IP는 캐나다 자연 과학 및 공학 연구 협의회 (NSERC # 418233-2012)의 지원을받습니다. Frans de Recherche du Québec-Santé (FRQS), Quebec Breast Cancer Foundation 경력 상 및 캐나다 재단 혁신 재단 (Canadian Foundation for Innovation)으로부터 Leader Founds 보조금을 받았다. ED는 Fondation 유니버설 Armand-Frappier에서 장학금을 받았습니다.

이 연구에서 사용 된 모든 동물 프로토콜은 University Animal Care Committee (INRS-Institut Armand-Frappier, Laval, Canada)의 승인을 받았습니다. 1. 단백질 공 동화 확인 <ol><li> 조직에서 현미경 슬라이드까지 참고 : 조직 및 섹션은 드라이 아이스로 처리해야합니다. <ol><li> 동물에서 유선을 절단하십시오 (이 절차에 대한 완전한 설명은 Plante et al. 참조 ) . 14 . </li><li> 드라이 아이스에 동결 / 장착 매체에 excised 조직을 삽입하십시오. 글 랜드를 덮기에 충분한 매질을 첨가하십시오. 배지가 고형화되면 나중에 -80 ℃에서 냉동실로 옮겨 조직을 만듭니다 9 . </li><li> cryomicrotome을 -35 ° C 이하로 설정하고 조직을 7-10 μm 두께의 절편으로 자르고 현미경 슬라이드 위에 놓습니다. 참고 : 가능하면 각 슬라이드에 두 개의 섹션을 배치하십시오. 왼쪽 섹션은예를 들어 항체의 특이성과 조직의 자기 형광을 확인하기위한 예 통제. 오른쪽면은 항체로 표지됩니다. </li><li> 나중에 사용할 수 있도록 섹션을 -80 ° C에 유지하십시오. </li></ol></li><li> Co-IF 염색 <ol><li> 냉동고에서 적절한 현미경 슬라이드를 검색하고 즉시 실온 (RT)에서 15 분 동안 포름 알데히드 4 %에 담가 섹션을 수정. </li><li> 그런 다음 실온에서 인산염 완충 식염수 (PBS)에 슬라이드를 담그십시오. 다음 단계로 진행할 때까지 RT에서 PBS에 슬라이드를 남겨 둡니다. </li><li> 시중에서 구할 수있는 소수성 벽 또는 발수성 실험용 펜을 사용하여 슬라이드의 각 부분에 동그라미를 채 웁니다 (재료 표 참조). 조직을 만지지 않도록주의하십시오. 즉시 조직에 PBS 방울을 추가하고 프로 시저의 나머지 부분에 대한 습한 조직학 챔버에 슬라이드를 놓으십시오. 참고 : 조직 절편은 보습 상태를 유지해야합니다. 대안상자에 뚜껑이 달려 있고 바닥에 젖은 종이 타월을 둡니다. </li><li> RT에서 30 분 동안 3 % 소 혈청 알부민 (BSA) - 트리스 버퍼 식염수 (TBS) -0.1 % 폴리 소르 베이트 20 ( 표 2 참조)의 100-200 μL로 각 조직 섹션을 차단하십시오. 샘플이 차단되는 동안 TBS-0.1 % 폴리 소르 베이트 20에 항체를 희석하여 1 차 및 2 차 항체 용액을 준비하십시오. 참고 : 항체에 필요한 농도는 제조자가 제공한다; 예를 들어, 표 1 및 2 와 Dianati et al. 의 표를 참조하십시오 . 9 . 대부분의 형광 단 결합 항체를 사용할 때 어둠 속에서도 작업 할 필요는 없지만 항체 용액이나 염색 된 조직을 강렬하고 밝은 빛에 노출시키지 마십시오. </li><li> 흡인하여 차단 솔루션을 제거하고 RT에서 60 분 동안 희석 기본 항체 100-200 μL의 섹션을 품어. 대안y, 일차 항체와 함께 밤새 4 ℃에서 인큐베이션하십시오. </li><li> 흡인하여 일차 항체 솔루션을 제거하고 5 분 동안 TBS - 0.1 % 폴리 소르 베이트 20 250-500 μL와 섹션을 씻으십시오. 흡인으로 세척 용액을 제거하고 세척을 두 번 반복하십시오. </li><li> 흡인하여 세척 솔루션을 제거하고 RT에서 60 분 동안 적절한 fluorophore - 이차 항체 100-200 μL와 섹션을 품어. </li><li> 흡인하여 보조 항체 솔루션을 제거하고 5 분 동안 TBS - 0.1 % 폴리 소르 베이트 20 250-500 μL와 섹션을 씻으십시오. 