출혈성 쇼크 GM053789의 기금 소스 / 번호 분자 생물학

1. 악기, 외과 필드 준비 : 1. 악기 준비. 모든 수술 절차는 무균 기술을 사용하여 수행됩니다. 수술 블루 패드 및 살균 필드 드레싱이 사용됩니다. 모든 자료와 악기를 사용하기 전에 소독 수 있습니다. 6-0 봉합사, 면화 팁 applicators, 거즈, 남성 남성 3 방향 stopcocks, 그리고 악기 압력솥 소독하고 있습니다. 트랜스 듀서, PE - 50, 그리고 PE - 10 튜브는 산화 에틸렌 멸균 수 있습니다. 모든 3 방향 stopcocks, 주사기와 바늘은 멸균 접수하고 있습니다. 6-0 봉합사는 1 인치 조각 (6 개 / 동물)로 잘라 작은 살균 파우치 안으로 들어가게된다. 커튼 - 팁 applicators, 4X4의 거즈 사각형, 그리고 남성 남성 3 방향 stopcocks는 작거나 중간 크기의 살균 파우치와 autoclaved도 넣고. 우리 수술 악기 압력솥 매일 저녁 소독하고 있습니다. 그들은 항균 비누와 수돗물을 사용하여 수술 후 씻어입니다. 그들은 깨끗한 수술 블루 패드에 건조 사용할 수 있습니다. 그들은 다음 조심스럽게 살균 주머니에 배치하고 그 다음날 사용하기 위해 소독하고 있습니다. 트랜스 듀서와 튜브는 플라스틱 부품을 가지고 있기 때문에, 그들은 가스, 즉 산화 에틸렌을 사용하여 소독해야합니다. PE - 10 튜브는 5 인치 조각으로 잘라 작은 살균 주머니에 배치됩니다. PE - 50 튜브는 18 인치 조각으로 잘라 중간 살균 주머니에 배치됩니다. 2. 외과 분야. 외과 분야를 설정하려면, 먼저, 그것이 수술을 시작하기 전에 적절한 온도 300-350 ° F에 도달하기 위해 핫 비드 살균기 켭니다. 그렇다면 알코올에 수술 블루 패드를 배치하여 다음 단계로 진행하면 benchtop을 냈다. 하나의 패드는 현미경으로가는 그리고 다른 하나는 BP 분석기이있는 순환 가열 패드에갑니다. 두 수술 블루 패드 위에 드레싱 멸균 필드를 배치합니다. 70 % 알코올로하는 방법의 스테인레스 스틸 악기 트레이 1 / 3 입력합니다. 모든 수술기구를 커버하기에 충분한 70 % EtOH을 사용합니다. 별도의 멸균 드레싱 필드를 사용하여 현미경 옆에 그것을 놓으십시오. 이 멸균 분야의 모든 멸균기구, 봉합사, 거즈 및 카테터를 삽입합니다. 그들을 만져을 오염하지 마세요 살균 악기와 봉합을 열 때주의하십시오. 이 설치 절차를 수행할 때 멸균 장갑을 사용하는 것이 좋습니다. 2. 기계 설정 및 절차 : 1. 카테터 - 설정합니다. 하기 위해 멸균 장갑을 끼도록 BP, 먼저, 측정하는 데 사용되는 오른쪽 다리 murine 카테터를 설정합니다. 그런 다음 autoclaved 주머니에서 멸균 PE - 10 튜브를. 포인터 손가락과 그들 사이 인치에 대해 떠나는 엄지와 튜브의 가운데를 잡아. 튜빙의이 섹션 카테 테르 삽입에 도움이 직경이 얇은 수 있도록 아주 조금 스트레칭. 스트레칭 후 튜브는 멸균 가위를 사용을 반으로. 5 인치 튜브 지금 ½ 인치 길이의 약 2 두 조각해야합니다. 베벨 늘어 종료를 확인하십시오. 이것은 선박 벽 아래쪽으로 파고하여 루멘을 종료의 가능성을 높일 수 있으므로 * 너무 beveled 가장자리를 각도를하지 마십시오. 튜빙의 무딘 unstretched 끝에 30G 바늘을 삽입합니다. 살균 1cc 주사기와 3 방향 꼭지를하십시오. 알코올이 heparinized 생리 식염수 (0.1ml Heparin/9.9ml 살린)이있는 10cc 멸균 유리병 상단을 소독하기 위해 닦아 사용하십시오. 헤파린 솔루션 0.6 - 0.7cc와 주사기를 채우십시오. 남성 끝 건너편 직접하는 3 방향의 끝에 30G 바늘과 카테터를 첨부합니다. 꼭지, 30G 바늘과 헤파린 솔루션 PE - 10 튜브를 입력합니다. 시스템의 모든 공기 방울을 얻을해야합니다. 모든 기포를 제거하는 가장 효과적인 방법은 중력을 이용하는 것입니다. benchtop에 튜브의 매달려을 보내는 동안 지상쪽으로 바늘을 가리 킵니다. 바늘 허브에게 손가락의 제스처를주고 거품이 헤파린 솔루션의 위로 떠 것입니다. 3 방향에서 30G 바늘을 제거하고 거품을 제거하십시오. 3 방향에 갇혀있는 모든 거품을 제거하고 3 방향으로 튜브를 다시 연결하는 1cc 주사기로 3 방향 뒤쪽에 액체를 철회. 혼합물의 약 1cc는 주사기에 남아합니다. 마우스 1U 헤파린 / 마우스에 대한 동등이 혼합물의 0.05cc (삽입시 명백을 유지하기 위해 카테터 플러싱의 결과로)에 대한 받게됩니다. 수술 악기 드레싱 멸균 분야에이 완료된 카테터를 삽입하십시오. 하기 위해 설정 왼쪽 다리 murine 카테터는 3 방향 꼭지를 제외하고 위에서 설명한 것과 같은 절차를 따르십시오. 왼쪽 다리는 혈액을 그리는 데 사용되며 3 방향 꼭지가 필요하지 않습니다. heparinized 생리 혼합물의 0.15 - 0.2cc 다른 살균 1cc 주사기를 입력합니다. 30G의 바늘과 PE - 10 tubi 소개 시켜줘1cc 주사기로 직접 NG. 솔루션이 왼쪽 다리의 카테 테르 시스템을 채우십시오. 역시,이 시스템에서 거품을 제거합니다. 멸균 악기 드레싱 멸균 분야에 완성된 카테터를 놓습니다. 2. 변환기 - 설정합니다. 마이크로 의대 사양에 따라 digi - Med가 BPA 400 분석기에 살균 변환기를 가져와. 변환기의 양쪽에 3 방향 꼭지를 부착합니다. Lactated 링어 솔루션 (LR)와 10cc 주사기를 기입하고 변환기가 benchtop에 평평하게 누워 있도록 3 방향에 첨부해 주시기 바랍니다. PE - 50 튜브 18 인치 presterilized precut의 조각의 양쪽에 23G 바늘을 삽입합니다. 10cc 주사기 붙어있는 3 방법 PE - 50 튜브의 한쪽 끝을 연결합니다. LR과 PE - 50 설정 3 방향과 정보를 입력합니다. 