Name: live imaging of drosophila larval neuroblasts
Uploaded: 2014-07-07T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 50 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts at JoVE.com

이 작품은 DAL에 수여 건강 / NHLBI (1ZIAHL006126)와 Lenfant 생물 의학 박사 학위 취득 후 친교의 국립 연구소의 교내 연구 부문에 의해 지원되었다.

1. 필요한 재료의 제조는 세 번째 탈피 애벌레의 머리를 이식​​편하기 <ol><li> 미세 절제에 필요한 도구를 준비합니다. <ol><li> 먼저 각 핀 홀더에 하나의 해부 핀을 배치하여 두 해부 도구 (메스와 훅)를 위조. 손으로 또는 플라이어 (그림 1C)와 긴밀하게 핀을 고정합니다. </li><li> 약 120 °의 각도로 하나 해부 핀이 구부러 이전 포셉 한 쌍을 사용합니다. 핀 홀더가 손에 개최 될 때 핀의 위쪽 절반이 평평하도록 해부 현미경이 작업을 수행합니다. 이 도구를 누른 상태에서 또는 조직을 통해 슬라이스 메스로 사용됩니다. </li><li> 보유 및 조직을 쳤어요하는 데 사용되는 훅으로 두 번째 핀이 구부러 이전 포셉 한 켤레를 사용합니다. </li><li> 손상 도구를 보호하기 위해 피펫 팁 각 해부 도구를 포함한다. 주의로, 잘 형성된 전통 무기한 해부에 사용될 수있다. 필요에 따라 손상되거나 변형 핀을 교체합니다. </li></ol> &lt;/ 리&gt; <li> 매체를 해부 준비합니다. <ol><li> 조직 문화 후드에서 슈나이더의 배양 배지에 항생제 항진균 보충을 희석. 보충 통합 미디어를 소용돌이 친다. </li><li> 보충 미디어를 여러 번 5 ㎖ 씩 분주을 준비합니다. 사용할 준비가 될 때까지 4 ° C에서 모든 미디어를 저장합니다. </li><li> 실온으로 보충 매체의 5 ML의 나누어지는을 따뜻하게. 멸균 5 ML의 주사기로 매체를 그리고 멸균 0.2 μm의 주사기 필터를 나사. </li></ol></li><li> 해부 유충을 선택합니다. 뇌 해부하는 것이 가장 쉬운 방법이 될 것으로 크롤링 제 령 유충을 선택 해부 프로브를 사용합니다. 선택 사항 : 포도 한천 접시에 예금 애벌레. 참고 :이 너무 일찍 빠져 나오는 두 번째 또는 첫 번째 령 유충을 강제하는 경향 &quot;젖은 음식,&quot;지나치게 붐비는 유리 병이나 병을 사용하지 마십시오. 참고 : 일부 유전 적 배경이 어린 애벌레를 사용하여 필요로합니다. 이 프로토콜에 영향을주지 않지만, D을 않는다issection 더 어렵습니다. </li></ol> 중추 신경계의 2. 해부 <ol><li> 하나의 유리 슬라이드에서 약 3cm로 구분 따뜻한 해부 미디어의 두 50 ㎖ 풀을 만들 수 있습니다. 하나의 풀 미세 절개 (그림 1C)에 사용되는 총 해부 및 기타에 사용됩니다. </li><li> 미디어 상품의 하나에 여러 유충을 전송합니다. </li><li> 해부 현미경으로 애벌레와 커버 슬립을 이동합니다. 유충의 앞쪽과 뒤쪽 끝이 알 수있는이되도록 애벌레가 들어있는 풀을 확대합니다. </li><li> 하나의 애벌레의 중간 영역을 파악하는 집게의 쌍을 사용합니다. 다른 손에 집게의 두 번째 쌍을 가지고 같은 지역에 가까운 유충을 파악. 부드럽게 절반의 유충을 찢어 떨어져 집게의 두 쌍을 당깁니다. 커버 슬립의 모든 애벌레에 대해 위의 두 단계를 반복합니다. </li><li> 티슈로 전송하여 유충의 몸의 뒤쪽 절반 폐기하십시오. </li><li> 유충을 확대 번째 있도록전자 전방 mouthhooks 명확하게 볼 수 있습니다. 세 번째 흉부 먼저 앞쪽에 작은이 밴드 사이의 애벌레 mouthhooks의 양측에 작은 절개, 또는 노치를 만들 집게의 두 쌍을 사용합니다. </li><li> 비 지배적 인 손에 집게와 mouthhooks을 잡습니다. 부드럽게 전방 - 투 - 뒤 방향으로 표피를 벗겨하는 다른 손에 집게를 사용합니다. 중앙 신경 시스템이 노출 될 때까지 천천히 표피를 벗겨 계속. </li><li> 집게로 조직을 찢어하여 유충의 나머지 부분에서 중추 신경계를 분리합니다. 중앙 신경 시스템을 방해하지 않도록주의하십시오. 중요한 단계 : 중추 신경계에 잡아 당기지 마십시오! 찢어진 복부 신경 코드 (그림 2A) 또는 왜곡 된 광 엽 (叶) (그림 2B와 2B &#39;)에 손상 샘플을 폐기하십시오. </li><li> 커버 슬립의 모든 애벌레에 대해 위의 두 단계를 반복합니다. 에 건강한 외식 조직을 전송미세 해부 단계의 커버 슬립에 매체의 두 번째 (청소) 수영장. </li><li> 뇌에서 말초 조직 (예를 들어, 눈, 날개, 다리 디스크)를 멀리 맑게하기 위하여 해부 핀 도구를 사용합니다. 커버 글라스에 결합 조직을 고정, 원 (뇌)와 원치 않는 조직 사이의 메스를 밀어 넣습니다. 