세척 용액을 제거하고 두 번 반복하십시오. </li><li> 관심 단백질 (들)에 대한 기본 및 보조 항체의 적절한 조합을 사용하여 2.5-2.8 단계를 반복합니다. </li><li> 흡인하여 세척 용액을 제거하고 5 분 동안 TBS - 0.1 % 폴리 소르 베이트 20에 1 밀리그램 / ML 4 &#39;, 6 - diamidino - 2 - phenylindole (DAPI)의 100-200 μL와 섹션 잠복하여 핵 얼룩을 수행RT. </li><li> 흡인으로 DAPI 솔루션을 제거하고 수용성, 비 형광 마운트 매체 (자료 참조) 및 coverslips를 사용하여 슬라이드를 마운트합니다. 한 번에 한 슬라이드 씩 진행하십시오. 참고 : 핵 얼룩을 5 분 이상 배양해도 염색의 강도는 변하지 않습니다. 또는 모든 슬라이드에서 DAPI 솔루션을 제거하고 슬라이드를 장착하는 동안 PBS에서 조직을 품어. </li><li> 적어도 8 시간 동안 4 ° C의 냉장고에 슬라이드를 평평하게 놓습니다. 형광 현미경 이미징 ( 그림 1과 2 참조)로 진행하십시오. </li></ol></li><li> 현미경 이미징 <ol><li> 특정 파장에서 형광 물질을 여기시키는 데 필요한 다양한 레이저가 장착 된 공 촛점 현미경을 사용하여 형광 물질이 결합 된 2 차 항체를 시각화합니다. 참고 : 덕트 및 폐포를 시각화 할 수 있도록 0.95의 개구 수를 가진 40X 대물 렌즈가 제안됩니다. example는 그림 1 에 나와 있습니다. </li><li> 한 번에 한 파장의 이미지를 스캔하여 각 단백질의 위치를 ​​개별적으로 확인하십시오. 참고 :이 단계에서 접합 단백질의 위치를 ​​비판적으로 분석하는 것이 중요합니다. junctional 넥서스를 형성 할 수 있으려면 이러한 단백질이 원형질막에 국한되어야합니다. </li><li> 서로 다른 파장의 레이저로 스캔 한 이미지를 병합하여 단백질의 공동 위치를 결정합니다. 참고 : 동일한 위치에서 2 개 이상의 형광체 방출로 인한 색상 변화로 단백질 공 동화를 시각화 할 수 있으며 적절한 소프트웨어를 사용하여 측정 할 수 있습니다 ( 그림 1 및 2 , 참고 자료 9 참조). </li></ol></li></ol> 2. PPI 연구 주 : 가슴 땀샘은 가슴과 밀접한 관련이 있기 때문에 복부 유방 땀샘을 사용하여 PPI를 연구해야합니다.근육. 유방 땀샘을 잘라내어 (이 절차에 대한 자세한 설명은 Plante et al . 참조) 14 나중에 사용하기 위해 -80 ° C에서 보관하십시오. <ol><li> 용 해물 준비 <ol><li> 다음 단계를 진행하기 전에 드라이 아이스에 계량 종이와 2 mL 미세 원심 분리 튜브를 넣어 사전 냉각하십시오. </li><li> -80 ° C에서 유선 조직을 가져 와서 드라이 아이스에 보관하십시오. </li><li> 미리 냉각 된 계량 종이에서 조직의 무게를 측정 한 다음 조직을 2 mL 미세 원심 분리 튜브 (드라이 아이스 처리)로 옮깁니다. 시료 당 50 ~ 100mg의 조직을 사용하십시오. 단계 2.1.5까지 조직을 드라이 아이스에 보관하십시오. </li><li> NaF, NaVO 3 및 protease / phosphatase inhibitor가 첨가 된 3 중 세제 용해 완충액을 다음 표에 나와있는 재료 표에 나와 있는대로 필요한 양으로 준비하십시오. 마우스 : 필요한 완충액 (μL) = 마우스 조직 중량 (mg) x 3; 쥐 : 필수완충액 (μL) = 래트 조직 중량 (mg) × 5. </li><li> 조직이 들어있는 2mL 튜브에 필요한 양의 얼음처럼 차가운 용해 완충액 (단계 2.1.4에서 계산)을 첨가합니다. 참고 : 2.1.5-2.1.6 단계에서 한 번에 하나의 튜브로 진행하십시오. </li><li> 조직 분쇄기에서 연속 균질화를 사용하여 30-40 초 동안 조직을 균질화하십시오. 항상 얼음에 튜브를 유지. 조직 균질기를 중간 속도로 조정하고 부드럽게 분쇄기를 튜브 내부에서 위아래로 움직입니다. </li><li> 다른 튜브와 함께 1.6 및 1.7 단계를 반복하십시오. </li><li> lysate를 10-30 분 동안 얼음에 품습니다. </li><li> 4 ° C에서 10 분 동안 170 Xg에서 튜브를 원심 분리하십시오. </li><li> 그 사이에, 각 견본을위한 6-10의 microcentrifuge 관 (0.6 ML)를 확인하고 그들을 얼음에 붙드십시오. </li><li> 원심 분리가 끝나면 튜브를 확인하십시오. 