmico após o arranque. Bem como corrigir o desvio lateral, marcadores fiduciais podem ser utilizados para caracterizar e corrigir o desvio axial, embora este requer o uso de uma lente de astigmatismo e um mecanismo de retorno para corrigir a posição da amostra, enquanto as imagens são adquiridas 43. Sistemas de super-resolução comerciais normalmente incluem algum tipo de controle de estabilidade ou concentrar-lock mecanismo, que pode ser uma solução mais prática para corrigir foco deriva. Há umre alternativas para a não-especificamente o revestimento de vidro com dextrano, tais como a utilização de corantes directamente ou outras moléculas conjugadas, tais como anticorpos secundários. Uma limitação dessas abordagens é que o número de moléculas ligadas ao vidro não é conhecido. Estruturas filamentosas alternativos que têm sido utilizados incluem microtúbulos 28 e 21 de DNA. No entanto, a combinação de tamanho muito pequeno e conveniente reagentes disponíveis comercialmente fazer actina uma alternativa atraente, em particular, como a distância de separação de filamentos divergentes ou ramificados também podem ser um indicador útil de desempenho do sistema 27. Há espaço para o desenvolvimento de amostras, apesar dos recentes progressos nesta área 28,29,46,47. Em particular, a imagem multi-cor apresenta um número de desafios em todos os três aspectos principais da imagiologia, rotulagem exemplo, a aquisição de imagem (hardware), e software (processamento de imagem e alinhamento). Tem sido umuma série de publicações abordando esses aspectos, 4-6 e, portanto, é claro que as amostras e metodologias de ensaio adequados são fundamentais para gerar e interpretar de forma confiável esses tipos de imagens. De fato, recentemente foi mostrado que dSTORM poderia ser usado para tirar duas imagens da cor, e resolver, a natureza altamente simétrico do complexo do poro nuclear e os autores sugeriram que esta seria uma forma ideal para avaliar o desempenho de correcções aberração cromática 45. Outra abordagem interessante é a utilização de origami de DNA para criar uma nanoruler, o que cria a possibilidade de posicionamento fluoróforos a distâncias sub-específicos para além de difracção 46. Isso fornece uma maneira de avaliar a resolução e fazer medições de distância. No entanto, o objectivo final é aplicar estas técnicas de super-resolução para amostras não-idealizados, como as células, que são estruturas tridimensionais complexas. Neste caso, uma combinação de compreensão mais completa de tele técnica combinada com ferramentas de software que auxiliam o usuário na aquisição de dados, processá-lo de forma adequada, e fornecendo métricas imagem é provável que seja a resposta definitiva 28,29,47,48.