동시에 톱 같은 움직임에 커버 슬립에 메스를 누른 상태에서 부드럽게 원치 않는 조직을 멀리 애타게 후크를 사용합니다. </li><li> 중요한 단계 : 각 뇌에서 모든 디스크를 제거하기 위해 천천히 그리고 신중하게 작업 할 수 있습니다. 뇌의 형태를 방해하지 않도록주의하십시오. 건강한 뇌 손상 복부 신경 코드와 대칭, 둥근 눈 로브 (그림 2C)를해야합니다. </li></ol> 3. 라이브 이미징 두뇌를 외식 마운팅 <ol><li> (그림 2D)을 위로 향하게하여 투명 필름 50mm의 가스 투과성 배양 접시 전환. t에 매체의 작은 방울 (약 30 μL)을 입금 주사기를 우울요리의 그는 센터. </li><li> 접시에 매체의 드롭에 격리 뇌, 한번에 하나씩 전송. 광 엽 (叶) 아래에 머리를 올리다 훅 도구를 사용합니다. 또한, 복부 신경 코드로부터 돌출 축삭을 파악하는 집게를 사용합니다. </li><li> 매체의 드롭 ~ 10 두뇌를 수집합니다. 그들 중 많은 사람들이 같은 매체의 드롭의 맨 아래에 각각의 머리를 밀어 해부 핀 도구를 사용하여 머리를 물속에 메 니스 커스 (그림 2E)에 갇혀됩니다. </li><li> 이미지에 표시 할 NBS (그림 3A)에 따라 머리를 맞 춥니 다 해부 핀 도구를 사용하여 두뇌의 방향을. 이미지 등의 NBS는 (막 따라) 아래로 향하게 복부 신경 코드를 배치합니다. 이미지에 anterio - 복부 NBS는 (멀리 막에서) 위로 향하게 복부 신경 코드로 두뇌를 놓습니다. 모든 복부 신경 코드가 xy 평면 내에서 같은 방향을 가리 키도록 머리를 맞 춥니 다. </li><li> 주사기 또는 플라스틱 전송 (P)을 사용하여ipette 가스 투과 막에 4 할로 카본 (HC) 기름 방울 (약 30 ㎕를 각)을 배치합니다. 오일의 각 방울의 부피는 서로 중간의 드롭에 해당해야한다. 공간의 오일 방울을 배양 배지의 드롭 중심 커버 슬립의 네 모퉁이에 대응. 완료되면, 다섯 방울 (오일의 4 마리와 중심에있는 매체의 한 방울은) 서양 주사위 (그림 3B)의 다섯 가지 측면을 유사합니다. </li><li> 그것은 모두 한 번에 5 방울을 명중하도록 어셈블리에 # 1.5 22mm의 coverslip에 내립니다. 샘플에 걸쳐 일정한 압력을 유지하는 것은 그들이 중단 될 가능성을 줄일 수 있습니다. 석유와 매체가 커버 슬립의 무게 분산으로 약 3 분을 기다립니다. 미디어의 교차와 같은 모양 (그림 3C 및 3D)을 형성 할 것이다. </li><li> 중요한 단계 : 휴지 심지 (Figu를 사용하여 초과 용지를 제거하여 뇌의 표면에 커버 슬립을 낮 춥니 다) 3C를 다시. 해부 범위에서 샘플을 보면서이 작업을 수행합니다. 용지가 제거 될 때, 커버 슬립을 낮출 것이다. 커버 슬립이 두뇌에 접촉되면 중지합니다. 하지에 심지이 조직의 왜곡 또는 뇌 폭발의 원인이됩니다. </li><li> 영상 등의 NBS (그림 3E)는 3.9 단계로 이동합니다. 영상 anterio - 복부 NBS 경우, 커버 슬립이 약간 복부 신경 코드의 끝 방향으로 (부드럽게 집게로 이끌어으로) 이동해야합니다. 이 영상 (그림 3 층)을 용이하게하기 위해 coverslip에 직접 접촉 두뇌 엽 (叶)을 제공 회전하는 두뇌를 발생합니다. </li><li> 할로 카본 오일 (그림 3D) 소량의 커버 슬립을 포위하여 챔버를 밀봉. coverslip을 돌아 다니며 여분의 기름을 최소화하고 조직 멀리 도말되어야한다. </li></ol> 중앙 브레인 Neuroblasts 4. 라이브 영상 참고 :이 작업을 위해, 니콘 이클립스 티 회전 디스크공 초점 현미경 (도립 현미경) 실시간 이미징에 사용되었다; 우리의 설치에 대한 자세한 내용은 이전에 31 발표되었다. 대안 적으로, 샘플은 직립 시스템을 사용하여 이미징 될 수있다. <ol><li> 바로 장착 두뇌 위의 커버 슬립에 침지 기름 한 방울을 추가합니다. 이것은 직접 샘플 위의 목표를 중심에 도움이 될 것입니다. </li><li> 중요한 단계 : 단계 인큐베이터와 25 ° C의 일정한 온도에서 머리를 유지합니다. 조심스럽게 무대 인큐베이터에 탑재 된 샘플의 위치와 뚜껑이있는 챔버를 포함한다. </li><li> 광 엽 (叶)의 중앙과 중간 지역에있는 대형 원형 세포에 초점을 맞춤으로써 전송 된 빛을 사용하여 중앙 뇌 NBS를 찾아, 에피 형광을 사용하지 않습니다. 이 연습 쉬워집니다. 그것은 가능한 한 빛의 최소 금액에 샘플을 노출하는 것이 매우 중요합니다. 손상된 시간 이미징 머리를 낭비하지 마십시오. </li><li> 일단 장소에서, 공 촛점을 위해 사용 빠른 노출을적절한 위치와 깊이를 결정합니다. 제 15 μm의 깊이를 제한합니다. 필요에 따라 조정하고, 다른 테스트 이미지를 촬영. <ol><li> 선택 단계 : 더 XY 드리프트가 없는지 확인하기 위해 복부 신경 코드의 테스트 동영상을 수집합니다. 드리프트가 발견되면 해결하기 위해 샘플에 대한 15 ~ 30 분을 기다립니다. 드리프트는 30 분에 정착하지 않는 경우, 새로운 샘플을 준비하고 있습니다. 