이 원고의 작업은 Hemostasis and Vascular Biology (P3HVB)의 Vascular Medicine Institute 파일럿 프로젝트 프로그램과 AAST Research Fellowship에서 닐 박사에게 자금을 지원하여 지원되었습니다. 이 연구는 R35 GM119526-01 및 UM1HL120877-01의 미국 국립 보건원 연구비 지원에 의해 지원됩니다.

마우스는 특정 병원균이없는 상태에서 피츠버그 대학 (미국 펜실베니아 피츠버그)과 미국 국립 보건원 (NI, 베데스다, MD, 미국) 동물 보호 지침에 따라 12 시간의 명암 사이클과 자유 접근 표준 사료 및 물. 모든 동물 실험은 피츠버그 대 (University of Pittsburgh)의 동물 연구 및 관리위원회 (Animal Research and Care Committee)가 정한 지침에 따라 승인되고 실시되었습니다. 1. 외과 분야 및기구 설정 <ol><li> 수술 전에 모든 수술기구, 봉합사, 거즈, 면봉 어플리케이터, 튜빙 및 튜빙 커넥터를 소독하십시오. <ol><li> 외과 용기구, 봉합사, 거즈 및 면봉 어플리케이터를 오토 클레이브에서 소독하십시오. 에틸렌 옥사이드로 튜빙 및 튜빙 커넥터를 소독하십시오. </li></ol></li><li> 수술 분야 <ol><li> 물 순환 가열 패드를 켜고 37 ° C로 설정하십시오. 외과 의사를 배치하십시오.칼 파란색 패드를 그 위에 올려 놓고 외과 용 파란색 패드 위에 멸균 드레이프를 놓습니다. </li><li> 멸균 드레이프 위에 모든 멸균 도구를 엽니 다. 이 단계에서 멸균을 피하기 위해 멸균 장갑을 사용하십시오. </li><li> 70 % 에탄올을 넣은 스테인리스 사발을 채우고 옆에 두십시오. 이것은 동물 사이의기구를 청소하는 데 사용됩니다. </li><li> 마이크로 비드 살균 장치를 켜고 150 ° C로 가열합니다. 이것은 동물 들간에기구를 청소하는 데에도 사용됩니다. 5 마리 이상의 마우스에서 수술을하는 경우, 장비를 새로운 멸균 세트로 변경하십시오. </li></ol></li><li> 트랜스 듀서 셋업 <ol><li> 멸균 변환기, PE-50 튜빙, 2 ​​개의 23G 바늘, 남성 - 남성 루어 및 3 방향 스톱 콕을 연결하십시오. 6 </li><li> 제조사 지침에 따라 트랜스 듀서를 보정하고 제로화하십시오. </li></ol></li></ol> 2. 간경 열공 수술 <ol><li> 마취 유도 및 포지셔닝 </strong&gt; <ol><li> 70 mg / kg의 용량으로 sodium pentobarbital을 복강 내 주사하십시오. 마취는 5-10 분 사이에 효과가 있어야합니다. 발가락 핀치로 마취 깊이를 평가하십시오. 마우스가 발가락 핀치에 반응하면 추가 시간이나 마취가 필요합니다. 수술 중 추가 마취가 필요한 경우, 나트륨 펜토 바르비탈을 보충하십시오. 과다 복용을 막기 위해 0.05 mL보다 많은 양의 보충제를주지 마십시오. </li><li> 마우스가 완전히 마취 상태에 이르면 마우스를 수술 용 보드에 올려 놓습니다. 마우스의 네 팔다리를 모두 테이프로 보드에 고정하십시오. </li><li> 면도칼로 복부와 양측 사타구니를 면도하십시오. </li><li> Betamine으로 멸균 거즈를 흡수하고 수술을 위해 복부 및 양측 사지에 적용하십시오. 생존 실험을 위해 베타 딘으로 복부와 사타구니를 준비한 다음 에탄올을 총 3 회 준비합니다. </li><li> 절차 전반에 걸쳐 코어 온도를 모니터링하기 위해 직장 온도 프로브를 삽입하십시오. 계속 C35-37 ° C 사이의 광석 온도. </li></ol></li><li> 대퇴 동맥 및 정맥 주사 <ol><li> 정맥 카테터 설치를 위해 : PE 백팩에서 PE-10 튜빙, 30G 바늘 및 락 테이트 링거 용액이 들어있는 삼면 스톱 콕을 채 웁니다. </li><li> 동맥 카테터 설치 : heparinized 식염수 (1,000 U 헤파린의 1:10 희석)로 PE - 10 튜빙과 30G 바늘을 채 웁니다. 헤파린 염분은 응고를 방지하기 위해 필요합니다. </li><li> 해부 현미경에 마우스를 놓습니다. </li><li> 외과 아이리스 가위를 사용하여 사타구니 근육에 4-5 mm 세로 절개를하십시오. Dumont 집게를 사용하면 내전근에 연결된 지방 조직을 잡고 옆으로 당겨 대퇴골 다발을 깨끗하게 노출시킵니다. 이것이 혈관 손상을 초래할 수 있으므로 지방 조직을 통해 해부하지 마십시오. </li><li> 조심스럽게 동맥과 정맥에서 신경을 해부 포 셉와 함께 절개하십시오. 