Recentemente, uma série de técnicas de microscopia óptica foram desenvolvidos, normalmente referido como microscopia de super-resolução ou Nanoscopia, que pode ultrapassar o limite de difração e gerar imagens com resoluções de 100 nm ou melhor 1,2. Desde o anúncio da microscopia de super-resolução como sendo o método Nature Methods do ano em 2008, houve um grande desenvolvimento de microscópios com base em localização. Por exemplo, existem aplicações multi-cor 3-6, 7-12 implementações 3D e aplicativos de celulares ainda vivos 5,13-17. Além disso, como esses sistemas estão sendo comercializados e agora estão fazendo o seu caminho para fora dos laboratórios de ótica nas mãos dos biólogos não é provável que seja um aumento no seu uso e aplicação de questões biomédicas. Um ramo desta família são os métodos baseados em localização, que funcionam através da construção de uma molécula molécula-por-imagem. Euara fazer isso, a maioria das moléculas fluorescentes dentro da amostra deve ser desligada para que apenas algumas moléculas espacialmente separados são ativos a qualquer momento. Estas moléculas são então rapidamente ligado e desligado e muitas imagens são tomadas de modo que uma parte significativa da população é fotografada para refletir a estrutura subjacente com precisão sub-difração. Várias abordagens têm sido publicados incluindo GSDIM 18, PALM 19, fPALM 20, 21 e STORM RESOLFT 22. Algoritmos que medem a posição de uma única molécula de detecção pode então ser usada para localizar a posição real da molécula com precisões melhores do que 20 nm, por meio de montagem Gaussian 23, por exemplo rapidSTORM 24,25 QuickPALM 26, 12 e palm3d RainStorm 27. Quando imagens de células ou de outras amostras biológicas, que têm uma elevada densidade de molécula, por isso, é necessário ter em muitos milhares de quadros deesta piscando, espacialmente separados, a fim de sinalizar uma imagem de parte significativa das moléculas marcadas. A microscopia óptica estocástica reconstrução (Storm) e a dSTORM altamente relacionados e métodos GSDIM são métodos de super-resolução à base de localização, que se demonstrou funcionar com corantes orgânicos comercialmente disponíveis 21. Eles têm sido desde demonstrou ser aplicável a um número de diferentes corantes 28-30, o que torna o método particularmente atraentes devido à especificidade e conveniência relativa de imunomarcação abordagens bem estabelecidas para a realização de microscopia de fluorescência. Consequentemente, não há acesso fácil a uma variedade de conjugados de anticorpos e de corantes de tintura-biomolécula, que têm o potencial para ser usado em super-resolução de imagem baseados em localização. Embora os princípios gerais da tempestade e abordagens semelhantes são relativamente simples, e à primeira vista a preparação do hardware e amostra parecem relativamente straightforward, há uma série de etapas no processo que são essenciais para a obtenção de alta qualidade, livre de artefatos, imagens de super-resolução. Tal como acontece com todas as técnicas de microscopia o processo pode ser considerado em três etapas principais: em primeiro lugar, a preparação da amostra, em segundo lugar, a aquisição de imagem e, em terceiro lugar, o processamento de imagem e / ou a análise e a interpretação da imagem. O poder de resolução adicional e método de geração de imagens de super-resolução usando uma abordagem baseada em localização introduz alguns novos problemas e considerações 31-33. Começando com a preparação da amostra, quando se realiza imunomarcação, particularmente de imunofluorescência indirecta em que a combinação do anticorpo primário e secundário é utilizado, deve-se notar que o corante fluorescente pode ser de até 20 nm de distância a partir da molécula de interesse. No caso dos microtúbulos, o que resulta em diâmetros de 35-50 nm em comparação com um diâmetro de microtúbulos esperado de 25 nm de 28,30. Além disso, a densidade de rotulagem deve meet os critérios de Nyquist, a fim de gerar uma imagem de alta qualidade 14. Por exemplo, para uma resolução de imagem prevista de 20 nm, ao longo de uma estrutura filamentosa deve haver uma molécula de corante, pelo menos a cada 10 nm 27. Enquanto muitos corantes têm sido publicados a trabalhar para sistemas baseados em localização se aproxima do desempenho geral do corante é uma mistura de pelo menos quatro critérios importantes, nomeadamente fótons detectados por comutação evento (o brilho de cada piscar - mais brilhante, melhor), o equilíbrio em -off ciclo de trabalho (a taxa de contraste de corantes no off contra no estado - mais fora geralmente é melhor), a fração de sobrevivência (a taxa de branqueamento de baixo é melhor) eo número de ciclos de comutação (o número de piscadas por fluoróforo - mais é melhor em alta resolução, embora uma intermitência por fluoróforo pode ser uma vantagem para fins de contagem da molécula). A situação é ainda mais complicada pelo facto de estas propriedades para qualquer dada corante pode variar em diferentes condições do tampão ecom potência 28,29 laser. Além disso, assim como estas considerações TEMPESTADE únicas, a qualidade da imagem pode ser melhorada através da optimização de preparação de amostras da mesma maneira como as técnicas mais tradicionais de microscopia de fluorescência, por exemplo, minimizando a autofluorescência por alteração das condições de fixação e a utilização de reagentes de extinção. Além disso, minimizando fluoróforos não ligados especificamente é importante, o que pode ser feito ajustando as concentrações de etiqueta, os tempos de incubação e de bloqueio e de lavagem. A segunda etapa de aquisição de imagens também é crítico. As configurações óptimas no microscópio dependerá do corante, condições de tampão, a densidade de rotulagem, e do tipo de amostra, por exemplo, de vidro, sobre as monocamadas de células ou amostras de tecido. As principais considerações são o tempo de exposição da câmera, número de quadros, ângulo de iluminação (TIRF, Hilo, Epi) e potência do laser. O objetivo é recolher o maior número pisca separadas espacialmente brilhantes o mais rápido possível. Se o i fundos muito elevados ou a piscar não são muito brilhantes, em outras palavras, a relação de sinal-para-ruído é má, o algoritmo de reconstrução não vai ser capaz de localizar as posições mais exacta. , Bem como maximizar a precisão de localização, isto é, a precisão com a posição de cada molécula pode ser medida, a qualidade da imagem, também depende de um grande número de localizações. Se um número suficiente de moléculas de interesse são gravadas, quer devido à falta de eficiência de marcação, fotodegradação excessiva ou um número do quadro insuficiente, então a imagem de super-resolução resultante será pontuada e descontínua como critério de Nyquist não foram cumpridos 14,27 . E, finalmente, a terceira etapa, processamento de imagem, é particularmente importante em comparação com as técnicas de microscopia de fluorescência padrão. Há uma variedade de livre e comercialmente disponíveis algoritmos, o que é tanto uma vantagem, em termos de escolha, e uma desvantagem, na medida em que pode ser confuso para saber which é o mais apropriado para usar. Se, por exemplo, os dados em bruto foi bem espaçadas pisca espacialmente distintas, em seguida, um algoritmo de ajuste de molécula única pode ser de alta precisão e eficiente, por exemplo, os algoritmos de ajuste esparsos disponíveis em chuvada 27, rapidSTORM 24,25, palm3d 12 e 26 QuickPALM software . Se os dados em bruto contém uma grande quantidade de sobreposição de sinais, em seguida, os algoritmos que podem ser mais apropriado incluir DAOSTORM 34, 35 e 3B deconSTORM 36. Além disso, esses algoritmos contêm limites para vários critérios, tais como a contagem de sinal, ou fótons por piscar, bem como várias opções