로 이전 섹션에서 설명한 시스템의 모든 공기 방울을 얻을해야합니다. 변환기에 3 방법을 다시 첨부하고 변환기 및 2 차 LR 3 - 방법을 입력합니다. 마지막으로, 오른쪽 다리 murine 카테터로 첨부 파일에 대한 PE - 50 튜브의 23G 바늘로 금속 남성 남성의 뜨거운 맛을 잠금 꼭지를 첨부합니다. * 그 때 작동 유체가 변환기에 남아있는 것이 중요합니다. * 교정과 마이크로 메드 프로토콜에 따라 제로 절차를 따르십시오. 3. 수술 및 실험 절차 : 1. 외과 절차. Pentobarbitol 나트륨의 intraperitoneal 주사 (Nembutol) (70mg/kg @ 1시 10분 희석)을 관리하여 시작합니다. 이 절차는 꼬리의 기지를 (대부분의 근위 끝)를 사용하여 자사의 케이지에서 마우스를 데리러 먼저에 의해 수행됩니다. 여전히 꼬리를 누른 상태 다음은 새장의 상단에있는 동물을 놓으십시오. 그냥 forepaws 뒤에 마우스의 양쪽 엄지와 가운데 손가락으로 마우스의 목 아저씨를 잡아. 검지 손가락은 머리를 고정하는 아저씨쪽으로 다시 머리 / 목 지역에있는 피부를 당겨하는 데 사용됩니다. 손가락이 마우스의 척추의 요추에 누르고있는 동안 마우스의 꼬리는 다음 포장해서 작은 손가락과 손가락 사이에 개최됩니다. 마우스가 5 분 이내에 잠이해야합니다. 동물 후 anesthetized 장소 그들을 위로 향한 위치에 금속 플레이트 수술에 있습니다. 느슨한 루프 테이프 기술들은 사지를 녹화하여 동물을 고정하는 데 사용됩니다. 느슨한 루프 기술은 단순히 테이프 얇은 스트립을 절단하고 웃기고 열등 포어 사지의 각 주위와 웃기고 열등 뒷다리 사지의 각 주위에 느슨하게 테이프를 포장 알아볼 수 있습니다. 테이프 그런 다음 자체로 붙어 있으며, 테이프를 통해 왼쪽은 보드에 첨부되어 있습니다. 이것은 생쥐의 사지가 더 자연스러운 해부 위치를 가정 수 있습니다. 동물의 복부와 사타구니 영역은 다음 오스터 A5의 가위 크기 40 블레이드를 사용하는 면도있다. 4X4의 거즈는 betadine 함께 묻은 거 같아요이고 수술 영역이 다음 불임에 대한 닦아입니다. 고정 및 살균 후, isoflurane의 1cc와 코 콘은 초기 절개를하기 전에 몇 초 동안 마우스의 코 위에 배치됩니다. 코 콘은 거즈로 가득 50cc 원뿔 튜브로 구성되어 있습니다. 튜브의 아래쪽 절반은 연락도없이 내부의 나머지 부분에 마우스의 코에있는 공간을 만드는 잘라입니다. 모자 (조직 스토리지 컨테이너의 하단)은 isoflurane 증기가 탈출하지 않도록하기 위해 50cc 원뿔의 끝부분에 배치됩니다. 동물의 호흡이 느린 시작되면, 작은 4~5mm 절개는 복부와 왼쪽 가로 abdominus 근육의 왼쪽 내부 경사 근육에 평행하게 피부에 이루어집니다. 대퇴 정맥과 동맥의 해부은 다음과 같습니다. 주변 근육이나 터치 신경을 손상하지 않도록하십시오. 이 해부를 시작하려면 복부 연결에서 dumonts과 지방 조직을 잡아하여 경사와 가로 복부 근육에서 지방 조직을 구분합니다. 멀리 근육 벽에서이 조직을 당겨. 그런 다음, dumonts의 다른 쌍을 사용하여 근막과 지방 조직을 멀리 괴롭히고 복부 근육을 따라 절개하다을 둔하게. 이번 지방 조직 아래의 대퇴 신경와 함께 대퇴 정맥과 동맥을 거짓말. * vastus intermedius, medialis 및 quadriceps femoris 또는 rectus femoris의 lateralis의 근육을 손상하지 않도록주의하십시오. 이 근육을 잡아하거나 만질 필요도 정말 없습니다. * 대퇴 신경을 만지지 마십시오 그 옆에 자리잡고 지방 조직을 잡아서 신경 멀리 해부하다. 정맥과 동맥에서 옆으로이 조직을 당겨하고이 조직에 포함된으로 신경이 따를 것입니다. 신경이 옆으로 당겨 있듯이, 동맥에 대한, 포인트 아래 다른 dumonts를 삽입하고 열고 그들을 폐쇄하여 근막을 절개하다 퉁명스러운. 못 반드시 혈관은 매우 피상적​​ 아르기본 근육으로 파고. 신경이 분리되면 근육에 혈관을 쥐고있는 근막을 분리 dumonts을 사용합니다. dumonts 감아과 혈관에 dumonts의 지느러미를 슬립. dumonts의 끝은 정맥의 반대쪽에 나타나는대로, 그들이 근막을 절개하다 무딘을 엽니다. 선박에 dumonts의 지느러미를 유지하고 첫 번째 치료를 잡아. dumonts에 봉합사를 넣고 혈관과 근육 사이에 만들어진 기본 개통을 통해 다시 치료를 가져옵니다. 다시 말하지만, 모든 주위의 근육을 손상시킬 필요가 없습니다. 정맥과 동맥 주위에 3 총 6-0 봉합 놔. 봉합사 1 복부 근육에 가장 근위입니다. 으로 매듭을 짓고 있지만 풀과 hemostat 그만 두십시오. hemostat의 오목한 가장자리는 동물의 복강에 휴식한다. 봉합사 2 위치에서 가장 말초입니다. 이 봉합사는 즉시 아래로 다시 혈관과 hemostated, 오목한 면을 ligating에서 묶었 수 있습니다. 말초 및 근위 봉합은 긴장된 혈관 (혈액 손실을 방지하기 위해) 뽑아 그들에게 카테 테르 삽입에 도움을 조금 리프트하는 데 사용됩니다. 봉합사 3 카테 테르 지원 봉합입니다. 말초 및 근위 봉합 사이 치료를 놓습니다. 삽입 후 혈관 안쪽에 카테터를 확보하는 데 사용됩니다 느슨한 매듭을 묶어. 봉합은 안전 후에 두꺼운 그릇 벽에 의해 동맥을 식별합니다. 아주 흰색이다. microscissors를 사용하여 동맥의 상단에 작은 절개를합니다. 초기 카테 테르 삽입에 대한 동맥의 충분한 금액이 때문에 말초 봉합이 구멍을 가까이하십시오. 동맥 혈관의 루멘에 dumonts의 한쪽 끝을 배치하고 선박 벽 위에 그들을 폐쇄하여 구멍을 열 수있는 dumonts을 사용합니다. 그것이 초기 삽입 후 제자리에 카테터를 개최하는 데 사용할 수 있도록 중간 봉합이 동맥 구멍에 근위 있는지 확인하십시오. 카테터를 통해 혈관을 끄는 동안 동맥 벽이 루멘에 카테터를 밀어 누른 상태. 