신경에 인접한 지방 패드가 있습니다. Dumont forcep로 이걸 잡아라.d 옆으로 잡아 당깁니다. 이것은 해부를 위해 비행기를 만드는 동맥에서 신경을 끌어 당긴다. 다른 Dumont forcep와 함께 뾰족하게 신경과 동맥 사이의 결합 조직을 해부합니다. <ol><li> 해부의이 부분 동안 신경을 움켜 잡지 마십시오. </li></ol></li><li> 대퇴골 주위에있는 동맥과 정맥 주위에 세 개의 6-0 실크 봉합사를 감습니다. <ol><li> 봉합사를 가장 근위에 놓고 느슨하게 놓습니다. </li><li> 봉합사 2를 가장 먼 곳에 놓고 즉시 연결하십시오. </li><li> 봉합사 1과 2 사이에 봉합사 3을 놓고 느슨하게 둡니다. </li></ol></li><li> 혈관의 복부 표면에 동맥 절개술을하십시오. 미세 혈관 가위의 사용은 혈관 절개를 피하기 위해 동맥 절개술을 시행하는 것이 좋습니다. </li><li> 동맥에 세 방향 카테터를 삽입하십시오. 봉합사 1과 2를 즉시 묶어 카테터를 제자리에 고정시킵니다. </li><li> 삼 방향 카테터를 변환기에 연결하고 기준 혈압 데이터를 수집합니다. </li><li> 반대쪽 사타구니에 2.2.4 - 2.2.6 단계를 반복합니다. 대동맥을 대동맥과 유사한 방식으로 대동맥에 대고 혈관의 복부 표면에서 venotomy를 시행 한 후 카테터 삽입. 이 카테터는 유체 또는 약물 투여에 활용할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 간 결손 <ol><li> 0.5 mL의 PBS, 3 개의 흡수 삼각형 및 1 개의 마우스 당 1 개의 계량 배가 들어있는 관을 미리 칭량하십시오. </li><li> 장골 정중선 개복술 절개를 장티푸스 과정에서 시작하여 꼬리로 완전히 확장시켜 간 노출을 완전히 허용합니다. </li><li> 오른쪽 복부 벽에 복부에 흡수 삼각형 하나를 삽입하십시오. 왼쪽에서 반복하십시오. <ol><li> 간 삼출 후 패킹 지혈 효과를 피하기 위해 흡수 삼각형이 간에서 멀어 지도록하십시오. </li></ol></li><li> 조심스럽게 간장의 왼쪽 중간 엽을 잡고 외과의 75 %를 외과 용 가위로가립니다. lacerate를 놓으십시오.PBS가 들어있는 튜브에 넣습니다. </li><li> 스테이플 애플리케이터 를 통해 스테이플로 복벽 을 닫습니다. 피부와 근육을 함께 잡고 스테이플을 발사하십시오. 복부 밖에서의 혈액 손실을 피하기 위해 간 열상 후 최대한 빨리하십시오. 생존 실험에서 복부는 두 층으로 닫혀있다. 근육을위한 실행 가능한 흡수성 봉합사와 피부에 대한 비 흡수성 봉합사의 연속 층이 이어지면 적절한 봉합이 제공됩니다. </li><li> 생존 시간이 30 분 이상인 생쥐의 경우 대퇴 동맥 카테터를 제거하고 동맥 및 정맥을 단계 2.2.6의 봉합사 3으로 묶어야합니다. 양측 사타구니는 이전 단계에서 설명한대로 두 단계로 닫힙니다. </li><li> 출혈에 대한 특정 관심 시간 (30 분에서 최대 72 시간) 후에 스테이플을 제거하십시오. 흡수 삼각형을 제거하고 해당 사전 칭량 된 계량 보트에 넣으십시오. 추가 흡수 삼각형을 사용하여 흡수되지 않은 혈액을 흡수하십시오. </li><li&gt; 총 흡수 손실을 계산하기 위해 흡수 필터를 계량하십시오. </li></ol></li><li> 수술 후 관리 <ol><li> 수술 보드에서 30 분에 희생 될 마우스를 희생 할 때까지 끊임없이 모니터링하고 전신 마취 상태로 두십시오. 마우스는 심장 펑크와 흡입 된 isoflurane의 과다 복용의 조합으로 안락사시켰다. </li><li> 생존주기가 긴 마우스를 물 순환 순환 패드 위의 복구 케이지에 놓습니다. 회복하는 동안 마우스를 지속적으로 모니터링하고 흉골 정복을 유지하기위한 의식을 회복 할 때까지 무인 상태로 두지 마십시오. 마취에서 회복 한 후에 만 ​​다른 쥐와 함께 케이지 공간으로 마우스를 복귀시킵니다. </li><li> 마취에서 깨어 난 후 피하 주사를 통해 0.1 mg / kg buprenex로 수술 후 진통제를 투여하고 희생 된 시점까지 12 시간마다 투여합니다. </li><li> 생쥐가 음식과 물을 자유롭게 이용할 수있게합니다.수술 후 정상적인 케이지. </li><li> 생존 마우스의 희생시 흡입 된 이소 플루 란으로 마취가 이루어집니다. 마취하에 혈액이 우심실 심장 穿刺을 통해 수집되면, 출혈은 위에서 설명한대로 기록되고 안락사는 isoflurane의 과다 복용으로 보장됩니다. </li></ol></li></ol>

