Biz İngiltere&#39;nin Ulusal Ölçme Dairesi Kimyasal ve Biyolojik Metroloji programından fon kabul. Biz teknik tavsiye ve önerileriniz için Sebastian van de Linde, Miklos Erdélyi ve Eric Rees teşekkür ederim. Biz yararlı yorumlarından ve bu yazının üzerine tartışmalar için Miklos Erdélyi, Eric Rees ve Max Ryadnov teşekkür ederim.

Not: Bu protokol boyunca, ipuçları ve öneriler belirli adımları izleyerek bulunur. &quot;* 1&quot; notu 1 böylece bu özel adıma alakalı olduğunu ve gösterir. 1.. Cam Floresan Dekstran Kaplama <ol><li> 8 odasının coverglass her oyuğuna% 0.01 poli-L-lisin çözeltisinin 200 ul ilave edin ve 10 dakika boyunca inkübe edilir. Hiçbir kalan sıvı olmasını sağlamak için, bir pipet ile çıkarın. </li><li> , Bir 2 mg / ml stok çözeltisi yaratmak için imalatçının talimatlarına uygun olarak, dekstran-Alexa 647 * 1 sulandırın. Buradan, bir 20 ug / ml solüsyon oluşturmak için deiyonize edilmiş su içinde 25 ul halinde 0,25 ul seyreltik. </li><li> Dekstran Alexa-647 çözeltisinin bir yüksek yoğunluklu bir kaplama oluşturmak için, de-iyonize su, 200 ul bir toplam olarak 20 ug / ml çözeltisinin 20 ul seyreltik. Bir orta yoğunluklu bir çözüm için de-iyonize su (orijinal stok çözeltiden 1:10,000 seyreltme) 200 ul 2 ul seyreltik. Düşük içinyoğunluklu çözüm de-iyonize su (orijinal stok çözeltiden 1:100,000 seyrelti) 200 ul 0.2 ul seyreltik. </li><li> Her çukuruna seyreltilmiş Alexa 647-dekstran çözeltileri 200 ul ilave edin ve 10 dakika boyunca inkübe edilir. Daha uzun inkübasyon süreleri, daha yoğun bir dekstran kaplama ile sonuçlanabilir ki kullanılabilir. Üç kez çıkarın ve H2O ile yıkayın * 2 </li></ol> Not 1: Diğer dekstran-boya konjugatlan kullanılabilir. Istenen kombinasyonları ticari olarak mevcut değilse, Konjuge olmamış dekstran da boyalar konjuge edilebilir. Not 2: floresan muntazamlığı azaltabilir, ancak aynı dekstran odalar haftalık bir süre boyunca reimaged edilebilir. Herhangi bir tampon maddesi yokluğunda, 4 ° C de depolama önerilir. 2. Camına Floresan Aktin filamentler <ol><li> Bölmenin her çukuruna% 0.01 poli-L-lisin çözeltisinin 200 ul ilave edin ve 3 * 10 dakika boyunca inkübe edilir. ReKalan herhangi bir sıvı olmasını sağlamak için, bir pipet ile hareket eder. </li><li> Her bölmeye genel aktin tamponu (imalatçının talimatlarına göre yeniden) 90 ul ekle. (Üretici talimatlarına uygun olarak metanol, 1.5 ml içinde çözündürüldüğünde 0.2 birim) aktin filament çözeltisi ve 1 ul falloidin-Alexa 647 önceden 10 uM 10 ul eklenir ve hafifçe yukarı aşağı pipet ve karıştırın. 4 * 30 dakika boyunca inkübe edin. </li></ol> Not 3: Poli-L-lisin kaplamalı cam bağlanabilen az filamentler odacık sonuçları içinde filaman çözelti hacmini arttırmak. Not 4: 4 ° C&#39;de en çok 48 saat inkübasyonu kez iyi sonuçlar ile test edilmiştir. Bir oda daha fazla gün için aynı örneği kullanmak için tavsiye edilmez yani tampon anahtarlama maruz edildikten sonra aktin filament görüntü kalitesi bozulur. 3. Fiducial Markers olarak kürecik Floresan Boncuk <ol><li&gt; 200 ul PBS&#39;ye TetraSpeck tanelerin 1 ul seyreltin ve karıştırın. </li><li> Bir görüntüleme odasına seyreltilmiş boncuk * ilave edin ve 5 ila 15 dakika boyunca bekleyin. Çözeltisini çıkarın ve önceki görüntüleme 3 defa PBS ile yıkayın. </li></ol> Not 5 - seyreltme ve inkübasyon süresi boncuk farklı yoğunlukları elde etmek için ayarlanabilir. 20.5 mikron başına 10 boncuk x 20.5 mikron alan-view - Bu protokol genellikle 3 ile sonuçlanır. 4. Epidermal Büyüme Faktörü Hücre boyama <ol><li> Dulbecco Modifiye Eagle Ortamı (DMEM) içinde, yaklaşık olarak% 80 birleşme görüntüleme odalarına Kültür HeLa hücreleri,% 10 fetal sığır serumu (FBS) ve% 1 penisilin-streptomisin solüsyonu ile takviye edilmiştir. </li><li> Kültür Ortamı çıkarın ve PBS ile yıkayın. Daha sonra 10 dakika boyunca% 4 formaldehit çözeltisi (4 mi,% 10 formaldehid çözeltisi, 1 ml 10X PBS, 5 ml su) içinde 500 ul ekleyin. Formaldehit çıkarın ve 3 defa PBS ile yıkayın. Hücreler d kalmasına izin vermeyinry ve her zaman kullanmak PBS hipotonik stresi önlemek için çözümler tamponlu. </li></ol> DİKKAT - formaldehit son derece zehirlidir. Uygun eldiven, koruyucu gözlük ve laboratuvar mont giyilir emin olun. Formaldehit bertarafı için yerel kuralları kontrol edin. <ol start="3"><li> 50 ug / ml stok çözeltisi yaratmak için imalatçının talimatlarına uygun olarak EGF-Alexa 647 sulandırın. (PBS içinde)% 0.1 BSA çözeltisi 200 ul bu stok çözeltinin 2 ul ekle. Hücrelerden PBS çıkarın, EGF bir çözeltisi eklenmekte ve 30 dakika boyunca inkübe edin. </li><li> Çözeltisini çıkarın ve 15 dakika boyunca (PBS içinde)% 0.1 BSA, bir bloklama çözeltisi ilave edilmeden önce 3 defa PBS ile yıkayın. Bu kaldırma ve önceki görüntüleme PBS ile, ilave 3 kez yıkayın. </li></ol> 5. Tampon Hazırlama anahtarlama <ol><li> Katalaz 10 ul (20 ug / ml), 1 M Tris-(2-carboxyelthyl) fosfin hidroklorür (4 mM), 2.5 mi gliserin (% 50) 20 ul, 125 ul bir enzim stok çözeltisi (A) İsim1 M KCI (25 mM) içinde, 1 M, pH 7,5 Tris-HCl (20 mM), 100 ul, 5 glukoz oksidaz (1 mg / ml) ve diH20 mg ile 5 ml hacme kadar top. Bu, -20 ° C&#39;de saklanır ve 1 yıla kadar kullanılabilir 100 x 50 ul alikotları yapmak için yeterlidir. </li><li> ) 4 g glükoz (100 mg / ml), 4 ml gliserin (% 10) ve 36 ml diH20 ile bir şeker stok solüsyonu (B) olun. 20 ° C ve 1 yıla kadar kullanılabilir - Bu saklanabilir 100 x 400 ul alikotları yapmak için yeterlidir. </li><li> MEA-HCI (1 M) ve 113.6 mg 2 dihidro 0 1 ml olan bir indirgeyici madde stok çözelti (C) olun. Taze kullanın veya -20 ° C&#39;de saklanır ve 1 aya kadar kullanılabilecek 10 x 100 ul hacimde, (bölüntülerin dondurursam yok) olun. </li><li> Hemen önce görüntüleme için, enzim (A), glukoz (B) ve bu oran, 50 ul içinde birlikte madde (C) stok çözeltileri azaltılması, 400 ul, 100 ul karıştırın ve * 6 PBS ile 1 ml&#39;ye. Bu tampon şimdi oksijen temizlemek ve bir indirgeyici ortam (100 mM MEA-olacakHCl) * 7. Nihai pH değeri 6.0 olmalıdır - 8.5 (ayarı normalde gerekli değildir) * 8. </li></ol> Not 6 - bu tamponu, Cy5 ve Alexa 647 gibi karbosiyanin bazlı boya ile kullanılmak için uygundur. Not 7 - nihai enzim konsantrasyonu glikoz oksidaz, 50 ug / ml (5 birim / ml) ve katalaz 1 ug / ml (40-60 birim / ml) &#39;dir. Enzimatik etkinlik (adet) tedarikçiler tarafından verilir ve değişebilir. Katalaz için hesaplamalar adım 5.4 sonra 1 ug / ml &#39;lik son konsantrasyonu, enzim, 50 birimleri içeren varsayalım. Benzer oksijen tutucu bileşenleri dahil olmak üzere çeşitli tampon kompozisyonlar 21,30,40 bulunabilir. Tampon ve boya kombinasyonları bir özeti için başvurular 28,29 bakın. Gliserin ve TCEP -20 ° C&#39;de uzun süreli depolama için gerekli olan Not 8 - görüntüleme aktin filamentler t istikrara kavuşturmak için 2 mM MgCl2 ve 0.2 mM ATP eklersenizo filamentler. 6. (Alexa 647 boya kullanılarak) FIRTINA Veri mikroskop kazanılması <ol><li> Termal denge ulaşılacak izin STORM / PALM mikroskop, görüntüleme önce tercihen en az 3 saat açın. Bu daha önce görüntüleme sürüklenme artan bir şansı var. </li><li> Mikroskop sahne numune tutucu içine görüntüleme odasına yerleştirin. Numune tutucuya sıkıca ve düz olduğundan emin olun. </li><li> Görüntüleme odasından PBS çıkarın ve daha sonra anahtarlama tamponu ile üst doldurun. Dikkatli olun kabarcıklar bütün olduğunu ve tüm odasının kapalı olduğunu yapma, odasının üst üzerinde bir lamel yerleştirin. Herhangi kabarcıklar görülüyorsa, ek tampon veya PBS ile kontör aksi performans azalabilir tampon. </li></ol> DİKKAT - objektif lens ile ilgili olarak örnek yan ve eksenel kayma en aza indirmek için bu örnek ve tampon dengelenmeye bırakılır önerilirönce görüntüleme için en az 15 dakika süre ile oda sıcaklığı arasında gerçekleştirilir. <ol start="4"><li> Görüntülü ilgilendiren bir floresan yapısını bulmak. Bu hücre örneklerinin için özellikle yararlı olan-dışı odak ışığı, en aza indirerek, sinyal-gürültü oranını iyileştirir gibi bu durumda aydınlatma arzu edilen açı, bir TIRF ya da son derece eğimli açı seçin önerilir. Önce STORM görüntüleme için bir yapı referans kırınım sınırlı görüntü al. </li><li> Yaklaşık 2 kW / cm 2 tekabül yüksek bir güce (yaklaşık 640 nm uygun bir dalgaboyu) uyarma lazer artırmak iken 10 msn maruz kamera ayarları ve yaklaşık 50 Hz&#39;lik bir çevrim süresi ile görüntüleme (saniye başına kare) . Flüoroforlar (çoğu örnekler için muhtemelen 10 saniye içinde) bir seyrek yanıp sönen desen içine geçiş kere * 9 10.000 kare toplamak. </li></ol> Not 9 - 10000 çerçeveleri Burada açıklanan örnekler için uygundurancak diğer örnekler için 50.000 veya daha fazla çerçeve sayısını artırmak için gerekli olabilir. 