가볍게 제자리에 카테터를 잡아 중간 지원 봉합을 묶어. 근위 hemostat를 놓습니다. 이 릴리스는 근위 봉합을 풀어 혈관 주변의 봉합을 재개합니다. 이 시점에서, 동맥 압력은 카테터에 다시 혈액을 밀어해야합니다. Pulsating 혈액 카테터에 표시되어야합니다. 한 더몬트으로 카테터 주변의 혈관을 잡고 4~5mm에 대한 선박에 카테터를 밀어 상대방을 사용합니다. 카테터 주위의 혈관을 개최하면 동맥의 끊어지고 방지하는 데 도움이됩니다. 카테터의 끝이 내부 경사와 가로 abdominus 근육 아래에 좀 쉬어야한다. 동맥 선의 혈액 응고 방지, 카테터로 혈액을 철회하고 heparinized 유체 달이다하기 위해 마우스로 여러 번 다시 밀어. 양자 대퇴 동맥 cannulation에 대한 다른 다리에 대해이 절차를 반복합니다. 생리적 매개 변수를 모니터하기 위해 동물을 훅, BPA - 400 분석기를 IE와 동맥 라인을 플러시. 주변 조직 촉촉한을 유지하기 위해 수술 여는 멸균 생리에 1 또는 2 방울을 넣어. 절차를 통해 포화이 지역을 계속해야합니다. 불임을 유지하기 위해 절차를 통해 동물을 통해 드레싱 멸균 필드를 배치합니다. 70 % 알코올로 수술 도구를 삽입하고 멸균 거즈로 그들을 닦으십시오. 동물 사이의 살균을위한 ~ 20 초 동안 뜨거운 비드 살균기에 넣어 두었어요. 수술 도구를 제거하고 그들을 식히고 수 있도록 70 %의 알코올을 스프레이. 멸균 패드에 그들을 놓으십시오. 다음 동물에 다시 똑됩니다 악기에 남아있는 알코올이없는 있는지 확인합니다. 2. 출혈성 쇼크. 15 분 이상. 기간은 약 1 / 2 마우스의 혈액 볼륨의는 28~32mm HG의 뜻 동맥 압력을 달성 철회합니다. * 25-27그램 마우스에 원하는 압력을 달성하기 위해 철회 혈액의 초기 부피는 약 0.6cc이다 이 절차는 고정 볼륨 반대로 고정 압력 방식입니다. 이러한 절차는 그러나 고정 압력 및 고정 볼륨 출혈 모두 따라 수 있습니다. 지속적으로 모니터링하면서, 동물은 1.5 3시간에 대한 출혈성 쇼크에 남게됩니다. 원하는 압력을 달성하기 위해 더 많은 혈액을 철회 동물은 보정을 시도하고 의미 동맥 압력 (BP / HR 분석기를 통해 볼 수) 약간 다시 상승 시작으로. 보조제 (0.05cc Nembutol의 IP)가 거의 사상 HS 절차 중에 필요하지 않습니다 있지만, 동물의 호흡, 수염 운동, 반사 검사, 그리고 디지털 BP / HR 독서는 동물 마취의 보충이 필요한 시기를 결정하는 데 도움이됩니다. 동물 램프 아래와 36-37의 온도를 유지하는 데 도움을 순환 가열 패드에 보관됩니다 ° C 출혈성 쇼크 절차를 통해. 온도는 직장 프로브를 통해 확인합니다. 3. 소생. 충격 시간 elaps 후말이지, 동물은 Lactated 링거스 (LR) 배 각 동물의 창고 혈액 볼륨의 고정 볼륨에서 솔루션을 사용하여 (R) resuscitated입니다. LR 볼륨이 일정한 비율, 15 분 이상의 볼륨에서 분배로 설정 주사기 펌프를 통해 관리합니다. 간격. 카테 테르를 제거하고 3 봉합을 사용하여 혈관을 ligate. 그냥 근위 봉합 과거 카테터를 당겨와 완전히 단절이 치료를 찾아낸다. 그것은 혈액 손실을 방지할 수 있습니다. 담보 흐름은 허혈성되는 것을 뒷다리 사지를 방지할 수 있습니다. 4. Rescitation를 게시합니다. R 후 두 뒷다리 사지 입구는 무균 4-0 PDSII의 봉합사를 사용하여 수놓은 수 있습니다. 느슨한 루프 테이프가 제거되고 동물은 몇 시간 포스트 복구를 위해 순환 가열 패드에 보관 깨끗한 케이지에 넣습니다. 동물이 정상적으로 통증을 관리하기 위해 마취에서 waken 시작으로 진통을 관리해야합니다. Buprenorphine은 동물들이 신체 활동을 시작으로 (0.1mg/kg) subcutaneously 주입 아니지만 전에 않도록 호흡 기능을 손상하지 않습니다. IACUC 승인된 프로토콜, 개별 동물 행동, 그리고 현재의 의료 조건에 의해 보증 등 적극적인 게시물 수술 모니터링의 사용을 권장합니다. 4. 성공을위한 비밀 : <ol><li> 혈관 해부하면, 대퇴 신경을 터치하지 않도록 </li><li> rectus lateralis rectus femoris의, 그리고 vastus medialis 근육을 손상하지 않도록주의하십시오. 이 근육을 잡아하거나 만질 필요도 정말 없습니다. </li><li> 이번처럼 너무 날카로운 카테터의 베벨의 각도를 사용하지 마십시오하면 루멘과 통제 출혈이 종료 카테터으로 이어질 것입니다 </li><li> 최대한 무균 상태로 여분의 노력을해야합니다. </li><li> 카테 테르 또는 변환기 시스템의 모든 부분에 공기 방울이 없습니다 있는지 확인합니다. </li><li> 그것이 작동하는 동안 변환기에서 LR 오일을 가지고 있는지 확인하십시오. 드리 룬은 BP 시스템을 손상 수 있습니다. </li><li> 동맥 구멍이 작은합니다. </li><li> 말초 봉합사에 가까운 동맥 구멍을 확인하십시오. </li><li> 동시에 동맥을 추출 방지하기 위해 카테터 삽입에 대한 그 위에 혈관을 끄는 동안 카테터를 밀어. </li><li> 통제 조직 손상 또는 유체의 손실을 방지하기 위해 무균 식염수에 포화 다리에 수술 구멍을 유지해야합니다. </li><li> 인내와 기교가 중요합니다. </li><li> 실험을 통해 동물의 생리에주의를 닫습 지불합니다. </li></ol> 5. 수술의 우려를 게시 : <ol><li> 다리에 국소 빈혈이 있는지 확인합니다. 부수적인 흐름이되지 않도록해야하지만. </li><li> 동물은 수술 조작과 관련된 염증의 결과로 뒷다리 팔다리를 사용하여 문제가 수 있습니다. 적절하게 고통을 관리합니다. </li><li> 감동 이후에 신경을 손상하는 것은 동원하기 위해 동물의 무능력을 초래할 수 있습니다. </li></ol>

