Dr. K. Yuan was supported by an American Heart Association Scientist Development Grant (15SDG25710448) and the Pulmonary Hypertension Association Proof of Concept Award (SPO121940). Dr. V. de Jesus Perez was supported by a career development award from the Robert Wood Johnson Foundation, an NIH K08 HL105884-01 award, a Pulmonary Hypertension Association Award, a Biomedical Research Award from the American Lung Association and a Translational Research and Applied Medicine award from Stanford University.

윤리 정책 : 동물 과목을 포함하는 절차는 의학의 스탠포드 대학에서 기관 애니멀 케어 및 사용위원회에 의해 승인되었습니다. 주 : 동물은 3 % 이소 플루 란 기화기와 O 2 가스의 3 % 공급 마취하에. 눈에 수의사 연고의 사용은 마취 상태에서 건조를 방지하는 데 도움이 될 수 있습니다. 1. 셀 준비 <ol><li> 적절한 용지의 10 ml의 100mm 판에 인간의 내피 세포와 혈관 주위 세포 문화를 성장. 세포까지 삼일 80 % 포화 상태에 도달 - 매 2는 새로운 배지 10 ㎖를 교체합니다. <ol><li> 회사 보충 완전한 내피 세포 배지 (ECM)에서 배양 된 혈관 내피 세포 (EC에)는 5 % 소 태아 혈청 (FBS), 10 % 페니실린 / 스트렙토 마이신 및 10 %의 내피 세포 성장 보충 공급된다. </li><li> 회사 전체 주연 세포 보충 미디어 (PM)에서 배양 혈관 주위 세포는 2 % FBS, 10 % 페니실린 / 스트렙토 마이신 및 10 % 주연 세포 성장 보충 공급된다. </li&gt; </ol></li><li> 세포 혼합물을 준비 <ol><li> 실험 및 제어 그룹에 대한 세포의 필요한 수를 계산합니다. 참고 : 실험 그룹의 각 플러그는 백만 (× 10 6 1) 인간되는 EC 및 이십만 (2 × 10 5) 혈관 주위 세포가 포함되어 있습니다. 대조군의 경우, 각 플러그는 120 만 인간되는 EC 만 포함되어 있습니다. 음성 대조군은 기질 겔만을 갖는다. 각 그룹은 플러그가 마우스의 허리의 양쪽에 주입 될 수있는 두 개의 마우스를 필요 최소한 네 개의 플러그를 포함한다. 세 개의 플러그는 실험 중으로 역할 것이며, 네 번째는 하나가 실패 할 경우에 사용될 수있다. 젤의 여분의 볼륨에 맞게 25 % 추가 세포를 준비합니다. </li><li> 수집 및 배양 접시에서 세포를 계산합니다. <ol><li> 세포를 분리하려면, 미디어를 제거하고 실내 온도 1 배 인산 완충 식염수 (PBS)로 한 번 씻는다. , PBS를 제거 1 ml의 0.25 % 트립신 / 2.21 mM의 EDTA를 추가하고, 1 분 동안 품어. (2)를 추가하여 플레이트 떨어져 세포를 씻으ML의 중간 15 ML 튜브에 수집합니다. </li><li> 제조업체의 지침에 따라 혈구를 사용하여 셀을 계산합니다. </li><li> 5 분 동안 400 XG에서 펠릿으로 세포의 적절한 수를 원심 분리기. 실험 그룹, 원심 분리되는 EC 아래로 함께 한 펠렛으로 혈관 주위 세포 모두에 대해. </li></ol></li></ol></li></ol> 2. 매트릭스 젤 준비 <ol><li> 4 시간 또는 균질 용액을 수득 밤새 4 ℃에서 완전히 겔 매트릭스를 해동. 아니 혼합이 필요하지 않습니다. </li><li> 4 ° C에서 나누어지는 매트릭스 1.5 ml의 튜브 젤 및 저장. </li><li> 사전 진정 멸균 1.5 ml의 튜브와 4 ℃에서 28 G 1 cc의 인슐린 주사기. 주의 : 항상 얼음에 매트릭스 젤을 유지합니다. </li><li> 부피비 1 bFGF를 차가운 매트릭스 겔 믹스 : 100 (bFGF를 최종 농도 = 0.5 μg의 / ml의 bFGF를는 원액 =를 50㎍ / ml)로 수회를 피펫 팅 상하로 매트릭스 겔 용액을 혼합 한 후, 얼음에 부화 60 분 B - 30는 efore 단계 3.1에서 세포와 혼합. 참고 : 혼합하기 전에 주식의 bFGF를 해동. 주입에 필요한 플러그의 수를 계산합니다. 예를 들어, 각 플러그 200 μL 매트릭스 겔을 필요로한다. 따라서, 25 % 추가 젤을 준비합니다. </li></ol> 세포 3. 믹스 매트릭스 젤 <ol><li> 각 그룹에 대해, bFGF를 함유 매트릭스 겔의 부피 계산 (적합한 세포 수를 포함) 세포 펠렛을 재현 탁. 거품을 방지하고 쥐가 주입을 위해 준비 될 때까지 얼음에 15 ML 튜브에두고 가볍게 섞는다. </li></ol> 4. 마우스 준비 <ol><li> 유도 챔버에서 3 % 아이소 플루 란에서 5 분 플러스 3 % O 2 1 SCID 마우스를 마취. 한 번에 하나의 실험 그룹 또는 2 마우스에 초점을 맞 춥니 다. </li><li> 다운 가열 패드 복부 측의 유도 챔버로부터 발생 마우스를 제거하고 신속 인제 걸쳐 마취를 공급하는 비 호흡 낭 시스템을 통해 마우스의 얼굴에 주둥이 노즐 부착ction 절차. 