주요 드리프트는 일반적으로 여분의 기름을 추가로 다시 추적 할 수 있습니다, 또는 기름의 불평등 크기는 설치시 삭제합니다. </li></ol></li><li> 축 드리프트 (Z-드리프트를) 제거하려면 적외선 LED를 사용하는 연속 자동 초점 장치를 사용합니다. 또한, 수동으로 초점면을 수정합니다. </li><li> 관심 NB가 확인되면, 영상식이 요법을 진행. 모든 살아있는 세포 이미징, 레이저 빛의 양, 노출 시간, 카메라 비닝 (binning), 목표 확대, 시간 및 / 또는 z 단계 간격으로 모두 경험적으로 손에 질문에 대답 할 수있는 특정 실험을 위해 최적화해야합니다. 목표는 빛 댐을 최소화하는 것입니다나이 동안은 여전히​​ 유용한 데이터를 수집. 추가 지침에 대한 설명을 참조하십시오. <ol><li> 이미지 Z 축에서 1 μM로 이격 12-14 이미지를 수집하여 NB의 전체 볼륨. 같은 NB의 하나 또는 여러 개의 세포주기를 캡처하는 시간 해상도를 조정합니다. 일반적인 지침으로, 하나의 세포주기 이미징 및 여러 세포주기 1-3 분 간격으로 10 ~ 30 초 간격을 사용합니다. </li></ol></li><li> 중요한 단계 : 시료가 유사 분열의 지속 시간을 모니터링하여 정상인지 확인합니다. 유사 분열은 더 이상 15 분 걸린다면, 다른 두뇌로 이동합니다. 건강한 뇌는 유사 분열의 여러 라운드를 진행 한 시야에서 많은 NBS를 표시합니다. 각각의 세포주기 때문에 가벼운 손상을 약간 더 이전보다 있습니다. </li><li> 촬상이 완료되면, 배양 챔버를 분해하고, 가스 투과성 배양 접시하지만 모든 버린다. 95 % 에탄올로 배양 접시 표면을 씻어 티슈로 잘 닦아냅니다. 두 번 더 반복합니다. </리&gt; </ol> 면역 형광에 대한 두뇌의 5. 준비 <ol><li> 보충 매체의 약 0.2 ML를 포함하는 1.5 ML 튜브에 20 개 이상의 외식 두뇌를 수집합니다. </li><li> 튜브에서 매체를 제거하고 (0.3 % 트리톤 X-100과 인산염 완충 생리 식염수, PBS) 0.5 ㎖ PBSTx 한 번 머리를 헹군다. 뇌가 모든 액체 교류의 튜브의 바닥에 정착하자. 트리톤 X-100 세제는 조직을 투과하는 데 사용됩니다. 일반적으로 세정 미만 30 초 소요; 뇌가 튜브의 바닥에 정착 한 후 단순히 PBSTx를 제거합니다. </li><li> PBSTx에 희석 9 %의 전자 현미경 수준의 파라 포름 알데히드 0.5 ㎖의 솔루션을 교체합니다. 실온에서 15 분 동안 장동에 품어. </li><li> 유해 폐기물 규정에 따라 정착 폐기하십시오. </li><li> 15 분 동안 0.5 ㎖ PBSTx와 샘플을 씻으십시오. 신선한 PBSTx 두 번 더와 세척 단계를 반복합니다. </li><li> 0.5 ㎖ PBT (PBS, 1 솔루션을 대체% 소 혈청 알부민 (BSA), 0.1 % 트윈 -20). 실온에서 1 시간 동안 장동로 부화. 이 단계는 블록 조직에 항체의 비특이적 결합을. </li><li> 4 % 정상 염소 혈청 (NGS)와 보충 PBT 희석 0.5 ㎖ 차 항체 솔루션을 교체합니다. 4 ℃에서 하룻밤 장동에 품다 </li><li> 희석 된 일차 항체를 폐기 또는 저장합니다. </li><li> 15 분 동안 0.5 ㎖ PBT와 샘플을 씻으십시오. 신선한 PBT 두 번 더와 세척 단계를 반복합니다. </li><li> 0.5 수정 PBT의 ML (PBS, 2 % BSA, 0.1 % 트윈 20, 4 % NGS)와 솔루션을 교체합니다. 실온에서 1 시간 동안 장동로 부화. </li><li> 수정 PBT로 희석하여 0.5 ㎖ 차 항체 솔루션을 교체합니다. 실온에서 2 시간 동안 장동에 품어. </li><li> (0.1 % 트윈 - (20)와 PBS) 0.5 ㎖ PBST과 솔루션을 교체합니다. 실온에서 15 분 동안 장동에 품어. 신선한 PBST 두 번 더와 세척 단계를 반복합니다. </li></ol><ol><li> 정중 슬라이드의 중심의 왼쪽을 향해 강하를 제한하는, 유리 슬라이드에 방울로 샘플을 전송. </li><li> 슬라이드의 중심에 장착 매체의 굵은 (직경 약 2 ㎝) (예 Aqua-Poly/Mount)를 추가한다. 왼쪽을 향 PBST의 풀을 피하십시오. </li><li> 설치 매체의 풀에 PBST의 풀에서 두뇌를 전송하는 집게를 사용합니다. 뇌의 바로 위에 설치 매체를 추가하면 자신의 방향을 방해 할 수 있습니다 피해야한다. </li><li> 광학 현미경 아래에서 위로 향하게 이미지를 만들면 설치 매체에 샘플을 준비한다. </li><li> 광학 현미경 슬라이드, 천천히 샘플의 상단에 # 1.5 유리 커버 슬립을 낮 춥니 다. 선택 단계 : 가볍게 커버 슬립에 밀어 작은 공기 방울을 제거. </li><li> 설치 매체가 슬라이드를 거짓말로 밤새 몇 시간, 또는 중합 평면, 빛 허용실온에서, 보호. </li><li> 슬라이드 다음날 군데, 또는 이전의 이미지로 저장 될 수있다. </li></ol>