diferentes de visualização de imagens, tais como a visualização com funções de Gauss suavização ou como histogramas com grades de pixels, onde o tamanho do pixel super-resolução pode ser seleccionado pelo utilizador. Todas estas opções alterar a aparência da imagem final e ter implicações para a interpretação e análise de imagem. <p class="jove_content"&gt; Por isso, apresentamos três amostras de teste, que irá fornecer o novo usuário com um ponto de partida para experiências à base de corantes à base de localização de super-resolução, que por uma questão de clareza, vamos referem como tempestade, e os usuários mais experientes a oportunidade de otimizar ainda mais seus experimentos. Em primeiro lugar, é possível revestir a superfície de vidro com uma camada fluorescente de conjugado de dextrano-corante. Isso fornece uma maneira rápida e simples para estabelecer que o microscópio, corante e tampão estão trabalhando para gerar piscando sinal fluorescente. O método pode ser estendido por meio da comparação de precisão de localização e número de métricas médios gerados pela tempestade de otimizar as condições de buffer, configurações de aquisição de imagem e testar diferentes corantes. Em segundo lugar, apresentamos um protocolo simples para a preparação de filamentos de actina em vidro que pode ser facilmente rotulados com conjugados phalloidin-dye. Estes fornecem estruturas ideais para tomar medidas de resolução 27 e normalmente a metade de largura máxima cheia (FWHM)de um filamento é dada como uma estimativa empírica da resolução 37. Deve notar-se que a resolução varia entre as amostras e entre as imagens dentro da mesma amostra por resolução em microscopia de super-resolução à base de localização é uma função do brilho fluoróforo, o ruído de fundo e a densidade de localização 27 e estes não são necessariamente constantes ao longo do espécime. Filamentos de actina são usados ​​para demonstrar artefatos potenciais, como mislocalizations e deriva e como eles podem ser identificados com recursos de software dentro de tempestade. Além disso, descreve-se o uso de marcadores fiduciais fluorescentes para ambos medida e deriva correcta. E em terceiro lugar, a coloração das células com o factor de crescimento epidérmico (EGF), os conjugados de corante é descrito. EGF oferece um útil indicador de desempenho de imagem super-resolução, pois uma parte do receptor na superfície da célula sofre endocitose via vesículas, que são sub-difração de estruturas de tamanho de aproximadamente 50-150 nm de diâmetro 27,38,39.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labtek Imaging chamberglass</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>CBR-166-390E</td>
			<td>Sample preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>IX71</td>
			<td>* See below for alternatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 X TIRF Objective Lens</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UAPON 100XOTIRF</td>
			<td>* See below for alternatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EMCCD Camera</td>
			<td>Andor</td>
			<td>iXon 897</td>
			<td>* See below for alternatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>640 nm laser</td>
			<td>Toptica</td>
			<td>iBEAM-SMART-640-S</td>
			<td>*150 mW - for imaging Alexa 647 or Cy5 dyes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>*Acquisition software (controlling hardware)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PC</td>
			<td>Dell</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Windows XP (64 bit), Intel Xeon E5420 CPU, 16 GB RAM *Instrument control and image processing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Image analysis and processing <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rainSTORM</td>
			<td>Laser Analytics Group (Cambridge) software</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td><a href="http://laser.cheng.cam.ac.uk/wiki/index.php/Resources" target="_blank">http://laser.cheng.cam.ac.uk/wiki/index.php/Resources</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>Running rainSTORM</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td><a href="http://www.mathworks.co.uk/products/matlab/" target="_blank">http://www.mathworks.co.uk/products/matlab/</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>*Example of self-built STORM/PALM microscopes</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Also see reference 29 <a href="http://code.google.com/p/quickpalm/wiki/Tutorial_CustomMicroscope" target="_blank">http://code.google.com/p/quickpalm/wiki/Tutorial_CustomMicroscope</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>*Commercial STORM/PALM super-resolution microscopes</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Leica SR GSD, Nikon N-STORM, Vutara SR-200, Zeiss Elyra P.1, DeltaVision OMX Blaze (Monet Localization) Alternatives to self-built microscopes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Table 1. Materials &amp; Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>[header]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS (10X)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>VX70013065</td>
			<td>1; 2; 3; 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-L-Lysine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P4707</td>
			<td>1.1; 2.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dextran-Alexa fluor 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>D-22914</td>
			<td>1.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>General actin buffer</td>
			<td>Cytoskeleton Inc</td>
			<td>BSA01</td>
			<td>2.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Preformed-actin filaments</td>
			<td>Cytoskeleton Inc</td>
			<td>AKF99</td>
			<td>2.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phallodin-Alexa fluor 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A22287</td>
			<td>2.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TetraSpeck Microspheres (0.1 micron)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>T-7279</td>
			<td>3.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HeLa cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CCL-2</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>VX31966021</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>VX10500064</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pen/Step</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15070063</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic dishes</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>734-0006</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EGF - Alexa fluor 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>E35351</td>
			<td>4.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A7906</td>
			<td>4.3, 4.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formaldehyde - 10% solution EM grade</td>
			<td>Polysciences</td>
			<td>04018-1</td>
			<td>4.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Catalase</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C100</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose oxidase</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G2133</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9541</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TCEP</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C4706</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>93352</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C7528</td>
			<td>5.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEA-HCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M6500</td>
			<td>5.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G2289</td>
			<td>5.1; 5.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Table 2. Reagents</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