7. Ham Veri Super-Çözünürlüklü resimler Yeniden (rainstorm kullanarak) <ol><li> MATLAB içinde rainSTORM.m dosyasını açın ve (Şekil 1A) çalıştırın. </li><li> Rainstorm pencerede (Şekil 1B) Gözat düğmesini kullanarak analiz edilecek görüntü dosyasını seçin. Bu bir. Tif dosyası (İmageJ tif formatında içine diğer dosya türlerini dönüştürmek için kullanılabilir) olmalıdır. * 10 veri elde etmek için kullanılan mikroskop sisteminin ham verileri eşleştirmek için piksel genişliğini değiştirmek. Varsayılan diğer değerleri bırakın. </li></ol> Not 10 - görüntü üzerinde piksel boyutu 160 nm olacak 100X objektif lens ile bir sistemde yani tipik bir EMCCD kamera 16 mikron piksel boyutu vardır. Ticari sistemlerde piksel boyutu genellikle yazılım içinde görüntülenir. Piksel boyutları en yerelleştirme mikroskopları için 100 nm ve 160 nm arasında değişmektedir.<ol start="3"><li> &#39;Süreç Görüntüler&#39; düğmesine basın ve bir ön görüntü görünene kadar bekleyin. Işleme süresi, dosya boyutu, bilgisayar şartname ve * 11 ham veri içinde aday yanıp söner sayısına bağlıdır. </li></ol> Not 11 - aktin ve EGF veri 10.000 çerçeve dizileri Intel Xeon E5420 CPU ile bir PC kullanarak sırasıyla işlemek için 23 saniye ve 25 saniye sürdü. MATLAB bir paralel işleme alet kutusu olmadan aynı bilgisayarı kullanarak, ya da birden fazla çekirdekli işlemci olmadan bir bilgisayar ile, süreleri sırasıyla 66 saniye ve 81 saniye idi. <ol start="4"><li> Güncelleştirilmiş bir süper çözünürlüklü görüntü basın &#39;Aç Değerlendirmeyi&#39; butonu oluşturmak için ve ikinci bir pencere (Şekil 1C) görünecektir. (Şekil 1D) istediğiniz gibi görüntü ekranı değiştirmek için &#39;Kontrast ayarlayın&#39; düğmesine basın. Bazı durumlarda, görüntü çok koyu olduğu en büyük değer azaltılmalıdır. </li><li> Rev kullanınkullanışlı görüntü kalitesi ölçümleri üretmek ve daha fazla süper çözünürlüklü görüntü rafine iewer pencere (Şekil 1C). Sırasıyla 4.000, 0.1 ve 0,8-2,0 değerleri * 12 ilk üç kalite kontrol parametrelerini ayarlayın. Ya bir foton kalibrasyon ölçümü veya belirli bir EM kazanç ayarı için kamera üreticisi tarafından belirtilen foton-eğrisi kalibrasyon eğrisi değerleri kullanılarak dayalı olmalıdır foton değeri, başına sayıları güncelleyin. Bu doğru hassasiyet ve * 13 çözünürlükte ölçümler elde etmek için önemlidir. </li></ol> Not 12 - Sinyal Sayımlar parlaklık kriterlere göre yanıp reddeder. Değer parlak yüksek göz kırpma son görüntüde bir yerelleştirme olarak kabul haline olmalıdır. Bu durum, boya ve maruz kalma süresi ve kameranın duyarlılık foton çıkış bağlı olarak değiştirilmesi gerekebilir. Sinyali ve monte Gauss yani d arasında anlamlı bir kare hata varsa Tolerans yanıp reddederouble zirveleri. PSF monte genişliği bu aralığın dışında yatıyor eğer PSF Sigma Range yanıp reddeder, yani dar bir aralık out-of-odak sinyallerini ve sürekli floresan büyük toplu lekeler reddetmek için kullanılabilir. Daha geniş bir yelpazede kullanarak son resimde görünen mislocalization eserler neden olabilir. Uygulamada, yerelleştirme hassas kesme parametre kullanarak ilk kalite kontrolünü gerçekleştirmek için tavsiye edilir. Not 13 ​​- çözünürlük ölçümleri hakkında daha fazla bilgi için referanslar 23,27 bkz. Her tarafından üretilen fotonların sayısı her lokalizasyon yerelleştirme hassasiyet hesaplanması ve dolayısıyla genel tüm görüntü için hassas tahminler ortalama türeterek mümkündür yanıp bilerek kısaca. Foton değer başına 200 sayar bir kazanç ayarı ile bir Andor IXON DU-897E kullanılarak 9.04. <ol start="6"><li> Ortalama yerelleştirme PRECIS optimize arasındaki ödünleşime yerelleştirme hassas kesme (Şekil 1C) Alterson görüntüde yerelleştirme sayıda karşı iyon. 30-50 nm değerleri verilerin kalitesi ve örnek olarak tavsiye edilir. Histogramlar ve info.txt dosyaları hem de bu kararı (Şekil 1F ve 1G) bilgilendirmek için kullanılabilir. </li><li> Rekonstrüksiyon ölçek faktörü (Şekil 1C) varsayılan orijinal görüntülerde piksel genişliği 160 nm olduğunu varsayarak 32 nm süper çözünürlük piksel üretecek olan, 5&#39;tir. Ham görüntüleri 100 nm bir piksel boyutu varsa, bu 20 nm piksel ile süper çözünürlüklü görüntüler üretecektir. * 14 son resimde küçük süper-çözünürlük pikselleri üretmek için ölçek faktörünü artırın. </li></ol> Not 14 - yerelleştirme mikroskopi Çözünürlük (basit bir histogram yeniden yapılanma piksel boyutuna yani) görselleştirme yanı sıra yerelleştirme hassasiyet için gerekli yumuşatma bağlıdır. Uygulamada, yeniden piksel boyutu genel olarak lokalizasyonu daha küçük olmalıdırhassas (info text dosyasına ortalama Hassas tahmini ölçüsünü görmek - 6,11 ve 6,12 adımlar). Bu durumda nedeniyle yeniden piksel boyutuna çözünürlük kaybı 23,27 küçük olacaktır. Örneğin satır ve Şekil 4E sütun yönünde ortalama hassas tahminler 16.1 nm ve 16.2 nm. 16 nm&#39;lik bir piksel boyutu (160 nm bir orijinal piksel genişliği 10 ile yeniden ölçek faktörü) bu verileri görselleştirmek için kullanılır olmuştur. <ol start="8"><li> Örneğin, ham veri alt kümeleri için yeniden kısıtlamak için sınır çerçeve aralığını (Şekil 1C) değiştirin [2001-inf] ham verilerin ilk 2.000 kareleri dışlar. </li><li> Güncelleştirilmiş bir süper-çözünürlüklü görüntü (Şekil 1E) oluşturmak için &#39;Çalıştır Değerlendirmeyi&#39; düğmesini (Şekil 1C) basın. </li><li> Görüntü kalitesi ölçümleri (Şekil 1F) * 15 görüntülemek için, &#39;Görünüm histogramlar&#39; düğmesini (Şekil 1C) basın. </li></ol&gt; Not 15 - kamera kare sayısı ve sağ alt (Şekil 1F) yılında Thompson Yerelleştirme Precisions histogramında karşı kabul yerleşimlerin sayısını gösteren sağ üst grafik yerelleştirme hassas kesim incelemesi seçeneği bilgilendirmek için kullanılabilir. Örneğin, 50 nm kesme kullanarak nihai süper çözünürlüklü görüntü dahil olmaktan daha kötü hassasiyetle tüm bölgeselleştirmelerini dışlar. <ol start="11"><li> Tüm bu veriler * 16 kurtarmak için inceleme (Şekil 1C) olarak &#39;resim kaydet&#39; butonuna basın. </li></ol> Not 16 - 3 ila 5 dosya (toplamı görüntü, STORMdataImage, STORMprocessed, bilgi ve hists) seçilen seçeneklere bağlı olarak kaydedilebilir, Şekil 1G bkz. FIRTINA işlenmiş görüntü değiştirilmiş kontrastı ve renk haritaları ile gösterilir. STORMdataImage her pikselin gri seviye uyuşmuş eşittir hangi bir gri tonlamalı görüntüBunun içinde tespit edilmiştir yerleşimlerin er. <ol start="12"><li> 7,6 adım ve istenirse farklı yorumcusu parametrelerle sonraki adımları tekrarlayın verileri inceledikten sonra (örneğin info.txt dosya ve histogramlar) dönüş. Adımda 7.11 &#39;Resmi Kaydet&#39; tuşuna basarak önceden kaydedilmiş verilerin üzerine yazılır. </li></ol> 8. Kutu İzleme ve Drift Düzeltme (rainstorm kullanarak) <ol><li> Normal şekilde bir görüntü oluşturmak için 7.9 - 7.1 adımları izleyin. </li><li> Inceleme (Şekil 1C) de &#39;Box İzleme&#39; düğmesine basın ve tıklatın ve gözden görüntü üzerinde ilgi fiducial işaretleyici veya yapı üzerinde bir kutu sürükleyin. </li><li> Yeni bir görüntü görünene kadar &#39;Kutulu Pozisyonları&#39; (örnekler için Şekil 6B, 6C ve 6F) görüntülemek, hangi bekleyin. İstenirse bu görüntüyü kaydedin. </li><li> Ilgi nesnesi bir referans işaretleyici ise düzeltme kayması &#39;kaymakamlık tarafından izlenen&#39; Set Anchor &#39;düğmesine tıklayarak yapılabiliryolu Drift &#39;düğmesine basın. Son olarak &#39;Çalıştır Değerlendirmeyi&#39; şimdi tekrar tüm yerleşimleri fiducial işaretleyici pozisyonlara göre düzeltilmiş olacak yeni bir FIRTINA görüntü oluşturmak için tıklayınız. Boncuk pozisyonları nihai gözden görüntüden silinir. </li><li> Nihai sürüklenme düzeltilmiş görüntüsü içinde başka referans belirteçleri varsa, bu &#39;Kutu Takibini&#39; tuşuna basarak kaldırılabilir, &#39;Kutulu sil&#39; ve sonra istediğiniz gibi &#39;Run Değerlendirmeyi&#39; olarak birçok kez. </li></ol>