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저자는 선언 할 재정상의 경쟁 이익이 없습니다.

여기에 설명 된 쥐 간 열공 모델은 제어 할 수없는 출혈의 안정적이고 일관된 모델을 제공합니다. 이 모델은 수행하기 쉽지만 세심한 고려가 필요한 중요한 단계가 있습니다. 이 모델의 가장 기술적으로 어려운 부분은 혈역학 모니터링과 유체 / 약물 투여를위한 대퇴 혈관의 삽입입니다. 신경의 해부 및 동맥 절개 / venotomy 동안주의를 기울여야합니다. 특히 생존 모델의 경우 신경 마비와 가능한 ?...

외상은 전 세계 젊은이들 사이에서 사망 및 장애를 유발하는 주요 원인입니다. 1 통제되지 않는 출혈은 중상을 입은 외상 환자들 사이의 주요 사망 원인입니다. 출혈 외상 환자의 관리는 외과 적 출혈의 통제와 소생술 및 분실 된 혈액의 대체 등 두 가지가 있습니다. 출혈성 쇼크의 동물 모델은 외상 연구의 초석이었으며 외상성 / 출혈성 쇼크의 병리 생리학 및 치료의 평가에 사용될 수 있습니다. 동물 모델의 3 , 4 충격은 통제 된 출혈과 통제되지 않는 출혈의 두 가지 방법으로 광범위하게 달성 할 수 있습니다. 5 , 6 통제 된 출혈은 일정한 혈압을 제거하기 위해 또는 일정한 혈압 (고정 압력)을 얻기 위해 혈액 제거에 의해 수행됩니다. 동안se 모델은 출혈성 쇼크의 기전 및 면역 변화의 평가에 유용하며, 지혈제 시험에 적용 가능하지 않으며 외상 후 출혈의 임상 시나리오를 모방하지 않는다. 이 정도면, 우리는 쥐 모델에서 지혈 변화와 응고 인자를 시험 할 수있는 통제되지 않는 출혈 모델을 개발하려고했습니다. 간은 간으로의 이중 혈액 공급 때문에 부분적으로 조절되지 않는 출혈에 대한 매력적인 옵션이며 둔각 및 관통 외상에서 가장 흔히 손상받는 인방 내 기관 중 하나입니다. 높은 임상 관련성을 고려할 때, 간은 통제되지 않은 출혈의 모델로 사용되어 왔으며, 가장 일반적으로 쥐와 돼지 모델에서 사용되었지만 최근에는 영장류에서도 발생합니다. 7 , 8 , 9 , 10 , 11 , 12 </sup&gt; Murine 모델은 또한 분쇄 모델 또는 둔기 외상과 같은 간 손상을 포함 시켰습니다. 그러나 이러한 모델은 간 손상에 이차적 인 출혈성 쇼크를 유발하지 않습니다. 13 , 14 제어되지 않는 간 출혈의 쥐와 돼지 모델은 소생술 및 혈역학 모니터링을 보는 데 가치가 있지만 비용, 사용 된 동물 수 및 분석을 위해 사용 가능한 상대적으로 부족한 형질 전환 라인과 같은 다양한 이유로 쥐 모델보다 유리하지 못합니다 특정 세포 및 분자 신호 전달. 현재의 쥐 모델은 표준화 된 간 열화, 혈액 손실 정량화, 혈류 역학 모니터링 및 생존 분석 수행 능력을 포함하여 현존하는 간 출혈 모델과 중요한 유사점을 공유한다. 많은 기존 모델은 이러한 측면의 일부만을 통합하는 반면, 우리 모델은 많은 생리적 변형을 측정하기 위해 개발되었습니다동시에 여러 쥐에서 b아 먹는다. 뿐만 아니라, 쥐 모델의 개발은 소생을 넘어서고 제어되지 않은 출혈에서의 더 큰 병태 생리학 기전과 진보 된 분자 기술을 사용하는 비용 효율적인 고효율 모델의 가능성을 열어줍니다.