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R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Early+Growth+Response+1+mediates+the+systemic+and+hepatic+inflammatory+response+initiated+by+hemorrhagic+shock.">Early Growth Response 1 mediates the systemic and hepatic inflammatory response initiated by hemorrhagic shock.</a> Shock. 27, 157-164 (2007).</li><li>Matsutani, T., Samy, A. n. a. n. t. h. a., Kang, T. S., Bland, S. -. C., Chaudry, K. I., H, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+genetic+background+influences+severity+of+immune+responses+following+trauma-hemorrhage.">Mouse genetic background influences severity of immune responses following trauma-hemorrhage.</a> Cytokine. 30, 168-176 (2005).</li><li>Rushing, G. D., Britt, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reperfusion+injury+after+hemorrhage:+a+collective+review.">Reperfusion injury after hemorrhage: a collective review.</a> Ann Surg. 247, 929-937 (2008).</li><li>Makley, A. T., Goodman, M. D., Friend, L. W., Bailey, S. R., Lentsch, A. B., Pritts, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Damage+control+resuscitation+with+fresh+blood+products+attenuates+the+systemic+inflammatory+response+following+hemorrhagic+shock.">Damage control resuscitation with fresh blood products attenuates the systemic inflammatory response following hemorrhagic shock.</a> J Surg Res. 158, 423-423 (2010).</li><li>Stansbury, L. G., Dutton, R. P., Stein, D. M., Bochicchio, G. V., Scalea, T. M., Hess, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Controversy+in+trauma+resuscitation:+do+ratios+of+plasma+to+red+blood+cells+matter?.">Controversy in trauma resuscitation: do ratios of plasma to red blood cells matter?.</a> Transfus Med Rev. 23, 255-265 (2009).</li><li>Gao, J., Zhao, W. X., Xue, F. S., Zhou, L. J., Yu, Y. H., Zhou, H. 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F., Smith, W. R., Moore, E. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+trends+in+resuscitation+strategy+for+the+multiply+injured+patient.">Current trends in resuscitation strategy for the multiply injured patient.</a> Injury. 40, 27-35 (2009).</li><li>Dar, D. E., Soustiel, J. F., Zaaroor, M., Em, B., L, A., Shapira, Y., Semenikhina, L., Solopov, A., Krausz, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Moderate+lactated+ringer's+resuscitation+yields+best+neurological+outcome+in+controlled+hemorrhagic+shock+combined+with+brain+injury+in+rats.">Moderate lactated ringer's resuscitation yields best neurological outcome in controlled hemorrhagic shock combined with brain injury in rats.</a> Shock. , (2009).</li><li>Moon, P. F., Hollyfield-Gilbert, M. A., Myers, T. L., Uchida, T., Kramer, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluid+compartment+in+hemorrhaged+rats+after+hyperosmotic+crystalloid+and+hyperoncotic+crystalloid+resuscitation.">Fluid compartment in hemorrhaged rats after hyperosmotic crystalloid and hyperoncotic crystalloid resuscitation.</a> Am J Physiol. 270, F1-F8 (1996).</li><li>Perel, P., Roberts, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Colloids+vs+crystalloids+for+fluid+resuscitation+in+critically+ill+patients.">Colloids vs crystalloids for fluid resuscitation in critically ill patients.</a> Cochrane Database System Rev. 4, CD000567-CD000567 (2007).</li></ol>