test samples for optimizing storm super-resolution microscopy

STORM é uma técnica de microscopia de super-resolução recentemente desenvolvido com até 10 vezes melhor resolução do que as técnicas de microscopia de fluorescência padrão. No entanto, como a imagem é adquirida de uma forma muito diferente do que o normal, através da construção de uma molécula molécula-por-imagem, existem alguns desafios significativos para os usuários na tentativa de otimizar a sua aquisição de imagem. Para auxiliar neste processo e ganhar mais conhecimento sobre como funciona STORM apresentamos a preparação de três amostras de teste ea metodologia de aquisição e processamento de imagens STORM super-resolução com resoluções típicas de entre 30-50 nm. Através da combinação das amostras de ensaio com o uso de software de processamento de RainStorm livremente disponível, é possível obter uma grande quantidade de informação sobre a qualidade e resolução de imagem. Usando essas métricas então é possível otimizar o procedimento de imagem a partir da ótica, da preparação da amostra, a escolha da tintura, condições de tampão, e as configurações de aquisição de imagem. Temos ummostram exemplos lso de alguns problemas comuns que resultam em má qualidade de imagem, tais como desvio lateral, onde a amostra move-se durante a aquisição da imagem ea densidade relacionada problemas resultantes do fenômeno &#39;mislocalization&#39;.

Watch this Scientific Journal Video about Test Samples for Optimizing STORM Super-Resolution Microscopy at JoVE.com

Test Samples for Optimizing STORM Super-Resolution Microscopy

Descreve-se a preparação de três amostras de teste e de como eles podem ser utilizados para optimizar e avaliar o desempenho dos microscópios tempestade. Usando esses exemplos que mostram como a aquisição de dados brutos e, em seguida, processá-lo para adquirir imagens de super-resolução em células de aproximadamente 30-50 nm resolução.