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Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Apical/basal+spindle+orientation+is+required+for+neuroblast+homeostasis+and+neuronal+differentiation+in+Drosophila.">Apical/basal spindle orientation is required for neuroblast homeostasis and neuronal differentiation in Drosophila.</a> Dev. Cell. 17, 134-141 (2009).</li><li>Januschke, J., Gonzalez, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+interphase+microtubule+aster+is+a+determinant+of+asymmetric+division+orientation+in+Drosophila+neuroblasts.">The interphase microtubule aster is a determinant of asymmetric division orientation in Drosophila neuroblasts.</a> J. Cell Biol. 188, 693-706 (2010).</li><li>Cabernard, C., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Live+imaging+of+neuroblast+lineages+within+intact+larval+brains+in+Drosophila.">Live imaging of neuroblast lineages within intact larval brains in Drosophila.</a> Cold Spring Harb Protoc. 2013, 970-977 (2013).</li><li>Rusan, N. M., Akong, K., Peifer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Putting+the+model+to+the+test:+are+APC+proteins+essential+for+neuronal+polarity,+axon+outgrowth,+and+axon+targeting.">Putting the model to the test: are APC proteins essential for neuronal polarity, axon outgrowth, and axon targeting.</a> J. Cell Biol. 183, 203-212 (2008).</li><li>Lerit, D. A., Rusan, N. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=PLP+inhibits+the+activity+of+interphase+centrosomes+to+ensure+their+proper+segregation+in+stem+cells.">PLP inhibits the activity of interphase centrosomes to ensure their proper segregation in stem cells.</a> J. Cell Biol. 202, 1013-1022 (2013).</li><li>Morris, L. X., Spradling, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+live+imaging+provides+new+insight+into+stem+cell+regulation+and+germline-soma+coordination+in+the+Drosophila+ovary.">Long-term live imaging provides new insight into stem cell regulation and germline-soma coordination in the Drosophila ovary.</a> Development. 138, 2207-2215 (2011).</li><li>Prasad, M., Jang, A. C., Starz-Gaiano, M., Melani, M., Montell, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+protocol+for+culturing+Drosophila+melanogaster+stage+9+egg+chambers+for+live+imaging.">A protocol for culturing Drosophila melanogaster stage 9 egg chambers for live imaging.</a> Nat. Protoc. 2, 2467-2473 (2007).</li><li>Rusan, N. M., Peifer, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+role+for+a+novel+centrosome+cycle+in+asymmetric+cell+division.">A role for a novel centrosome cycle in asymmetric cell division.</a> J. Cell Biol. 177, 13-20 (2007).</li><li>Martinez-Campos, M., Basto, R., Baker, J., Kernan, M., Raff, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+pericentrin-like+protein+is+essential+for+cilia/flagella+function,+but+appears+to+be+dispensable+for+mitosis.">The Drosophila pericentrin-like protein is essential for cilia/flagella function, but appears to be dispensable for mitosis.</a> J. Cell Biol. 165, 673-683 (2004).</li><li>Dix, C. I., Raff, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+Spd-2+recruits+PCM+to+the+sperm+centriole,+but+is+dispensable+for+centriole+duplication.">Drosophila Spd-2 recruits PCM to the sperm centriole, but is dispensable for centriole duplication.</a> Curr. Biol. 17, 1759-1764 (2007).</li><li>Moutinho-Santos, T., Sampaio, P., Amorim, I., Costa, M., Sunkel, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+localisation+of+the+mitotic+POLO+kinase+shows+a+highly+dynamic+association+with+the+mitotic+apparatus+during+early+embryogenesis+in+Drosophila.">In vivo localisation of the mitotic POLO kinase shows a highly dynamic association with the mitotic apparatus during early embryogenesis in Drosophila.</a> Biol. Cell. 91, 585-596 (1999).</li><li>Megraw, T. L., Kilaru, S., Turner, F. R., Kaufman, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+centrosome+is+a+dynamic+structure+that+ejects+PCM+flares.">The centrosome is a dynamic structure that ejects PCM flares.</a> J. Cell Sci. 115, 4707-4718 (2002).</li></ol>