Biz ifşa hiçbir şey yok.

Biz bazı basit test örnekleri ve STORM süper çözünürlük görüntüleme optimize etmek mümkündür özgürce kullanılabilir işleme yazılımı yağmur fırtınası ile göstermektedir. Bu araçlar ve yöntemler yeni kullanıcılar ve mikroskoplar güven ve görülmemiş detaylar biyolojik ve hücresel yapıları incelemek için bunların kullanımını artırmak için deneyimli kullanıcılar için yollar için yararlı başlangıç ​​noktaları sağlayacaktır. Bu görüntü kalitesini iyileştirmek ve daha fazla güven olması mümkündür gösteren bu tür ortalama hassas tahminler, yerelleştirme numarası ve histogramlar olarak yararlı bir görüntü kalitesi ölçümleri bir dizi üretebilir, bilinen ya da iyi anlaşılmış yapıları ve algoritma ile numunelerin bir arada kullanarak STORM görüntüleme işleminde. Kimse-boyut kullanılabilir farklı ticari ve kendini inşa mikroskop yapılandırmaları bir dizi olduğu gibi verileri elde etmek, tüm yaklaşım uyar vardır. Üstelik şekilde etkilenir birçok örnek hazırlama ve görüntü alma adımlar vardırson görüntü bu nedenle yazılım araçları ve test örneklerine sahip anlayış ve FIRTINA görüntü kalitesini optimize etmek önemlidir yaşamaktadırlar. Ayrıca bu protokoller ortaya çıkabilecek sorunları giderme kullanışlı ve daha az belirsiz yollar sağlayabilir. Örneğin dekstran örnek, herhangi bir lazer ışını kayma veya numunenin dengesiz aydınlatma var olup olmadığını belirlemek için çok kullanışlı bir yoldur. Anahtarlama tampon herhangi bir &#39;yanıp sönen&#39; yardımcı olacak olup olmadığını görmek için çok basit bir görsel testi çalışmıyor olabilir ki endişeler varsa. Aktin filamentleri FWHM karşılaştırmalar kullanarak yanı sıra sürüklenme ve mislocalization eserler vurgulayarak çözünürlük ölçmek yararlı bir yoludur. Ancak, lokalizasyon tabanlı süper-çözünürlük yöntemleri gibi pozlama süreleri, çerçeve oranları, lazer güçler ve görüntü işlenir yolu olarak katkıda bulunan diğer faktörler, rağmen, duyarlı fluoroforun yoğunluk olabileceği unutulmamalıdır, bu atamak mümkün değildir Bir bir çözünürlükÖzellikle mikroskop ve tüm görüntüleri bu çözünürlüğe sahip olacağını varsayabiliriz. Ne mümkün, ancak bu tür ortalama yerelleştirme kesinleşmemiş, yerelleştirme numarası gibi çözünürlük çeşitli yönlerini ölçmek ve 27 sürüklenmeye olduğunu. Fiducial belirteçler onlar her deneyde dahil olamaz bile, en azından, bir mikroskop sistemi, çevresini karakterize ve daha iyi gibi çok zaman sonra başlatmak termal dengeye ulaşması için gerekli ne gibi operasyonel konuları anlamak için kullanılabilir. Bu görüntüler 43 satın ediliyor iken örnek konumunu düzeltmek için bir astigmat lens kullanımı ve bir geri besleme mekanizması gerektirir rağmen yanı sıra yanal sürüklenme için düzeltme olarak, referans işaretleri, karakterize etmek için kullanılan ve eksenel sürüklenme için doğru olabilir. Ticari süper çözünürlük sistemleri genellikle stabilite kontrolü veya odak kayması düzeltmek için daha pratik bir çözüm olabilir odak-kilit mekanizması, çeşit içerecektir. Orada birspesifik olmayan bu tür boyalar, doğrudan ya da sekonder antikor olarak başka bir konjugat moleküllerin kullanılarak dekstran, ile cam kaplama alternatif re. Bu yaklaşımların bir sınırlama cama bağlı moleküllerinin sayısı bilinmemektedir olmasıdır. Kullanılmıştır alternatif lifli yapıları mikrotübülleri 28 ve DNA 21 içerir. Ancak, çok küçük boyutlu ve kolay bir ticari olarak temin edilebilen reaktifler kombinasyonu farklılaştı ya da kollara ayrılmış filamentlerin ayırma mesafesi de 27 sistem performansı yararlı bir ölçüm olabilir özellikle, çekici bir alternatif aktin olun. Test örneklerinin daha da geliştirilmesi için oda bu alanda 28,29,46,47 son ilerlemelere rağmen, var. Özellikle, çok renkli görüntüleme bir görüntüleme 3 ana açıdan zorluklar sayıda örnek etiketleme, görüntü alma (donanım) ve yazılım (görüntü işleme ve hizalama) sunuyor. Bir olmuşturyayınlarda bu yönlerini 4-6 adresleme ve uygun test örnekleri ve metodolojileri görüntülerin bu tür üreten ve güvenilir bir yorumlama için kritik olan bu nedenle açıktır bir dizi. Nitekim, son zamanlarda dSTORM iki renkli görüntüler almak ve çözümlemek, nükleer gözenek kompleksinin son derece simetrik doğa için kullanılan olabilir ve yazarlar bu renk sapmaları düzeltmeler 45 performansını değerlendirmek için ideal bir yol olacağını önerdi gösterilmiştir. Bir başka ilginç yaklaşım dışında 46 özel alt-kırılma mesafelerde konumlandırma Flüoroforlann olasılığını yaratan bir nanoruler oluşturmak için DNA origami kullanılmasıdır. Bu çözünürlük değerlendirilmesi ve mesafe ölçümleri yapmak bir yol sağlar. Ancak, nihai amacı karmaşık üç boyutlu yapılardır gibi hücreleri gibi olmayan idealize örneklerinin, bu süper-çözünürlük tekniklerini uygulamaktır. Bu durumda, bir t daha kapsamlı bir anlayış bir aradaO, veri edinme uygun şekillerde işlenmesi ve görüntü ölçümleri sağlayan kullanıcı yardım yazılım araçları ile kombine teknik nihai cevabı olması muhtemeldir. 28,29,47,48