As amostras de teste para otimizar STORM Super-Resolution Microscopy

STORM is a recently developed super-resolution microscopy technique with up to 10 times better resolution than standard fluorescence microscopy ...

test-samples-for-optimizing-storm-super-resolution-microscopy

Research

JoVE Journal

Biology

31.0K visualizações.  National Physical Laboratory.  Descreve-se a preparação de três amostras de teste e de como eles podem ser utilizados para optimizar e avaliar o desempenho dos microscópios tempestade. Usando esses exemplos que mostram como a aquisição de dados brutos e, em seguida, processá-lo para adquirir imagens de super-resolução em células de aproximadamente 30-50 nm resolução. 

Vídeo: Test Samples for Optimizing STORM Super-Resolution Microscopy

Super-resolution Imaging of the Bacterial Division Machinery

Bacterial cell division requires the coordinated assembly of more than ten essential proteins at midcell1,2. Central to this process is the formation of a ring-like suprastructure (Z-ring) by the FtsZ protein at the division plan3,4. The Z-ring consists of multiple single-stranded FtsZ protofilaments, and understanding the arrangement of the protofilaments inside the Z-ring will provide insight into the mechanism of Z-ring assembly and its function as a force generator5,6. This information has remained elusive due to current limitations in conventional fluorescence microscopy and electron microscopy. Conventional fluorescence microscopy is unable to provide a high-resolution image of the Z-ring due to the diffraction limit of light (~200 nm). Electron cryotomographic imaging has detected scattered FtsZ protofilaments in small C. crescentus cells7, but is difficult to apply to larger cells such as E. coli or B. subtilis. Here we describe the application of a super-resolution fluorescence microscopy method, Photoactivated Localization Microscopy (PALM), to quantitatively characterize the structural organization of the E. coli Z-ring8.
	PALM imaging offers both high spatial resolution (~35 nm) and specific labeling to enable unambiguous identification of target proteins. We labeled FtsZ with the photoactivatable fluorescent protein mEos2, which switches from green fluorescence (excitation = 488 nm) to red fluorescence (excitation = 561 nm) upon activation at 405 nm9. During a PALM experiment, single FtsZ-mEos2 molecules are stochastically activated and the corresponding centroid positions of the single molecules are determined with &lt;20 nm precision. A super-resolution image of the Z-ring is then reconstructed by superimposing the centroid positions of all detected FtsZ-mEos2 molecules.
	Using this method, we found that the Z-ring has a fixed width of ~100 nm and is composed of a loose bundle of FtsZ protofilaments that overlap with each other in three dimensions. These data provide a springboard for further investigations of the cell cycle dependent changes of the Z-ring10 and can be applied to other proteins of interest.

We describe a super-resolution imaging method to probe the structural organization of the bacterial FtsZ-ring, an essential apparatus for cell division. This method is based on quantitative analyses of photoactivated localization microscopy (PALM) images and can be applied to other bacterial cytoskeletal proteins.

Super-Resolution Imaging da Divisão de Máquinas bacteriana

Bacterial cell division requires the coordinated  assembly of more than ten essential proteins at midcell1,2. Central  to this process is the formation of ...

Biologia

Sample Preparation for Single Virion Atomic Force Microscopy and Super-resolution Fluorescence Imaging

Immobilization of virions to glass surfaces is a critical step in single virion imaging. Here we present a technique&#160;adopted from single molecule imaging assays which allows adhesion of single virions to glass surfaces with specificity. This preparation is based on grafting the surface of the glass with a mixture of PLL-g-PEG and PLL-g-PEG-Biotin, adding a layer of avidin, and finally creating virion anchors through attachment of biotinylated virus specific antibodies. We have applied this technique across a range of experiments including atomic force microscopy (AFM) and super-resolution fluorescence imaging. This sample preparation method results in a control adhesion of the virions to the surface.

The attachment of virions to a surface is a requirement for single virion imaging by Super-resolution fluorescence imaging or atomic force microscopy (AFM). Here we demonstrate a sample preparation method for controlled adhesion of virions to glass surfaces suitable for use in AFM and super-resolution fluorescence imaging.

Preparação da amostra para microscopia da força atômica de virion único e imagem de fluorescência de super-resolução

Immobilization of virions to glass surfaces is a critical step in single virion imaging. Here we present a technique&#160;adopted from single molecule ...