이 물질에 발달 단계에 따라 뚱뚱하고 깨끗한 황색에서 분홍색의 용 해물과 펠릿이 최상층에 있는지 확인하십시오. </li><li> 지질 층에 구멍을 만듭니다.200 μL 피펫 팁을 사용하여 액상에 접근하십시오. 팁을 변경하고 펠렛을 방해하거나 지질 층을 흡입하지 않고 lysate를 수집하십시오. 얼음에 미리 라벨이 붙은 튜브 (1 단계 2.1.11 단계)에 lysate를 분주하고 -80 ° C에 보관하십시오. </li><li> 적절한 시중에서 구입할 수있는 키트를 사용하여 단백질 농도를 정량 할 수 있습니다 (재료 표 참조). </li></ol></li><li> 간접 면역 침전 <ol><li> 얼음 위에서 이전에 준비된 총 유선 lysates의 두 aliquots을 해동. 참고 : 하나의 분취 량은 목표 단백질의 IP에 사용되며, 다른 분취 량은 음성 대조군으로 사용됩니다. </li><li> 500-1,000 μg의 lysate를 모으고 각각의 1.5 mL 튜브에서 200 μL의 최종 용량에 도달하도록 PBS로 희석한다. 참고 : 사용되는 용 해물의 양은 관심있는 단백질의 양과 항체의 효율에 달려 있습니다 ( 그림 3 참조).n 예 및 재료 표 ). 각각의 표적에 대해 최적화하기 위해서는 다른 양의 lysate (500, 750, 1,000 μg)와 항체 ( 즉, 5, 10, 20 μg)를 사용해야합니다. 다음 단계를 수행하십시오 (2.2.3-2.3.7.4). </li><li> lysate의 첫 번째 튜브에 관심 항원에 대한 항체를 추가하고 얼음에 보관하십시오. 참고 : 필요한 금액은 각 회사에서 제공하는 지침서 ( Table of Materials 참조)에 제시되어 있습니다. </li><li> 두 번째 튜브에서 2.2.3 항에 사용 된 항체와 동일한 농도의 이소 타입 IgG 대조군을 첨가하여 음성 대조군을 준비한다. </li><li> 튜브를 4 ° C에서 밤새 품어 둔다. 저속에서 튜브 롤러 믹서를 사용한다. </li><li> 다음날, 미리 세척을위한 새로운 1.5 ML 튜브에 자기 구슬 50 μL를 추가합니다. <ol><li> 항체에 대한 상대적인 친화력을 기준으로 Protein A 또는 Protein G 자기 비드를 선택하십시오. </li&gt; <li> 응집 된 구슬을 사용하지 않는 것이 중요합니다. 부드럽게 그것이 튜브에 추가하기 전에 균일하게 다시 일시 중지 될 때까지 비드 서스펜션을 섞는다. </li></ol></li><li> 자석 스탠드에 비즈가 들어있는 튜브를 놓고 비즈가 자석으로 이동하도록하십시오. 200 μL 피펫을 사용하여 구슬에서 저장 버퍼를 제거하십시오. </li><li> PBS - 0.1 % 폴리 소르 베이트 20 500 μL를 추가하여 구슬을 씻고 10 초 동안 격렬하게 튜브를 와동시킨다. </li><li> 튜브를 다시 자기 스탠드 위에 놓고 비즈가 자석으로 이동하도록하십시오. </li><li> 200 μL 피펫으로 pipetting하여 초과 세척 버퍼를 제거하십시오. </li><li> 롤러 믹서에서 RT에서 90 분 동안 비즈와 부화로 2.2.5 단계에서 반응 복합체 (lysate - 항체)를 추가합니다. </li><li> 튜브를 자석 스탠드 위에 놓고 비즈가 자석으로 이동하도록하십시오. 200 μL 피펫을 사용하여 lysate를 대기음하고 폐기하고 얼음에 튜브를 놓습니다. </li><li> 구슬을 씻으십시오500 μL의 PBS를 첨가하고, 자성 스탠드에 튜브를 놓고, 200 μL 피펫을 사용하여 액체를 제거합니다. 이 세척 단계를 반복하십시오. 세척 단계 동안 볼 텍싱을 피하고 샘플을 얼음에 보관하십시오. </li><li> 소용돌이 치지 않고 PBS-0.1 % 폴리 소르 베이트 20로 비즈를 한 번 씻고 200 μL 피펫 팁을 사용하여 마지막 세척 완충액을 버립니다. </li><li> 용리 시키려면 0.2 M 산성 글리신 (pH = 2.5) 20 μL를 튜브에 넣고 7 분 동안 롤러 믹서에서 흔들어줍니다. </li><li> 수초 동안 빠른 속도로 원심 분리하고 (빠른 스핀) 신선한 얼음처럼 차가운 튜브에 뜨는 물을 모은다. </li><li> 각 튜브에 대해 2.2.14 및 2.2.15 단계를 반복합니다. 참고 : 최종 볼륨은 40 μL입니다. </li><li> 단계 2.2.16에서 40 μL eluted 샘플에 4x Laemmli 버퍼 10 μL를 추가합니다. 