저자가 공개하는 게 없다.

라이브 세포 이미징은 줄기 세포의 ACD, 세포 계통의 분화를 조절하는 메커니즘을 연구하는 데 귀중한 방법, 복잡한 조직의 형태 형성이다. 연구 그룹은 역사적 NB ACD를 시각화하는 다양한 기술을 채택하고 있지만, 이러한 방법은 일반적으로 주로 뇌 조직은 그대로 유지 또는 해리되어 있는지 여부에 대하여 다른 두 가지 범주로 분류 될 수있다. 영상은 NBS는 장점을 가지고 해?...

줄기 세포는 초기 발달 동안 세포 다이버 시티를 생성하고 성인 조직에서 손상된 세포를 대체하는 분화의 균형과 자기 갱신을 유지한다. 이 항상성의 규정은 손실과 해로운 조직의 변성 또는 종양이 발생할 수 있습니다 줄기 세포 인구의 이상 팽창을 모두 방지 할 수 있습니다. Neuroblasts (NBS)은 초파리의 중추 신경계 (그림 1A) 배아 단계 1, 2 중 그 첫 번째 양식의 널리 연구 신경 줄기 세포입니다. 자기 갱신 줄기 세포와 분화 세포 : NBS는 두 불평등 운명 세포를 생산하는 비대칭 세포 분열 (ACD)의 반복 라운드를 받고있다. ACD는 중심체, 대부분의 세포 3의 미세 소관 조직 센터의 역할이 아닌 막 세포 기관에 의해 인도된다. 유사 분열 동안, NB의 중심체 구성하고 혀끝 - 기초 극성에 따라 양극 분열 스핀들의 방향을ITY 축. 분할 NB의 분열에, 줄기 세포의 운명을 지정 혀끝의 운명을 결정하고, 차별화를 지정 기초의 운명의 결정은, 불평등 한 딸 세포로 분리된다. 유생 중앙 뇌, NBS 두 종류의 그들의 수, 위치, 전사 인자의 발현 및 세포 계보 (도 1a) 4-6에 의해 구별 될 수있다. I NBS는 가장 풍부한 입력하고 약 90 그들의 두뇌 7의 각 광 엽의 전방 및 후방 측면을 채 웁니다. 이 NBS는 전사 인자 Asense (아세)를 표현하고 그들은 특징적으로 하나의 자기 갱신 NB로 나누어 하나의 작은 신경절 어머니 세포 (GMC, 그림 1B). 각 GMC는 두 개의 신경 세포 나 교세포 (그림 1B)를 생성 할 수있는 하나의 단말기 부문을 겪는다. 반면, 각 광 엽의 후방 측을 채울 여덟 유형 II NBS는 아세 식 5 부족합니다. 그들은 ACD를 받아야하나의 자기 갱신 NB와 하나의 중간 신경 전구 (INP)를 생성한다. INP, 차례로, 비대칭으로 3-5 회 분할한다. INP의 재생 및 단일 GMC (4)의 생산에서 이러한 구분 결과의 각. 공동으로, 특정 NB의 정체성과 GMC의 출생의 시간 순서는 성인 중추 신경계의 신경 세포의 놀라운 다양성에 상승을 제공합니다. NB ACD의 기초가되는 세포 생물학이 크게 라이브 셀 이미징 기술의 사용을 통해 향상되었습니다 이해. 이미지 라이브 NBS를 사용하여 연구자 게시 프로토콜은 매우 다양. 전반적으로, 그러나, 이러한 방법은 유충의 두뇌가 그대로 유지 또는 기계적으로 분해되어 있는지 여부를 구별 두 가지 일반적인 범주로 분류 할 수있다. 두 기술은 연구원의 응용 프로그램에 따라 각각 장단점이 있습니다. 라이브 NB 세포 디비를 공개 초기 보고서sions는 애벌레 뇌의 수동 해리의 어느 정도를 포함한다. 이러한 프로토콜 세부 사항은 8 번짐이나 유리 커버 슬립에 NBS의 단기 차 문화를 성장하기 위해 떨어져 9 뇌를 괴롭 히고. 이미지를 개선하기 위해 라운드 NBS는 일반적으로 유리 슬라이드 8 또는 아가로 오스 패드 (9) 중 하나와 함께 커버 슬립에 평평하게됩니다. 편평 세포 광학을 개선하고 있지만, 이들 기술들은 분열 밭고랑의 회귀 하나 이상의 시간을 나눌 수 없다는 등, NB의 유사 분열 결함으로 이어질. 따라서, 수동 해리 애벌레 뇌 조직의 물리적 변형을 모두 포함하는 프로토콜은 일반적으로 단지 매우 짧은 기간 (예., 하나의 세포주기 이하) 응용 프로그램에 적합합니다. 마찬가지로, 반 부수 또는 완전히 유리 슬라이드와 커버 슬립 사이에 그대로 머리를 평평 하나는 약 30 분 동안 10 주어진 표본 이미징 보낼 수있는 시간을 제한합니다. 이 제한, 생에도 불구하고발 접근법은 성공적 11-14 사용되고있다. 이미지 라이브의 최근 노력은 NBS 제한에게 고립 된 세포의 물리적 왜곡 해리. 이러한 기술은 여러 세포 분열주기를 세포 배양을 유지하기 위해 필요한 애플리케이션에 특히 유용하다. 예를 들어, 수동으로 해리 두뇌에서 분산 된 세포는 부분적 장기 촬상 16 피브리노겐과 트롬빈 (15)의 혼합물로부터 만들어 응고에 내장 될 수있다. 또한, 외식 뇌는 화학적으로 효소 다음 수동으로 피펫 팁을 통해 반복 통과에 의해 방해 콜라, 이후에 폴리-L-라이신 코팅 유리 바닥 요리 (17, 18)에 도금 해리 첫 번째가 될 수 있습니다. 피브리노겐 또는 폴리-L-라이신 하나와 유리 접시를 코팅하는 주요 물리적 왜곡없이 가능한 커버 슬립에 그들을 가까이 가져, 둥근 세포의 확산을 첨부하고 약간을 촉진합니다. 책상 외에도에서에 이러한 방법이 쉽게 약물 섭동 실험 18으로 교환 할 수있다 매체에 NBS를 배양 포함한다. 전반적으로, 직접 도금 NBS 장기 이미징 기능을 희생하지 않고 이미징 광학 향상 분산. 최근, 해리 NBS의 장기간 배양을 기술 프로토콜 (19)을 자세히 설명하고있다. 그러나, 이러한 접근은 그 한계가없는 것은 아니다. 라이브 해리 NBS 이미징 몇 가지주의 사항이 있습니다. 분산 된 세포의 분야에서, 예를 들어, 공간적으로 손상 뇌 일이 구성되어 특정 NB 계통을 식별하는 것이 곤란하다. 마찬가지로, 유형 해리 조직 내 II NBS 대 유형 I를 구분하는 것은 이러한 worniu-GAL4, asense-GAL80 20 계보 추적자 또는 서브 타입 별 도입 유전자의 발현없이도 도전. 이러한 형질 전환 유전자가 일부 응용 프로그램에 매우 유용하지만, 그들은 그 형질 전환 유전자의 예에 연구원을 제한 않는다UAS 인핸서 요소 (21)의 제어하에 가압 유전 복잡한 구조를 필요로하기 때문이다. NBS의 공간 또는 시간 발전을 염려 연구는, 따라서 조직 손상의 문맥에서 생체 내 이미징에 요구한다. 또한, 해리 배아 NBS의 연구는 키 극성의 계면 지역화 22, 23 결정에 인접한 셀의 물리적 접촉이 중요하다는 것을 나타냅니다. 이러한 연구는 완전히 격리 NBS가 더 이상 고정 유사 분열 스핀들 축 유지되지 보여준다. 대신에,이 세포는 아마도 인해 혀끝의 중심체 위치 (22)의 손실을 더 무작위 스핀들 축 연속 GMC 싹을 분리, 넓은 각도를 표시합니다. 유생 NBS와 그 이웃하는 셀 사이의 관계를 광범위하게 연구되지 ​​않았지만, 그것은 유생 줄기 세포 미세 환경은 세포 또는 다른 극성에 충돌 할 수 있음을 고려할 가치가있다행동. 유생 NBS의 생리적 컨텍스트를 유지하기 위하여, 전체 뇌에서 우리 화상 ACD. 영상 해리 NBS와 관련된 제한 사항을 감안할 때, 우리의 실험실과 다른 사람은 전체의 애벌레의 뇌에서 NB ACD의 이미지를 연속 라운드에 프로토콜을 설립했다. 이미지 그대로 뇌에 기술들은 조직의 왜곡이나 손상을 방지하고 가스 교환을 허용하는 유연한 막과 문화 실의 한쪽에 유리의 단단한 표면을 교체합니다. 일부 방법은 곤충 배양 배지, 혈청 및 열 유충 (24)로부터 격리 지방 기관과 아스코르브 산의 혼합물에 외식 뇌 장착 포함한다. 그들은 NB 세포 분열 (25)을 자극하는 것으로 알려진 유사 분열 물질을 분비하기 때문에 격리 된 지방 기관이 추가됩니다. 이 프로토콜은 3 이상의 시간 동안 조직의 무결성을 유지하고 장기간 촬상 24, 26-28 의무, 그러므로,이다. 최근, LON을 기술 프로토콜아스 코르 빈산, 혈청, 지방 기관의 존재 그대로 애벌레 두뇌의 G-기간 이미징은 29 자세히 설명하고있다. 조직이 노출되거나 고정되지도 있기 때문에 중요한 것은,이 방법은 배양 배지를 교환 응용 프로그램에 덜 유용하다 (등 예를 들면, 약물 연구, immunodepletion.). 우리 연구소는 장기 이미징 30, 31 일에 대한 살아있는 애벌레 두뇌의 전체 마운트 준비를 간단하게했다. 다른 사람에 우리의 프로토콜의 주요 장점은 단순하다 : 우리의 관측은 NB ACD의 이미지를 연속 라운드에 필요한 첨가제입니다도 혈청, 아스 코르 빈산, 인슐린, 또는 지방 기관을 나타냅니다. 인슐린 등의 첨가제는, 줄기 세포 분열 (32)와 초파리의 난소 (33) 집단 세포 이동의 장시간 촬영에 유용되어 있지만 우리의 영상 매체는 역의 단순한 혼합물로 구성되어, 그들은, NB ACD 비용 소비로 표시ndard 곤충 세포 배양 배지는 오염을 방지하기 위하여 항생제가 보충 항진균. 재사용 할 수있는 가스 투과성이나 유리 바닥 문화 요리의 사용을 통해, 우리는 연속 NB ACD에 몇 차례를 유지할 수 있었다. 같은 외식 샘플은 쉽게 면역 고정 조직과 다른 절차를 사용할 수 있습니다. 이 프로토콜에서는, 우리는 세부 그대로 애벌레 뇌의 해부뿐만 아니라 라이브 및 고정 모두 분석을위한 두뇌의 준비.