Son zamanlarda optik mikroskopi teknikleri bir dizi tipik kırılma sınırını aşmak ve 100 nm veya 1,2 daha iyi çözünürlükte görüntü üretebilir süper çözünürlüklü mikroskopi veya nanoscopy, olarak adlandırılan, geliştirilmiştir. 2008 yılında yılın Doğa Yöntemleri yöntem olarak süper çözünürlüklü mikroskopi açıklanmasından bu yana, lokalizasyon tabanlı mikroskoplar geliştirme büyük bir olmuştur. Örneğin, çok renkli uygulamalar 3-6, 3D uygulamaları 7-12 ve hatta canlı hücre uygulamaları 5,13-17 vardır. Bu sistemler hücre biyologların eline optik laboratuvarları dışında ticari ediliyor ve artık kendi yolunu yapıyoruz Dahası, biyomedikal sorulara verdikleri kullanımı ve uygulama daha artış olması muhtemeldir. Bu ailenin bir dal bir görüntü molekülü-by-molekülü oluşturarak işe yerelleştirme-tabanlı yöntemler olduğunu. Bensadece bir kaç uzamsal olarak ayrılmış moleküller herhangi bir zamanda aktif olan, böylece bu yapmak için n düzeni, numune içindeki floresan moleküller çoğunluğunun kapatılmalıdır. Bu moleküller daha sonra hızla açılıp kapatılır ve nüfusun önemli bir kısmı alt kırınım hassasiyetle temel yapısını yansıtacak şekilde görüntülü o kadar çok görüntü alınır. Yaklaşımlar bir dizi GSDIM 18, PALM 19, fPALM 20, STORM 21 ve RESOLFT 22 dahil yayınlanmıştır. Tek bir molekül algılama konumunu ölçmek algoritmaları daha sonra örneğin rapidSTORM 24,25 QuickPALM 26, 12, ve bir yağmur fırtınası palm3d 27 Gauss montaj 23 ile 20 nm&#39;den daha iyi kesinleşmemiş ile molekülün gerçek konumunu bulmak için de kullanılabilir. Hücre ya da yüksek molekül yoğunluğa sahip diğer biyolojik örnekler, görüntüleme, bu çerçevelerin binlerce almak nedenle gerekliBu, konumsal olarak ayrılmış, yanıp sönen bir görüntü için Etiketlenmiş moleküllerin önemli bir bölümü olarak işaret etmektedir. Rasgele optik yeniden mikroskobu (STORM) ve yüksek ölçüde ilişkili dSTORM ve GSDIM yöntemler ticari olarak temin edilebilen organik boyalar 21 ile çalışmak için gösterilmiştir lokalizasyon tabanlı süper çözünürlük yöntemleri vardır. O zamandan beri, çünkü özgüllük ve floresan mikroskobu gerçekleştirmek için köklü immün yaklaşımların göreli kolaylık metodoloji özellikle cazip kılan farklı bir dizi boya için 28-30 için geçerli olduğu gösterilmiştir. Sonuç olarak, lokalizasyon tabanlı süper çözünürlük görüntülemede kullanılmak üzere potansiyeline sahip boya antikoru ve boya-biyomolekül konjugatlarının, bir dizi kolay erişim vardır. STORM ve benzeri yaklaşımların genel ilkeleri nispeten basit ve ilk bakışta donanım ve numune hazırlama nispeten stra görünüyor ikenightforward, yüksek kalite, artifakttan ücretsiz, süper çözünürlüklü görüntüler elde için kritik süreçte adımlar vardır. Tüm mikroskopi teknikleri olduğu gibi süreç 3 ana adımda düşünülebilir: Birinci, ikinci numune hazırlama, görüntü alma ve, üçüncü, görüntü işleme ve / veya görüntü analizi ve yorumlanması. Ek çözme gücü ve yerelleştirme dayalı bir yaklaşım kullanarak süper çözünürlüklü görüntüler üreten yöntem bazı yeni sorunlar ve düşünceler 31-33 tanıttı. Immün, birincil ve ikincil antikor kombinasyonu kullanıldığında, özellikle dolaylı immünoflüoresans gerçekleştirirken numune hazırlama ile başlayarak, bu floresan boya uzak, ilgi konusu moleküle kadar 20 nm&#39;ye kadar olabileceğini not edilmelidir. Mikrotübül durumunda, bu 25 nm 28,30 beklenen bir mikro tüp çapı ile karşılaştırıldığında, 35-50 nm çap ile sonuçlanır. Ayrıca, etiketleme yoğunluk gerekir mbir yüksek kaliteli görüntü 14 oluşturmak için Nyquist kriterlerini EET. Bir lifli yapı boyunca 20 nm beklenen bir resim çözünürlüğü için örneğin en az her 10 nm 27, bir boya molekülü olmalıdır. Üzerinde denge - birçok boyalar lokalizasyon tabanlı boya genel performansı en az dört önemli kriterlerin, olay anahtarlama başına yani tespit edilen fotonların (parlak iyidir her yanıp sönüyor parlaklık) bir karışımı olan yaklaşımları için çalışmak yayınlanmıştır iken -off görev döngüsü (devlete karşı off boyaların kontrast oranı - daha kapalı genellikle daha iyidir), hayatta kalma fraksiyonu (düşük bir ağartma oranı daha iyidir) ve döngüleri geçiş sayısı (floroforun başına yanıp sayısı - daha fazla floroforla başına 1 yanıp sönme) molekülü sayma amaçlar için bir avantaj olmasına rağmen, yüksek çözünürlük için daha iyidir. Bu durum, bundan başka, herhangi bir boya için, bu özellikler, farklı tampon şartlarında değişir ve gerçeği ile karmaşıkLazer gücü 28,29 ile. Buna ek olarak, aynı zamanda, bu benzersiz STORM düşünceler olarak, görüntü kalitesi sabitleme koşulları modifikasyonu ve söndürme reaktiflerin kullanımı ile otoflüoresanı en aza, örneğin daha geleneksel floresan mikroskopi teknikleri ile aynı şekilde örnek hazırlama optimize ederek arttırılabilir. Ayrıca, spesifik olmayan şekilde bağlanmış florofor minimize etiket konsantrasyonları, inkübasyon süreleri ve blokaj ve yıkama adımları ayarlama yapılabilir ki önemlidir. Görüntü alımı ikinci adımı da önemlidir. Mikroskop üzerinde optimum ayar boya, tampon koşulları, etiketleme yoğunluğu ve örnek tipi, cam, hücreler ya da doku örnekleri üzerinde, örneğin tekli katmanları bağlıdır. Ana hususlar kamera pozlama süresi, kare sayısı, aydınlatma açısı (TIRF, HILO, Epi) ve lazer güç vardır. Amaç mümkün olduğunca çabuk kadar çok parlak bir konumsal olarak ayrılmış yanıp toplamaktır. Eğer arka irekonstrüksiyon algoritması olarak doğru bir pozisyon lokalize etmek mümkün olmayacaktır, yüksek s veya yanıp söner, çok parlak değildir, başka bir deyişle, sinyal-gürültü oranı kötüdür. Yanı sıra ölçülebilir her molekül konumu ile doğruluk, yani yerelleştirme hassasiyet maksimize olarak, görüntü kalitesi de yerleşimlerin yüksek sayısına bağlıdır. Ilgi moleküllerin sayısı yetersiz yansıması, Nyquist kriterleri 14,27 karşılanmış olmayacak gibi, ya da kötü olması nedeniyle etiketleme verimliliği, aşırı ağartmanın veya yetersiz bir kare sayısına, daha sonra elde edilen süper çözünürlüklü görüntü noktasal ve süreksiz olacak . Ve son olarak, Üçüncü adım, görüntü işleme, standart floresan mikroskopi teknikleri ile karşılaştırıldığında özellikle önemlidir. W bilmek kafa karıştırıcı olabilir tercih açısından bir avantaj, ve hem de bir dezavantaj serbestçe ve ticari olarak temin edilebilen algoritmaları, bir dizi bulunmaktadırhich kullanmak için en uygun olan. Örneğin ham veri mekansal ayrı yanıp iyi aralıklı varsa o zaman bir tek-molekül uydurma algoritması rainstorm 27 mevcut seyrek uydurma algoritmaları, örneğin son derece doğru ve verimli olabilir, rapidSTORM 24,25, QuickPALM 26 Yazılım 12 palm3d ve . Ham veriler daha sonra uygun olabilir algoritmaları sinyalleri örtüşen bir sürü varsa DAOSTORM 34, 3B 35 ve deconSTORM 36 içerir. Ayrıca bu algoritmalar, sinyal sayısı, ya da yanıp başına foton, yanı sıra düzeltilmiş Gauss fonksiyonları ile görüntülenmesi veya süper-çözünürlük piksel boyutu olabilir piksel ızgaraları ile histogramlar gibi farklı görüntü ekran seçenekleri gibi çeşitli kriterler için eşik içerir kullanıcı tarafından seçilir. Tüm bu seçenekler son görüntünün görünümünü değiştirmek ve görüntü analizi ve yorumlanması için etkileri vardır. <p class="jove_content"&gt; Bu nedenle, açıklık uğruna biz fırtına gibi sevk edecektir boya temelli lokalizasyon tabanlı süper-çözünürlük deneyleri, ve daha deneyimli kullanıcılar fırsat için bir başlangıç ​​noktası ile yeni kullanıcı sağlayacak 3 test örneklerini sunmak daha da optimize deneyleri. İlk olarak, bu kat için dextran-boya konjugatının