비 호흡 낭 시스템으로 유도 챔버에서 가스 흐름을 전환하여 1.5 % 아이소 플루 란 1.5 % O 2 가스 압력을 낮출. </li><li> 면도기 나 헤어 제거 크림 (1cm 직경 약) 두 측면 뒷 영역에서 머리를 제거합니다. </li><li> 70 % 알코올 패드로 피부 부위를 닦아주십시오. </li><li> 유도 챔버에 마우스를 반환하고 반복 4.2 단계 - 4.4 두 번째 마우스. </li></ol> 5. 매트릭스 젤 주입 <ol><li> 비 호흡 낭 시스템에 연결하고 아래로 가열 패드 복부 측면에 배치하여 주사 한 마우스를 준비합니다. </li><li> 한 번에 미리 냉장 28 G 1 cc의 인슐린 주사기 하나의 마우스로 매트릭스 젤을로드합니다. <ol><li> 주사기에 두 개의 플러그 (200 플러그 당 μl의 플러스 25 % 추가)에 대한 매트릭스 젤의 전체 500 μl의 볼륨을로드합니다. </li><li> 확인 세륨을 방지하기 위해 주사기로 세포를 로딩 3 분 이내에 쥐에 매트릭스 겔을 주입해야주사기의 측면에 고정되고 주사기 내부 고화 매트릭스 겔을 방지 내지 LLS. </li></ol></li><li> 다음, 피하 공간을 찾아 흉곽의 뒷면 후방의 피하 공간으로 천천히 고르게 매트릭스 젤의 200 μl를 주입하기 위해 다시 피부를 들어 올립니다. </li><li> 주사 부위에서 누출 매트릭스 겔 않도록주의하면서 천천히 주사 바늘을 제거합니다. 범프는 주사 부위에서 형성된다. 알코올 솜으로 주사 부위를 닦아주십시오. </li><li> 1 분은 열 패드의 매트릭스 겔의 겔화를 허용하는 다음의 뒷면에 마우스를두고 마우스의 뒷면의 반대편에 5.5 - 반복 주입은 5.2 단계를 반복합니다. </li><li> 십사일 후 범프를 식별하기 위해 영구 마커를 사용하여 두 범프 개요. 일부 머리 위로 성장 후에, 범프를 쉽게 찾을 수있을 것이다. </li></ol> 6. 매트릭스 젤 플러그 분리 : 14 일 주입 후 <ol><li> 동물을 인도적으로 노출시켜 마우스를 안락사죽음을 보장하기 위해 자궁 경부 전위 다음 이산화탄소 흡입&gt; 5 분에. </li><li> 마우스의 뒷면에서 매트릭스 겔 플러그를 제거합니다. <ol><li> 조심스럽게 플러그가 4.3 단계를 반복하여있는 주사 부위 주변 재성장 머리를 제거합니다. 마커 라인 피부 아래 원래 범프의 크기를 나타낸다. </li><li> 각각 플러그의 상부 및 하부 측면 상에 장착 된 주변 피부와 근육 층과 함께 플러그를 절제. <ol><li> 미세 수술 가위를 사용하여 피부에 수직 인 플러그의 뚜렷한 경계에 절개를하고, 플러그 아래 근육의 실수. 그리고, 신중 표시된 테두리를 따라 플러그의 둘레 잘랐다. </li><li> 그것은 피부와 근육 층 사이에 끼워 유지, 플러그를 제거합니다. 즉시 여분의 피를 씻어 1X PBS와 작은 비커에 헹군다. 플러그 (다음 단계, 6.3)는 이제 해결 될 준비가되어 있습니다. </li></ol></li></ol></li><li> PLU 수정4 % 파라 포름 알데히드에서 g. <ol><li> 요동없이 실온에서 24 시간 동안 4 % 파라 포름 알데히드의 25 ㎖와 50 ㎖ 튜브에서 피부와 근육 층을 포함하는 전체 플러그 두지. 다음날, 파라핀 매립하기 전에 또 다른 24 시간 동안 70 % 에탄올 25 ㎖에 플러그를 옮긴다. 참고 :주의 파라 포름 알데히드를 처리합니다. 장갑을 착용 할 것. </li></ol></li></ol> 7. 파라핀 프로세스 매트릭스 젤 플러그 <ol><li> 파라핀 삽입의 플러그를 준비합니다. <ol><li> 도 1a에 도시 된 바와 같이 플러그의 방향; 플러그의면이 위를 향하게되고, 모두 피부와 근육 층 절편 중 첫번째 절단 될 조직 블록의 표면을 볼 수 있도록 조직 카세트에 플러그를 배치했다. </li></ol></li><li> 파라핀 파라핀 매립 표준 프로토콜 13에 따라 플러그를 삽입. </li><li> 현미경 코르 슬라이드에 조직 블록 떨어져 10 μm의 두께 섹션 및 마운트 - 8 컷표준 파라핀 절편 프로토콜 13 땡. </li><li> 염색에 대한 준비가 될 때까지 실온에서 시원하고 건조한 장소에 슬라이드를 저장합니다. </li></ol> 헤 마톡 실린 및 에오신 얼룩 (H &amp; E) 8. 얼룩 섹션 (13) <ol><li> 회 100 % 크실렌으로 슬라이드를 전달하여 조직 절편을 드 - paraffinize, 100 % 에탄올, 95 % 에탄올, 70 % 에탄올, 마지막 1X PBS, 실온에서 5 분간 각. 다음 단계까지 1X PBS에서 슬라이드를 둡니다. </li><li> 피펫 100 μL H &amp; E 섹션 상 용액 1 부화 - 5 분, 또는 10 배 배율로 수직 광 현미경으로 볼 때 셀에 파란색 핵와 핑크 세포질 사이의 명확한 대비가있을 때까지. 어떤 H &amp; E 솔루션은 목표에 닿지 않도록주의하십시오. </li><li> 수돗물의 큰 비이커 슬라이드 덩크하여 슬라이드 씻어 H &amp; E 용액 후 비커 랙에 슬라이드를 넣고 2 분 동안 흐르는 물에 세척 할. </li><li> 모슬라이드 마운트 9.8 단계했습니다. </li></ol> 인간의 모세 혈관과 혈관 주위 세포 9. 