동물 실험 감독과 지침 및 규정 기관 애니멀 케어 및 사용위원회에 의해 규정된 및 연구 실시와 피츠버그 대학의 준수 사무실, 완전 공인 AALAS / AALAC 기관에 따라 수행되었다. 동물 소스 잭슨 연구소와 찰스 리버스 연구소를 포함합니다. 모든 동물은 광범위한 건강 각 업체를 통해 보증뿐만 아니라, 피츠버그의 내부 동물 건강 모니터링 프로그램의 대학을 받고있다. 이 연구는 척추 동물의 사용에 대한 미국 정부의 원칙에 따라 실시됩니다. 이 프로그램은 USDA에 등록하고, 실험실 동물 복지의 보건 서비스 사무소와 보증의 편지를 가지고있다.

<table border="1"><tbody><tr><th> 기계 </th><th> 제조 업체 </th><th> 카탈로그 번호 </th></tr><tr><td> Dumonts (SS/45 각도 0.2x0.12mm - 팁, 13.5cm 길이) </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 11203-25 </td></tr><tr><td> 외과 가위 (직진 - 12cm) </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 14068-12 </td></tr><tr><td> Hemostats (곡선 - 12.5cm) </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 13009-12 </td></tr><tr><td> Microscissors (봄 가위 - 직진 - 8cm) </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 15000-00 </td></tr><tr><td> 포셉 (0.8mm - 팁, 곡선 - 10cm) </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 11050-10 </td></tr><tr><td> 봉합사 릴 6-0 </td><td> 파인 과학 도구 </td><td> 18020-60 </td></tr><tr><td> 봉합 4-0 PDSII </td><td> 펜 베트 </td><td> ETHZ304H </td></tr><tr><td> 거즈 4X4 </td><td> 모든 글로벌 업체를 통해 구입하실 수 있습니다 </td><td></td></tr><tr><td> 목화 - 팁 작은 주걱 </td><td> 모든 글로벌 업체를 통해 구입하실 수 있습니다 </td><td></td></tr><tr><td> 30G의 바늘 </td><td> 모든 글로벌 업체를 통해 구입하실 수 있습니다 </td><td></td></tr><tr><td> 23G의 바늘 </td><td> 모든 글로벌 업체를 통해 구입하실 수 있습니다 </td><td></td></tr><tr><td> 3cc 주사기 </td><td> 모든 글로벌 업체를 통해 구입하실 수 있습니다 </td><td></td></tr><tr><td> 5cc 주사기 </td><td> 모든 글로벌 업체를 통해 구입하실 수 있습니다 </td><td></td></tr><tr><td> 10cc 주사기 </td><td> 모든 글로벌 업체를 통해 구입하실 수 있습니다 </td><td></td></tr><tr><td> 50cc 원뿔 관 </td><td> 모든 글로벌 업체를 통해 구입하실 수 있습니다 </td><td></td></tr><tr><td> 1cc 주사기 W / 25G 바늘 </td><td> 피셔 사이 언티픽 </td><td> 14-826-88 </td></tr><tr><td> 폴리에틸렌 10 관 100`(PE - 10) </td><td> 피셔 사이 언티픽 </td><td> 14-170 - 12P </td></tr><tr><td> 폴리에틸렌 50 관 100`(PE - 50) </td><td> 피셔 사이 언티픽 </td><td> 14-170 - 12B </td></tr><tr><td> 3 방향 꼭지 </td><td> 피셔 사이 언티픽 </td><td> NC9779127 </td></tr><tr><td> 외과 블루 패드 </td><td> 피셔 사이 언티픽 </td><td> 50-7105 </td></tr><tr><td> 무균 필드 드레싱 </td><td> 피셔 사이 언티픽 </td><td> NC9517505 </td></tr><tr><td> 테이프는 &quot;1 롤 </td><td> 기업 익스프레스 </td><td> MMM26001 </td></tr><tr><td> 바로 옆에 넓은 입 단지 (코 콘을 위해 뚜껑으로 사용) </td><td> VWR </td><td> 159000-058 </td></tr><tr><td> 스테인리스 트레이 8 &quot;X 11&quot; </td><td> VWR </td><td> 62687-049 </td></tr><tr><td> 남성 남자의 뜨거운 맛을 잠금 3 웨이 </td><td> VWR </td><td> 20068-909 </td></tr><tr><td> 멸균 파우치 3 &quot;X8&quot; </td><td> VWR </td><td> 24,008 </td></tr><tr><td> 멸균 파우치 5 &quot;X10&quot; </td><td> VWR </td><td> 24,010 </td></tr><tr><td> 와일드 M650 현미경의 W / 붐 스탠드 </td><td> Leica </td><td></td></tr><tr><td> Leica IC D 디지털 카메라 / 라이브 이미지 </td><td> Leica </td><td></td></tr><tr><td> Digi - 메드 BPA - 400 분석기 및 시스템 통합 </td><td> 마이크로 메드 </td><td> SYS - 400 </td></tr><tr><td> TXD - 310 (Digi - 메드 변환기) </td><td> 마이크로 메드 </td><td> TXD - 300 </td></tr><tr><td> 컴퓨터 </td><td> 작은 골짜기 </td><td></td></tr><tr><td> 핫 비드 악기 살균기 </td><td> VWR </td><td> 18000-45 </td></tr><tr><td> 오스터 A5 가위 w 크기 40 블레이드 </td><td> VWR </td><td> 10749-020 </td></tr><tr><td> 순환 heating 패드 18x26 </td><td> 하버드 </td><td> py872 - 5272 </td></tr><tr><td> 직장 온도계 </td><td> 켄트 과학 </td><td> RET - 3 </td></tr></tbody></table><table border="1"><tbody><tr><th> 시약 </th><th> 집중 </th><th> 제조 업체 </th><th> 카탈로그 번호 </th></tr><tr><td> Pentobarbital 나트륨 (Nembutol 나트륨 솔루션) </td><td> 70mg/kg </td><td> 대인기 </td><td></td></tr><tr><td> Buprenorphine HCL </td><td> 0.1mg/kg </td><td> 베드 포드 연구소 </td><td></td></tr><tr><td> Lactated 링거스 사출 250cc IV 가방 </td><td> 백스터 </td><td></td><td></td></tr><tr><td> Aerrane (Isoflurane) </td><td> 99.9 % </td><td> NLS 동물 건강 </td><td> 105996 </td></tr><tr><td> 헤파린 나트륨 </td><td> 1000U </td><td> Abraxis </td><td></td></tr><tr><td> 정균 나트륨 염화물 </td><td> 0.9 % </td><td> Hospira </td><td></td></tr><tr><td> 에틸 알코올 </td><td> 70% </td><td> Pharmaco - AAPER </td><td></td></tr><tr><td> Triadine Povidone의 요오드 (Betadine) </td><td></td><td> 깡패 disposables </td><td></td></tr></tbody></table>