bir floresan tabakası ile cam yüzey mümkündür. Bu mikroskop, boya ve tampon floresan sinyal yanıp üretmek için çalıştıklarını söyledi kurmak için hızlı ve kolay bir yol sağlar. Yöntem daha sonra, tampon koşulları optimize görüntü toplama ayarları ve farklı boyalar test etmek için yağmur fırtınası tarafından üretilen ortalama yerelleştirme hassas ve sayı ölçümleri karşılaştırarak uzatılabilir. İkincisi, biz kolayca phalloidin-boya birleşimleri kullanılarak etiketli olabilir camına aktin filamentleri hazırlamak için basit bir protokol mevcut. Bu çözünürlükte 27 ve genellikle tam genişlikte yarı maksimum (FWHM) ölçümleri almak için idealdir yapıları sağlamakbir filament çözünürlüğü 37 ampirik bir tahmini olarak verilmiştir. Bu lokalizasyon tabanlı süper çözünürlük mikroskopisinde çözünürlük florofor parlaklık, arka plan gürültüsü ve yerelleştirme yoğunluğu 27 bir fonksiyonudur ve bu numune boyunca mutlaka sabit olmadığı için çözünürlük örnekleri arasında ve aynı numune içindeki görüntüleri arasında değişir unutulmamalıdır. Aktin filamentleri gibi mislocalizations gibi potansiyel eserler göstermek ve sürüklenme için kullanılan ve yağmur fırtınası içinde yazılım özellikleri ile tespit edilebilir nasıl vardır. Ayrıca, ölçü ve doğru kayması hem de floresan referans işaretlerinin kullanılmasını tarif eder. Ve üçüncüsü, epidermal büyüme faktörü (EGF)-boya konjugatları ile hücrelerin boyanması tarif edilmektedir. Hücre yüzeyindeki reseptörünün bir kısmı, yaklaşık 50-150 n alt kırılma boyutlu yapılar vesiküller, endositoz yoluyla uğrar, çünkü EGF, süper çözünürlüklü görüntü performansı yararlı bir gösterge sağlarçapı 27,38,39 m.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Reagent/Material</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Labtek Imaging chamberglass</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>CBR-166-390E</td>
			<td>Sample preparation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>IX71</td>
			<td>* See below for alternatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100 X TIRF Objective Lens</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>UAPON 100XOTIRF</td>
			<td>* See below for alternatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EMCCD Camera</td>
			<td>Andor</td>
			<td>iXon 897</td>
			<td>* See below for alternatives</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>640 nm laser</td>
			<td>Toptica</td>
			<td>iBEAM-SMART-640-S</td>
			<td>*150 mW - for imaging Alexa 647 or Cy5 dyes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>LabVIEW</td>
			<td>National Instruments</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>*Acquisition software (controlling hardware)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PC</td>
			<td>Dell</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Windows XP (64 bit), Intel Xeon E5420 CPU, 16 GB RAM *Instrument control and image processing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ImageJ</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Image analysis and processing <a href="http://rsbweb.nih.gov/ij" target="_blank">http://rsbweb.nih.gov/ij</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rainSTORM</td>
			<td>Laser Analytics Group (Cambridge) software</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td><a href="http://laser.cheng.cam.ac.uk/wiki/index.php/Resources" target="_blank">http://laser.cheng.cam.ac.uk/wiki/index.php/Resources</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MATLAB</td>
			<td>Running rainSTORM</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td><a href="http://www.mathworks.co.uk/products/matlab/" target="_blank">http://www.mathworks.co.uk/products/matlab/</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>*Example of self-built STORM/PALM microscopes</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Also see reference 29 <a href="http://code.google.com/p/quickpalm/wiki/Tutorial_CustomMicroscope" target="_blank">http://code.google.com/p/quickpalm/wiki/Tutorial_CustomMicroscope</a></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>*Commercial STORM/PALM super-resolution microscopes</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Leica SR GSD, Nikon N-STORM, Vutara SR-200, Zeiss Elyra P.1, DeltaVision OMX Blaze (Monet Localization) Alternatives to self-built microscopes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Table 1. Materials &amp; Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>[header]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS (10X)</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>VX70013065</td>
			<td>1; 2; 3; 4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Poly-L-Lysine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P4707</td>
			<td>1.1; 2.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dextran-Alexa fluor 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>D-22914</td>
			<td>1.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>General actin buffer</td>
			<td>Cytoskeleton Inc</td>
			<td>BSA01</td>
			<td>2.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Preformed-actin filaments</td>
			<td>Cytoskeleton Inc</td>
			<td>AKF99</td>
			<td>2.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phallodin-Alexa fluor 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>A22287</td>
			<td>2.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TetraSpeck Microspheres (0.1 micron)</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>T-7279</td>
			<td>3.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>HeLa cells</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>CCL-2</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>VX31966021</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>VX10500064</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pen/Step</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15070063</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plastic dishes</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>734-0006</td>
			<td>4.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EGF - Alexa fluor 647</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>E35351</td>
			<td>4.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BSA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A7906</td>
			<td>4.3, 4.4</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Formaldehyde - 10% solution EM grade</td>
			<td>Polysciences</td>
			<td>04018-1</td>
			<td>4.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Catalase</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C100</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose oxidase</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G2133</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P9541</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TCEP</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C4706</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>93352</td>
			<td>5.1</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C7528</td>
			<td>5.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEA-HCl</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M6500</td>
			<td>5.3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G2289</td>
			<td>5.1; 5.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>&nbsp;</td>
			<td>Table 2. Reagents</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