얼룩 다른 슬라이드 <ol><li> 회 100 % 크실렌으로 슬라이드를 전달하여 조직 절편을 드 - paraffinize, 100 % 에탄올, 95 % 에탄올, 70 % 에탄올, 마지막 1X PBS, 실온에서 5 분간 각. 다음 단계까지 1X PBS에서 슬라이드를 둡니다. </li><li> 항원 검색 솔루션의 섹션을 끓인다. <ol><li> 2 L의 비이커에서, 가열 블록에 95 ° C에서 항원을 검 용액 1X 시트르산 완충액을 사용하여 (PH 7.0) 끓는 제조. </li><li> 비등하면, 금속 랙에 슬라이드를 넣고 20 분 동안 끓는 항원 검색 용액에 잠기. </li><li> 조심 여전히 잠겨 슬라이드와 가열 블록의 비이커를 제거하고 용액을 서서히 약 30 분 동안 실온으로 복귀 할 수있다. </li><li> 다음 단계까지 1X PBS에서 슬라이드를 놓습니다. </li></ol></li><li> 블로킹 완충액의 섹션 (1X PBS, 5 % 염소 혈청 0 차단0.3 % 트리톤 X-100). <ol><li> 팹 펜으로 각 섹션의 가장자리 주위에 소수성 원을 그립니다. </li><li> 트레이 하단에 증류수와 습도 트레이에 슬라이드를 놓습니다. </li><li> 확인 모든 조직으로 만드는 부분 상에 피펫 100 μl를 차단 버퍼가 유체에 의해 덮여있다 (이상 100 μl를 요구할 수있다). </li><li> 1 시간 동안 버퍼를 차단하여 섹션을 품어. </li></ol></li><li> 일차 항체와 섹션을 품어. <ol><li> CD31되는 EC ()와 희석액에 희석 평활근 액틴 (혈관 주위 세포)에 대한 각 섹션 (1X PBS, 1 % BSA, 0.3 %는 트리톤 X-100)를 조사하기 위해 두 개의 일차 항체와 하나의 솔루션을 준비합니다. 참고 : 여기, 항 CD31 농도 1:50이며, 안티 - 평활근 액틴 농도는 1 : 300. </li><li> 하룻밤 증류수를 포함하는 습도 트레이에 100 ㎕의 일차 항체 4 ° C에서 섹션을 품어. </li></ol></li><li> 1X PBST (1X PBS + 0.1 % TWE에서 슬라이드를 세 번 씻으5 분마다 세척을위한 EN20). </li><li> 차 항체와 섹션을 품어. <ol><li> 희석액에 희석 항 CD31 토끼 항체를 인식하는 형광 결합 염소 항 - 토끼 이차 항체 용액을 준비한다. <ol><li> 참고 : 평활근 액틴 차 항체가 이미 CY3의 형광 물질과 결합되어, 그래서 차 항체 염색이 필요하지 않습니다. 250 : 염소 안티 토끼 차 항체 농도는 1입니다. </li></ol></li><li> 증류수가 들어있는 습도 트레이에 100 μL 차 항체와 1 시간 동안 섹션을 품어. </li></ol></li><li> 5 분마다 세척을 위해 1X PBST에서 슬라이드를 세 번 씻으십시오. </li><li> 슬라이드를 탑재합니다. <ol><li> 각 섹션 상에 DAPI 핵 염색 antifade 장착 솔루션의 - (60 μL ~ 40) - 피펫 2 3 방울. </li><li> 조심스럽게 노를 놓습니다. 유체가 섹션을 통해 확산 할 수 있도록 섹션 및 설치 솔루션, 이상과의 가장자리에 1.5 커버 슬립커버 슬립. 조심스럽게 섹션 위에 위치 할 수있다 기포를 눌러 손가락을 사용합니다. </li><li> 슬라이드가 취급하기 전에 최소 1 시간 동안 건조 시키십시오. </li></ol></li></ol> 10. 정량화 모세관 밀도 및 구조 (14) <ol><li> H &amp; E 염색 절에 모세 혈관의 수를 계산, # / mm 2로 표시됩니다. <ol><li> 40X 배율에서 직립 광학 현미경에 네 가지 분야의 사진을 획득. 참고 : 모세 혈관은 적혈구 가득 튜브로 식별됩니다. </li><li> 대안 적으로, 수동으로 계산하는 대신 모세 혈관 등 혈관 수 평균 용기의 길이와 직경과 분기점 각종 혈관 변수 정량화 이미지 분석 소프트웨어 (예 Wimasis 이미지 분석)을 사용한다. </li></ol></li><li> 면역 염색 섹션 모세관 구조를 분석. <ol><li> 거꾸로 형광 현미경에 네 가지 분야의 사진을 획득FITC와 TxRed 필터 큐브. <ol><li> 488 nm 파장에서 여기로 이미지되는 EC에 FITC 큐브를 사용하여 594 nm 파장에서 여기로 이미지 혈관 주위 세포에 TxRed 큐브를 사용합니다. <style type="text/css">p.p1 {margin: 0.0px 0.0px 0.0px 0.0px; font: 8.0px Arial}
			</style><style type="text/css">p.p1 {margin: 0.0px 0.0px 0.0px 0.0px; font: 8.0px Arial}
span.s1 {letter-spacing: -0.1px}
			</style><style type="text/css">p.p1 {margin: 0.0px 0.0px 0.0px 0.0px; font: 8.0px Arial}
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			</style><style type="text/css">p.p1 {margin: 0.0px 0.0px 0.0px 0.0px; font: 8.0px Arial}
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			</style></li></ol></li></ol></li></ol>