참고 : 산성 pH로 인해 색상이 노란색으로 변합니다. </li><li> 즉시 2.2 M의 용리 된 시료에 1M Tris (pH = 8)를 한 번에 한 방울 씩파란색으로 변합니다. 다음 튜브로 진행합니다. </li><li> 단계 2.2.18의 시료를 70-90 ° C에서 10 분간 끓여줍니다. 즉시 겔 전기 영동으로 진행하십시오. 또는 시료를 -80 ° C에서 냉동실로 옮길 때까지 시료를 옮깁니다. </li></ol></li><li> 다운 스트림 적용 : 겔 전기 영동 후 Western blot <ol><li> 표준 절차에 따라 SDS-PAGE 아크릴 아마이드 젤 (1.5 mm 두께)을 분리하고 쌓아서 준비하십시오 15 . 참고 : 겔 (8-15 % 아크릴 아미드, 그라디언트 : 재료 표 참조)의 선택은 침전 될 단백질의 분자 크기와 잠재적 결합 파트너를 분석하여 결정해야합니다. 이러한 단백질은 적절한 면역 검출을 위해 서로 분리되어야합니다. </li><li> 얼음 위에서 면역 침전 (IP) 용출 시료 (단계 2.2.20)를 해동합니다. </li><li> 동일한 샘플 (단백질 IP 절차에 사용)에서 단백질 용 해물을 준비하십시오. 50 사용총 용 해물 μg을 첨가하고 4X Laemmli 샘플 버퍼를 첨가한다. 샘플을 70-90 ° C에서 5 분간 끓여 얼음이 칠 때까지 올려 놓습니다. 참고 :이 샘플은 전체 용 해물에 침전 된 단백질의 존재를 설명하기 위해 용출 IP 샘플 옆에로드됩니다. </li><li> 아크릴 아미드 겔에서 단계 2.3.3의 준비된 용 해물과 단계 2.2.20의 침전 된 시료를 나란히 놓고 달리기 완충액 (10x 달리기 완충액 : Tris 30.3g, 글리신 144.1g 및 10 g의 SDS를 1L의 증류수에) 약 95 분 동안 또는 이동하는 단백질의 가장자리가 겔의 바닥에 도달 할 때까지. </li><li> 표준 프로토콜 9 , 15 를 사용하여 젤을 니트로 셀룰로오스 또는 PVDF 멤브레인으로 옮기십시오. </li><li> 5 % 건조 우유 -TTBS (20 MM 트리스, 500 MM NaCl 및 0.05 % 폴리 소르 베이트 20)에서 저속으로 로커에서 막을 차단한다. </li><li> 강수량이 suc인지 확인하십시오그만. <ol><li> 느린 교반과 함께 흔들 플랫폼에서 4 ° C 밤새 제조 업체가 권장 농도에서 5 % 건조 우유 TTBS로 희석 된 침전 된 단백질에 대한 첫 번째 항체를 사용하여 막을 프로브하십시오. 참고 : 권장 사항 은 재료 표를 참조하십시오. </li><li> 다음날, 높은 교반과 함께 흔들 플랫폼에서 TTBS로 막을 5 분씩 3 회 세척한다. </li><li> 천천히 교반과 함께 흔들 플랫폼에서 RT에서 1 H를 위해 TTBS로 희석 한 고추 냉이 과산화 효소 (HRP)와 함께 적절한 보조 항체에 막을 품어. 주 : 또는 신호를 검출하기위한 적절한 장치가 이용 가능하다면 형광 색소와 접합 된 2 차 항체를 사용할 수있다. </li><li> 높은 교반과 함께 흔들어 놓는 플랫폼에서 TTBS로 3 분에서 6 분 동안 5 분씩 씻어냅니다. 상용 멤브레인과 함께 멤브레인을 배양하여 보조 항체의 신호를 분석사용 가능한 루미놀 용액 ( 재료 표 참조)을 따르고 제조업체의 지침을 따르십시오. 화학 발광 이미징 시스템을 사용하여 신호를 검출합니다 ( 재료 표 참조). 참고 : Western blot 분석에 대한 자세한 프로토콜은 참고 자료 16을 참조하십시오. </li></ol></li><li> 상호 작용하는 단백질을 확인하기 위해 동일한 블롯에서 적절한 항체를 사용하여 2.3.7.1-2.3.7.4 단계를 수행하십시오. 참고 : 단백질이 상호 작용하는 경우, 결합 파트너는 표적 단백질과 공 - 면역 침전 될 것이며, 따라서 웨스턴 블 랏팅에 의해 검출 될 것이다. 단백질의 분자량이 젤과 막에서 잘 분리되기에 충분하다면 다른 단백질이 같은 단백질 복합체에 존재 하는지를 결정하기 위해 더 많은 항체로 단계 2.3.8을 반복 할 수 있습니다. </li><li> 확인 된 바인딩 파트너가 아티팩트가 아닌지 확인하려면 상호 IP를 수행해야합니다. 참고 : 이것은 반복하여 수행됩니다.단계 2.2.1-2.2.20을 동일한 용 해물로 수행하지만 단계 3.8에서 확인 된 결합 파트너 중 하나를 침전시킨다. 그런 다음 관심있는 첫 번째 단백질에 대한 1 차 항체를 사용하여 3.1-3.8 단계를 반복합니다. </li></ol></li></ol>