test samples for optimizing storm super-resolution microscopy

FIRTINA standart floresan mikroskopi teknikleri en fazla 10 kat daha iyi çözünürlük ile yeni geliştirilen süper-çözünürlük mikroskopi tekniktir. Görüntü bir görüntü molekülü-by-molekülü oluşturarak, normalden çok farklı bir şekilde elde edilir Ancak, onların görüntü alımı optimize etmek için çalışırken kullanıcılar için bazı önemli sorunlar vardır. Bu süreci yardım ve FIRTINA biz 3 deney numunelerinin hazırlanması ve 30-50 nm arasında tipik çözünürlük ile süper çözünürlük görüntüleri edinme ve işleme fırtına metodoloji mevcut nasıl daha fazla fikir kazanmak için. Serbestçe kullanılabilir yağmur fırtınası işleme yazılımı kullanımı ile test örnekleri birleştirerek görüntü kalitesi ve çözünürlüğü hakkında bilgi büyük bir anlaşma elde etmek mümkündür. Bu ölçümleri kullanarak bu hazırlama, boya seçimi, tampon koşulları ve görüntü alma ayarları örnek, optik gelen görüntüleme işlemi optimize etmek mümkündür. BizBu tür görüntü alımı ve yoğunluğu sırasında numune hamle &#39;mislocalization&#39; fenomen sonuçlanan ilgili sorunlar yanal sürüklenme, kötü görüntü kalitesine yol bazı ortak sorunlar, LSO örnekleri göstermektedir.

Watch this Scientific Journal Video about Test Samples for Optimizing STORM Super-Resolution Microscopy at JoVE.com

Test Samples for Optimizing STORM Super-Resolution Microscopy

Biz üç test örneklerinin hazırlanması ve nasıl optimize etmek ve STORM mikroskoplar performansını değerlendirmek için kullanılır açıklar. Bu örnekleri kullanarak biz ham veri almak ve daha sonra yaklaşık 30-50 nm çözünürlükte hücrelerinde süper çözünürlüklü görüntüleri elde etmek işlemek için nasıl gösterir.

Optimize STORM Süper Çözünürlük Mikroskopi Testi Örnekleri

STORM is a recently developed super-resolution microscopy technique with up to 10 times better resolution than standard fluorescence microscopy ...

test-samples-for-optimizing-storm-super-resolution-microscopy

Research

JoVE Journal

Biology

31.0K Görüntüleme.  National Physical Laboratory.  Biz üç test örneklerinin hazırlanması ve nasıl optimize etmek ve STORM mikroskoplar performansını değerlendirmek için kullanılır açıklar. Bu örnekleri kullanarak biz ham veri almak ve daha sonra yaklaşık 30-50 nm çözünürlükte hücrelerinde süper çözünürlüklü görüntüleri elde etmek işlemek için nasıl gösterir. 

Video: Test Samples for Optimizing STORM Super-Resolution Microscopy

Super-resolution Imaging of the Bacterial Division Machinery

Bacterial cell division requires the coordinated assembly of more than ten essential proteins at midcell1,2. Central to this process is the formation of a ring-like suprastructure (Z-ring) by the FtsZ protein at the division plan3,4. The Z-ring consists of multiple single-stranded FtsZ protofilaments, and understanding the arrangement of the protofilaments inside the Z-ring will provide insight into the mechanism of Z-ring assembly and its function as a force generator5,6. This information has remained elusive due to current limitations in conventional fluorescence microscopy and electron microscopy. Conventional fluorescence microscopy is unable to provide a high-resolution image of the Z-ring due to the diffraction limit of light (~200 nm). Electron cryotomographic imaging has detected scattered FtsZ protofilaments in small C. crescentus cells7, but is difficult to apply to larger cells such as E. coli or B. subtilis. Here we describe the application of a super-resolution fluorescence microscopy method, Photoactivated Localization Microscopy (PALM), to quantitatively characterize the structural organization of the E. coli Z-ring8.
	PALM imaging offers both high spatial resolution (~35 nm) and specific labeling to enable unambiguous identification of target proteins. We labeled FtsZ with the photoactivatable fluorescent protein mEos2, which switches from green fluorescence (excitation = 488 nm) to red fluorescence (excitation = 561 nm) upon activation at 405 nm9. During a PALM experiment, single FtsZ-mEos2 molecules are stochastically activated and the corresponding centroid positions of the single molecules are determined with &lt;20 nm precision. A super-resolution image of the Z-ring is then reconstructed by superimposing the centroid positions of all detected FtsZ-mEos2 molecules.
	Using this method, we found that the Z-ring has a fixed width of ~100 nm and is composed of a loose bundle of FtsZ protofilaments that overlap with each other in three dimensions. These data provide a springboard for further investigations of the cell cycle dependent changes of the Z-ring10 and can be applied to other proteins of interest.