<table><tbody><tr><td>Lumox tissue culture dish 50 x 12 mm</td><td>Sarstedt</td><td>94.6077.410</td><td>A reusable culture dish with a gas-permeable and optically clear film base.</td></tr><tr><td>Schneider&#039;s S2 Medium</td><td>Invitrogen</td><td>21720-024</td><td></td></tr><tr><td>Gibco Antibiotic-Antimycotic (100x)</td><td>Invitrogen</td><td>15240-062</td><td>A supplement containing penicillin (10,000 U/ml), streptomycin (10,000 &amp;#956;g/ml), and amphotericin B (25 &amp;#956;g/ml) that is added to Schneider&#039;s S2 media to prevent bacterial and fungal contamination.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Glass coverslips, #1.5 22 x 22 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-541-B</td><td></td></tr><tr><td>Halocarbon oil 700</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H8898</td><td>A high viscosity inert oil that is clear and colorless.</td></tr><tr><td>Pair of nickel-plated pin holders, 17 cm long</td><td>Fine Science Tools</td><td>26018-17</td><td></td></tr><tr><td>Pair of Dumont #5 Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11252-20</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting needle/probe with plastic handle</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-965-A</td><td></td></tr><tr><td>Syringe filter, 0.22 &amp;#956;m pore size</td><td>Fisher Scientific</td><td>09-719A</td><td></td></tr><tr><td>Syringe, 5 ml</td><td>BD Biosciences</td><td>309646</td><td></td></tr><tr><td>Plastic transfer pipette</td><td>Fisher Scientific</td><td>S30467-1</td><td></td></tr><tr><td>Paraformaldehyde, 32% EM-grade</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>15714</td><td>CAUTION: Formaldehyde is toxic; it should be handled in a fume hood. Follow MSDS guidelines for safe handling.</td></tr><tr><td>DAPI (4&#039;,6-diamidino-2-phenylindole, dihydrochloride)</td><td>Invitrogen</td><td>D1306</td><td>A dye that labels DNA and is excited by UV light.</td></tr></tbody></table>

live imaging of drosophila larval neuroblasts

자기 갱신 줄기 세포와 분화 세포 : 줄기 세포는 불균등 운명 잠재력이 자손 세포를 생성하는 비대칭으로 나눈다. 비대칭 줄기 세포 분열이 연구의 강력한 지역이었다 지배하는 메커니즘을 이해, 개발 및 질병의 관련성을 감안할 때. 그들은 유 전적으로 다루기 쉬운이며, 대한 시간마다 세포 분열의 연속 라운드를 받아야하기 때문에, 초파리의 중추 신경계, 또는 neuroblasts의 줄기 세포는 줄기 세포 부문의 연구에 필수적인 모델입니다. 약 100 신경줄 기세포는 라이브 영상 현미경 연구를위한 모델 시스템이 특히 유용하게,이 유충 두뇌 돌출부의 각각의 표면 근처에 위치되어있다. 이 작품에서 우리는 널리 줄기 세포의 분열을 시각화하는 데 사용되는 여러 가지 방법을 검토하고, 우리는 상대적으로 장점을 그대로 뇌 조직에 비해 해리 고용한다 그 기술의 단점을 해결합니다. 또한, 우리는 우리의 simplif처음 엔 프로토콜은 라이브 셀 이미징을위한 제 령 애벌레 고정 분석 응용 프로그램에서 전체 두뇌를 이식편하는 데 사용됩니다.