<table><tbody><tr><td>SS/45 dumonts</td><td>Fine Science Tools</td><td>11203-25</td><td></td></tr><tr><td>surgical scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14068-12</td><td></td></tr><tr><td>hemostats</td><td>Fine Science Tools</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>microscissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15000-08</td><td></td></tr><tr><td>0.8 mm curved forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11009-13</td><td></td></tr><tr><td>suture reel 6-0</td><td>Fine Science Tools</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>suture 4-0 silk w/ needle</td><td>Owens Minor</td><td>K188H</td><td></td></tr><tr><td>gauze 4 x 4</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>cotton-tip applicator</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>30 G needle</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>23 G needle</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 cc syringe</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>50 cc conical tube</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 cc syringe w/ 25G needle</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-826-88</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylene 10 tubing 100`(PE-10)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12P</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylene 50 tubing 100`(PE-50)</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-170-12B</td><td></td></tr><tr><td>3-way stopcock</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9779127</td><td></td></tr><tr><td>surgical blue pad</td><td>Fisher Scientific</td><td>50-7105</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Field dressings</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9517505</td><td></td></tr><tr><td>tape rolls 1&quot;</td><td>Corporate Express</td><td>MMM26001</td><td></td></tr><tr><td>straight side wide mouth jars</td><td>VWR</td><td>159000-058</td><td></td></tr><tr><td>stainless steel tray 8&quot; x 11&quot;</td><td>VWR</td><td>62687-049</td><td></td></tr><tr><td>male-male leur lock 3-way</td><td>VWR</td><td>20068-909</td><td></td></tr><tr><td>sterilization pouch 3&quot; x 8&quot;</td><td>VWR</td><td>24008</td><td></td></tr><tr><td>sterilization pouch 5&quot; x 10&quot;</td><td>VWR</td><td>24010</td><td></td></tr><tr><td>absorption triangles</td><td>Fine Science Tools</td><td>18105-03</td><td></td></tr><tr><td>7 mm wound clip applier</td><td>Fisher Scientific</td><td>E0522687</td><td></td></tr><tr><td>1,000 7 mm wound clips</td><td>Fisher Scientific</td><td>E0522687</td><td></td></tr><tr><td>betadine (4 oz)</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>sterile gloves</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>eppendorfs&amp;nbsp;</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>1/2 cc Lo-Dose insulin syringe</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-826-79</td><td></td></tr><tr><td>small weigh boat</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>lactated ringers</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>hepranized saline solution (.1 &amp;microL; hep + 9.9 &amp;microL; NaCl)</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>phosphate buffered saline&amp;nbsp;</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>pentobarbital&amp;nbsp;</td><td>can be purchased through any global vendor</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wild M650 microscope w/ boom stand</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Digi-Med BPA-400 analyzer &amp;amp; systems integrator</td><td>Micro-Med</td><td>SYS-400</td><td></td></tr><tr><td>TXD-310 (Digi-Med Transducer)&amp;nbsp;</td><td>Micro-Med</td><td>TXD-300</td><td></td></tr><tr><td>Computer</td><td>Dell</td><td></td><td></td></tr><tr><td>microbead instrument sterilizer</td><td>VWR</td><td>11156-002</td><td></td></tr><tr><td>Oster A5 clippers w. size 40 blade</td><td>VWR</td><td>10749-020</td><td></td></tr><tr><td>circulating heating pad 18 x 26</td><td>Harvard</td><td>py872-5272</td><td></td></tr><tr><td>rectal thermometer</td><td>Kent Scientific</td><td>RET-3</td><td></td></tr></tbody></table>

uncontrolled hemorrhagic shock modeled via liver laceration in mice with real time hemodynamic monitoring