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No competing financial interests enclosed.

매트릭스 겔 플러그 분석은 혈관 신생, 혈관 신생 및 생체 내 혈관 형성 화합물의 유전자 조절을 평가하기 위해 시험 관내 테스트를 보완하기 위해 더욱 강력한 방법으로 입증되었다. 여기서는 상세히 용기 형성시 내피 세포와 주연 세포 간의 상호 작용을 조사 인간 혈관의 신규 매트릭스 겔 플러그 어 세이를 기술한다. 이 프로토콜에 몇 가지 새롭고 중요한 단?...

혈관 신생은 새로운 혈관이 정상 개발 관련 질병에 이르기까지 다양한 분야에 걸쳐 지속적인 연구의 초점을 기존의 혈관 망 (1)로 형성하고있다하는 과정이다. 이 역동적 인 과정은 증식과 혈관 내피 세포되는 EC () 및 산소와 영양 공급이 필요합니다 사이트 향하는 혈관 튜브를 구성하는 혈관 주위 세포의 모집의 이동을 포함한다. 이 프로세스는 동일 동적 분석, 관 형성의 3 차원 성질 요점을 되풀이 할 가장 중요한 하나가 필요보고자. 시험관 차원 매트릭스 분석이 요구를 충족하기 위해 개발되어 연구자 혈관 제자리 3, 4, 5, 6 소요되는 시간과 공간에서의 개별 단계를 정의 할 수 있도록 잘 작동 하였다. 그러나, 이러한 시험 관내 3D 행렬 모델은 비 혈관 관류 공부에 한정D 따라서 혈관 신생 과정과 관련된 중요한 구성 요소 부족 (예를 들어, 혈관 침대에서 성장 및 저해 요인, 자연스러운 긴장 / 힘을 순환) 라이브 조직에 존재하는 복잡한 환경을 시뮬레이션하는 데 실패합니다. 이러한 한계를 해결하기 위해 여러 가지의 생체 내 혈관 신생 어 세이가 우리 보고서 (8, 9)의 초점이 될 매트릭스 겔 플러그 분석 포함 7 개발되었다. 매트릭스 겔 플러그 분석은 혈관 신생에 다른 세포 물질의 역할을 테스트하기위한 강력한 플랫폼을 제공하기 때문에 연구자 호소 잘 확립 된 생체 내 혈관 신생 어 세이이다. 매트릭스 겔을 37 ℃에서 겔과 같은 물질로 고형화 Engelbreth-Holm이 - 스웜 (EHS) 마우스 육종 세포주에 의해 분비 된 시판 기저막 솔루션이다. 매트릭스 겔 같은 성장 인자와 같은 인제 세포 및 / 또는 물질과 혼합 될 수있다마우스에 피하 cted. 호스트되는 EC는 14 일 동안 플러그를 침공 혈관 네트워크를 형성하고, 호스트의 혈액 관류 될 것입니다. 현재까지, 매트릭스 겔 플러그 분석이 분석은에 공동 문화 내피 세포와 혈관 주위 세포를 사용할 수 있는지 여부를 결정하기 위해 노력은 아직하지 않았습니다 우리가 아는 한, 그러나, 혈관 신생 동안 내피 세포 행동의 연구에 독점적으로 초점을 맞추고있다 이 두 종류의 세포가 혈관 신생 동안 상호 작용하는 방법을 연구한다. 특히, 내장 컴퓨터와 주연 세포 간의 관계를 이해하는 것은 미세 혈관 허혈 및 말초 혈관 질환을 10, 11, 12을 포함한 혈관 손실 병적 인 질환을 연구하는데 유용하다. 여기에서는 인간의 EC 및 섬유 아세포 성장 인자 (bFGF)와 함께 매트릭스 겔 혼합물에 인간 유래 혈관 주위 세포를 도입하는 프로토콜을 기술한다. 이 혼합물을 내가 피하 주입 될 수있다n은 SCID 마우스의 배부는 완전한 기능을, 주연 세포 코팅, 하이브리드 혈관의 형성을 허용합니다. 우리의 프로토콜 또는 SCID 마우스 및 방법 중요한 혈관 신생 엔드 포인트에 대한 조직 학적 섹션을 분석하는 방법으로 인간의 혈관 주위 세포, 배치하지 않고 두 사람의 EC를 포함하는 매트릭스 겔 플러그를 준비하는 방법에 대해 설명합니다.