라이브 영상은 NB ACD를 조절 메커니즘의 숫자를 해명했다. 종래 이미지 수집하기 위해서는, 최적의 촬상 조건을 결정하는 것이 필요하다. 이 생균의 촬상 기간과 프레임 캡쳐 율을 양립시킬 필요가있다. 미세 세포 분석을 위해, 예를 들어, 일시적인 증가 및 광학 해상도가 요구 될 수있다. 단일 NB 세포주기 (도 4a)를 시각화하는 경우, 이미지가 캡처되는 속도는 광 손상을 도입하지 않고...

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Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

이 프로토콜은 그대로 애벌레 뇌의 맥락에서 라이브 세포 이미징을 수행하는 데 사용하는 효율적인 방법을 자세히 설명합니다. 라이브 세포 이미징 방식은 지속적으로 이전에 간과 된 메커니즘을 밝혀, 비대칭 신경 줄기 세포 분열의 연구뿐만 아니라 다른 신경 인성과 발달 과정에 대한 귀중한 있습니다.

의 라이브 영상<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레 Neuroblasts

Stem cells divide asymmetrically to generate two progeny cells with unequal fate potential: a self-renewing stem cell and a differentiating cell. Given ...

live-imaging-of-drosophila-larval-neuroblasts

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

14.8K 조회수.  National Institutes of Health.  이 프로토콜은 그대로 애벌레 뇌의 맥락에서 라이브 세포 이미징을 수행하는 데 사용하는 효율적인 방법을 자세히 설명합니다. 라이브 세포 이미징 방식은 지속적으로 이전에 간과 된 메커니즘을 밝혀, 비대칭 신경 줄기 세포 분열의 연구뿐만 아니라 다른 신경 인성과 발달 과정에 대한 귀중한 있습니다. 

비디오: Live Imaging of Drosophila Larval Neuroblasts

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track during live cell imaging. These processes include: retinal rotation, cell growth and organismal movement. Additionally, irregularities in the topology of the epithelium, including subtle bumps and folds often introduced as the pupa is prepared for imaging, make it challenging to acquire in-focus images of more than a few ommatidia in a single focal plane. The workflow outlined here remedies these issues, allowing easy analysis of cellular processes during Drosophila pupal eye development. Appropriately-staged pupae are arranged in an imaging rig that can be easily assembled in most laboratories. Ubiquitin-DE-Cadherin:GFP and GMR-GAL4&#8211;driven UAS-&#945;-catenin:GFP are used to visualize cell boundaries in the eye epithelium 1-3. After deconvolution is applied to fluorescent images captured at multiple focal planes, maximum projection images are generated for each time point and enhanced using image editing software. Alignment algorithms are used to quickly stabilize superfluous motion, making individual cell behavior easier to track.

Live-imaging of the Drosophila Pupal Eye

This protocol presents an efficient method for imaging the live Drosophila pupal eye neuroepithelium. This method compensates for tissue movement and uneven topology, enhances visualization of cell boundaries through the use of multiple GFP-tagged junction proteins, and uses an easily-assembled imaging rig.

의 라이브 영상<em&gt; 초파리</em&gt; 번데기 눈

Inherent processes of Drosophila pupal development can shift and distort the eye epithelium in ways that make individual cell behavior difficult to track ...

연구

발생학

In vivo Visualization of Synaptic Vesicles Within Drosophila Larval Segmental Axons

Elucidating the mechanisms of axonal transport has shown to be very important in determining how defects in long distance transport affect different neurological diseases. Defects in this essential process can have detrimental effects on neuronal functioning and development. We have developed a dissection protocol that is designed to expose the Drosophila larval segmental nerves to view axonal transport in real time. We have adapted this protocol for live imaging from the one published by Hurd and Saxton (1996) used for immunolocalizatin of larval segmental nerves. Careful dissection and proper buffer conditions are critical for maximizing the lifespan of the dissected larvae. When properly done, dissected larvae have shown robust vesicle transport for 2-3 hours under physiological conditions. We use the UAS-GAL4 method 1 to express GFP-tagged APP or synaptotagmin vesicles within a single axon or many axons in larval segmental nerves by using different neuronal GAL4 drivers. Other fluorescently tagged markers, for example mitochrondria (MitoTracker) or lysosomes (LysoTracker), can be also applied to the larvae before viewing. GFP-vesicle movement and particle movement can be viewed simultaneously using separate wavelengths.

In vivo Visualization of Synaptic Vesicles Within Drosophila Larval Segmental Axons

This protocol discusses the live dissection of Drosophila larvae for the purpose of imaging the movement of GFP tagged axonal vesicles on microtubule tracks.

Drosophila 애벌레 Segmental Axons 이내 시냅틱 Vesicles의 생체내 시각화에

Elucidating the mechanisms of axonal transport has shown to be very important in determining how defects in long distance transport affect different ...

신경과학

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

라이브 이미징 및 상해 응답의 연구에 대한 마이크로 유체 칩을 사용<em&gt; 초파리</em&gt; 애벌레

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

생체공학

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have been used to study many biological processes, such as cell proliferation, differentiation, growth, migration, apoptosis, competition, cell-cell signaling, and compartmental boundary formation. However, methods for the long-term ex vivo culture and live imaging of the imaginal discs have not been satisfactory, despite many efforts. Recently, we developed a method for the long-term ex vivo culture and live imaging of imaginal discs for up to 18 h. In addition to using a high insulin concentration in the culture medium, a low-melting agarose was also used to embed the disc to prevent it from drifting during the imaging period. This report uses the eye-antennal discs as an example. Photoreceptor R3/4-specific m&#948;0.5-Ga4 expression was followed to demonstrate that photoreceptor differentiation and ommatidial rotation can be observed during a 10 h live imaging period. This is a detailed protocol describing this simple method.

Long-term Live Imaging of Drosophila Eye Disc

This protocol describes a detailed method for the long-term ex vivo culture and live imaging of a Drosophila imaginal disc. It demonstrates photoreceptor differentiation and ommatidial rotation within the 10 h period of live imaging of the eye disc. The protocol is simple and does not require expensive setup.