통제되지 않는 출혈은 외상 환자들 사이에서 예방 가능한 사망의 중요한 원인입니다. 우리는 일관된 출혈, 혈역학 적 변화 및 생존을 가져 오는 간혹 열상 을 통한 통제되지 않는 출혈의 쥐 모델을 개발했습니다. 마우스는 간장의 좌측 중간 엽의 표준화 된 절제를 시행한다. 기계적 개입없이 출혈이 허용됩니다. 지혈제는 연구자의 관심에 따라 전처리 또는 구조 요법으로 투여 할 수 있습니다. 출혈하는 동안 왼쪽 대퇴 동맥 라인을 통한 실시간 혈역학 모니터링이 수행됩니다. 마우스를 희생시키고, 출혈량을 정량화하고, 혈액을 추가 분석을 위해 수집하고, 장기를 상해 분석을 위해 수확합니다. 실험 설계는 여러 동물을 동시에 시험 할 수 있도록 기술되어 있습니다. 통제되지 않는 출혈의 모델로서 간 출혈이 존재한다.주로 쥐와 돼지 모델에서의 문헌. 이 모델 중 일부는 혈역학 모니터링을 사용하거나 출혈을 정량화하지만 일관성이 부족합니다. 현재의 모델은 출혈이 통제되지 않은 혈류 역학의 메커니즘을 더 연구하기 위해 트랜스 제닉 라인과 높은 처리량 메커니즘을 사용하는 이점을 제공하는 생쥐 모델에서의 혈액 손실, 실시간 혈류 역학 모니터링의 정량화를 통합합니다.

간 열상 모델은 생쥐에서 재현성 있고 일관된 출혈을 초래합니다. 그림 1A 는 0.02 g 표준 편차로 얻을 수있는 lacerated 간장의 일관된 무게를 보여줍니다. lacerated 간 무게에 일관성이 생쥐와 다른 소생 프로토콜과 같은 다른 실험 설정에서 모델을 재현하는 기능을 허용합니다. 뿐만 아니라 표준 오차가 0.01g 인 열상 간암의 재현 가능한 무게는 동물 모델에서 얻기...

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Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

외상 환자 중 사망의 중요한 원인 인 통제되지 않는 출혈은 쥐 모델에서 표준 간 열화를 사용하여 모델링 할 수 있습니다. 이 모델은 일관된 혈액 손실, 생존을 가져오고 지혈제를 검사 할 수있게합니다. 이 기사에서는이 중요한 모델을 수행하기위한 단계별 프로세스를 제공합니다.

실시간 혈류 역학 모니터링을 이용한 마우스의 간경화로 모델링 된 통제 할 수없는 출혈성 쇼크

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

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8.5K 조회수.  University of Pittsburgh.  외상 환자 중 사망의 중요한 원인 인 통제되지 않는 출혈은 쥐 모델에서 표준 간 열화를 사용하여 모델링 할 수 있습니다. 이 모델은 일관된 혈액 손실, 생존을 가져오고 지혈제를 검사 할 수있게합니다. 이 기사에서는이 중요한 모델을 수행하기위한 단계별 프로세스를 제공합니다. 