<table><tbody><tr><td>PBS (Phosphate buffered saline)</td><td>Corning</td><td>21-031-CV</td><td></td></tr><tr><td>0.25% Trypsin/0.53 mM EDTA</td><td>Corning</td><td>25-053-CI</td><td></td></tr><tr><td>Endothelial Cell Media (ECM) kit</td><td>Sciencell</td><td>1001</td><td>includes media, EC growth supplement, and penicillin/streptomycin, each supplied at the appropriate volume for easy mixing</td></tr><tr><td>Pericyte Media (PM) kit</td><td>Sciencell</td><td>1201</td><td>includes media, Pericyte growth supplement, and penicillin/streptomycin, each supplied at the appropriate volume for easy mixing</td></tr><tr><td>primary human pulmonary microvascular endothelial cells</td><td>Pulmonary Hypertension Breakthrough Initiative</td><td></td><td>this cell type is also available commercially. Cells used at passage 1-4</td></tr><tr><td>primary human pulmonary pericytes</td><td>Pulmonary Hypertension Breakthrough Initiative</td><td></td><td>this cell type is not available commercially, but brain paricytes are.&amp;nbsp; Cells used at passage 1-4</td></tr><tr><td>bFGF (basic Fibroblast Growth Factor)</td><td>Peprotech</td><td>100-18B</td><td>stock solution is 50 &amp;mu;g/ml in 0.1% BSA in PBS, aliquots at 50 &amp;mu;l and stored at -20 degrees</td></tr><tr><td>Matrigel Basement Membrane Matrix</td><td>BD</td><td>356237</td><td></td></tr><tr><td>28 G 1 cc Insluin Syringe</td><td>BD</td><td>329410</td><td></td></tr><tr><td>SCID (Severe Combined Immune Deficiency) mice</td><td>The Jackson Laboratory</td><td>5557</td><td>NOD.SCID IL2R gamma knockout strain is the best strain; 4-6 weeks of age</td></tr><tr><td>1.5 ml microcentrifuge tubes, sterile</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>05-408-129</td><td></td></tr><tr><td>15 ml screw top tubes, sterile</td><td>BD Biosciences</td><td>352096</td><td></td></tr><tr><td>PAP pen</td><td>Life Technologies</td><td>8899</td><td></td></tr><tr><td>hemocytometer</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>02-671-6</td><td></td></tr><tr><td>Nair hair removal cream</td><td>Walmart</td><td></td><td></td></tr><tr><td>anti-human CD31 primary antibody</td><td>LifeSpan Biosciences</td><td>LS-B4737</td><td>working solution is 1:50</td></tr><tr><td>anti-human Smooth Muscle actin CY3 primary fluorescent antibody</td><td>Sigma</td><td>C6198</td><td>working solution is 1:300</td></tr><tr><td>goat anti-rabbit secondary antibody; 488/green</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>A-11008</td><td>working solution is 1:250</td></tr><tr><td>Prolong Gold DAPI solution</td><td>Cell Signaling</td><td>8961S</td><td></td></tr><tr><td>microscope slides</td><td>VWR</td><td>48300-047</td><td></td></tr><tr><td>no. 1.5 cover slips</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>12-544-D</td><td></td></tr><tr><td>citrate buffer 10x</td><td>Millipore</td><td>21545</td><td></td></tr><tr><td>extra fine surgical scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14084-08</td><td></td></tr><tr><td>Formalin (paraformaldehyde)</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>245-685</td><td></td></tr><tr><td>Tissue cassettes</td><td>Simport</td><td>M492-12</td><td></td></tr><tr><td>goat serum</td><td>Dako</td><td>X0907</td><td></td></tr></tbody></table>

in vivo study of human endothelial-pericyte interaction using the matrix gel plug assay in mouse

Angiogenesis is the process by which new blood vessels are formed from existing vessels. New vessel growth requires coordinated endothelial cell proliferation, migration, and alignment to form tubular structures followed by recruitment of pericytes to provide mural support and facilitate vessel maturation. Current in vitro cell culture approaches cannot fully reproduce the complex biological environment where endothelial cells and pericytes interact to produce functional vessels. We present a novel application of the in vivo matrix gel plug assay to study endothelial-pericyte interactions and formation of functional blood vessels using severe combined immune deficiency mutation (SCID) mice. Briefly, matrix gel is mixed with a solution containing endothelial cells with or without pericytes followed by injection into the back of anesthetized SCID mice. After 14 days, the matrix gel plugs are removed, fixed and sectioned for histological analysis. The length, number, size and extent of pericyte coverage of mature vessels (defined by the presence of red blood cells in the lumen) can be quantified and compared between experimental groups using commercial statistical platforms. Beyond its use as an angiogenesis assay, this matrix gel plug assay can be used to conduct genetic studies and as a platform for drug discovery. In conclusion, this protocol will allow researchers to complement available in vitro assays for the study of endothelial-pericyte interactions and their relevance to either systemic or pulmonary angiogenesis.

매트릭스 겔 플러그 부분의 대표 H &amp; E 및 면역 염색은 플러그가 대부분 포함 플러그 반면 혈액 (왼쪽 그림 2 위에, 검은 색 화살표)를 관류되지 않는 일부 선박되는 EC 및 혈관 주위 세포가 모두 관류 여러 표시를 표시 EC에서 그림 2. 섹션을 표시됩니다 CD31 양성되는 EC 바로 옆에 긍정적 인 SMA 염색에 의해 입증 직경이 크고 완전한 주연 세포의 범?...

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In Vivo Study of Human Endothelial-Pericyte Interaction Using the Matrix Gel Plug Assay in Mouse

우리는 매트릭스 겔 플러그 혈관 분석의 변형을 사용하여 마우스에서의 인간 내피 주연 세포의 상호 작용을 연구하는 프로토콜을 제시한다.

마우스의 매트릭스 젤 플러그 분석을 사용하여 인간의 내피 - 주연 세포 상호 작용의 생체 내 연구에

Angiogenesis is the process by which new blood vessels are formed from existing vessels. New vessel growth requires coordinated endothelial cell ...

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Research

JoVE Journal

Biology

In Vivo Study of Human Endothelial-Pericyte Interaction Using the Matrix Gel Plug Assay in Mouse

9.6K 조회수.  Stanford University.  우리는 매트릭스 겔 플러그 혈관 분석의 변형을 사용하여 마우스에서의 인간 내피 주연 세포의 상호 작용을 연구하는 프로토콜을 제시한다. 

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An in vivo Assay to Test Blood Vessel Permeability

This method is based on the intravenous injection of Evans Blue in mice as the test animal model. Evans blue is a dye that binds albumin. Under physiologic conditions the endothelium is impermeable to albumin, so Evans blue bound albumin remains restricted within blood vessels. In pathologic conditions that promote increased vascular permeability endothelial cells partially lose their close contacts and the endothelium becomes permeable to small proteins such as albumin. This condition allows for extravasation of Evans Blue in tissues. A healthy endothelium prevents extravasation of the dye in the neighboring vascularized tissues. Organs with increased permeability will show significantly increased blue coloration compared to organs with intact endothelium. The level of vascular permeability can be assessed by simple visualization or by quantitative measurement of the dye incorporated per milligram of tissue of control versus experimental animal/tissue. Two powerful aspects of this assay are its simplicity and quantitative characteristics. Evans Blue dye can be extracted from tissues by incubating a specific amount of tissue in formamide. Evans Blue absorbance maximum is at 620 nm and absorbance minimum is at 740 nm. By using a standard curve for Evans Blue, optical density measurements can be converted into milligram dye captured per milligram of tissue. Statistical analysis should be used to assess significant differences in vascular permeability.