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T., Wang, E. S., Zhang, S., Lin, M. Z., Chu, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Guide+to+Fluorescent+Protein+FRET+Pairs.">A Guide to Fluorescent Protein FRET Pairs.</a> Sensors (Basel). 16 (9), (2016).</li><li>Fredriksson, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proteomic+analysis+of+proteins+surrounding+occludin+and+claudin-4+reveals+their+proximity+to+signaling+and+trafficking+networks.">Proteomic analysis of proteins surrounding occludin and claudin-4 reveals their proximity to signaling and trafficking networks.</a> PLoS One. 10 (3), e0117074 (2015).</li><li>Weibrecht, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proximity+ligation+assays:+a+recent+addition+to+the+proteomics+toolbox.">Proximity ligation assays: a recent addition to the proteomics toolbox.</a> Expert Rev Proteomics. 7 (3), 401-409 (2010).</li><li>Malovannaya, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Streamlined+analysis+schema+for+high-throughput+identification+of+endogenous+protein+complexes.">Streamlined analysis schema for high-throughput identification of endogenous protein complexes.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (6), 2431-2436 (2010).</li></ol>

저자는 선언 할 것이 없다.

접합부를 통한 세포 - 세포 상호 작용은 유방샘과 같은 많은 기관의 적절한 기능과 발달에 필요합니다. 연구 결과 junctional 단백질은 서로의 기능과 안정성을 조절할 수 있고 세포막에서 서로 연결되어 신호 전달을 활성화 할 수 있습니다. 현재의 원고에 제시된 프로토콜은 접합 단백질의 차별화 된 발현, 위치 및 정상적인 쥐의 혈관 발달 중 상호 작용에 대한 흥미있는 발견을 제공했다. junctional ?...

유선의 성장 및 발달은 주로 출생 후 발생합니다. 이 기관은 포유류의 번식을 통해 끊임없이 변모합니다 1 . 성인 유선 선 상피는 내막 상피 세포의 내층과 기저 세포의 외층으로 이루어져 있으며, 주로 상피 세포로 이루어져 있으며 기저막으로 둘러싸여있다. 유선 구조와 발달에 대한 좋은 검토를 위해 독자는 Sternlicht 1 을 참고할 수 있습니다. 글 랜드 1 , 3 , 4 , 5 , 6 의 정상적인 발달과 기능을 위해서는 gap (GJ), tight (TJ), adherens (AJ) junction을 통한 세포 - 세포 상호 작용이 필요합니다. 쥐 유선에서 이들 접합부의 주요 구성 요소는 Cx26, Cx30, Cx32 및 Cx43 (GJ)입니다. 클로 딘 -1, -3, -4, -7 그리고ZO-1 (TJ); 및 E-cadherin, P-cadherin 및 β-catenin (AJ) 7,8 . 이러한 서로 다른 접합 단백질의 발현 수준은 유선 발달 동안 단계에 따라 달라 지므로 차별화 된 세포 - 세포 상호 작용 요구 사항을 제시합니다. GJ, TJ 및 AJ는 구조적 및 기능적으로 연결되어 있고 인접한 세포의 인접한 사이트에 다른 구조적 또는 조절 단백질을 연결하여 교차 결합 관계를 만듭니다. junctional 연결의 구성은 기본 cytoskeleton뿐만 아니라 넥서스 투자율과 안정성과 다리에 영향을 미칠 수 있으며 결과적으로 글 랜드의 기능에 영향을 줄 수 있습니다 8 , 9 , 10 , 11 . 접합부 넥서스에 있거나 서로 다른 곳에서 상호 작용하는 세포 간 접합의 구성 요소최근 유방암 발달 단계를 co-immunofluorescence (co-IF)와 co-immunoprecipitation (co-IP)을 이용하여 분석 하였다. 다른 기술은 단백질 간의 기능적 연관성을 평가할 수 있지만,이 방법은이 원고에 제시되어 있지 않습니다. 단백질은 단지 기능 만 수행하기 때문에 신호 전달 및 생화학 적 계통과 같은 단백질 - 단백질 상호 작용 (PPI)을 연구하는 것은 많은 연구자에게 필수적이며 단백질의 기능에 대한 중요한 정보를 제공 할 수 있습니다. 공동 IF 및 현미경 분석은 동일한 세포 내 공간을 공유하는 몇 가지 단백질을 평가하는 데 도움이됩니다. 그러나 다른 동물에서 키워야하는 항체와 다른 파장의 레이저가 장착 된 공 촛점 현미경 및 멀티플렉싱을위한 스펙트럼 검출기를 사용하여 표적의 수를 제한합니다. Co-IP는 친화적 인 물리적 상호 작용을 확인하거나 공개합니다.단백질 복합체 내에 존재하는 둘 이상의 단백질. 단백질의 위치와 상호 작용을 동시에 감지 할 수있는 형광 공명 에너지 전달 (FRET) 12 및 근접 연결 분석 (PLA) 13 과 같은 새로운 기술의 개발에도 불구하고, co-IP는 적절한 상호 작용을 연구하는 적절한 기술이다 내생 단백질. 이 원고에서 설명한 단계별 방법은 유방 땀샘의 내인성 PPI를 연구 할 때 피하기 위해 단백질 지방화 및 PPI의 연구를 촉진하고 함정을 지적합니다. 이 방법론은 각 기술에 필요한 조직에 대한 다양한 보존 절차를 제시하는 것으로 시작합니다. 1 부는 i) 유방 땀샘의 구분, ii) co-IF 기법을 이용한 여러 단백질의 이중 또는 삼중 표지, iii)단백질 지방화. Part 2는 내인성 단백질을 침전시키고 상호 작용하는 단백질을 i) 용 해물 준비, ii) 간접 단백질 면역 침전 및 iii) SDS-PAGE 및 Western blot에 의한 결합 파트너 식별의 세 단계로 식별하는 방법을 보여줍니다. 이 프로토콜의 각 단계는 설치류 유선 조직에 최적화되어 있으며 고품질의 특이적이고 재현 가능한 결과를 생성합니다. 이 프로토콜은 다른 조직이나 세포주의 PPI 연구의 시작점으로 사용할 수도 있습니다.