Super-resolution Imaging of the Cytokinetic Z Ring in Live Bacteria Using Fast 3D-Structured Illumination Microscopy (f3D-SIM)

Imaging of biological samples using fluorescence microscopy has advanced substantially with new technologies to overcome the resolution barrier of the diffraction of light allowing super-resolution of live samples. There are currently three main types of super-resolution techniques &#8211; stimulated emission depletion (STED), single-molecule localization microscopy (including techniques such as PALM, STORM, and GDSIM), and structured illumination microscopy (SIM). While STED and single-molecule localization techniques show the largest increases in resolution, they have been slower to offer increased speeds of image acquisition. Three-dimensional SIM (3D-SIM) is a wide-field fluorescence microscopy technique that offers a number of advantages over both single-molecule localization and STED. Resolution is improved, with typical lateral and axial resolutions of 110 and 280 nm, respectively and depth of sampling of up to 30 &#181;m from the coverslip, allowing for imaging of whole cells. Recent advancements (fast 3D-SIM) in the technology increasing the capture rate of raw images allows for fast capture of biological processes occurring in seconds, while significantly reducing photo-toxicity and photobleaching. Here we describe the use of one such method to image bacterial cells harboring the fluorescently-labelled cytokinetic FtsZ protein to show how cells are analyzed and the type of unique information that this technique can provide.

Super-resolution Imaging of the Cytokinetic Z Ring in Live Bacteria Using Fast 3D-Structured Illumination Microscopy f3D-SIM

Spatiotemporal information about dynamic proteins inside live cells is crucial for understanding biology. A type of super-resolution microscopy called fast 3D-structured illumination microscopy (f3D-SIM) reveals unique information about the cytokinetic Z ring in bacteria: both its bead-like appearance and the rapid dynamics of FtsZ within the ring.

Super-resolution Imaging do Z Anel Cytokinetic em bactérias vivas Usando o Fast-estruturados 3D Iluminação Microscopy (F3D-SIM)

Imaging of biological samples using fluorescence microscopy has advanced substantially with new technologies to overcome the resolution barrier of the ...

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM)

Fluorescence microscopy enables direct visualization of specific biomolecules within cells. However, for conventional fluorescence microscopy, the spatial resolution is restricted by diffraction to ~ 200 nm within the image plane and &#62; 500 nm along the optical axis. As a result, fluorescence microscopy has long been severely limited in the observation of ultrastructural features within cells. The recent development of super resolution microscopy methods has overcome this limitation. In particular, the advent of photoswitchable fluorophores enables localization-based super resolution microscopy, which provides resolving power approaching the molecular-length scale. Here, we describe the application of a three-dimensional super resolution microscopy method based on single-molecule localization microscopy and multiphase interferometry, called interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM). This method provides nearly isotropic resolution on the order of 20 nm in all three dimensions. Protocols for visualizing the filamentous actin cytoskeleton, including specimen preparation and operation of the iPALM instrument, are described here. These protocols are also readily adaptable and instructive for the study of other ultrastructural features in cells.

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy iPALM

We present a protocol for the application of interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM), a 3-dimensional single-molecule localization super resolution microscopy method, to the imaging of the actin cytoskeleton in adherent mammalian cells. This approach allows light-based visualization of nanoscale structural features that would otherwise remain unresolved by conventional diffraction-limited optical microscopy.

Tridimensional Super Resolution Microscopia de filamentos de actina F por Interferometric fotoativado Localization Microscopy (iPALM)

Fluorescence microscopy enables direct visualization of specific biomolecules within cells. However, for conventional fluorescence microscopy, the spatial ...

Scanning Electron Microscopy (SEM) Protocols for Problematic Plant, Oomycete, and Fungal Samples

Common problems in the processing of biological samples for observations with the scanning electron microscope (SEM) include cell collapse, treatment of samples from wet microenvironments and cell destruction. Using young floral tissues, oomycete cysts, and fungi spores (Agaricales) as examples, specific protocols to process delicate samples are described here that overcome some of the main challenges in sample treatment for image capture under the SEM.
Floral meristems fixed with FAA (Formalin-Acetic-Alcohol) and processed with the Critical Point Dryer (CPD) did not display collapsed cellular walls or distorted organs. These results are crucial for the reconstruction of floral development. A similar CPD-based treatment of samples from wet microenvironments, such as the glutaraldehyde-fixed oomycete cysts, is optimal to test the differential growth of diagnostic characteristics (e.g., the cyst spines) on different types of substrates. Destruction of nurse cells attached to fungi spores was avoided after rehydration, dehydration, and the CPD treatment, an important step for further functional studies of these cells.
The protocols detailed here represent low-cost and rapid alternatives for the acquisition of good-quality images to reconstruct growth processes and to study diagnostic characteristics.