An in vivo Assay to Test Blood Vessel Permeability

We are presenting an in vivo assay to test blood vessel permeability. This assay is based on intravenous injection of a dye and subsequent visualization of its diffusion into interstitial spaces.

<em&gt; 생체 내</em혈관 투과율을 테스트하려면&gt; 분석

This method is based on the intravenous injection of Evans Blue in mice as the test animal model. Evans blue is a dye that binds albumin. Under ...

연구

의학

Real-time Imaging of Heterotypic Platelet-neutrophil Interactions on the Activated Endothelium During Vascular Inflammation and Thrombus Formation in Live Mice

Interaction of activated platelets and leukocytes (mainly neutrophils) on the activated endothelium mediates thrombosis and vascular inflammation.1,2 During thrombus formation at the site of arteriolar injury, platelets adherent to the activated endothelium and subendothelial matrix proteins support neutrophil rolling and adhesion.3 Conversely, under venular inflammatory conditions, neutrophils adherent to the activated endothelium can support adhesion and accumulation of circulating platelets. Heterotypic platelet-neutrophil aggregation requires sequential processes by the specific receptor-counter receptor interactions between cells.4 It is known that activated endothelial cells release adhesion molecules such as von Willebrand factor, thereby initiating platelet adhesion and accumulation under high shear conditions.5 Also, activated endothelial cells support neutrophil rolling and adhesion by expressing selectins and intercellular adhesion molecule-1 (ICAM-1), respectively, under low shear conditions.4 Platelet P-selectin interacts with neutrophils through P-selectin glycoprotein ligand-1 (PSGL-1), thereby inducing activation of neutrophil &beta;2 integrins and firm adhesion between two cell types. Despite the advances in in vitro experiments in which heterotypic platelet-neutrophil interactions are determined in whole blood or isolated cells,6,7 those studies cannot manipulate oxidant stress conditions during vascular disease. In this report, using fluorescently-labeled, specific antibodies against a mouse platelet and neutrophil marker, we describe a detailed intravital microscopic protocol to monitor heterotypic interactions of platelets and neutrophils on the activated endothelium during TNF-&alpha;-induced inflammation or following laser-induced injury in cremaster muscle microvessels of live mice.

Here we report an experimental technique of fluorescence intravital microscopy to visualize heterotypic platelet-neutrophil interactions on the activated endothelium during vascular inflammation and thrombus formation in live mice. This microscopic technology will be valuable to study the molecular mechanism of vascular disease and to test pharmacologic agents under pathophysiological conditions.

라이브 마우스의 혈관 염증과 혈전 형성하는 동안 활성화 내피에 Heterotypic 혈소판 - 호중구 상호 작용의 실시간 영상

Interaction of activated platelets and leukocytes (mainly neutrophils) on the activated endothelium mediates thrombosis and vascular inflammation.1,2 ...

면역학 및 감염병학

In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer

The endothelial glycocalyx is a layer of proteoglycans and associated glycosaminoglycans lining the vascular lumen. In vivo, the glycocalyx is highly hydrated, forming a substantial endothelial surface layer (ESL) that contributes to the maintenance of endothelial function. As the endothelial glycocalyx is often aberrant in vitro and is lost during standard tissue fixation techniques, study of the ESL requires use of intravital microscopy. To best approximate the complex physiology of the alveolar microvasculature, pulmonary intravital imaging is ideally performed on a freely-moving lung. These preparations, however, typically suffer from extensive motion artifact. We demonstrate how closed-chest intravital microscopy of a freely-moving mouse lung can be used to measure glycocalyx integrity via ESL exclusion of fluorescently-labeled high molecular weight dextrans from the endothelial surface. This non-recovery surgical technique, which requires simultaneous brightfield and fluorescent imaging of the mouse lung, allows for longitudinal observation of the subpleural microvasculature without evidence of inducing confounding lung injury.

In vivo Measurement of the Mouse Pulmonary Endothelial Surface Layer

The endothelial glycocalyx/endothelial surface layer is ideally studied using intravital microscopy. Intravital microscopy is technically challenging in a moving organ such as the lung. We demonstrate how simultaneous brightfield and fluorescent microscopy may be used to estimate endothelial surface layer thickness in a freely-moving in vivo mouse lung.

마우스 폐 내피 표면 층의 생체 측정

The endothelial glycocalyx is a layer of proteoglycans and associated glycosaminoglycans lining the vascular lumen. In vivo, the glycocalyx is highly ...

Incorporating Pericytes into an Endothelial Cell Bead Sprouting Assay

Angiogenesis is the growth of new vessels from pre-existing vasculature and is an important component of many biological processes, including embryogenesis and development, wound healing, tumor growth and metastasis, and ocular and cardiovascular diseases. Effective in vitro models that recapitulate the biology of angiogenesis are needed to appropriately study this process and identify mechanisms of regulation that can be ultimately targeted for novel therapeutic strategies. The bead angiogenesis assay has been previously demonstrated to recapitulate the multiple stages of endothelial sprouting in vitro. However, a limitation of this assay is a lack of endothelial &#8211; mural cell interactions, which are key to the molecular and phenotypic regulation of endothelial cell function in vivo. The protocol given here presents a methodology for the incorporation of mural cells into the bead angiogenesis assay and demonstrates a tight association of endothelial cells and pericytes during sprouting in vitro. The protocol also details a methodology for effective silencing of target genes using siRNA in endothelial cells for mechanistic studies. Altogether, this protocol provides an in vitro assay that more appropriately models the diverse cell types involved in sprouting angiogenesis, and provides a more physiologically-relevant platform for therapeutic assessment and novel discovery of mechanisms of angiogenesis regulation.