fixed volume or fixed pressure: a murine model of hemorrhagic shock

그것은 심각한 혈액 손실 및 외상성 부상이 (MOD 이러한 신호 이벤트는 또한 패혈증 및 / 또는 여러 장기 부전으로 이어질 수있는 자주 사망률의 결과 유해 신호 사건의 케스케이드. 1, 2, 3, 4, 5를 가져올 수있는 상식이다 ). 6, 7, 8, 9는 외상성 부상에서 고통받는 환자를 도와 더 효과적인 방법을 개발하기 위해 억압 면역 기능과 해로운 신호 폭포의 원인을 조사 후 중요합니다. 10이 고정 압력 출혈성 충격 (HS)는 절차는 기술적으로 도전하지만, 이러한 pathophysiologic 조건의 조사를 위해 훌륭한 리소스입니다. 11, 12, 생물 학적 시스템의 평가 13 진보 즉, 시스템 생물학 더 복잡한 physiologic 네트워크와 셀룰러 통신 패턴을 이해하기 위해 과학적인 커뮤니티를 활성화했습니다. 14 출혈성 쇼크들은 면역 기능과 관련된 이러한 셀룰러 통신 패턴을 공개를위한 중요한 도구로 입증되었습니다. 15, 16, 17, 18이 절차는 마스터 할 수 있습니다! 이 절차는 고정된 볼륨 또는 고정 압력 접근 방식 중 하나로서 사용할 수 있습니다. 우리는 타고난과 적응 면역 기능에 연구를 향상시키는 murine 모델에서이 기술을 적응. 생쥐에서 작은 크기로 인해 HS 19, 20, 21 독특한 도전을 선물한다. 많은 사용 가능한 마우스 종자로 인해 그러나,이 종족은 생물 학적 반응의 연구를위한 최고의 리소스를 나타냅니다. HS 모델은 충격 다른 형태의 차이가 서로 다른 반응을 elicits 같은 셀룰러 통신 패턴과 같은 호르몬과 염증 중재자 시스템, 위험 신호, 즉 습기 및 PAMP upregulation과 같은 시스템의 반응을 연구에 중요한 모델입니다. 22, 23 , 24, 25 유전자 변형 murine 종자의 개발과 구체적인 신호를 억제하는 생물 학적 요원의 유도 더욱 심각한 혈액 손실, 즉 HS 및 외상 26 후 신호 전달의 조절을 위 우리의 이해를 명료하게하다하고 귀중한 기회, 27를 발표했습니다 , 28, 29, 30. HS 및 외상과 공동으로 수많은 인공 호흡 방법은 (R)가 있습니다. 31는, 32, 33, 34 세 번 헛간 혈액 볼륨과 동일 전적으로 lactated 링어 솔루션 (LR)의 고정 볼륨 인공 호흡 방법이 모델에서 사용 같은 원격 장기 부상 체계 염증으로 내생 메커니즘을 연구하기 위해 서요. 소생의 35, 36, 38이 방법은 HS 및 외상 38, 39의 효과를 평가에 효과적일 수있다.

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Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

출혈성 쇼크 모델은 외상 후 염증 및 최종 장기 손상과 관련된 신호 폭포의 식별 및 이해를 용이하게 안정적이고 재현성 자원을했습니다. 이 문서는 생쥐의 출혈성 쇼크 실험 절차와 관련된 수술 및 기계적 측면의 단계별 설명을 제공합니다.

고정 볼륨 또는 고정 압력 : 출혈성 쇼크의 Murine 모델

It is common knowledge that severe blood loss and traumatic injury can lead to a cascade of detrimental signaling events often resulting in mortality. 1, ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

24.6K 조회수.  University of Pittsburgh. 출혈성 쇼크 모델은 외상 후 염증 및 최종 장기 손상과 관련된 신호 폭포의 식별 및 이해를 용이하게 안정적이고 재현성 자원을했습니다. 이 문서는 생쥐의 출혈성 쇼크 실험 절차와 관련된 수술 및 기계적 측면의 단계별 설명을 제공합니다.

비디오: Fixed Volume or Fixed Pressure: A Murine Model of Hemorrhagic Shock

Measurement of the Pressure-volume Curve in Mouse Lungs

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential phenotypic changes are best assessed by measurement of the changes in lung elasticity. To best understand specific mechanisms underlying such pathologies in mice, it is essential to make functional measurements that can reflect the developing pathology. Although there are many ways to measure elasticity, the classical method is that of the total lung pressure-volume (PV) curve done over the whole range of lung volumes. This measurement has been made on adult lungs from nearly all mammalian species dating back almost 100 years, and such PV curves also played a major role in the discovery and understanding of the function of pulmonary surfactant in fetal lung development. Unfortunately, such total PV curves have not been widely reported in the mouse, despite the fact that they can provide useful information on the macroscopic effects of structural changes in the lung. Although partial PV curves measuring just the changes in lung volume are sometimes reported, without a measure of absolute volume, the nonlinear nature of the total PV curve makes these partial ones very difficult to interpret. In the present study, we describe a standardized way to measure the total PV curve. We have then tested the ability of these curves to detect changes in mouse lung structure in two common lung pathologies, emphysema and fibrosis. Results showed significant changes in several variables consistent with expected structural changes with these pathologies. This measurement of the lung PV curve in mice thus provides a straightforward means to monitor the progression of the pathophysiologic changes over time and the potential effect of therapeutic procedures.

Here we present a protocol to simply and reliably measure the lung pressure-volume curve in mice, showing that it is sufficiently sensitive to detect phenotypic parenchymal changes in two common lung pathologies, pulmonary fibrosis and emphysema. This metric provides a means to quantify the lung&#8217;s structural changes with developing pathology.