<table><tbody><tr><td>Mice strain and stage</td><td>St. Constant, Quebec, Canada</td><td></td><td>C57BL/6 Femals; pregnancy day 18 (P18) and lactation day 14 (L14), Charles River Canada&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>PBS 10x (stock)</td><td></td><td></td><td>1) Dissolve 80 g NaCl (F.W.: 58.44), 2 g KCl (F.W. 74.55), 26.8 g Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;&amp;#183;7H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O (F.W. 268.07) and 2.4 g KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; (F.W.:136.09) in 800 mL distilled water;&lt;br/&gt; 2) Adjust the PH to 7.4;&lt;br/&gt; 3) Add water to reach to the 1 L final volume.</td></tr><tr><td>TBS 10x (stock)</td><td></td><td></td><td>1) Dissolve 60.5 g TRIS, 87.6 g NaCl in 800 mL distilled water;&lt;br/&gt;2) Adjust the pH to 7.5;&lt;br /&gt;3) Add water to reach to the 1 L final volume.</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Part 1: Immunofluorescence&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Freezing media</td><td>VWR International, Ville Mont-Royal, QC, Canada</td><td>95067-840</td><td>VMR frozen sections compound&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Microtome</td><td>Mississauga, ON, Canada</td><td>956640</td><td>Microm HM525, Thermo fisher scientific HM525 NX Cryostat 115 V 60 Hz</td></tr><tr><td>Blades</td><td>C.L. Sturkey, Inc. Les Produits&amp;nbsp;Scientifiques&amp;nbsp;ESBE&amp;nbsp;St-Laurent, QC, Canada</td><td>BLM1001C</td><td>High profile gold coated blades</td></tr><tr><td>Pap pen</td><td>Cedarlane, Burlington, ON, Canada</td><td>8899</td><td>Super PAP Pen, Thermo fisher scientific</td></tr><tr><td>Microscopic slides</td><td>Fisher Scientific, Burlington, ON, Canada</td><td>12-550-15</td><td>Fisherbrand&amp;nbsp;Superfrost Plus Microscope Slides</td></tr><tr><td>Formaldehyde</td><td>BioShop Canada Inc, Burlington, ON, Canada</td><td>FOR201.1</td><td>Forlmadehyde</td></tr><tr><td>Bovine Serum Albumin (BSA)</td><td>Santa Cruz Biotechnology, Inc, California, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Blocking solution</td><td></td><td></td><td>3% BSA in TBS</td></tr><tr><td>Wash solution</td><td></td><td></td><td>TBS-Tween 20 0.1%</td></tr><tr><td>Polysorbate 20</td><td>Oakville, ON, Canada</td><td>P 9416</td><td>Tween 20, Sigma-Aldrich</td></tr><tr><td>Mounting media</td><td>Cedarlane, Burlington, ON</td><td>17984-25(EM)</td><td>Fluoromount-G</td></tr><tr><td>First &amp;amp; secondary antibodies</td><td>Cell Signaling, Beverly, MA, USA</td><td>See Comments</td><td>E-Cadherin (4A2) Mouse mAb (#14472s) 1/50 (Cell Signaling) with anti-mouse IgG Fab2 Alexa Fluor 555 (#4409s), Cell Signaling&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>First &amp;amp; secondary antibodies&amp;nbsp;</td><td>Life technologies, Waltham, MA, USA &amp;amp; Cell Signaling, Beverly, MA, USA</td><td>See Comments</td><td>Claudin-7 (#34-9100) 1/100 (Life Technologies) with anti-rabbit IgG Fab2 Alexa Fluor 488 (#4412s) (Cell Signaling)&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>First &amp;amp; secondary antibodies&amp;nbsp;</td><td>Santa Cruz Biotechnology, Inc, California, USA; Fischer Scientific, Burlington, ON, Canada&amp;nbsp;</td><td>See Comments</td><td>&amp;beta;-Catenin Antibody (C-18): sc-1496 (SANTA CRUZ) with anti-Goat IgG (H+L) Alexa Fluor 568 (#A11057), Molecular Probe (Fisher Scientific)</td></tr><tr><td>First &amp;amp; secondary antibodies&amp;nbsp;</td><td>Life technologies, Waltham, MA, USA &amp;amp; Cell Signaling, Beverly, MA, USA</td><td>See Comments</td><td>Connexin26&amp;nbsp; (#33-5800) 1/75 (Life Technologies) with anti-mouse IgG Fab2 Alexa Fluor 647 (#4410s)&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Nuclei stain</td><td>Fisher Scientific, Burlington, ON, Canada</td><td>D1306</td><td>DAPI (4&#039;,6-Diamidino-2-Phenylindole, Dihydrochloride) 1/1,000 in PBS</td></tr><tr><td>Fluorescent microscope</td><td>Nikon Canada, Mississauga, On, Canada</td><td></td><td>Nikon A1R+ confocal microscopic laser equipped with a spectral detector&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Software of IF images analysis</td><td>Nikon Canada, Mississauga, On, Canada</td><td></td><td>NIS-elements software (version 4)</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Part 2: Immunoprecipitation&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Triple-detergent Lysis buffer (100&amp;nbsp;mL) pH=8.0</td><td></td><td></td><td>1) Mix 50 mM TRIS (F.W.: 121.14), 150&amp;nbsp;mM NaCl (F.W.: 58.44), 0.02% Sodium Azide, 0.1% SDS, 1% NONIdET P40, 0.5% Sodium Deoxycholate in 80 mL distilled H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O.&lt;br/&gt; 2) Adjust the pH to 8.0 with HCl 6&amp;nbsp;N (~0.5&amp;nbsp;mL).&lt;br/&gt; 3) Adjust the volume to 100&amp;nbsp;mL. Keep it in fridge.