This protocol presents a novel in vitro bead assay that more appropriately models the process of in vivo sprouting angiogenesis by incorporating pericytes. This modification enables the bead assay to more faithfully recapitulate the heterotypic cellular interactions between endothelial cells and mural cells that are critical for angiogenesis.

분석 결과 돋 아 내 피 세포 구슬 Pericytes 통합

Angiogenesis is the growth of new vessels from pre-existing vasculature and is an important component of many biological processes, including ...

발생학

Strategic Endothelial Cell Tube Formation Assay: Comparing Extracellular Matrix and Growth Factor Reduced Extracellular Matrix

Malignant tumors require a blood supply in order to survive and spread. These tumors obtain their needed blood from the patient's blood stream by hijacking the process of angiogenesis, in which new blood vessels are formed from existing blood vessels. The CXCR2 (chemokine (C-X-C motif) receptor 2) receptor is a transmembrane G-protein-linked molecule found in many cells that is closely associated with angiogenesis1. Specific blockade of the CXCR2 receptor inhibits angiogenesis, as measured by several assays such as the endothelial tube formation assay. The tube formation assay is useful for studying angiogenesis because it is an excellent method of studying the effects that any given compound or environmental condition may have on angiogenesis. It is a simple and quick in vitro assay that generates quantifiable data and requires relatively few components. Unlike in vivo assays, it does not require animals and can be carried out in less than two days. This protocol describes a variation of the extracellular matrix supporting endothelial tube formation assay, which tests the CXCR2 receptor.

This manuscript describes a tube formation assay to quantify the effects of a given compound or condition on angiogenesis by using endothelial cell tube formation in a controlled environment.

전략적 내피 세포 관 형성의 분석 : 감소 세포 외 매트릭스 세포 외 기질과 성장 인자를 비교

Malignant tumors require a blood supply in order to survive and spread. These tumors obtain their needed blood from the patient's blood stream by ...

Bioengineering Human Microvascular Networks in Immunodeficient Mice

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks in vivo. In this regard, the search for experimental models to build blood vessel networks in vivo is of utmost importance 1. The feasibility of bioengineering microvascular networks in vivo was first shown using human tissue-derived mature endothelial cells (ECs) 2-4; however, such autologous endothelial cells present problems for wide clinical use, because they are difficult to obtain in sufficient quantities and require harvesting from existing vasculature. These limitations have instigated the search for other sources of ECs. The identification of endothelial colony-forming cells (ECFCs) in blood presented an opportunity to non-invasively obtain ECs 5-7. We and other authors have shown that adult and cord blood-derived ECFCs have the capacity to form functional vascular networks in vivo 7-11. Importantly, these studies have also shown that to obtain stable and durable vascular networks, ECFCs require co-implantation with perivascular cells. The assay we describe here illustrates this concept: we show how human cord blood-derived ECFCs can be combined with bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs) as a single cell suspension in a collagen/fibronectin/fibrinogen gel to form a functional human vascular network within 7 days after implantation into an immunodeficient mouse. The presence of human ECFC-lined lumens containing host erythrocytes can be seen throughout the implants indicating not only the formation (de novo) of a vascular network, but also the development of functional anastomoses with the host circulatory system. This murine model of bioengineered human vascular network is ideally suited for studies on the cellular and molecular mechanisms of human vascular network formation and for the development of strategies to vascularize engineered tissues.

Here, we describe a methodology to deliver human cord blood-derived endothelial colony-forming cells (ECFCs) and bone marrow-derived mesenchymal stem cells (MSCs), embedded in a collagen/fibronectin gel, subcutaneously into immunodeficient mice. This cell/gel combination generates a human vascular network that connects with the mouse vasculature.

Immunodeficient 마우스의 생체 공학 인간 Microvascular 네트워크

The future of tissue engineering and cell-based therapies for tissue regeneration will likely rely on our ability to generate functional vascular networks ...

생물학

In Vitro Assays to Assess Blood-brain Barrier Mesh-like Vessel Formation and Disruption

Blood-brain barrier (BBB) coverage plays a central role in the homeostasis of the central nervous system (CNS). The BBB is dynamically maintained by astrocytes, pericytes and brain endothelial cells (BECs). Here, we detail methods to assess BBB coverage using single cultures of immortalized human BECs, single cultures of primary mouse BECs, and a humanized triple culture model (BECs, astrocytes and pericytes) of the BBB. To highlight the applicability of the assays to disease states, we describe the effect of oligomeric amyloid-&#946; (oA&#946;), which is an important contributor to Alzheimer&#39;s disease (AD) progression, on BBB coverage. Further, we utilize the epidermal growth factor (EGF) to illuminate the drug screening potential of the techniques. Our results show that single and triple cultured BECs form meshwork-like structures under basal conditions, and that oA&#946; disrupts this cell meshwork formation and degenerates the preformed mesh structures, but EGF blocks this disruption. Thus, the techniques described are important for dissecting fundamental and disease-relevant processes that modulate BBB coverage.

In Vitro Assays to Assess Blood-brain Barrier Mesh-like Vessel Formation and Disruption

Maintaining blood-brain barrier coverage is key for the homeostasis of the central nervous system. This protocol describes in vitro techniques to delineate the fundamental and pathological processes that modulate blood-brain barrier coverage.

혈액 뇌 장벽 메쉬와 유사한 혈관 형성 및 분열을 평가하기위한 In vitro 시험 법

Blood-brain barrier (BBB) coverage plays a central role in the homeostasis of the central nervous system (CNS). The BBB is dynamically maintained by ...