Scanning Electron Microscopy SEM Protocols for Problematic Plant, Oomycete, and Fungal Samples

Problems in the processing of biological samples for scanning electron microscopy observation include cell collapse, treatment of samples from wet microenvironments and cell destruction. Low-cost and relatively rapid protocols suited for preparing challenging samples such as floral meristems, oomycete cysts, and fungi (Agaricales) are compiled and detailed here.

Microscopia Eletrônica de Varredura (MEV) Protocolos para a Problemática da planta, oomiceto e amostras fúngicas

Common problems in the processing of biological samples for observations with the scanning electron microscope (SEM) include cell collapse, treatment of ...

Open-source Single-particle Analysis for Super-resolution Microscopy with VirusMapper

Super-resolution fluorescence microscopy is currently revolutionizing cell biology research. Its capacity to break the resolution limit of around 300 nm allows for the routine imaging of nanoscale biological complexes and processes. This increase in resolution also means that methods popular in electron microscopy, such as single-particle analysis, can readily be applied to super-resolution fluorescence microscopy. By combining this analytical approach with super-resolution optical imaging, it becomes possible to take advantage of the molecule-specific labeling capacity of fluorescence microscopy to generate structural maps of molecular elements within a metastable structure. To this end, we have developed a novel algorithm &#8212; VirusMapper &#8212; packaged as an easy-to-use, high-performance, and high-throughput ImageJ plugin. This article presents an in-depth guide to this software, showcasing its ability to uncover novel structural features in biological molecular complexes. Here, we present how to assemble compatible data and provide a step-by-step protocol on how to use this algorithm to apply single-particle analysis to super-resolution images.

This manuscript uses the Fiji-based open-source software package VirusMapper to apply single-particle analysis to super-resolution microscopy images in order to generate precise models of nanoscale structure.

Análise de partícula única open-source para Microscopia Super-resolução com VirusMapper

Super-resolution fluorescence microscopy is currently revolutionizing cell biology research. Its capacity to break the resolution limit of around 300 nm ...

Ground State Depletion Super-resolution Imaging in Mammalian Cells

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to dramatic leaps in our understanding of how cells function. The development and availability of super-resolution microscopy has considerably extended the limits of optical resolution from ~250-20 nm. Biologists are no longer limited to describing molecular interactions in terms of colocalization within a diffraction limited area, rather it is now possible to visualize the dynamic interactions of individual molecules. Here, we outline a protocol for the visualization and quantification of cellular proteins by ground-state depletion microscopy&#160;for fixed cell imaging. We provide examples from two different membrane proteins, an element of the endoplasmic reticulum translocon, sec61&#946;, and a plasma membrane-localized voltage-gated L-type Ca2+ channel (CaV1.2). Discussed are the specific microscope parameters, fixation methods, photo-switching buffer formulation, and pitfalls and challenges of image processing.

This article outlines a protocol for the detection of one or more plasma and/or intracellular membrane proteins using Ground State Depletion (GSD) super-resolution microscopy in mammalian cells. Here, we discuss the benefits and considerations of using such approaches for the visualization and quantification of cellular proteins.

Estado fundamental depleção Super-resolução Imaging em células de mamíferos

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to ...

Application of High-speed Super-resolution SPEED Microscopy in Live Primary Cilium

The primary cilium is a microtubule-based protrusion on the surface of many eukaryotic cells and contains a unique complement of proteins that function critically in cell motility and signaling. Since cilia are incapable of synthesizing their own protein, nearly 200 unique ciliary proteins need to be trafficked between the cytosol and primary cilia. However, it is still a technical challenge to map three-dimensional (3D) locations of transport pathways for these proteins in live primary cilia due to the limitations of currently existing techniques. To conquer the challenge, recently we have developed and employed a high-speed virtual 3D super-resolution microscopy, termed single-point edge-excitation sub-diffraction (SPEED) microscopy, to determine the 3D spatial location of transport pathways for both cytosolic and membrane proteins in primary cilia of live cells. In this article, we will demonstrate the detailed setup of SPEED microscopy, the preparation of cells expressing fluorescence-protein-labeled ciliary proteins, the real-time single-molecule tracking of individual proteins in live cilium and the achievement of 3D spatial probability density maps of transport routes for ciliary proteins.