&lt;br/&gt; At the day of protein extraction, use 1/100 NaVo&lt;sub&gt;3&lt;/sub&gt;, 1/100 protease/phosphatase inhibitor and 1/25 NAF in calculated amount of Triple detergent lysis buffer:&lt;br/&gt; Sodium Fluoride (stock) solution 1.25&amp;nbsp;M (F.W.: 41.98), Sodium Orthovanadate (stock) Solution 1&amp;nbsp;M (F.W.: 183.9)</td></tr><tr><td>Protease/phosphatase inhibitor</td><td>Fisher Scientific, Burlington, ON</td><td>78441</td><td>Halt Protease and Phosphatase Inhibitor Cocktail, EDTA-free (100x)</td></tr><tr><td>Protein dosage</td><td>Thermo Scientific, Rockford, Illinois, USA</td><td>23225</td><td>Pierce BCA protein assay kit&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Tissue grinder</td><td>Fisher Scientific, Burlington, ON</td><td>FTH-115</td><td>Power 125, Model FTH-115</td></tr><tr><td>Magnetic beads and stand</td><td>Millipore, Etobicoke, ON, Canada</td><td></td><td>PureProteome Protein G Magnetic Bead System (LSKMAGG02)</td></tr><tr><td>Wash solution for IP</td><td></td><td></td><td>PBS or PBS-Tween20 0.1% depending to the step</td></tr><tr><td>Primary antibodies for immunoprecipitation</td><td>Cell Signaling, Beverly, MA, USA</td><td>See Comments</td><td>IgG Rabbit (rabbit (DA1E) mAb IgG Isotype control (#3900s) (Cell Signaling) 0.5 &amp;micro;L/200 &amp;micro;L</td></tr><tr><td>Primary antibodies for immunoprecipitation</td><td>Cell Signaling, Beverly, MA, USA</td><td>See Comments</td><td>IgG Mouse mouse (G3A1) mAb IgG Isotype control (#5415s) (Cell Signaling) 0.5 &amp;micro;L/200 &amp;micro;L</td></tr><tr><td>Primary antibodies for immunoprecipitation</td><td>Sigma-Aldrich, Oakville, ON, Canada</td><td>See Comments</td><td>Connexin43 (#C6219) (Sigma-Aldrich) 4&amp;nbsp;&amp;micro;L/200&amp;nbsp;&amp;micro;L</td></tr><tr><td>Primary antibodies for immunoprecipitation</td><td>Cell Signaling, Beverly, MA, USA</td><td>See Comments</td><td>E-cadherin (4A2) Mouse mAb (#14472s) (Cell Signaling) 1 &amp;micro;L/200 &amp;micro;L</td></tr><tr><td>Laemmli buffer&amp;nbsp;</td><td>BIO-RAD, Mississauga, Ontario, Canada</td><td>1610747</td><td>4x Laemmli Sample Buffer (Add &amp;beta;-mercaptoethanol following manufacturer recommendation)</td></tr><tr><td>Acidic glycine&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific, Burlington, ON</td><td>PB381-5</td><td>0.2 M glycine; adjust pH=2.5 with HCl&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Tris&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific, Burlington, ON</td><td>BP152-1</td><td>1 M (pH=8)&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>SDS-PAGE acrylamide gels&amp;nbsp;</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Canada</td><td>1610180 -5</td><td>TGX Stain-Free FastCast Acrylamide Solutionss (7.8%, 10%, 12%)</td></tr><tr><td>Running buffer 10x&amp;nbsp;</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Canada</td><td>1704272</td><td>Tris 30.3&amp;nbsp;g/glycine 144.1&amp;nbsp;g /SDS 10&amp;nbsp;g in 1 L distilled water</td></tr><tr><td>Membranes</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Canada</td><td>1704272</td><td>PVDF membranes, Trans-Blot Turbo RTA Mini PVDF Transfer Kit</td></tr><tr><td>Transfer method</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Canada</td><td>1704155</td><td>Trans-Blot Turbo Transfer System</td></tr><tr><td>Dry Milk</td><td>Smucker Food of Canada Co, Markham, ON, Canada</td><td></td><td>Fat Free Instant Skim Milk Powder, Carnation</td></tr><tr><td>Blocking solution for blots</td><td></td><td></td><td>5% dry milk in TBS-Tween 20 0.1%</td></tr><tr><td>Washing solutions for blots</td><td></td><td></td><td>TBS-Tween 20 0.1%</td></tr><tr><td>Primary and secondary antibodies for blots (10&amp;nbsp;mL)</td><td>Sigma-Aldrich, Oakville, Ontario &amp;amp; Abcam, Toronto, ON, Canada</td><td>See Comments</td><td>Connexin43 (#C6219) (Sigma-Aldrich) 1/2,500 with HRP-conjugated Veriblot for IP secondary antibody (ab131366) 1/5,000 (Abcam, Toronto, ON, Canada)</td></tr><tr><td>Primary and secondary antibodies for blots (10&amp;nbsp;mL)</td><td>Cell Signaling, Beverly, MA, USA &amp;amp; Abcam, Toronto, ON, Canada</td><td>See Comments</td><td>E-cadherin (24E10) rabbit mAb 1/1,000 (#3195s) (Cell Signaling) 1/1,000 with HRP-conjugated Veriblot for IP secondary antibody (ab131366) 1/5,000 (Abcam, Toronto, ON, Canada)</td></tr><tr><td>Primary and secondary antibodies for blots (10&amp;nbsp;mL)</td><td>Life technologies, Waltham, MA, USA &amp;amp; Abcam, Toronto, ON, Canada</td><td>See Comments</td><td>Claudin-7 (#34-9100) (Life technologies) 1/1,000 with HRP-conjugated Veriblot for IP secondary antibody (ab131366) 1/5,000 (Abcam, Toronto, ON, Canada)</td></tr><tr><td>Primary and secondary antibodies for blots (10&amp;nbsp;mL)</td><td>Life technologies, Waltham, MA, USA &amp;amp; Abcam, Toronto, ON, Canada</td><td>See Comments</td><td>Claudin3 (#34-1700) (Life technologies) 1/1,000 with HRP-conjugated Veriblot for IP secondary antibody (ab131366) 1/5,000 (Abcam, Toronto, ON, Canada)</td></tr><tr><td>Luminol solution for signal detection on blots</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Canada</td><td>1705061</td><td>Clarity Western ECL Blotting Substrate</td></tr><tr><td>Imaging blots</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Canada</td><td>1708280</td><td>ChemiDoc MP imaging system</td></tr><tr><td>Analayzing blots</td><td>BIO-RAD, Mississauga, ON, Canada</td><td></td><td>ImageLab 5.2 software&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