비디오: Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, 2, 3, 4, 5 These signaling events can also lead to sepsis and/or multiple organ dysfunction (MOD). 6, 7, 8, 9 It is critical then to investigate the causes of suppressed immune function and detrimental signaling cascades in order to develop more effective ways to help patients who suffer from traumatic injuries. 10 This fixed pressure Hemorrhagic Shock (HS) procedure, although technically challenging, is an excellent resource for investigation of these pathophysiologic conditions. 11, 12, 13 Advances in the assessment of biological systems, i.e. Systems Biology have enabled the scientific community to further understand complex physiologic networks and cellular communication patterns. 14 Hemorrhagic Shock has proven to be a vital tool for unveiling these cellular communication patterns as they relate to immune function. 15, 16, 17, 18 This procedure can be mastered! This procedure can also be used as either a fixed volume or fixed pressure approach. We adapted this technique in the murine model to enhance research in innate and adaptive immune function. 19, 20, 21 Due to their small size HS in mice presents unique challenges. However due to the many available mouse strains, this species represents an unparalleled resource for the study of the biologic responses. The HS model is an important model for studying cellular communication patterns and the responses of systems such as hormonal and inflammatory mediator systems, and danger signals, i.e. DAMP and PAMP upregulation as it elicits distinct responses that differ from other forms of shock. 22, 23, 24, 25 The development of transgenic murine strains and the induction of biologic agents to inhibit specific signaling have presented valuable opportunities to further elucidate our understanding of the up and down regulation of signal transduction after severe blood loss, i.e. HS and trauma 26, 27, 28, 29, 30. 
There are numerous resuscitation methods (R) in association with HS and trauma. 31, 32, 33, 34 A fixed volume resuscitation method of solely lactated ringer solution (LR), equal to three times the shed blood volume, is used in this model to study endogenous mechanisms such as remote organ injury and systemic inflammation. 35, 36, 38 This method of resuscitation is proven to be effective in evaluating the effects of HS and trauma 38, 39.

The Hemorrhagic Shock model has been a reliable and reproducible resource facilitating the identification and understanding of signaling cascades associated with inflammation and end-organ damage after trauma. This article provides a step-by-step description of surgical and mechanical aspects associated with the Hemorrhagic Shock experimental procedure in mice.

고정 볼륨 또는 고정 압력 : 출혈성 쇼크의 Murine 모델

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, ...

연구

의학

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

마우스의 제어 자궁 경부 열상 상해

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Murine Model of Subarachnoid Hemorrhage

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of Willis perforation (CWp) and proven by intracranial pressure (ICP) monitoring. Thereby a homogenous blood distribution in subarachnoid spaces surrounding the arterial circulation and cerebellar fissures is achieved. Animal physiology is maintained by intubation, mechanical ventilation, and continuous on-line monitoring of various physiological and cardiovascular parameters: body temperature, systemic blood pressure, heart rate, and hemoglobin saturation. Thereby the cerebral perfusion pressure can be tightly monitored resulting in a less variable volume of extravasated blood. This allows a better standardization of endovascular filament perforation in mice and makes the whole model highly reproducible. Thus it is readily available for pharmacological and pathophysiological studies in wild type and genetically altered mice.

A standardized mouse model of subarachnoid hemorrhage by intraluminal Circle of Willis perforation is described. Vessel perforation and subarachnoid bleeding are monitored by intracranial pressure monitoring. In addition various vital parameters are recorded and controlled to maintain physiologic conditions.

지주막 하 출혈의 생쥐 모델

In this video publication a standardized mouse model of subarachnoid  hemorrhage (SAH) is presented. Bleeding is induced by endovascular Circle of  Willis ...

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. However, due to the small size of the mouse, technical details of the intraoperative monitoring procedure suitable for the mouse were rarely described. Previously we have reported a monitoring procedure to obtain hemodynamic parameters for rats. Now, we adapted the procedure to acquire systemic and hepatic hemodynamic parameters in mice, a species ten-fold smaller than rats. This film demonstrates the instrumentation of the animals as well as the data acquisition process needed to assess systemic and hepatic hemodynamics in mice. Vital parameters, including body temperature, respiratory&#160;rate&#160;and heart&#160;rate were recorded throughout the whole procedure. Systemic hemodynamic parameters consist of carotid artery pressure (CAP) and central venous pressure (CVP). Hepatic perfusion parameters include portal vein pressure (PVP), portal flow rate as well as the flow rate of the common hepatic artery (table 1). Instrumentation and data acquisition to record the normal values was completed within 1.5 h. Systemic and hepatic hemodynamic parameters remained within normal ranges during this procedure.
This procedure is challenging but feasible. We have already applied this procedure to assess hepatic hemodynamics in normal mice as well as during 70% partial hepatectomy and in liver lobe clamping experiments. Mean PVP after resection (n= 20), was 11.41&#177;2.94 cmH2O which was significantly higher (P&#60;0.05) than before resection (6.87&#177;2.39 cmH2O). The results of liver lobe clamping experiment indicated that this monitoring procedure is sensitive and suitable for detecting small changes in portal pressure and portal flow rate. In conclusion, this procedure is reliable in the hands of an experienced micro-surgeon but should be limited to experiments where mice are absolutely needed.