장기의 라이브 영상<em&gt; 초파리</em&gt; 아이 디스크

Live imaging provides the ability to continuously track dynamic cellular and developmental processes in real time. Drosophila larval imaginal discs have ...

Live Imaging of Glial Cell Migration in the Drosophila Eye Imaginal Disc

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons. While recent progress has been made to describe the live migration of glial cells in the developing pupal wing (1), studies of Drosophila glial cell migration have typically involved the examination of fixed tissue. Live microscopic analysis of motile cells offers the ability to examine cellular behavior throughout the migratory process, including determining the rate of and changes in direction of growth. Paired with use of genetic tools, live imaging can be used to determine more precise roles for specific genes in the process of development. Previous work by Silies et al. (2) has described the migration of glia originating from the optic stalk, a structure that connects the developing eye and brain, into the eye imaginal disc in fixed tissue. Here we outline a protocol for examining the live migration of glial cells into the Drosophila eye imaginal disc. We take advantage of a Drosophila line that expresses GFP in developing glia to follow glial cell progression in wild type and in mutant animals.

Here we describe a protocol to examine the migration of glial cells into the developing Drosophila eye using live microscopic analysis paired with GFP tagged glial cells.

Drosophila 아이 Imaginal 디스크에 Glial 세포 이미징 마이 그 레이션 라이브

Glial cells of both vertebrate and invertebrate organisms must migrate to final target regions in order to ensheath and support associated neurons.  While ...

생물학

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we present a protocol for the mounting of Drosophila melanogaster embryos and subsequent live imaging of fluorescently labeled hemocytes, the embryonic macrophages of this organism. Using the Gal4-uas system1 we drive the expression of a variety of genetically encoded, fluorescently tagged markers in hemocytes to follow their developmental dispersal throughout the embryo. Following collection of embryos at the desired stage of development, the outer chorion is removed and the embryos are then mounted in halocarbon oil between a hydrophobic, gas-permeable membrane and a glass coverslip for live imaging. In addition to gross migratory parameters such as speed and directionality, higher resolution imaging coupled with the use of fluorescent reporters of F-actin and microtubules can provide more detailed information concerning the dynamics of these cytoskeletal components.

Live Imaging Of Drosophila melanogaster Embryonic Hemocyte Migrations

Drosophila hemocytes disperse over the entirety of the developing embryo. This protocol demonstrates how to mount and image these migrations using embryos with fluorescently labelled hemocytes.

라이브 영상 Drosophila melanogaster 배아 Hemocyte 마이 그 레이션

Many studies address cell migration using in vitro methods, whereas the physiologically relevant environment is that of the organism itself. Here we ...

Applications of Immobilization of Drosophila Tissues with Fibrin Clots for Live Imaging

Drosophila is an important model system to study a vast range of biological questions. Various organs and tissues from different developmental stages of the fly such as imaginal discs, the larval brain or egg chambers of adult females or the adult intestine can be extracted and kept in culture for imaging with time-lapse microscopy, providing valuable insights into cell and developmental biology. Here, we describe in detail our current protocol for the dissection of Drosophila larval brains, and then present our current approach for immobilizing and orienting larval brains and other tissues on a glass coverslip using Fibrin clots. This immobilization method only requires the addition of Fibrinogen and Thrombin to the culture medium. It is suitable for high-resolution time lapse imaging on inverted microscopes of multiple samples in the same culture dish, minimizes the lateral drifting frequently caused by movements of the microscope stage in multi-point visiting microscopy and allows for the addition and removal of reagents during the course of imaging. We also present custom-made macros that we routinely use to correct for drifting and to extract and process specific quantitative information from time-lapse analysis.

Applications of Immobilization of Drosophila Tissues with Fibrin Clots for Live Imaging

This protocol describes applications of sample immobilization using Fibrin clots, limiting drifting, and allowing the addition and washout of reagents during live imaging. Samples are transferred to a drop of Fibrinogen containing culture medium on the surface of a coverslip, after which polymerization is induced by adding thrombin.

라이브 이미징을 위한 피브린 혈전을 가진 드로소필라 조직의 정화 응용 프로그램

Drosophila is an important model system to study a vast range of biological questions. Various organs and tissues from different developmental stages of ...

Drosophila melanogaster Third Instar 유충의 살아있는 뇌 이식 이미징

Live-Cell Imaging of Drosophila melanogaster Third Instar Larval Brains

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a differentiating ganglion mother cell (GMC), which will undergo one additional division to give rise to two neurons or glia. Studies in NBs have uncovered the molecular mechanisms underlying cell polarity, spindle orientation, neural stem cell self-renewal, and differentiation. These asymmetric cell divisions are readily observable via live-cell imaging, making larval NBs ideally suited for investigating the spatiotemporal dynamics of asymmetric cell division in living tissue. When properly dissected and imaged in nutrient-supplemented medium, NBs in explant brains robustly divide for 12-20 h. Previously described methods are technically difficult and may be challenging to those new to the field. Here, a protocol is described for the preparation, dissection, mounting, and imaging of live third-instar larval brain explants using fat body supplements. Potential problems are also discussed, and examples are provided for how this technique can be used.

저자 스포트라이트: 비대칭 세포 분열 역학 조사: 초파리 유충 뇌 외식의 실시간 이미징을 위한 프로토콜 

Here, we discuss a workflow to prepare, dissect, mount, and image live explant brains from Drosophila melanogaster third instar larvae to observe the cellular and subcellular dynamics under physiological conditions.

Drosophila melanogaster Third Instar 애벌레 뇌의 생세포 이미징

Drosophila neural stem cells (neuroblasts, NBs hereafter) undergo asymmetric divisions, regenerating the self-renewing neuroblast, while also forming a ...

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Drosophila 애벌레 Segmental Axons 이내 시냅틱 Vesicles의 생체내 시각화에

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Drosophila melanogaster Third Instar 애벌레 뇌의 생세포 이미징

Drosophila melanogaster Third Instar 애벌레 뇌의 생세포 이미징

Drosophila melanogaster Third Instar 애벌레 뇌의 생세포 이미징