마우스 폐의 압력 볼륨 곡선의 측정

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential ...

연구

의학

Uncontrolled Hemorrhagic Shock Modeled via Liver Laceration in Mice with Real Time Hemodynamic Monitoring

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via a liver laceration that results in consistent blood loss, hemodynamic alterations, and survival.
Mice undergo a standardized resection of the left-middle lobe of the liver. They are allowed to bleed without mechanical intervention. Hemostatic agents can be administered as pre-treatment or rescue therapy depending on the interest of the investigator. During the time of hemorrhage, real-time hemodynamic monitoring via a left femoral arterial line is performed. Mice are then sacrificed, blood loss is quantified, blood is collected for further analysis, and organs are harvested for analysis of injury. Experimental design is described to allow for simultaneous testing of multiple animals.
Liver hemorrhage as a model of uncontrolled hemorrhage exists in the literature, primarily in rat and porcine models. Some of these models utilize hemodynamic monitoring or quantify blood loss but lack consistency. The present model incorporates quantification of blood loss, real-time hemodynamic monitoring in a murine model that offers the advantage of using transgenic lines and a high-throughput mechanism to further investigate the pathophysiologic mechanisms in uncontrolled hemorrhage.

Uncontrolled hemorrhage, an important cause of mortality among trauma patients, can be modeled using a standard liver laceration in a murine model. This model results in consistent blood loss, survival, and allows for testing hemostatic agents. This article provides the step-by-step process to perform this valuable model.

실시간 혈류 역학 모니터링을 이용한 마우스의 간경화로 모델링 된 통제 할 수없는 출혈성 쇼크

Uncontrolled hemorrhage is an important cause of preventable deaths among trauma patients. We have developed a murine model of uncontrolled hemorrhage via ...

Surgical Training for the Implantation of Neocortical Microelectrode Arrays Using a Formaldehyde-fixed Human Cadaver Model

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. Recent technological progress has enabled the fabrication of microelectrode arrays that allow recording the activity of multiple individual neurons in the neocortex of the human brain. These arrays have the potential to bring unique insight onto the neuronal correlates of cerebral function in health and disease. Furthermore, the identification and decoding of volitional neuronal activity opens the possibility to establish brain-computer interfaces, and thus might help restore lost neurological functions. The implantation of neocortical microelectrode arrays is an invasive procedure requiring a supra-centimetric craniotomy and the exposure of the cortical surface; thus, the procedure must be performed by an adequately trained neurosurgeon. In order to provide an opportunity for surgical training, we designed a procedure based on a human cadaver model. The use of a formaldehyde-fixed human cadaver bypasses the practical, ethical and financial difficulties of surgical practice on animals (especially non-human primates) while preserving the macroscopic structure of the head, skull, meninges and cerebral surface and allowing realistic, operating room-like positioning and instrumentation. Furthermore, the use of a human cadaver is closer to clinical daily practice than any non-human model. The major drawbacks of the cadaveric simulation are the absence of cerebral pulsation and of blood and cerebrospinal fluid circulation. We suggest that a formaldehyde-fixed human cadaver model is an adequate, practical and cost-effective approach to ensure proper surgical training before implanting microelectrode arrays in the living human neocortex.

We designed a procedure in which a formaldehyde-fixed human cadaver is used to assist neurosurgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain.

외과 훈련 Neocortical Microelectrode 배열 포름알데히드 고정 인간 수 색 모델을 사용 하 여 이식에 대 한

This protocol describes a procedure to assist surgeons in training for the implantation of microelectrode arrays into the neocortex of the human brain. ...

Complete and Partial Aortic Occlusion for the Treatment of Hemorrhagic Shock in Swine

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the forefront of trauma care in recent years. Since complete aortic occlusion presents serious concerns, the concept of partial aortic occlusion has gained a growing attention. Here, we present a large animal model of hemorrhagic shock to investigate the effects of a novel partial aortic balloon occlusion catheter and compare it with a catheter that works on the principles of complete aortic occlusion. Swine are anesthetized and instrumented in order to conduct controlled fixed-volume hemorrhage, and hemodynamic and physiological parameters are monitored. Following hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters are inserted and inflated in the supraceliac aorta for 60 min, during which the animals receive whole-blood resuscitation as 20% of the total blood volume (TBV). Following balloon deflation, the animals are monitored in a critical care setting for 4 h, during which they receive fluid resuscitation and vasopressors as needed. The partial aortic balloon occlusion demonstrated improved distal mean arterial pressures (MAPs) during the balloon inflation, decreased markers of ischemia, and decreased fluid resuscitation and vasopressor use. As swine physiology and homeostatic responses following hemorrhage have been well-documented and are like those in humans, a swine hemorrhagic shock model can be used to test various treatment strategies. In addition to treating hemorrhage, aortic balloon occlusion catheters have become popular for their role in cardiac arrest, cardiac and vascular surgery, and other high-risk elective surgical procedures.

Here, we present a protocol demonstrating a hemorrhagic shock model in swine that uses aortic occlusion as a bridge to definitive care in trauma. This model has application in testing a wide range of surgical and pharmacological therapeutic strategies.

돼지에서 출혈 성 쇼크의 치료에 대 한 전체 및 부분 대동맥 폐색

Hemorrhage remains the leading cause of preventable deaths in trauma. Endovascular management of non-compressible torso hemorrhage has been at the ...

Standardized Hemorrhagic Shock Induction Guided by Cerebral Oximetry and Extended Hemodynamic Monitoring in Pigs

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an insufficient oxygen supply and irreversible organ failure. The brain exerts only limited compensation capacities and is particularly at high risk of severe hypoxic damage.This article demonstrates the reproducible induction of life-threatening hemorrhagic shock in a porcine model by means of calculated blood withdrawal. We titrate shock induction guided by near-infrared spectroscopy&#160;and extended hemodynamic monitoring to display systemic circulatory failure, as well as cerebral microcirculatory oxygen depletion. In comparison to similar models that primarily focus on predefined removal volumes for shock induction, this approach highlights a titration by means of the resulting failure of macro- and microcirculation.

Hemorrhagic shock is a severe complication in seriously injured patients, which leads to life-threatening oxygen undersupply. We present a standardized method to induce hemorrhagic shock via blood withdrawal in pigs that is guided by hemodynamics and microcirculatory cerebral oxygenation.