We describe a super-resolution imaging method to probe the structural organization of the bacterial FtsZ-ring, an essential apparatus for cell division. This method is based on quantitative analyses of photoactivated localization microscopy (PALM) images and can be applied to other bacterial cytoskeletal proteins.

Bakteriyel Bölümü Makine Super çözünürlüklü Görüntüleme

Bacterial cell division requires the coordinated  assembly of more than ten essential proteins at midcell1,2. Central  to this process is the formation of ...

Biyoloji

Sample Preparation for Single Virion Atomic Force Microscopy and Super-resolution Fluorescence Imaging

Immobilization of virions to glass surfaces is a critical step in single virion imaging. Here we present a technique&#160;adopted from single molecule imaging assays which allows adhesion of single virions to glass surfaces with specificity. This preparation is based on grafting the surface of the glass with a mixture of PLL-g-PEG and PLL-g-PEG-Biotin, adding a layer of avidin, and finally creating virion anchors through attachment of biotinylated virus specific antibodies. We have applied this technique across a range of experiments including atomic force microscopy (AFM) and super-resolution fluorescence imaging. This sample preparation method results in a control adhesion of the virions to the surface.

The attachment of virions to a surface is a requirement for single virion imaging by Super-resolution fluorescence imaging or atomic force microscopy (AFM). Here we demonstrate a sample preparation method for controlled adhesion of virions to glass surfaces suitable for use in AFM and super-resolution fluorescence imaging.

Tek Virion Atomik Kuvvet Mikroskopisi ve Süper Çözünürlüklü Floresan Görüntüleme için Numune Hazırlama

Immobilization of virions to glass surfaces is a critical step in single virion imaging. Here we present a technique&#160;adopted from single molecule ...

Super-resolution Imaging of the Cytokinetic Z Ring in Live Bacteria Using Fast 3D-Structured Illumination Microscopy (f3D-SIM)

Imaging of biological samples using fluorescence microscopy has advanced substantially with new technologies to overcome the resolution barrier of the diffraction of light allowing super-resolution of live samples. There are currently three main types of super-resolution techniques &#8211; stimulated emission depletion (STED), single-molecule localization microscopy (including techniques such as PALM, STORM, and GDSIM), and structured illumination microscopy (SIM). While STED and single-molecule localization techniques show the largest increases in resolution, they have been slower to offer increased speeds of image acquisition. Three-dimensional SIM (3D-SIM) is a wide-field fluorescence microscopy technique that offers a number of advantages over both single-molecule localization and STED. Resolution is improved, with typical lateral and axial resolutions of 110 and 280 nm, respectively and depth of sampling of up to 30 &#181;m from the coverslip, allowing for imaging of whole cells. Recent advancements (fast 3D-SIM) in the technology increasing the capture rate of raw images allows for fast capture of biological processes occurring in seconds, while significantly reducing photo-toxicity and photobleaching. Here we describe the use of one such method to image bacterial cells harboring the fluorescently-labelled cytokinetic FtsZ protein to show how cells are analyzed and the type of unique information that this technique can provide.

Super-resolution Imaging of the Cytokinetic Z Ring in Live Bacteria Using Fast 3D-Structured Illumination Microscopy f3D-SIM

Spatiotemporal information about dynamic proteins inside live cells is crucial for understanding biology. A type of super-resolution microscopy called fast 3D-structured illumination microscopy (f3D-SIM) reveals unique information about the cytokinetic Z ring in bacteria: both its bead-like appearance and the rapid dynamics of FtsZ within the ring.

Hızlı 3D-Yapılandırılmış Aydınlatma mikroskopi ile Canlı Bakteri Cytokinetic Z Yüzük Süper çözünürlük Görüntüleme (F3D-SIM)

Imaging of biological samples using fluorescence microscopy has advanced substantially with new technologies to overcome the resolution barrier of the ...

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM)

Fluorescence microscopy enables direct visualization of specific biomolecules within cells. However, for conventional fluorescence microscopy, the spatial resolution is restricted by diffraction to ~ 200 nm within the image plane and &#62; 500 nm along the optical axis. As a result, fluorescence microscopy has long been severely limited in the observation of ultrastructural features within cells. The recent development of super resolution microscopy methods has overcome this limitation. In particular, the advent of photoswitchable fluorophores enables localization-based super resolution microscopy, which provides resolving power approaching the molecular-length scale. Here, we describe the application of a three-dimensional super resolution microscopy method based on single-molecule localization microscopy and multiphase interferometry, called interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM). This method provides nearly isotropic resolution on the order of 20 nm in all three dimensions. Protocols for visualizing the filamentous actin cytoskeleton, including specimen preparation and operation of the iPALM instrument, are described here. These protocols are also readily adaptable and instructive for the study of other ultrastructural features in cells.

Three-dimensional Super Resolution Microscopy of F-actin Filaments by Interferometric PhotoActivated Localization Microscopy iPALM

We present a protocol for the application of interferometric PhotoActivated Localization Microscopy (iPALM), a 3-dimensional single-molecule localization super resolution microscopy method, to the imaging of the actin cytoskeleton in adherent mammalian cells. This approach allows light-based visualization of nanoscale structural features that would otherwise remain unresolved by conventional diffraction-limited optical microscopy.

Üç boyutlu Süper İnterferometrik photoactivated Yerelleştirme Mikroskopi F-aktin Filament Çözünürlük Mikroskobu (iPALM)

Fluorescence microscopy enables direct visualization of specific biomolecules within cells. However, for conventional fluorescence microscopy, the spatial ...

Scanning Electron Microscopy (SEM) Protocols for Problematic Plant, Oomycete, and Fungal Samples

Common problems in the processing of biological samples for observations with the scanning electron microscope (SEM) include cell collapse, treatment of samples from wet microenvironments and cell destruction. Using young floral tissues, oomycete cysts, and fungi spores (Agaricales) as examples, specific protocols to process delicate samples are described here that overcome some of the main challenges in sample treatment for image capture under the SEM.
Floral meristems fixed with FAA (Formalin-Acetic-Alcohol) and processed with the Critical Point Dryer (CPD) did not display collapsed cellular walls or distorted organs. These results are crucial for the reconstruction of floral development. A similar CPD-based treatment of samples from wet microenvironments, such as the glutaraldehyde-fixed oomycete cysts, is optimal to test the differential growth of diagnostic characteristics (e.g., the cyst spines) on different types of substrates. Destruction of nurse cells attached to fungi spores was avoided after rehydration, dehydration, and the CPD treatment, an important step for further functional studies of these cells.
The protocols detailed here represent low-cost and rapid alternatives for the acquisition of good-quality images to reconstruct growth processes and to study diagnostic characteristics.

Scanning Electron Microscopy SEM Protocols for Problematic Plant, Oomycete, and Fungal Samples

Problems in the processing of biological samples for scanning electron microscopy observation include cell collapse, treatment of samples from wet microenvironments and cell destruction. Low-cost and relatively rapid protocols suited for preparing challenging samples such as floral meristems, oomycete cysts, and fungi (Agaricales) are compiled and detailed here.

Sorunlu Tesisi, Oomiçet ve fungal Örnekleri için Elektron Mikroskobu (SEM) Protokoller tarayarak

Common problems in the processing of biological samples for observations with the scanning electron microscope (SEM) include cell collapse, treatment of ...

Open-source Single-particle Analysis for Super-resolution Microscopy with VirusMapper

Super-resolution fluorescence microscopy is currently revolutionizing cell biology research. Its capacity to break the resolution limit of around 300 nm allows for the routine imaging of nanoscale biological complexes and processes. This increase in resolution also means that methods popular in electron microscopy, such as single-particle analysis, can readily be applied to super-resolution fluorescence microscopy. By combining this analytical approach with super-resolution optical imaging, it becomes possible to take advantage of the molecule-specific labeling capacity of fluorescence microscopy to generate structural maps of molecular elements within a metastable structure. To this end, we have developed a novel algorithm &#8212; VirusMapper &#8212; packaged as an easy-to-use, high-performance, and high-throughput ImageJ plugin. This article presents an in-depth guide to this software, showcasing its ability to uncover novel structural features in biological molecular complexes. Here, we present how to assemble compatible data and provide a step-by-step protocol on how to use this algorithm to apply single-particle analysis to super-resolution images.

This manuscript uses the Fiji-based open-source software package VirusMapper to apply single-particle analysis to super-resolution microscopy images in order to generate precise models of nanoscale structure.

VirusMapper Süper çözünürlüklü Mikroskopi Açık kaynak Tek parçacık Analizi

Super-resolution fluorescence microscopy is currently revolutionizing cell biology research. Its capacity to break the resolution limit of around 300 nm ...

Ground State Depletion Super-resolution Imaging in Mammalian Cells

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to dramatic leaps in our understanding of how cells function. The development and availability of super-resolution microscopy has considerably extended the limits of optical resolution from ~250-20 nm. Biologists are no longer limited to describing molecular interactions in terms of colocalization within a diffraction limited area, rather it is now possible to visualize the dynamic interactions of individual molecules. Here, we outline a protocol for the visualization and quantification of cellular proteins by ground-state depletion microscopy&#160;for fixed cell imaging. We provide examples from two different membrane proteins, an element of the endoplasmic reticulum translocon, sec61&#946;, and a plasma membrane-localized voltage-gated L-type Ca2+ channel (CaV1.2). Discussed are the specific microscope parameters, fixation methods, photo-switching buffer formulation, and pitfalls and challenges of image processing.

This article outlines a protocol for the detection of one or more plasma and/or intracellular membrane proteins using Ground State Depletion (GSD) super-resolution microscopy in mammalian cells. Here, we discuss the benefits and considerations of using such approaches for the visualization and quantification of cellular proteins.

Memeli hücrelerinde devlet tükenmesi süper kararlılık düşsel yer

Advances in fluorescent microscopy and cell biology are intimately correlated, with the enhanced ability to visualize cellular events often leading to ...

Application of High-speed Super-resolution SPEED Microscopy in Live Primary Cilium

The primary cilium is a microtubule-based protrusion on the surface of many eukaryotic cells and contains a unique complement of proteins that function critically in cell motility and signaling. Since cilia are incapable of synthesizing their own protein, nearly 200 unique ciliary proteins need to be trafficked between the cytosol and primary cilia. However, it is still a technical challenge to map three-dimensional (3D) locations of transport pathways for these proteins in live primary cilia due to the limitations of currently existing techniques. To conquer the challenge, recently we have developed and employed a high-speed virtual 3D super-resolution microscopy, termed single-point edge-excitation sub-diffraction (SPEED) microscopy, to determine the 3D spatial location of transport pathways for both cytosolic and membrane proteins in primary cilia of live cells. In this article, we will demonstrate the detailed setup of SPEED microscopy, the preparation of cells expressing fluorescence-protein-labeled ciliary proteins, the real-time single-molecule tracking of individual proteins in live cilium and the achievement of 3D spatial probability density maps of transport routes for ciliary proteins.

Recently we mapped the three-dimensional (3D) spatial locations of transport routes for various proteins translocating inside primary cilia in live cells. Here this paper details the experimental setup, the process of biological samples and the data analyses for the 3D super-resolution fluorescence imaging approach newly applied in live primary cilia.

Yüksek hızlı süper çözünürlük hızı mikroskobu canlı birincil Cilium içinde uygulanması

The primary cilium is a microtubule-based protrusion on the surface of many eukaryotic cells and contains a unique complement of proteins that function ...

High-Accuracy Correction of 3D Chromatic Shifts in the Age of Super-Resolution Biological Imaging Using Chromagnon

Quantitative multicolor fluorescence microscopy relies on the careful spatial matching of color channels acquired at different wavelengths. Due to chromatic aberration and the imperfect alignment of cameras, images acquired in each channel may be shifted, and magnified, as well as rotated relative to each other in any of the three dimensions. With the classical calibration method, chromatic shifts are measured by multicolor beads attached to the surface of a coverslip, and a number of software are available to measure the chromatic shifts from such calibration samples. However, chromatic aberration can vary with depth, change with observation conditions and be induced by the biological sample itself, thus hindering determination of the true amount of chromatic shift in the sample of interest and across the volume. Correcting chromatic shifts at higher accuracy is particularly relevant for super-resolution microscopy where only slight chromatic shifts may affect quantitative analyses and alter the interpretation of multicolor images. We have developed an open-source software Chromagnon and accompanying methods to measure and correct 3D chromatic shifts in biological samples. Here we provide a detailed application protocol that includes special requirements for sample preparation, data acquisition, and software processing to measure chromatic shifts in biological samples of interest.

High-Accuracy Correction of 3D Chromatic Shifts in the Age of Super-Resolution Biological Imaging Using Chromagnon

Correction of chromatic shifts in three-dimensional (3D) multicolor fluorescence microscopy images is crucial for quantitative data analyses. This protocol is developed to measure and correct chromatic shifts in biological samples through acquisition of suitable reference images and processing with the open-source software, Chromagnon.

Chromagnon Kullanarak Süper Çözünürlüklü Biyolojik Görüntüleme Çağında 3D Kromatik Değişimlerin Yüksek Doğrulukdüzeltmesi

Quantitative multicolor fluorescence microscopy relies on the careful spatial matching of color channels acquired at different wavelengths. Due to ...

Super-Resolution Live Cell Imaging of Subcellular Structures

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally been restricted to be used only on fixed samples or live cells outside of tissue labeled with strong fluorescent signal. Current super-resolution live cell imaging techniques require the use of special fluorescence probes, high illumination, multiple image acquisitions with post-acquisition processing, or often a combination of these processes. These prerequisites significantly limit the biological samples and contexts that this technique can be applied to.
Here we describe a method to perform super-resolution (~140 nm XY-resolution) time-lapse fluorescence live cell imaging in situ. This technique is also compatible with low fluorescent intensity, for example, EGFP or mCherry endogenously tagged at lowly expressed genes. As a proof-of-principle, we have used this method to visualize multiple subcellular structures in the Drosophila testis. During tissue preparation, both the cellular structure and tissue morphology are maintained within the dissected testis. Here, we use this technique to image microtubule dynamics, the interactions between microtubules and the nuclear membrane, as well as the attachment of microtubules to centromeres.
This technique requires special procedures in sample preparation, sample mounting and immobilizing of specimens. Additionally, the specimens must be maintained for several hours after dissection without compromising cellular function and activity. While we have optimized the conditions for live super-resolution imaging specifically in Drosophila male germline stem cells (GSCs) and progenitor germ cells in dissected testis tissue, this technique is broadly applicable to a variety of different cell types. The ability to observe cells under their physiological conditions without sacrificing either spatial or temporal resolution will serve as an invaluable tool to researchers seeking to address crucial questions in cell biology.

Presented here is a protocol for super-resolution live-cell imaging in intact tissue. We have standardized the conditions for imaging a highly sensitive adult stem cell population in its native tissue environment. This technique involves balancing temporal and spatial resolution to allow for the direct observation of biological phenomena in live tissue.

Hücre Altı Yapıların Süper Çözünürlüklü Canlı Hücre Görüntülemesi

There has long been a crucial tradeoff between spatial and temporal resolution in imaging. Imaging beyond the diffraction limit of light has traditionally ...