This film demonstrates how to acquire systemic and hepatic hemodynamics in mice. The whole monitoring includes acquisition of vital parameters, systemic blood pressure, central venous pressure, common hepatic artery flow rate, and portal vein pressure as well as the portal flow rate in mice.

마우스의 전신과 간장 혈 역동 학적 파라미터의 모니터링

The use of mouse models in experimental research is of enormous importance for the study of hepatic physiology and pathophysiological disturbances. ...

Noninvasive and Invasive Renal Hypoxia Monitoring in a Porcine Model of Hemorrhagic Shock

Up to 50% of patients with trauma develop acute kidney injury (AKI), in part due to poor renal perfusion after severe blood loss. AKI is currently diagnosed based on a change in serum creatinine concentration from baseline or prolonged periods of decreased urine output. Unfortunately, baseline serum creatinine concentration data is unavailable in most patients with trauma, and current estimation methods are inaccurate. In addition, serum creatinine concentration may not change until 24-48 h after the injury. Lastly, oliguria must persist for a minimum of 6 h to diagnose AKI, making it impractical for early diagnosis. AKI diagnostic approaches available today are not useful for predicting risk during the resuscitation of patients with trauma. Studies suggest that urinary partial pressure of oxygen (PuO2) may be useful for assessing renal hypoxia. A monitor that connects the urinary catheter and the urine collection bag was developed to measure PuO2 noninvasively. The device incorporates an optical oxygen sensor that estimates PuO2 based on luminescence quenching principles. In addition, the device measures urinary flow and temperature, the latter to adjust for confounding effects of temperature changes. Urinary flow is measured to compensate for the effects of oxygen ingress during periods of low urine flow. This article describes a porcine model of hemorrhagic shock to study the relationship between noninvasive PuO2, renal hypoxia, and AKI development. A key element of the model is the ultrasound-guided surgical placement in the renal medulla of an oxygen probe, which is based on an unsheathed optical microfiber. PuO2 will also be measured in the bladder and compared to the kidney and noninvasive PuO2 measurements. This model can be used to test PuO2 as an early marker of AKI and assess PuO2 as a resuscitative endpoint after hemorrhage that is indicative of end-organ rather than systemic oxygenation.

Presented here is a protocol to measure renal oxygenation in the medulla and noninvasive urine oxygen partial pressure in a hemorrhagic shock porcine model to establish urine oxygen partial pressure as an early indicator of acute kidney injury (AKI) and a novel resuscitative endpoint.

출혈성 쇼크의 돼지 모델에서 비침습적 및 침습적 신장 저산소증 모니터링

Up to 50% of patients with trauma develop acute kidney injury (AKI), in part due to poor renal perfusion after severe blood loss. AKI is currently ...

생체공학

Complete and Partial Aortic Occlusion for the Treatment of Hemorrhagic Shock in Swine

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the forefront of trauma care in recent years. Since complete aortic occlusion presents serious concerns, the concept of partial aortic occlusion has gained a growing attention. Here, we present a large animal model of hemorrhagic shock to investigate the effects of a novel partial aortic balloon occlusion catheter and compare it with a catheter that works on the principles of complete aortic occlusion. Swine are anesthetized and instrumented in order to conduct controlled fixed-volume hemorrhage, and hemodynamic and physiological parameters are monitored. Following hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters are inserted and inflated in the supraceliac aorta for 60 min, during which the animals receive whole-blood resuscitation as 20% of the total blood volume (TBV). Following balloon deflation, the animals are monitored in a critical care setting for 4 h, during which they receive fluid resuscitation and vasopressors as needed. The partial aortic balloon occlusion demonstrated improved distal mean arterial pressures (MAPs) during the balloon inflation, decreased markers of ischemia, and decreased fluid resuscitation and vasopressor use. As swine physiology and homeostatic responses following hemorrhage have been well-documented and are like those in humans, a swine hemorrhagic shock model can be used to test various treatment strategies. In addition to treating hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters have become popular for their role in cardiac arrest, cardiac and vascular surgery, and other high-risk elective surgical procedures.

Here, we present a protocol demonstrating a hemorrhagic shock model in swine that uses aortic occlusion as a bridge to definitive care in trauma. This model has application in testing a wide range of surgical and pharmacological therapeutic strategies.