Recently we mapped the three-dimensional (3D) spatial locations of transport routes for various proteins translocating inside primary cilia in live cells. Here this paper details the experimental setup, the process of biological samples and the data analyses for the 3D super-resolution fluorescence imaging approach newly applied in live primary cilia.

Aplicação da microscopia de velocidade de alta velocidade super-resolução no cílio primário ao vivo

The primary cilium is a microtubule-based protrusion on the surface of many eukaryotic cells and contains a unique complement of proteins that function ...

High-Accuracy Correction of 3D Chromatic Shifts in the Age of Super-Resolution Biological Imaging Using Chromagnon

Quantitative multicolor fluorescence microscopy relies on the careful spatial matching of color channels acquired at different wavelengths. Due to chromatic aberration and the imperfect alignment of cameras, images acquired in each channel may be shifted, and magnified, as well as rotated relative to each other in any of the three dimensions. With the classical calibration method, chromatic shifts are measured by multicolor beads attached to the surface of a coverslip, and a number of software are available to measure the chromatic shifts from such calibration samples. However, chromatic aberration can vary with depth, change with observation conditions and be induced by the biological sample itself, thus hindering determination of the true amount of chromatic shift in the sample of interest and across the volume. Correcting chromatic shifts at higher accuracy is particularly relevant for super-resolution microscopy where only slight chromatic shifts may affect quantitative analyses and alter the interpretation of multicolor images. We have developed an open-source software Chromagnon and accompanying methods to measure and correct 3D chromatic shifts in biological samples. Here we provide a detailed application protocol that includes special requirements for sample preparation, data acquisition, and software processing to measure chromatic shifts in biological samples of interest.

High-Accuracy Correction of 3D Chromatic Shifts in the Age of Super-Resolution Biological Imaging Using Chromagnon

Correction of chromatic shifts in three-dimensional (3D) multicolor fluorescence microscopy images is crucial for quantitative data analyses. This protocol is developed to measure and correct chromatic shifts in biological samples through acquisition of suitable reference images and processing with the open-source software, Chromagnon.

Correção de alta precisão de mudanças cromáticas 3D na Era da Super-Resolução Imagem Biológica Usando Chromagnon

Quantitative multicolor fluorescence microscopy relies on the careful spatial matching of color channels acquired at different wavelengths. Due to ...

Super-Resolution Live Cell Imaging of Subcellular Structures

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally been restricted to be used only on fixed samples or live cells outside of tissue labeled with strong fluorescent signal. Current super-resolution live cell imaging techniques require the use of special fluorescence probes, high illumination, multiple image acquisitions with post-acquisition processing, or often a combination of these processes. These prerequisites significantly limit the biological samples and contexts that this technique can be applied to.
Here we describe a method to perform super-resolution (~140 nm XY-resolution) time-lapse fluorescence live cell imaging in situ. This technique is also compatible with low fluorescent intensity, for example, EGFP or mCherry endogenously tagged at lowly expressed genes. As a proof-of-principle, we have used this method to visualize multiple subcellular structures in the Drosophila testis. During tissue preparation, both the cellular structure and tissue morphology are maintained within the dissected testis. Here, we use this technique to image microtubule dynamics, the interactions between microtubules and the nuclear membrane, as well as the attachment of microtubules to centromeres.
This technique requires special procedures in sample preparation, sample mounting and immobilizing of specimens. Additionally, the specimens must be maintained for several hours after dissection without compromising cellular function and activity. While we have optimized the conditions for live super-resolution imaging specifically in Drosophila male germline stem cells (GSCs) and progenitor germ cells in dissected testis tissue, this technique is broadly applicable to a variety of different cell types. The ability to observe cells under their physiological conditions without sacrificing either spatial or temporal resolution will serve as an invaluable tool to researchers seeking to address crucial questions in cell biology.

Presented here is a protocol for super-resolution live-cell imaging in intact tissue. We have standardized the conditions for imaging a highly sensitive adult stem cell population in its native tissue environment. This technique involves balancing temporal and spatial resolution to allow for the direct observation of biological phenomena in live tissue.

Imagem celular ao vivo super-resolução de estruturas subcelulares

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally ...