우리는 지역화 소프트웨어에 대한 맞춤 현미경과 시머 홀든의 건설에 대한 도움말 저스틴 Pinkney 요하네스 홀바인을 인정합니다. 로드리고 레예스 - Lamothe는 E.를 제공하기위한 감사합니다 대장균 균주. 연구는 유럽위원회 (European Commission) 일곱 번째 프레임 워크 프로그램 그랜트 FP7/2007-2013의 건강 F4-2008-201418, 영국 생물 공학 및 생물 과학 연구 협의회 부여 BB/H01795X/1 및 ANK에 유럽 연구위원회 그랜트 261227에 의해 투자되었다. DJS는 웰컴 트러스트 (Wellcome Trust) 프로그램 그랜트 WT083469에 의해 투자되었다. SU는 매스 웍스의 박사 친교에 의해 지원되었다.

1. 세포 배양 무균 배양 튜브 및 피펫 팁을 사용합니다. E. 대장균 균주 AB1157 폴라 - PAmCherry는 POL1의 C-말단 PAmCherry 융합을 수행한다. 융합 등 Datsenko에서 설명한 람다 - 레드 재조합을 이용하여 야생형 유전자를 대체하여 네이티브 염색체 위치에 삽입 하였다. 세포 성장 속도와 DNA 손상 제 메틸에 대한 민감도에 의해 판단으로 융합 단백질의 팔 기능이 확인되었다 메탄 (MMS). 세포주의 구조에 대한 자세한 내용은 Uphoff 등. 7에서 찾을 수 있습니다, Datsenko 등. 8 및 레예스-Lamothe 외. 구 세포 배양은 형광도를 감소시키고 현미경 슬라이드에 배경 입자를 피하기 위해 M9 최소 배지에서 성장된다. 또한, 영양이 풍부한 정의 매체는 10을 사용할 수 있습니다. <ol><li> 행진 E. 대장균 균주 AB1157 선택적 항생제 (여기에서, 25 ㎍ / ㎖의 카나마이신)과 루리아 국물 (LB) 아가로 오스 접시에 냉동 글리세롤 재고 폴라 - PAmCherry와 하룻밤 37 ° C에서 알을 품다. </li><li> 하나의 세포 식민지에서 5 ㎖ LB 문화를 접종하고 3 시간 동안 220 rpm으로 흔들어 37 ° C에서 성장한다. </li><li> 5 ㎖의 문화 1:10,000 희석 최소 배지 (M9 배지, MEM의 아미노산 + 프롤린, MEM 비타민, 0.2 % 글리세롤), 37 ° C 하룻밤 220 rpm으로 흔들면서 품어. </li><li> 다음날 아침, 분광 광도계를 사용하여 광학 밀도 (OD)를 측정하고 OD 0.025에 5 ㎖에 신선한 최소한의 매체 문화를 희석. 초기 지수 단계 (OD 0.1)에 220 rpm으로 흔들어 37 ° C에서 2 시간 동안 성장. </li><li> 5 분 2,300 XG에서 원심 분리하여 1.5 ML의 microcentrifuge 튜브에 세포를 1 ml의 농축. 상층 액을 제거하고 20 ㎕의 잔류 매체와 소용돌이에있는 세포 펠렛을 resuspend. </li></ol> 2. 현미경 슬라이드 프레파라트이온 <ol><li> dH보다 2 O.에서 1.5 %의 낮은 형광 아가로 오스 솔루션을 준비합니다 솔루션이 선명해질 때까지 아가로 오스를 용융 전자 레인지를 사용합니다. 부드럽게 피펫 팅에 의해 몇 번 아래로 2 배 최소 배지 500 μL로 용융 아가로 오스 솔루션 500 μl를 섞는다. </li><li> 현미경 커버 슬립 (없음 1.5 두께)의 중심에 균등하게 아가로 오스 솔루션을 확산. 이 아가 로스가 냉각되기 전에 기포를 피하는 빠르게 수행되어야한다. </li><li> 두 번째 커버 슬립 (없음 1.5 두께)와 패드를 평평하게. 배경 형광 입자를 제거하기 위해, 커버 슬립은 이전에 1 시간 동안 500 ° C에서 가열로에서 연소되었다. 구운 커버 슬립은 알루미늄 호일에 덮여 실온에서 주 동안 저장 될 수있다. </li><li> DNA 손상 실험을 위해, 100 mM의 MMS를 포함하는 아가로 오스 패드를 준비한다. 단계 2.1-2.3의 절차를 따라하지만, 100 ㎜ M의 최종 농도를 들어, 용융 1.5 % 아가로 오스의 500 μL와 혼합하기 전에 M9 배지 500 ㎕를 8.3 ㎕의 MMS를 추가MS. (주의 MMS는 독성과 돌연변이 유발과 장갑, 마스크, 고글, 실험실 코트로 처리해야합니다.) </li><li> 패드에서 상단 슬라이드를 제거하고 패드에 집중 세포 현탁액 1 μl를 추가합니다. 사용하지 않는 불에 커버 슬립 (없음 1.5 두께, 현미경 목표 명세서와 일치)와 함께 패드를 덮어 슬라이드에 매우 부드럽게 눌러 세포를 고정시킨다. 세포는 아가로 오스 패드가 마르기 전에 고정 45 분 이내에 몇 군데해야합니다. 더 이상 실험 중 건조를 방지하기 위해, 아가로 오스 패드는 실리콘 가스켓을 사용하여 밀봉 할 수있다. </li><li> DNA-손상 실험을 위해, 촬상 전에 실온에서 가습 된 용기에 20 분 동안 100 ㎜ MMS를 포함하는 아가로 오스 패드에 고정화 세포를 배양한다. </li></ol> 3. 현미경 데이터 수집 준비 PALM은 탐지 및 하나의 형광 단백질의 정확한 현지화에 의존합니다. 감도와 최적의 맞춤현미경은 데이터 품질에 중요하다. 단일 분자 형광 현미경은 전형적으로 커버 슬립의 표면 위의 얇은 섹션 내의 흥미로운만을 형광체에 의해 신호 대 잡음비를 향상시키기 위해 전체 내부 반사 (TIR)​​ 조명을 사용한다. E. 내부 여기 영상 대장균은 매우 경미 여기 광의 각도를 감소시킴으로써 TIRF 현미경에 달성 될 수 경사 조명 (11)을 필요로한다. PAmCherry 영상이 추가로 405 nm의 photoactivati​​on 레이저와 561 nm의 여기 레이저가 필요합니다. 형광 방출은 114.5 ㎚ / 화소의 화소 길이 초래 배율에서 CCD (EMCCD) 카메라를 승산 전자에 기록된다. 최적의 현지화 정밀도를 들어, 픽셀 크기가 약 너무 많은 화소에 신호를 확산하지 않고 충분한 샘플링을 보장하기 위해 PSF의 표준 편차의 폭과 일치해야합니다. 그림 3 최소한의 PALM 설정의 개략도를 보여줍니다. 영화 1맞춤 현미경 구축 과정의 인상을 준다;. 장비에 대한 자세한 설명은 Uphoff 등 7을 참조하십시오. <ol><li> 일상 현미경 정렬을 수행. 405 nm의 목적 앞에 561 nm의 연속파 레이저의 강도를 측정한다. 3.5 mW의 (~ 400 W / cm 2) 10 μW (~ 1 W / ㎠)에 405 nm의 강도에 561 nm의 강도를 조절합니다. 0 ~ 10 μW에서 405 nm의 강도의 점진적인 조정을 허용하는 연속 가변 감광 필터 휠을 사용합니다. 실험 시작 때까지 레이저 조명을 끕니다. </li><li> 현미경 무대에 샘플을 놓고 투과광 현미경 모드 (그림 4A)에 초점 세포를 가져옵니다. EMCCD 카메라 이득은 노출 과다에 의해 카메라의 손상을 방지하기 위해 스위치 오프되어야한다. </li><li> 데이터 크기를 줄이고 카메라 판독 속도를 증가시키기 자른 FOV를 정의. </li><li> 주변 광 및 SWIT에서 샘플을 커버EMCCD 카메라 이득에 채널. </li><li> (0.26 밀리 카메라 판독 시간 포함) 15.26 밀리 초 / 프레임으로 프레임 속도를 설정합니다. 토론 섹션에서 &quot;노출 시간과 여기 강도&quot;를 참조하십시오. </li><li> 어두운 배경 신호 (그림 4B)을 확인하기 위해 카메라 데이터를 표시합니다. </li><li> 561 nm의 레이저에 전환하고 여기 배경 신호 (그림 4C)을 확인. </li><li> POL1-PAmCherry 융합 단백질의 photoactivati​​on의 405 nm의 레이저에 스위치 및 형광 PSFS가 나타날 때까지 강도를 증가시킨다. </li><li> 커버 슬립의 표면 부근에 시료만을 얇은 부분을 조명하기 위하여 여기 빔의 각도를 조정한다. <ol><li> 이를 위해, 레이저 빔은 100X NA 1.4의 대물 초점면 (도 3)에 집중된다. 빔에 수직 인 포커싱 렌즈를 변환하는 것은 멀리 아래 각도 대물를 종료 빔을 일으키는 목적의 중심으로부터의 포커스를 이동시킨다. </li><li> 아이형광 강도를 최대화하고 백그라운드 신호를 최소화하기 m. 엄격한 TIR 여기가 커버 슬립 표면의 100 nm의 내 이미지 형광에 최적합니다, 그러나, 영상 DNA-결합 단백질은 E.와 관련된 대장균 핵 양체 0.8 μm의 깊이 조명까지 필요합니다. </li></ol></li></ol> 4. 데이터 수집 여기에서, 우리는 PALM 영화의 취득 일반 프로토콜을 설명합니다. 동일한 절차에 피해 E. POL1-PAmCherry 융합 단백질을 영상화 적용 대장균 세포와 MMS 연속 DNA 손상 치료 중. 셀 당 다른 분자량 또는 복사 수의 융합 단백질에 대한 방법의 응용 프로그램 (토론 섹션을 참조) 다른 인수 설정이 필요합니다. <ol><li> 투과광 현미경 모드에서 세포의보기의 새로운 필드 (FOV)를 찾아 이미지의 초점을 맞 춥니 다. 셀 외곽선 (그림 4A)를 기록하는 카메라 스냅 샷을 가져 가라.</li><li> 주변 광에서 샘플을 커버하고 EMCCD 카메라 이득에 전환합니다. </li><li> 561 nm의 레이저에 스위치 및 데이터 수집을 시작하기 전에 몇 초 동안의 coverslip에 대한 세포 형광도 및 배경 반점을 표백. 세포에 대한 성장과 M9 매체에 몇 군데 아주 작은 형광 배경이 보통이 커버 슬립을 불에 사용하지만, prebleaching하는 등 LB 등 풍부한 성장 매체에있는 세포 이미징을위한 도움이 될 수 있습니다. 강렬한 조명이 너무 prebleaching는 최소한으로 유지해야 세포에 독성이 있습니다. </li><li> 15.26 밀리 초 / 프레임에서 연속 561 nm의 여기에서 PALM 영화의 인수를 시작합니다. </li><li> 405 nm의 레이저를 켜고 서서히 / ㎠ 1 W까지 도달하는 영화의 과정을 통해 강도를 증가시킨다. 세포의 형광도의 원인이 높은 405 nm의 강도를하지 마십시오. 형광 분자의 밀도에주의 - 그것은 낮은 작동 속도를 유지하는 것이 중요합니다 PSFS 분명히이되도록각 프레임 (그림 4D-F)에 격리입니다. </li><li> 10,000 프레임 / 동영상 (셀당 묘화되는 분자의 수에 따라)를 기록; 한 영화는 대개 2-3 분 걸리며 FOV의 크기에 따라서 하드 디스크 공간이 0.5 GB를 필요로한다. </li><li> 여러 FOV의 취득 절차를 반복합니다. 각 FOV가 PAmCherry의 형광이 photoactivated 얻을 수 있기 때문에 한 번 몇 군데와 비가 역적으로 표백 할 수 있습니다. </li></ol> 5. 데이터 분석 자동화 및 강력한 데이터 분석 프레임 워크는 방법의 성능과 효율성을 위해 필수적입니다. 우리는 MATLAB로 작성된 사용자 지정 소프트웨어를 사용합니다. <ol><li> 크로커 외. 12에 기재된 알고리즘을 이용하여 지역화 분석을 수행 홀든 외. 13 HoldenI 외. 14 및 Wieser의 외. 15 PSFS는 제 7 화소로 가우시안 커널을 사용하여 대역 통과 필터링 된 이미지에서 식별된다의 직경 (그림 5A). 후보 위치는 백그라운드 신호 (도 5b)의 4.5 배의 표준 편차를 상기 피크 픽셀 강도로 PSFS에 대응한다. 후보 PSF 당 로컬 밝은 픽셀은 타원형 가우스 함수 (그림 5C)를 피팅에 대한 초기 추측 역할을합니다. 무료 맞는 매개 변수는 다음과 같습니다 : X 위치, Y 위치, X 폭, Y, 폭, 회전 각도, 진폭 및 배경 오프셋 (offset). 타원형 가우시안 마스크는 PSF를 흐리게하고 변형 노출 시간 동안 분자를 차지한다. </li><li> 같은 FOV의 투과광 현미경 이미지 상에 PALM 영화의 모든 프레임에서 결과 (X, Y) 버전을 그린다. POL1-PAmCherry의 지역화는 E.의 중심 영역에 나타납니다 대장균 세포 (그림 6A). 많은 현지화 세포의 바깥에 표시하는 경우, 현지화 임계 값을 너무 낮게 설정하거나 샘플 배경 형광 입자를 포함했다. </li><li> 자동화 추적 분석을 위해, 외 보군에서 설명한 알고리즘의 MATLAB 구현 AL. 12 (토론 섹션의 &quot;확산 분석&quot;참조)이 사용될 수있다. 사용자 정의 된 추적 창 내에서 후속 프레임으로 나타나는 위치가 궤적을 형성하기 위해 연결된다. 체류 현지화 동일 창에서 발생하는 경우에, 트랙은 고유 스텝 길이의 합을 최소화하여 할당된다. 단일 입자 추적 데이터로부터 확산 계수를 계산할 때 다양한 고려 사항에 대한 상세한 설명은, Wieser의 외. 15 참조 <ol><li> 이 알고리즘은 추적 기간 동안 과도 점멸 또는 누락 현지화을 고려하여 메모리 매개 변수를 사용합니다. 여기, 우리는 1 프레임 메모리 매개 변수를 설정, 높은 값은 수명이 긴 어두운 상태로 형광을 추적하는 데 사용할 수 있습니다. </li><li> 다음 교정 단계에 따라 적절한 추적 창을 선택합니다. POL1 위해, 우리는 0.57 μm의 (5 픽셀)를 사용합니다.</li><li> 윈도우 파라미터를 추적의 범위에 대한 추적 알고리즘을 실행. 트랙 (도 6b)을 분할하지 않는 작은 가능한 추적 창을 식별하는 추적 창 함수로서 셀 당 측정 된 트랙의 개수를 계산한다. </li><li> 세포 내 분자 운동의 공간적 분포를 시각화 동일한 FOV의 투과광 현미경 이미지에서 얻어진 트랙 플롯. POL1 트랙은 하나의 세포 (그림 6C-D)에 의해 누출 확산을 표시해야합니다. </li><li> 트랙의 일부가 세포 사이에 십자가에 나타나는 경우이 추적 창이 너무 큰 및 / 또는 photoactivation 속도는 (그림 6E)도 높았다 선택했기 때문에 별도의 분자가 잘못 연결되었습니다 것을 제안합니다. </li><li> 연속 현지화 (도 6F) 사이의 단계 길이의 누적 분포를 플롯. 곡선은 상승하고 충분히 큰 추적 창 원활 포화창을 너무 작게 선정 된 경우 만 차단 가장자리를 보여줍니다. </li></ol></li><li> POL1의 확산 특성을 분석하기 위해, N 단계의 합계와 각 트랙 연속 현지화 간의 평균 제곱 변위 (MSD))를 계산한다 : MSD = 1 / (N-1) Σ I = 1 N-1 (x +1 - X I) 2 + (Y +1 - y를 I) 2. 만 MSD 값의 통계적 불확실성을 줄이기 위해 최소 4 단계 (N ≥ 5 현지화)과 추적 (가) 있습니다. </li><li> 여러 프레임 (그림 6G)에 변위를 계산하여 지연 시간의 범위에서 MSD 값의 곡선을 그린다. MSD 곡선의 형태는 관찰 된 분자 운동 (그림 6H)을 분류하는 데 도움이 될 수 있습니다. </li><li> MSD에서 트랙 당 겉보기 확산 계수 D의 *를 계산 D * = MSD / (4의 Δt) - LOC 2 /의 Δt σ. 두 번째 tERM은 (Wieser의 등. 15 참조, 여기 σ의 LOC = 40 nm의의 Δt = 15.26 밀리 초)을 추정 현지화 에러를 수정합니다. </li><li> FOV (그림 7A)에있는 모든 트랙에서 측정 된 D의 * 값의 히스토그램을 그린다. </li><li> 트랙 당 측정 D * 값을 기반으로 염색체에 결합 나타나는 개별적인 POL1 분자를 식별한다. 바인딩의 인구 분리 (중심 날카로운 분포를 D * 0 ~ 2 ㎛ / 초)와 D * &lt;0.15 μm의 2 / 초 임계 값을 설정하여 자유롭게 확산 분자 (넓은 분포가 D를 중심으로 * ~ 0.9 μm의 2 / 초) ( 도 7a 및 7D)의 빨간색 막대. </li><li> 손상되지 않은 세포 (도 7a-C) 및 MMS (그림 7D-E)와 DNA-손상의 치료에서 세포의 현지화, 추적 및 POL1에 대한 확산 분석을 수행. 바운드 트랙의 비율은 DN의 직접적인 양적 측정을 제공합니다생체 내에서 POL1의 복구 활동. </li></ol>

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J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+architecture+and+action+of+bacterial+Structural+Maintenance+of+Chromosome+proteins.">In vivo architecture and action of bacterial Structural Maintenance of Chromosome proteins.</a> Science. 338 (6106), 528-531 (2012).</li></ol>

저자는 더 경쟁 재정적 이해가없는 선언합니다.

우리는 실험의 성공을 위해 몇 가지 주요 고려 사항에 대해 설명합니다. 어워드 및 형광 융합 단백질의 발현 : 광활성 및 광전 환성 형광 단백질 (17)의 큰 팔레트가있다. 특정 선택은 현미경의 특성, 사용 가능한 특히 레이저와 필터에 따라 달라집니다. 405 ㎚, 561 ㎚의 조합은 일반적인 광활성 형광 단백질에 이상적입니다. 우리는 단량체 때문에 PAmCherry 6을 선택하고 셀의 집계를 보여 주었다. 또한, 비가역 photoactivati​​on는 셀 당 단백질의 카피 수를 측정 할 수있는 활성화 된 형광체의 수를 카운트한다. 대신 플라스미드에서 융합 단백질을 발현 제외한 야생형 유전자좌 융합 단백질을 코딩하는 유전자의 염색체 삽입을 선호한다. 이 형광을했습니다와 관심의 단백질의 완전한 교체를 보장합니다rsion 및 야생형 발현 수준을 유지. Photoactivation 레이트 : 이것은 평균적으로 셀 당보다 작은 분자는 동영상의 모든 프레임에서 형광 상태로되도록 photoactivation 속도를 조절하는 것이 중요하다. 이것은 405 nm의 강도에 의존하고 분자수가 활성화하는 왼쪽. 매우 낮은 영상 밀도에서, 그러나, 모든 분자는 영화가 끝나기 전에 이미지를 만들거나 매우 긴 영화를 취득해야합니다. 영화 당 기록 된 프레임의 수는 융합 세포 당 단백질과 사용 여기 조건에서 PAmCherry의 평균 photobleaching에 일생 일대의 카피 수에 따라 달라집니다. POL1의 카피 수는 ~ 400 분자 / 셀 1과 지수 광표백 수명 분포의 평균값은 1 ~ 4의 범위였다. 점차적으로 405 nm의 강도를 증가시킴으로써, 활성화 균등 영화의 10,000 프레임을 통해 배포됩니다. 따라서 각 셀은 occup이다PSFS 10,000 프레임의 동영상에서 추적 합병증이 거의 중복을 보장합니다 ~ 1,600 프레임의 총에 형광 분자에 의해 IED. 노출 시간과 여기 강도는 : 제일 중요 한건, 노출 시간은 약간의 모션 블러와 함께 날카로운 PSFS을 관찰하기에 충분히 짧게 할 필요가있다. 그러나, 프레임 레이트가 지역화 불확도 넘어 연속 프레임 간의 관찰 분자 운동을 수득하도록 선택되어야하고, 그렇지 않으면 결정적인 광자 트랙 오버 샘플링에 의해 낭비된다. 언 바운드 분자의 운동은 현지화 불확실성으로 인해 결합 분자의 겉보기 운동에서 명확히 구별로 충분히 긴 시간 간격으로 샘플링해야합니다. 노출 시간이 설정되면, PSF 강도가 조정되어야한다. PSF의 국산화 정도는 프레임의 지속 기간 동안 검출 된 광자의 수에 따라 증가한다. 고등 여진 강도는 광자 방출 속도를 증가 BU또한 t 광표백 레이트 및 백그라운드 신호. 원하는 현지화 정밀도를 제공하는 가장 자극 강도를 사용합니다. POL1-PAmCherry 위해 우리는 15.26 밀리 초 / 프레임과 3.5 mW의 561 nm의 여기 (400 W / cm 2)를 선택했다. 그것은 (Uphoff 외. 7에서 부가 정보를 참조) 데이터 수집 전후 세포 성장 및 형태를 모니터링하여 특정 촬상 조건 세포 생존을 확인하는 것이 중요하다. POL1 생체 7 갭 DNA 기판에 1 ~ 2 초 바인딩 시간을 나타내고, 따라서 우리는 분자의 대부분은 트랙의 전체 기간 동안 바운드 또는 언 바운드 상태가 될 것으로 예상된다. 염색체 사이트는 세포질에있는 POL1 확산 (1 ~ 2 ㎛보다 확산 계수에게 크기 이하의 몇 배 (~ 10 -5 ~ 2 ㎛ / 초, 엘모어 등. 18)이 있기 때문에 바인딩 분자는 기본적으로 고정되어 나타납니다 </s위로&gt; / 초). 확산 분석 : 명백한 확산 계수 D의 *는 개별 트랙의 MSD로부터 계산되어, 통계적 에러를 줄이기 위해 4 단계 (5 프레임)의 최소 이상의 평균. 그 ~ 분자의 75 %가 설명하는 영상 조건보다 5 프레임 내에서 표백합니다. 이러한 짧은 트랙은 바운드 및 언 바운드 분자를 구별 할 수있는 충분한 통계적 확실성을 제공하지 않습니다. 그러나, 단백질의 활성을보고 바운드 및 언 바운드 분자의 상대적인 분획 분석 트랙들의 총 수와 무관하다. 불확실성이 분자 (15)의 각 현지화 명백한 임의의 단계를 추가하기 때문에 그것은 D의 *의 계산에서 PSF 현지화 오류 (σ의 LOC)을 설명하는 데 유용합니다. 바인딩 및 확산 분자의 분류를 개선하기 위해, 우리는 D의 * 봇을 계산하는 것이 좋습니다두 프레임의 시간 동안 단일 단계 변위 및 변위로부터 H. 그것은 두 개의 D * 임계 값을 설정하는 것이 가능합니다 : D의 * (15 밀리 초) &lt;0.15 μm의 2 / 초와 D의 * (30 밀리 초) &lt;0.075 μm의 2 / 초. D의 *가 노출 시간 동안 인해 확산에 치우침 트랙과 운동의 휴대 제한에 의해 영향을받는 겉보기 확산 계수합니다. 정확한 공정한 확산 계수를 추출하기 위해서는, 스토캐스틱 브라운 운동 모델 5,7에 근거 시뮬레이션 데이터에 관찰 동작과 비교하는 것이 유용 입증되었다. 시뮬레이션 된 데이터는 데이터 분석 절차를 테스트하는데 사용될 수있다. 이 방법의 응용 가능성 : 우리는 염색체에 결합시 단백질의 이동성의 변화에 의해 생체 내에서 단백질-DNA 상호 작용을 시각화하고 정량화하기위한 일반적인 방법을 설명했다. DNA 또는의 활동수리에 관련된 RNA 결합 단백질은, 복제, 전사, 염색체의 유지 보수, 따라서 광학 회절 한계 이하의 공간 해상도를 가진 단일 세포 수준에서 실시간으로 따라 할 수 있습니다. Photoactivated 단일 분자 추적 셀 당 몇 표지 분자로 제한하는 종래의 추적 방법을 확장합니다. 생체 분자의 확산을 측정하는 다른 방법은 (FRAP)를 광표백 후 형광 복구합니다. FRAP 큰 세포에서 해외 확산 특성을 측정하는데 매우 유용하지만, 특히 작은 박테리아 세포에 대해, 공간적으로 서로 다른 환경에서 서로 다른 이동성을 가진 여러 분자 종을 해결하는 능력이 제한된다. 우리는 DNA 결합 활동과 E. 다른 단백질의 범위의 세포 내 현지화를 측정하기 위해 추적 photoactivated 단일 분자를 적용한 콜라이 POL1, DNA 리가 아제, FIS 단백질, DNA 등중합 효소 III 7뿐만 아니라 염색체 단백질 MukB, E, 및 F (19)의 구조 유지. 우리는 방법은 또한 다른 세포 유형에 적용 할 수 예상된다.

이 프로토콜은 대장균 살아있는 세포에서 단백질-DNA 상호 작용의 직접적인 측정을 설명한다. 그것은 염색체 (도 1)로 결합 기술은 단일 형광 표지 된 단백질의 확산 계수의 변화를 이용한다. 우리는 DNA 중합 효소 지체 가닥 복제 및 절단 수리 경로 1의 DNA 갭을 채우는 I (POL1), 원형 DNA 결합 단백질을 사용하는 방법을 보여주기 위해. 슈퍼 해상도의 형광 현미경의 출현은 나노 미터 해상도의 세포에서 분자 구조의 시각화를 가능하게한다. Photoactivated 현지화 현미경 (PALM)는 형광 상태 (그림 2)에 초기 암 상태에서 활성화 할 수있는 형광 단백질을 사용합니다. 남은 모든 표지 분자의 서브 세트를 독립적으로 t, 순차적 인 방식으로 자신의 위치를​​ 결정하기 위하여 임의의 시간에 활성화 될그는 샘플 2에 표시된 분자의 농도를 총. 분자 당 국산화 정도는 주로 형광 포인트 확산 함수 (PSF)의 크기에 따라, 수집 된 광자의 수 및 배경 신호 3. 이 방법의 대부분의 응용 프로그램은 세포 구조의 개선 된 시각화에 초점을 맞 춥니 다. 추적 PALM은 단일 분자와 결합 할 수있는 실현 4 직접 살아있는 세포의 표지 단백질의 임의의 숫자의 움직임에 따라 새로운 길을 열었습니다. 향상된 감도와 형광 현미경의 시간 해상도는 이제 세균 세포질 5에서 하나의 확산 형광 단백질의 추적을 할 수 있습니다. 여기, 우리는 PAmCherry, 비가 역적으로 405 nm의 빛 6 조사에 형광 상태로 초기 비 형광 상태에서 변환하는 설계 형광 단백질을 사용합니다. 활성화 PAmCherry의 형광 이미지 될 수 있습니다561 nm의 여기 및 photobleaching에까지 여러 프레임에 대해 추적에 의해 개발. 우리는 POL1 및 PAmCherry의 융합 단백질을 사용하여 단일의 과도 DNA-결합 이벤트를 식별하는 방법의 능력을 보여준다. 메틸 메탄 (MMS)와 세포 치료는베이스 절단 수리 효소에 의해 갭 DNA 기판으로 설정되어 DNA 메틸화 파손의 원인이됩니다. 우리의 방법은 MMS 손상 7에 대한 응답으로 단일 POL1 분자의 결합 분명히 보여줍니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1444">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:313px;">E.coli strain carrying a chromosomal insertion for a PAmCherry DNA-binding fusion protein</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:477px;"></td>
			<td style="width:467px;">created by Lambda-Red recombination</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">MEM amino acids</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>11130-051</td>
			<td>minimal medium supplement</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">MEM vitamins</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>11120-052</td>
			<td>minimal medium supplement</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Agarose</td>
			<td>BioRad</td>
			<td>161-3100</td>
			<td>certified molecular biology grade</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Microscope coverslips No 1.5 thickness</td>
			<td>Menzel</td>
			<td>BB024060SC</td>
			<td style="width:467px;">remove background particles by heating slides in furnace at 500 &#176;C for 1h</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Methyl methanesulfonate (MMS)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>129925</td>
			<td>CAUTION: toxic</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">PALM setup</td>
			<td>home-built</td>
			<td></td>
			<td>described in Uphoff et al. 2013</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">MATLAB</td>
			<td>MathWorks</td>
			<td></td>
			<td>for data analysis and visualization</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Localization software</td>
			<td style="width:187px;">custom-written, available online</td>
			<td>http://www.physics.ox.ac.uk/Users/kapanidis/Group/Main.Software.html</td>
			<td style="width:467px;">MATLAB and C++ software package that can be adapted for localization analysis. Cite Holden et al. 2010 if used in publication.</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;">Tracking software</td>
			<td>available online</td>
			<td><a href="http://physics.georgetown.edu/matlab/">http://physics.georgetown.edu/matlab/</a></td>
			<td style="width:467px;">MATLAB implementation by Blair and Dufresne. Cite Crocker &#38; Grier 1996 if used in publication.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

visualizing protein-dna interactions in live bacterial cells using photoactivated single-molecule tracking

단백질-DNA 상호 작용은 많은 기본적인 세포 과정의 핵심이다. 예를 들어, DNA 복제, 전사, 보수, 및 염색체 조직 체외 실험은 DNA-결합 단백질의 여러 유형의 기능에 대한 상세한 모델을 생성하도록 도왔다. 특정 DNA 구조 나 서열을 인식하는 DNA-결합 단백질에 의해 규율, 아직 , 살아있는 세포의 복잡한 환경에서 이러한 프로세스와 조직의 정확한 메커니즘은 훨씬 덜 이해 남아있다. 우리는 최근에 Photoactivated 현지화 현미경 단일 분자 추적과 결합 (PALM)를 사용하여 라이브 대장균 세포에서 DNA 수리 활동을 정량화하는 방법을 소개했다. 우리의 일반적인 방법은 염색체와 연결시 하나의 단백질의 이동성의 변화에​​ 의해 개인의 DNA 결합 이벤트를 식별합니다. 결합 된 분자의 일부는 단백질 행위에 대해 직접 정량적 측정을 제공합니다단일 세포 수준에서의 ivity 및 기판 또는 결합 부위의 풍요 로움. 여기서는 방법의 개념을 설명하고, 샘플 준비, 데이터 수집 및 데이터 분석 절차를 보여준다.

생체 내에서 단백질-DNA 상호 작용을 연구하기 위하여 추적 photoactivated 단일 분자의 개념은도 1에 도시되어있다. PAmCherry 융합 단백질은 살아있는 E.에서 감지 시 셀당 미만 분자의 주파수에서 405 nm의 광으로 확률 적으로 단일 분자 photoactivating 의해 순차적으로 대장균 세포. 활성화 된 분자가 연속 561 nm의 여기에서 몇 군데 있습니다. 세포의 분자 운동은 돌이킬 수없는 광표백 때까지 일련의 프레임에 가까운 현지화를 연결하여 추적 할 수 있습니다. DNA-결합 단백질의 확산이 염색체를 바인딩시 감속되어 있으므로, D * 트랙 당 수득 명백한 확산 계수를 직접 개별 단백질-DNA 상호 작용에보고한다. 그림 2는 라이브 E.에 POL1-PAmCherry 융합 단백질의 photoactivation을 보여줍니다 대장균 세포. O 405 nm의 강도의 영향N 형광 분자의 농도는도 4에서 볼 수있다. 밀도가 단독으로 405 nm의 강도에 의해서가 아니라 추가로 정품 인증에 사용할 수있는 분자의 수에 의해 결정되지 않습니다, 나머지 분자의 풀은 PALM 영화의 과정을 통해 고갈된다. 지역화 분석은도 5에 도시 된 바와 같이 PALM 동영상의 각 프레임에 대해 수행된다. 우리는 살아있는 세포에서 수정 된 세포 또는 결합 분자의 움직 분자를 사용하여 현지화 정도를 측정 하였다. 우리의 인수 설정은 이론적 인 예측 3 계약, σ의 LOC = 40 nm의 현지화 정밀도를했다. 얻어진 POL1 현지화 광범위 E.의 공간적 조직 recapitulating, 셀의 중앙 영역 (도 6a)을 점유 대장균은 7 핵 양체. POL1의 대다수는 DIF 디스플레이가 손상되지 않은 세포에서 트랙도 6c에 도시 된 바와 같이 융합. 일반적인 세포는 E. 당 약 400 POL1 분자의 카피 수와 일치 수백 POL1 트랙 (그림 6D)를 포함 . 대장균 전지 (1)는도 6b 및도 6E-F는 적합한 추적 윈도우 파라미터 선택에 대한 지침을 제공한다 - 트래킹 윈도우가 너무 크면, 다른 분자가 잘못 트랙에 링크 될 가능성이 있으며 트래킹 윈도우가 너무 작은 경우, 트랙 더 이상 단계를 분할됩니다. POL1에 대한 MSD 곡선은 셀 감금 (그림 6 세대)로 인해 더 이상 지연 시간에 짧은 지연 시간과 포화에 선형 적으로 상승한다. 분자 운동의 종류 MSD 분석에 의해 식별 될 수있다. 감독 운동은 포물선을 제공, 브라운 운동은 직선 특징, 제한 확산 곡선은 고원에 도달, 움직 입자 MSD 곡선의 오프셋 (offset)는 L를 나타냅니다ocalization 불확실성 (그림 6H). 단일 입자 추적 및 문제 해결 팁에 대한 자세한 정보는 Arnauld 등. 16에서 찾을 수 있습니다 우리는 이전에 외인성 DNA 알킬화 손상 7에 응답 POL1의 DNA 수리 활동을 측정하는 방법을 적용했다. POL1의 D * 히스토그램 분자 (도 7a-C)을 확산의 지배적 인 인구를 보여줍니다 손상되지 않은 세포에서 추적합니다. 2.7 % 바운드 POL1 분자의 작은 부분은 가능성이 지체 가닥 복제 및 내인성 DNA 손상의 복구에 참여하고있다. 연속 100 ㎜ MMS 손상에서, 13.8 % (그림 7D)에 D * 0 ~ 2 ㎛ / 초 증가와 트랙의 인구. 이러한 트랙은 염기 절제 복구 통로의 일부로서 단일 뉴클레오티드 차이를 보충하는 DNA 수리 및 합성을 수행 개별 POL1 분자를 나타낸다. 바운드 트랙의 위치는 개개의 위치를​​ 표시DNA 손상과 복구 사이트 (그림 7E-F). <img alt="그림 1" fo:content-width="2.5in" src="/files/ftp_upload/51177/51177fig1highres.jpg" width="300" /> 그림 1. 방법의 그래픽 표현. (A)의 형광 단백질 PAmCherry는 405 nm의 광 조사에 의해 초기 상태로부터 비 형광 photoactivated 수있다. 밝은 상태는 561 nm에서 흥분과 비가 역적으로 형광 표백제까지 600 nm의 주위에 형광을 방출한다. (B) photoactivation 속도를 제어하는 것은 허용 영상 만 언제든지 셀 당 하나의 확률 적으로 활성화 PAmCherry 융합 단백질 어두운 상태로 남아 아직 활성화되지 않았거나 이미 표백 된 분자의 임의의 큰 수영장이있다. (C) 형광성 분자의 위치는 절연 PSF과 TR의 중심으로부터 판단photobleaching에까지 몇 프레임에 acked. 많은 분자의 (D)는 트랙 순차적으로 기록된다. (EF)은 염색체 표적 서열 또는 구조를 DNA-결합 단백질의 상호 작용은 랜덤 확산 움직임을 정지. 바운드 및 언 바운드 분자는 D * 하나의 트랙에서 추출 겉보기 확산 계수에 의해 구별된다. 결합 된 분자의 결과로 일부는 생체 내에서 DNA-결합 단백질의 활동에 대한 정량적 인 측정을 제공합니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51177/51177fig1highres.jpg" target="_blank">더 큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51177/51177fig2highres.jpg" width="600" /> 그림 2. 라이브 E.의 POL1-PAmCherry의 Photoactivation 대장균 세포. 스케일 바 : 1 μm의. 회로도는 각 패널 아래에 표시됩니다. (<html> A) 아가로 오스 패드에 고정 된 세포의 광학 현미경 이미지를 전송된다. (B) 하나의 셀에 하나의 PAmCherry의 형광을 Phototactivating. (C) 높은 photoactivation 속도는 형광 분자의 수를 증가시킨다. (D) PALM 영화에서 통합 PAmCherry 형광. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51177/51177fig2highres.jpg" target="_blank">더 큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 3" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51177/51177fig3highres.jpg" width="400" /> 그림 3. photoactivating 및 이미징 PAmCherry 융합 단백질에 대한 최소한의 PALM 설정의 도식 D1 :. 다이크로 익 미러 (예를 들어 550 nm의 긴 패스). D2 : 다이크로 익 미러 (예를 들어 570 nm의 긴 패스). L1 : 시준 렌즈. L2 : TIR 렌즈. L3 : 튜브 렌즈.1177/51177fig3highres.jpg &quot;대상 =&quot;_blank &quot;&gt; 큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오. <img alt="그림 4" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51177/51177fig4highres.jpg" width="500" /> 그림 4. . 15.26 밀리 초 / 프레임 스케일 바있는 PALM 영화 대표 이미지 : 1 μm의. (A) 아가로 오스 패드에 고정 된 세포의 가벼운 이미지를 전송된다. (B) 레이저와 EMCCD 카메라에서 측정 어두운 배경 이미지가 꺼져. photoactivation 전에 연속 561 nm의 여기에서 (C) 흥분 배경 이미지입니다. (DF) 증가 405 nm의 강도는 지속적으로 561 nm의 여기에서 몇 군데 PAmCherry 높은 photoactivation 환율로 연결됩니다. 박스 영역은 다음과 확대 표시됩니다. (D) 낮은 405 nm의 강도 (&lt;1 μW) 활성 FOV 당 거의 형광 분자를. (E) 중간 (405)현지화 및 추적 분석을위한 좋은 PSF 밀도 nm의 강도 (~ 2 μW) photoactivati​​on 결과. (F) 높은 405 nm의 강도 (~ 10 μW)는 현지화 및 추적 분석을 가린다 일부 셀에 하나 이상의 형광 분자를 활성화합니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51177/51177fig4highres.jpg" target="_blank">더 큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 5" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51177/51177fig5highres.jpg" width="500" /> 그림 5. 지역화 분석의 그림입니다. 스케일 바 : 1 μm의 (A) 밴드 패스 필터링이 가짜 픽셀 노이즈를 제거하고 FOV에 걸쳐 강도 그라데이션을 평면화합니다.. (B) 후보 PSFS는 위양성 및 위음성 탐지를 최소화하도록 선택된다 사용자 정의 임계 값에 기초하여 상기 필터링 된 이미지에서 식별된다. threshoLD는 배경 표준 편차 (신호 대 잡음비, SNR)에 의해 분할 후보 화소의 최소 강도에 대응한다. (C)가 임계치 이차원 타원형 가우시안 적합을 위해 초기 위치 파악 추측 (오렌지 크로스) 역할을 전달 로컬 밝은 화소. 스케일 바 : 0.5 μm의. 그 결과 최고 해상도의 현지화 (블루 크로스) σ의 LOC의 평균 밀도가 = 40 nm의은. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51177/51177fig5highres.jpg" target="_blank">더 큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 6" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51177/51177fig6highres.jpg" width="500" /> .. 추적 분석 그림 6 그림 스케일 바 : 1 μm의. (A) 예를 들어 셀에 POL1-PAmCherry의 모든 감지 현지화. (B) 트랙 번호 감지트래킹 윈도우의 함수로서 예시적인 셀 ED. 작은 추적 창은 트랙의 높은 숫자를 인공적에 이르게 분자 궤도를 분할. 점선은 추적 창 매개 변수 (0.57 μM, 5 픽셀)에 대한 우리의 선택을 나타냅니다 -이 단계의 전체 분포를 감지하고 그대로 다른 분자의 궤적을 유지하는 사이 좋은 타협을 제공합니다. 단일 POL1-PAmCherry 분자의 (C) 예 트랙. (D) 임의의 색상으로 표시된 모든 측정 트랙. 추적 창을 선택하면 (E) 추적 아티팩트 (여기서는 0.8 μM, 12 픽셀) 또는 프레임 당 PSFS의 밀도가 너무 높은 너무 크다. 추적 창에 대한 단계의 길이 (F) 누적 분포 : 0.34 μM (3 픽셀, 빨간 선), 0.57 μM (5 픽셀, 파란 선), 0.80 μm의 (7 픽셀, 녹색 선). 0.34 μm의 추적 창을 0.34 μm의 이상 단계를 차단합니다 어느 명확하게단계의 전체 분포를 자릅니다. 0.80 μm의 추적 창처럼 0.57 μm의 추적 창 단계의 거의 같은 분포를 감지합니다. (G) MSD 곡선은 POL1의 제한 확산을 보여줍니다. 감독 운동, 브라운 운동, 제한된 확산 및 부동 입자 (H) 도식 MSD 곡선. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51177/51177fig6highres.jpg" target="_blank">더 큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="그림 7" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/51177/51177fig7highres.jpg" width="500" /> 그림 7. 라이브 E.에 POL1의 DNA 수리 활동의 직접 측정 . 대장균 세포 스케일 바 : 1 μm의. (A) 손상되지 않은 세포의 FOV (N = 4,162 트랙)의 4 이상의 단계의 모든 트랙에 대한 명백한 확산 계수 D의 *의 히스토그램. B로 분류 분자의 인구<html> ound 빨간색으로 강조 표시됩니다. POL1-PAmCherry의 (BC) 트랙은 투과광 현미경 이미지에 표시됩니다. 자신의 확산 계수에 따라 결합으로 분류 된 트랙이 빨간색으로 표시됩니다. (D) * D (N = 2,128 트랙)을 묘화 전에 100 ㎜ MMS로 아가로 오스 패드에 고정하고 20 분 동안 배양 한 세포에서 측정 POL1 트랙위한 히스토그램. DNA 수리에 종사하는 결합 분자의 인구는 빨간색으로 표시됩니다. (EF) POL1-PAmCherry 빨간색 단일 POL1의 DNA 수리 이벤트의 흔적을 보여주는 투과광 현미경 이미지를 추적합니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51177/51177fig7highres.jpg" target="_blank">더 큰 이미지를 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> <img alt="비디오 1" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/51177/video.jpg" width="400" /> 영화 1. 맞춤 PALM 설정을 구축.JoVE_Uphoff_Movie1.avi &quot;대상 =&quot;_blank &quot;&gt; 비디오를 보려면 여기를 클릭하십시오.

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Visualizing Protein-DNA Interactions in Live Bacterial Cells Using Photoactivated Single-molecule Tracking

단일 분자 추적과 함께 Photoactivated 현지화 현미경 (PALM)은 허용 라이브 대장균 세포에서 단백질-DNA 상호 작용의 직접 관찰 및 정량화.

Photoactivated 단일 분자 추적을 사용하여 라이브 박테리아 세포에있는 단백질-DNA 상호 작용을 시각화

Protein-DNA interactions are at the heart of many fundamental cellular processes. For example, DNA replication, transcription, repair, and chromosome ...

visualizing-protein-dna-interactions-live-bacterial-cells-using

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

17.6K 조회수.  University of Oxford.  단일 분자 추적과 함께 Photoactivated 현지화 현미경 (PALM)은 허용 라이브 대장균 세포에서 단백질-DNA 상호 작용의 직접 관찰 및 정량화. 

비디오: Visualizing Protein-DNA Interactions in Live Bacterial Cells Using Photoactivated Single-molecule Tracking

Visualizing Cell-to-cell Transfer of HIV using Fluorescent Clones of HIV and Live Confocal Microscopy

By fusing the green fluorescent protein to their favorite proteins, biologists now have the ability to study living complex cellular processes using fluorescence video microscopy. To track the movements of the human immunodeficiency virus core protein during cell-to-cell transmission of human immunodeficiency virus, we have GFP-tagged the Gag protein in the context of an infectious molecular clone of HIV, called HIV Gag-iGFP. We study this viral clone using video confocal microscopy. In the following visualized experiment, we transfect a human T cell line with HIV Gag-iGFP, and we use fluorescently labeled uninfected CD4+ T cells to serve as target cells for the virus. Using the different fluorescent labels we can readily follow viral production and transport across intercellular structures called virological synapses. Simple gas permeable imaging chambers allow us to observe synapses with live confocal microscopy from minutes to days. These approaches can be used to track viral proteins as they move in from one cell to the next.

This visualized experiment is a guide for utilizing a fluorescent molecular clone of HIV for live confocal imaging experiments.

HIV와 라이브 공촛점 현미경의 형광 클론을 사용하여 HIV의 머릿속 휴대 전화 전송

By fusing the green fluorescent protein to their favorite proteins, biologists now have the ability to study living complex cellular processes using ...

연구

면역학 및 감염병학

Assessing Stomatal Response to Live Bacterial Cells using Whole Leaf Imaging

Stomata are natural openings in the plant epidermis responsible for gas exchange between plant interior and environment. They are formed by a pair of guard cells, which are able to close the stomatal pore in response to a number of external factors including light intensity, carbon dioxide concentration, and relative humidity (RH). The stomatal pore is also the main route for pathogen entry into leaves, a crucial step for disease development. Recent studies have unveiled that closure of the pore is effective in minimizing bacterial disease development in Arabidopsis plants; an integral part of plant innate immunity. Previously, we have used epidermal peels to assess stomatal response to live bacteria (Melotto et al. 2006); however maintaining favorable environmental conditions for both plant epidermal peels and bacterial cells has been challenging. Leaf epidermis can be kept alive and healthy with MES buffer (10 mM KCl, 25 mM MES-KOH, pH 6.15) for electrophysiological experiments of guard cells. However, this buffer is not appropriate for obtaining bacterial suspension. On the other hand, bacterial cells can be kept alive in water which is not proper to maintain epidermal peels for long period of times. When an epidermal peel floats on water, the cells in the peel that are exposed to air dry within 4 hours limiting the timing to conduct the experiment. An ideal method for assessing the effect of a particular stimulus on guard cells should present minimal interference to stomatal physiology and to the natural environment of the plant as much as possible. We, therefore, developed a new method to assess stomatal response to live bacteria in which leaf wounding and manipulation is greatly minimized aiming to provide an easily reproducible and reliable stomatal assay. The protocol is based on staining of intact leaf with propidium iodide (PI), incubation of staining leaf with bacterial suspension, and observation of leaves under laser scanning confocal microscope. Finally, this method allows for the observation of the same live leaf sample over extended periods of time using conditions that closely mimic the natural conditions under which plants are attacked by pathogens.

We have developed a simple and reproducible protocol to access stomatal response to live bacteria. This method minimizes wounding and manipulation of the leaf as compared to the use of epidermal peels reported previously.

전체 리프 이미징을 사용하여 박테리아 세포를 라이브 Stomatal 응답을 평가

Stomata are natural openings in the plant epidermis responsible for gas exchange between plant interior and environment. They are formed by a pair of ...

Visualizing Dengue Virus through Alexa Fluor Labeling

The early events in the interaction between virus and cell can have profound influence on the outcome of infection. Determining the factors 
that influence this interaction could lead to improved understanding of disease pathogenesis and thus influence vaccine or therapeutic design. Hence, the development 
of methods to probe this interaction would be useful. Recent advancements in fluorophores development1-3 and imaging technology4 can be exploited to 
improve our current knowledge on dengue pathogenesis and thus pave the way to reduce the millions of dengue infections occurring annually.

The enveloped dengue virus has an external scaffold consisting of 90 envelope glycoprotein (E) dimers protecting the nucleocapsid shell, 
which contains a single positive strand RNA genome5. The identical protein subunits on the virus surface can thus be labeled with an amine reactive dye and visualized 
through immunofluorescent microscopy. Here, we present a simple method of labeling of dengue virus with Alexa Fluor succinimidyl ester dye dissolved directly in a sodium 
bicarbonate buffer that yielded highly viable virus after labeling. There is no standardized procedure for the labeling of live virus and existing manufacturer&#x2019;s protocol 
for protein labeling usually requires the reconstitution of dye in dimethyl sulfoxide. The presence of dimethyl sulfoxide, even in minute quantities, can block 
productive infection of virus and also induce cell cytotoxicity6. The exclusion of the use of dimethyl sulfoxide in this protocol thus reduced this possibility. 
Alexa Fluor dyes have superior photostability and are less pH-sensitive than the common dyes, such as fluorescein and rhodamine2, making them ideal for 
studies on cellular uptake and endosomal transport of the virus. The conjugation of Alexa Fluor dye did not affect the recognition of labeled dengue 
virus by virus-specific antibody and its putative receptors in host cells7. This method could have useful applications in virological studies.

Taking advantage of the advancements in fluorophore development and imaging technology, a simple method of Alexa Fluor labeling of dengue virus was devised to visualize the early interactions between virus and cell.

알렉사 플루어 라벨링을 통해 뎅그열 바이러스를 떠올리

The early events in the interaction between virus and cell can have profound influence on the outcome of infection. Determining the factors 
that ...

Visualization of Bacterial Toxin Induced Responses Using Live Cell Fluorescence Microscopy

Bacterial toxins bind to cholesterol in membranes, forming pores that allow for leakage of cellular contents and influx of materials from the external environment. The cell can either recover from this insult, which requires active membrane repair processes, or else die depending on the amount of toxin exposure and cell type1. In addition, these toxins induce strong inflammatory responses in infected hosts through activation of immune cells, including macrophages, which produce an array of pro-inflammatory cytokines2. Many Gram positive bacteria produce cholesterol binding toxins which have been shown to contribute to their virulence through largely uncharacterized mechanisms.
Morphologic changes in the plasma membrane of cells exposed to these toxins include their sequestration into cholesterol-enriched surface protrusions, which can be shed into the extracellular space, suggesting an intrinsic cellular defense mechanism3,4. This process occurs on all cells in the absence of metabolic activity, and can be visualized using EM after chemical fixation4. In immune cells such as macrophages that mediate inflammation in response to toxin exposure, induced membrane vesicles are suggested to contain cytokines of the IL-1 family and may be responsible both for shedding toxin and disseminating these pro-inflammatory cytokines5,6,7. A link between IL-1&beta; release and a specific type of cell death, termed pyroptosis has been suggested, as both are caspase-1 dependent processes8. To sort out the complexities of this macrophage response, which includes toxin binding, shedding of membrane vesicles, cytokine release, and potentially cell death, we have developed labeling techniques and fluorescence microscopy methods that allow for real time visualization of toxin-cell interactions, including measurements of dysfunction and death (Figure 1). Use of live cell imaging is necessary due to limitations in other techniques. Biochemical approaches cannot resolve effects occurring in individual cells, while flow cytometry does not offer high resolution, real-time visualization of individual cells. The methods described here can be applied to kinetic analysis of responses induced by other stimuli involving complex phenotypic changes in cells.

Methods for purifying the cholesterol binding toxin streptolysin O from recombinant E. coli and visualization of toxin binding to live eukaryotic cells are described. Localized delivery of toxin induces rapid and complex changes in targeted cells revealing novel aspects of toxin biology.

라이브 세포 형광 현미경을 사용하여 박테리아 독소 유도 응답의 시각화

Bacterial toxins bind to cholesterol in membranes, forming pores that allow for leakage of cellular contents and influx of materials from the external ...

Imaging InlC Secretion to Investigate Cellular Infection by the Bacterial Pathogen Listeria monocytogenes

Bacterial intracellular pathogens can be conceived as molecular tools to dissect cellular signaling cascades due to their capacity to exquisitely manipulate and subvert cell functions which are required for the infection of host target tissues. Among these bacterial pathogens, Listeria monocytogenes is a Gram positive microorganism that has been used as a paradigm for intracellular parasitism in the characterization of cellular immune responses, and which has played instrumental roles in the discovery of molecular pathways controlling cytoskeletal and membrane trafficking dynamics. In this article, we describe a robust microscopical assay for the detection of late cellular infection stages of L. monocytogenes based on the fluorescent labeling of InlC, a secreted bacterial protein which accumulates in the cytoplasm of infected cells; this assay can be coupled to automated high-throughput small interfering RNA screens in order to characterize cellular signaling pathways involved in the up- or down-regulation of infection.