Monitoring Functionality and Morphology of Vasculature Recruited by Factors Secreted by Fast-growing Tumor-generating Cells

The subcutaneous matrigel plug assay in mice is a method of choice for the in vivo evaluation of pro- and anti-angiogenic factors. In this method, desired factors are introduced into cold-liquid ECM-mimic gel which, after subcutaneous injection, solidifies to form an environment mimicking the cancer milieu. This matrix permits the penetration of host cells, such as endothelial cells, and therefore, the formation of vasculature.
Herein we propose a new modified matrigel plug assay, which can be exploited to illustrate the angiogenic potential of a pool of factors secreted by cancer cells, as opposed to a specific factor (e.g., bFGF and VEGF) or agent. The plug containing ECM-mimic gel is utilized to introduce the host (i.e., mouse) with a pool of factors secreted to the C.M. of fast-growing tumor-generating glioblastoma cells. We have previously described an extensive comparison of the angiogenic potential of U-87 MG human glioblastoma and its dormant-derived clone, in this system model, showing induced angiogenesis in the U-87 MG parental cells. The C.M. is prepared by filtering collected media from confluent tissue culture plates of either cell line following 48 hr incubation. Hence, it contains only factors secreted by the cells, without the cells themselves. Described here is the combination of two imaging modalities, microbubbles contrast-enhanced ultrasound imaging and intravital fibered-confocal endomicroscopy, for an accurate, real-time characterization of the extent, morphology and functionality of newly-formed blood vessels within the plugs.

We describe a matrigel plug assay to illustrate angiogenic potential of a pool of factors secreted by cancer cells using two complementary imaging modalities, ultrasound and endomicroscopy. The matrigel, an extracellular matrix (ECM)-mimic gel, is utilized to introduce the host (mouse) with angiogenic factors secreted to the conditioned media (C.M.).&#160;

고속 성장하는 종양 생성 세포에 의해 분비 요인에 의해 보충 모니터링 기능 및 혈관의 형태학

The subcutaneous matrigel plug assay in mice is a method of choice for the in vivo evaluation of pro- and anti-angiogenic factors. In this method, desired ...

In Vitro Three-Dimensional Sprouting Assay of Angiogenesis Using Mouse Embryonic Stem Cells for Vascular Disease Modeling and Drug Testing

Recent advances in induced pluripotent stem cells (iPSC) and gene editing technologies enable the development of novel human cell-based disease models for phenotypic drug discovery (PDD) programs. Although these novel devices could predict the safety and efficacy of investigational drugs in humans more accurately, their development to the clinic still strongly rely on mammalian data, notably the use of mouse disease models. In parallel to human organoid or organ-on-chip disease models, the development of relevant in vitro mouse models is therefore an unmet need for evaluating direct drug efficacy and safety comparisons between species and in vivo and in vitro conditions. Here, a vascular sprouting assay that utilizes mouse embryonic stem cells differentiated into embryoid bodies (EBs) is described. Vascularized EBs cultured onto 3D-collagen gel develop new blood vessels that expand, a process called sprouting angiogenesis. This model recapitulates key features of in vivo sprouting angiogenesis-formation of blood vessels from a pre-existing vascular network-including endothelial tip cell selection, endothelial cell migration and proliferation, cell guidance, tube formation, and mural cell recruitment. It is amenable to screening for drugs and genes modulating angiogenesis and shows similarities with recently described three-dimensional (3D) vascular assays based on human iPSC technologies.

In Vitro Three-Dimensional Sprouting Assay of Angiogenesis Using Mouse Embryonic Stem Cells for Vascular Disease Modeling and Drug Testing

This assay utilizes mouse embryonic stem cells differentiated into embryoid bodies cultured in 3D-collagen gel to analyze the biological processes that control sprouting angiogenesis in vitro. The technique can be applied for testing drugs, modeling diseases, and for studying specific genes in the context of deletions that are embryonically lethal.

체외 혈관 질환 모델링 및 약물 검사를 위한 마우스 배아 줄기 세포를 이용한 혈관신생의 3차원 발아 분석

Recent advances in induced pluripotent stem cells (iPSC) and gene editing technologies enable the development of novel human cell-based disease models for ...

Simplifying angiogenesis studies with a modified matrix gel plug assay(수정된 매트릭스 겔 플러그 어세이를 통한 혈관신생 연구 간소화)

Modified In Vivo Matrix Gel Plug Assay for Angiogenesis Studies

Several models have been developed to investigate angiogenesis in vivo. However, most of these models are complex and expensive, require specialized equipment, or are hard to perform for subsequent quantitative analysis. Here we present a modified matrix gel plug assay to evaluate angiogenesis in vivo. In this protocol, vascular cells were mixed with matrix gel in the presence or absence of pro-angiogenic or anti-angiogenic reagents, and then subcutaneously injected into the back of recipient mice. After 7 days, phosphate buffer saline containing dextran-FITC is injected via the tail vein and circulated in vessels for 30 min. Matrix gel plugs are collected and embedded with tissue embedding gel, then 12 &#181;m sections are cut for fluorescence detection without staining. In this assay, dextran-FITC with high molecular weight (~150,000 Da) can be used to indicate functional vessels for detecting their length, while dextran-FITC with low molecular weight (~4,400 Da) can be used to indicate the permeability of neo-vessels. In conclusion, this protocol can provide a reliable and convenient method for the quantitative study of angiogenesis in vivo.

저자 스포트라이트: Investigating Angiogenesis and Vessel Permeability Through a Modified Matrix Gel Plug Assay (수정된 매트릭스 겔 플러그 분석을 통한 혈관신생 및 혈관 투과성 조사)

The method presented here can evaluate the effect of reagents on angiogenesis or vascular permeability in vivo without staining. The method uses dextran-FITC injection via the tail vein to visualize neo-vessels or vascular leakage.

혈관신생 연구를 위한 수정된 In Vivo Matrix Gel Plug Assay

Several models have been developed to investigate angiogenesis in vivo. However, most of these models are complex and expensive, require specialized ...