돼지의 뇌산소측정및 확장된 혈역학적 모니터링에 의해 유도된 표준화된 출혈성 쇼크 유도

Hemorrhagic shock ranks among the main reasons for severe injury-related death. The loss of circulatory volume and oxygen carriers can lead to an ...

Closed Chest Biventricular Pressure-Volume Loop Recordings with Admittance Catheters in a Porcine Model

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular evaluation is often performed in preclinical research. However, the right and left ventricles exert functional interdependence due to their parallel and serial connections, encouraging simultaneous evaluation of both ventricles. Furthermore, various pharmacological interventions may affect the ventricles and their preloads and afterloads differently. 
We describe our closed chest approach to admittance-based bi-ventricular PV loop recordings in a porcine model of acute right ventricular (RV) overload. We utilize minimally invasive techniques with all vascular accesses guided by ultrasound. PV catheters are positioned, under fluoroscopic guidance, to avoid thoracotomy in animals, as the closed chest approach maintains the relevant cardiopulmonary physiology. The admittance technology provides real-time PV loop recordings without the need for post-hoc processing. Furthermore, we explain some essential troubleshooting steps during critical timepoints of the presented procedure. 
The presented protocol is a reproducible and physiologically relevant approach to obtain a bi-ventricular cardiac PV loop recording in a large animal model. This can be applied to a large variety of cardiovascular animal research.

Here we present a closed chest approach to admittance-based bi-ventricular pressure-volume loop recordings in pigs with acute right ventricular dysfunction.

돼지 모델의 입원 카테터가있는 폐쇄 흉부 쌍심실 압력 - 볼륨 루프 녹음

Pressure-volume (PV) loop recording enables the state-of-the-art investigation of load-independent variables of ventricular performance. Uni-ventricular ...

Complete and Partial Resuscitative Endovascular Balloon Occlusion of the Aorta for Hemorrhagic Shock

Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) devices grew out of a military-civilian partnership to develop new capabilities for hemorrhage control. With the advent of purpose-built devices, REBOA has become increasingly common in civilian trauma and acute care settings. Currently available REBOA catheters were designed as complete aortic occlusion devices. However, the therapeutic window for complete aortic occlusion is time-limited due to ischemia-reperfusion injury. The partial procedure allows blood flow past the level of occlusion while maintaining targeted proximal pressure, which has been shown to reduce distal ischemia and adjunctive resuscitation requirements in preclinical studies with prolonged occlusion times as compared to traditional complete occlusion.
pREBOA-PRO is the first catheter designed to enable partial and complete aortic occlusion and is currently in limited market release at seven Level I trauma centers in North America. This paper will focus on procedural considerations for REBOA, including patient selection criteria and a comparison of complete and partial aortic occlusion in a simulator, along with highlighting critical steps to improve clinical outcomes. Additionally, this paper reviews a contrast-enhanced CT scan from a trauma patient that shows distal perfusion after 2 h of partial aortic occlusion using this newly designed catheter and discusses representative results from the limited market release to highlight the profound effect of technological innovation on outcomes in vascular emergencies.

A commercial catheter was designed to facilitate true partial resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) and address the complications associated with complete aortic occlusion. Initial clinical reports indicate that partial REBOA improves transition to reperfusion, reduction of distal ischemia, and extension of safe occlusion time compared to complete occlusion.

출혈성 쇼크에 대한 대동맥의 완전하고 부분적인 재흡수성 혈관 내 풍선 폐색

Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) devices grew out of a military-civilian partnership to develop new capabilities for ...

Description of a Swine Infant Model of Volume-Controlled Hemorrhagic Shock

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to guide resuscitation and comparison between different therapies is difficult in children due to the inherent heterogeneity of this population. As a result, compared to adults, appropriate management of pediatric hemorrhagic shock is still not well established. In addition, the scarcity of pediatric patients with hemorrhagic shock precludes the development of clinically relevant studies. For this reason, an experimental pediatric animal model is necessary to study the effects of hemorrhage in children as well as their response to different therapies. We present an infant animal model of volume-controlled hemorrhagic shock in anesthetized young pigs. Hemorrhage is induced by withdrawing a previously calculated blood volume, and the pig is subsequently monitored and resuscitated with different therapies. Here, we describe a precise and highly reproducible model of hemorrhagic shock in immature swine. The model yields hemodynamic data that characterizes compensatory mechanisms that are activated in response to severe hemorrhage.

This article aims to provide researchers with a detailed and accessible guide to set up an infant porcine model of hemorrhagic shock.

체적 조절 출혈성 쇼크의 돼지 유아 모델에 대한 설명

Hemorrhagic shock is a leading cause of morbidity and mortality in pediatric patients. Interpretation of the clinical indicators validated in adults to ...

LPS 주입을 통한 돼지의 내독소혈증의 용량 의존적 유도

Lipopolysaccharide Infusion as a Porcine Endotoxemic Shock Model

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these patients. It is caused by a dysregulated immune response to an infection. Even with optimized treatment, mortality rates remain high, which makes further insights into the pathophysiology and new treatment options necessary. Lipopolysaccharide (LPS) is a component of the cell membrane of gram-negative bacteria, which are often responsible for infections causing sepsis and septic shock. 
The severity and high mortality of sepsis and septic shock make standardized experimental studies in humans impossible. Thus, an animal model is needed for further studies. The pig is especially well suited for this purpose as it closely resembles humans in anatomy, physiology, and size. 
This protocol provides an experimental model for endotoxemic shock in pigs by LPS infusion. We were able to reliably induce changes frequently observed in septic shock patients, including hemodynamic instability, respiratory failure, and acidosis. This will allow researchers to gain valuable insight into this highly relevant condition and evaluate new therapeutic approaches in an experimental setting.

저자 스포트라이트: 혈류역학 및 호흡 부전을 연구하기 위한 돼지의 실험적 내독소혈성 쇼크 유도

We provide a protocol for an experimental endotoxemic shock model in pigs by infusion of lipopolysaccharide.

돼지 내독소혈증 쇼크 모델로서의 지질다당류 주입

Sepsis and septic shock are frequently encountered in patients treated in intensive care units (ICUs) and are among the leading causes of death in these ...