돼지에서 출혈 성 쇼크의 치료에 대 한 전체 및 부분 대동맥 폐색

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

돼지의 뇌산소측정및 확장된 혈역학적 모니터링에 의해 유도된 표준화된 출혈성 쇼크 유도

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Description of a Swine Infant Model of Volume-Controlled Hemorrhagic Shock

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to guide resuscitation and comparison between different therapies is difficult in children due to the inherent heterogeneity of this population. As a result, compared to adults, appropriate management of pediatric hemorrhagic shock is still not well established. In addition, the scarcity of pediatric patients with hemorrhagic shock precludes the development of clinically relevant studies. For this reason, an experimental pediatric animal model is necessary to study the effects of hemorrhage in children as well as their response to different therapies. We present an infant animal model of volume-controlled hemorrhagic shock in anesthetized young pigs. Hemorrhage is induced by withdrawing a previously calculated blood volume, and the pig is subsequently monitored and resuscitated with different therapies. Here, we describe a precise and highly reproducible model of hemorrhagic shock in immature swine. The model yields hemodynamic data that characterizes compensatory mechanisms that are activated in response to severe hemorrhage.

This article aims to provide researchers with a detailed and accessible guide to set up an infant porcine model of hemorrhagic shock.

체적 조절 출혈성 쇼크의 돼지 유아 모델에 대한 설명

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to ...

쥐의 출혈성 쇼크 유도를 통한 혈관 캐뉼레이션

Developing a Clinically Relevant Hemorrhagic Shock Model in Rats

Over the recent decades, the development of animal models allowed us to better understand various pathologies and identify new treatments. Hemorrhagic shock, i.e., organ failure due to rapid loss of a large volume of blood, is associated with a highly complex pathophysiology involving several pathways. Numerous existing animal models of hemorrhagic shock strive to replicate what happens in humans, but these models have limits in terms of clinical relevance, reproducibility, or standardization. The aim of this study was to refine these models to develop a new model of hemorrhagic shock. Briefly, hemorrhagic shock was induced in male Wistar Han rats (11-13 weeks old) by a controlled exsanguination responsible for a drop in the mean arterial pressure. The next phase of 75 min was to maintain a low mean arterial blood pressure, between 32 mmHg and 38 mmHg, to trigger the pathophysiological pathways of hemorrhagic shock. The final phase of the protocol mimicked patient care with an administration of intravenous fluids, Ringer Lactate solution, to elevate the blood pressure. Lactate and behavioral scores were assessed 16 h after the protocol started, while hemodynamics parameters and plasmatic markers were evaluated 24 h after injury. Twenty-four hours post-hemorrhagic shock induction, the mean arterial and diastolic blood pressure were decreased in the hemorrhagic shock group (p&#160;&#60; 0.05). Heart rate and systolic blood pressure remained unchanged. All organ damage markers were increased with the hemorrhagic shock (p &#60; 0.05). The lactatemia and behavioral scores were increased compared to the sham group (p &#60; 0.05). In conclusion, we demonstrated that the protocol described here is a relevant model of hemorrhagic shock that can be used in subsequent studies, particularly to evaluate the therapeutic potential of new molecules.

저자 스포트라이트: 출혈성 쇼크 연구를 위한 혁신적인 치료 전략 개발

Hemorrhagic shock kills 1.9 million people worldwide every year. Small animals are frequently used as hemorrhagic shock models but are associated with issues of standardization, reproducibility, and clinical significance, thus limiting their relevance. This article describes developing a new clinically relevant hemorrhagic shock model in rats.

쥐에서 임상적으로 관련된 출혈성 쇼크 모델 개발

Over the recent decades, the development of animal models allowed us to better understand various pathologies and identify new treatments. Hemorrhagic ...

실시간 혈류 역학 모니터링을 이용한 마우스의 간경화로 모델링 된 통제 할 수없는 출혈성 쇼크

요약

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고정 볼륨 또는 고정 압력 : 출혈성 쇼크의 Murine 모델

마우스의 제어 자궁 경부 열상 상해

지주막 하 출혈의 생쥐 모델

마우스의 전신과 간장 혈 역동 학적 파라미터의 모니터링

출혈성 쇼크의 돼지 모델에서 비침습적 및 침습적 신장 저산소증 모니터링

돼지에서 출혈 성 쇼크의 치료에 대 한 전체 및 부분 대동맥 폐색

돼지의 뇌산소측정및 확장된 혈역학적 모니터링에 의해 유도된 표준화된 출혈성 쇼크 유도

체적 조절 출혈성 쇼크의 돼지 유아 모델에 대한 설명

쥐에서 임상적으로 관련된 출혈성 쇼크 모델 개발

쥐에서 임상적으로 관련된 출혈성 쇼크 모델 개발