Imaging InlC Secretion to Investigate Cellular Infection by the Bacterial Pathogen Listeria monocytogenes

Listeria monocytogenes is a Gram positive bacterial pathogen frequently used as a major model for the study of intracellular parasitism. Imaging late L. monocytogenes infection stages within the context of small-interfering RNA screens allows for the global study of cellular pathways required for bacterial infection of target host cells.

세균성 병원체에 의해 세포 감염을 조사하기 위해 InlC 분비 이미징<em&gt; 리스테리아</em

Bacterial intracellular  pathogens can be conceived as molecular tools to dissect cellular signaling  cascades due to their capacity to exquisitely ...

Assessing Bacterial Invasion of Cardiac Cells in Culture and Heart Colonization in Infected Mice Using Listeria monocytogenes

Listeria monocytogenes is a Gram-positive facultative intracellular pathogen that is capable of causing serious invasive infections in immunocompromised patients, the elderly, and pregnant women. The most common manifestations of listeriosis in humans include meningitis, encephalitis, and fetal abortion. A significant but much less documented sequelae of invasive L. monocytogenes infection involves the heart. The death rate from cardiac illness can be up to 35% despite treatment, however very little is known regarding L. monocytogenes colonization of cardiac tissue and its resultant pathologies. In addition, it has recently become apparent that subpopulations of L. monocytogenes have an enhanced capacity to invade and grow within cardiac tissue. This protocol describes in detail in vitro and in vivo methods that can be used for assessing cardiotropism of L. monocytogenes isolates. Methods are presented for the infection of H9c2 rat cardiac myoblasts in tissue culture as well as for the determination of bacterial colonization of the hearts of infected mice. These methods are useful not only for identifying strains with the potential to colonize cardiac tissue in infected animals, but may also facilitate the identification of bacterial gene products that serve to enhance cardiac cell invasion and/or drive changes in heart pathology. These methods also provide for the direct comparison of cardiotropism between multiple L. monocytogenes strains.

Assessing Bacterial Invasion of Cardiac Cells in Culture and Heart Colonization in Infected Mice Using Listeria monocytogenes

Listeria monocytogenes causes fetal infections in pregnant women and meningitis in susceptible populations. Subpopulations of bacteria can colonize cardiac tissue, causing myocarditis in patients and laboratory animals. Here we present a protocol that describes how to assess L. monocytogenes cardiac cell invasion in vitro and cardiac colonization in infected animals.

리스테리아 단세포 유전자를 사용하여 감염된 마우스에 있는 문화와 심혼 식민지에 있는 심장 세포의 세균성 침략 평가

Listeria monocytogenes is a Gram-positive facultative intracellular pathogen that is capable of causing serious invasive infections in immunocompromised ...

A New Method for Qualitative Multi-scale Analysis of Bacterial Biofilms on Filamentous Fungal Colonies Using Confocal and Electron Microscopy

Bacterial biofilms frequently form on fungal surfaces and can be involved in numerous bacterial-fungal interaction processes, such as metabolic cooperation, competition, or predation. The study of biofilms is important in many biological fields, including environmental science, food production, and medicine. However, few studies have focused on such bacterial biofilms, partially due to the difficulty of investigating them. Most of the methods for qualitative and quantitative biofilm analyses described in the literature are only suitable for biofilms forming on abiotic surfaces or on homogeneous and thin biotic surfaces, such as a monolayer of epithelial cells.
While laser scanning confocal microscopy (LSCM) is often used to analyze in situ and in vivo biofilms, this technology becomes very challenging when applied to bacterial biofilms on fungal hyphae, due to the thickness and the three dimensions of the hyphal networks. To overcome this shortcoming, we developed a protocol combining microscopy with a method to limit the accumulation of hyphal layers in fungal colonies. Using this method, we were able to investigate the development of bacterial biofilms on fungal hyphae at multiple scales using both LSCM and scanning electron microscopy (SEM). This report describes the protocol, including microorganism cultures, bacterial biofilm formation conditions, biofilm staining, and LSCM and SEM visualizations.

This protocol describes a new method to grow and qualitatively analyze bacterial biofilms on fungal hyphae by confocal and electron microscopy.

새로운 방법 사상 진균 식민지에 세균 바이오 필름의 질적 다중 스케일 분석을 위해 사용 공 촛점 및 전자 현미경

Bacterial biofilms frequently form on fungal surfaces and can be involved in numerous bacterial-fungal interaction processes, such as metabolic ...

Visualizing the Effects of Sputum on Biofilm Development Using a Chambered Coverglass Model

Biofilms consist of groups of bacteria encased in a self-secreted matrix. They play an important role in industrial contamination as well as in the development and persistence of many health related infections. One of the most well described and studied biofilms in human disease occurs in chronic pulmonary infection of cystic fibrosis patients. When studying biofilms in the context of the host, many factors can impact biofilm formation and development. In order to identify how host factors may affect biofilm formation and development, we used a static chambered coverglass method to grow biofilms in the presence of host-derived factors in the form of sputum supernatants. Bacteria are seeded into chambers and exposed to sputum filtrates. Following 48 hr of growth, biofilms are stained with a commercial biofilm viability kit prior to confocal microscopy and analysis. Following image acquisition, biofilm properties can be assessed using different software platforms. This method allows us to visualize key properties of biofilm growth in presence of different substances including antibiotics.

This protocol describes the visualization of biofilm development following exposure to host-factors using a slide chamber model. This model allows for direct visualization of biofilm development as well as analysis of biofilm parameters using computer software programs.

챔버의 coverglass 모델을 사용하여 바이오 필름 개발에 객담의 효과를 시각화

Biofilms consist of groups of bacteria encased in a self-secreted matrix. They play an important role in industrial contamination as well as in the ...

Highly Multiplexed, Super-resolution Imaging of T Cells Using madSTORM

Imaging heterogeneous cellular structures using single molecule localization microscopy has been hindered by inadequate localization precision and multiplexing ability. Using fluorescent nano-diamond fiducial markers, we describe the drift correction and alignment procedures required to obtain high precision in single molecule localization microscopy. In addition, a new multiplexing strategy, madSTORM, is described in which multiple molecules are targeted in the same cell using sequential binding and elution of fluorescent antibodies. madSTORM is demonstrated on an activated T cell to visualize the locations of different components within a membrane-bound, multi-protein structure called the T cell receptor microcluster. In addition, application of madSTORM as a general tool for visualization of multi-protein structures is discussed.

We demonstrate a method to image multiple molecules within heterogeneous nano-structures at single molecule accuracy using sequential binding and elution of fluorescently labeled antibodies.

madSTORM을 이용한 T 세포의 고해상도 이미징

Imaging heterogeneous cellular structures using single molecule localization microscopy has been hindered by inadequate localization precision and ...

Visualizing Macrophage Extracellular Traps Using Confocal Microscopy

A primary method used to define the presence of neutrophil extracellular traps (NETs) is confocal microscopy. We have modified established confocal microscopy methods to visualize macrophage extracellular traps (METs). These extracellular traps are defined by the presence of extracellular chromatin with co-expression of other components such as granule proteases, citrullinated histones, and peptidyl arginase deiminase (PAD). The expression of METs is generally measured after exposure to a stimulus and compared to un-stimulated samples. Samples are also included for background and isotype control. Cells are analyzed using well-defined image analysis software. Confocal microscopy may be used to define the presence of METs both in vitro and in vivo in lung tissue.

Macrophage extracellular traps are a newly described entity. This article will concentrate on confocal microscopy methods and how they are visualized in vitro and in vivo from lung samples.

Confocal 현미경 검사 법을 사용 하 여 대 식 세포 세포 외 트랩을 시각화

A primary method used to define the presence of neutrophil extracellular traps (NETs) is confocal microscopy. We have modified established confocal ...