analysis of protein-protein interactions and co-localization between components of gap, tight, and adherens junctions in murine mammary glands

세포 - 세포 상호 작용은 조직의 보전과 유방의 여러 구획 사이의 장벽을 보존하는 데 중추적 인 역할을합니다. 이러한 상호 작용은 인접 세포간에 넥서스를 형성하는 접합 단백질에 의해 제공됩니다. Junctional protein mislocalization과 결합 파트너와의 물리적 연관성 감소는 기능 상실, 결과적으로 장기 기능 부전을 초래할 수 있습니다. 따라서 정상 및 질병 관련 조직에서 단백질 위치 파악 및 단백질 - 단백질 상호 작용 (PPI)을 확인하는 것은 발달 상태의 질병이나 변화의 진행을 유도하는 새로운 증거와 메커니즘을 찾는 데 필수적입니다. 이 원고는 마우스 유선에서 PPI를 평가하는 2 단계 방법을 제시합니다. 프로토콜 섹션 1에서는 관심있는 단백질에 대해 생성 된 항체와 형광 색소로 표지 된 2 차 항체를 사용하여 동시 면역 형광 (co-immunofluorescence) (co-IF)을 수행하는 방법을 설명합니다. co-IF all단백질의 근접성을 입증해야하기 때문에 신체적 상호 작용을 연구하는 것이 가능합니다. 따라서 co-immunoprecipitation (co-IP)에 대한 자세한 프로토콜은 프로토콜 섹션 2에 나와 있습니다.이 방법은 이러한 상호 작용이 직접적인지 간접적인지를 확인하지 않고 단백질 간의 물리적 상호 작용을 결정하는 데 사용됩니다. 지난 몇 년 동안 co-IF 및 co-IP 기술은 유 전선 발달 동안 변이성 접합부 연결을 생성하면서 세포 간 접합의 특정 구성 요소가 함께 위치하고 상호 작용한다는 것을 입증했습니다.

유방 내에서 GJ, AJ 및 TJ 성분이 상호 작용할 수 있는지를 결정하기 위해 co-IF 분석이 먼저 수행되었습니다. GJ 단백질 인 Cx26과 AJ 단백질 인 β-Catenin을 각각 특정 항체로 탐침하고 fluorophore-conjugated 마우스 -647 (녹색, pseudocolor) 및 염소 -568 (적색) 항체를 사용하여 나타냈다 ( 그림 1B 및 C ) . 데이터는 노란 색 ( 그림 1D )에 의해 반영된 바와...

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Analysis of Protein-protein Interactions and Co-localization Between Components of Gap, Tight, and Adherens Junctions in Murine Mammary Glands

세포 간 접합은 유선의 단계별 기능과 발달에 필수적입니다. 이 원고는 단백질 - 단백질 상호 작용 (PPIs) 연구를위한 상세한 프로토콜과 쥐 유방 땀샘을 이용한 공동 위치 파악을 제공합니다. 이러한 기술은 서로 다른 발달 단계에서 세포 간 접합 사이의 물리적 연관성의 역 동성을 조사 할 수있게 해줍니다.

Murine Mammary Gland의 갭, 타이트 및 Adherens 접합부의 구성 요소 사이의 단백질 - 단백질 상호 작용 및 공동 위치 분석

Cell-cell interactions play a pivotal role in preserving tissue integrity and the barrier between the different compartments of the mammary gland. These ...

analysis-protein-protein-interactions-co-localization-between

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

10.0K 조회수.  INRS, Institut Armand-Frappier.  세포 간 접합은 유선의 단계별 기능과 발달에 필수적입니다. 이 원고는 단백질 - 단백질 상호 작용 (PPIs) 연구를위한 상세한 프로토콜과 쥐 유방 땀샘을 이용한 공동 위치 파악을 제공합니다. 이러한 기술은 서로 다른 발달 단계에서 세포 간 접합 사이의 물리적 연관성의 역 동성을 조사 할 수있게 해줍니다. 

비디오: Analysis of Protein-protein Interactions and Co-localization Between Components of Gap, Tight, and Adherens Junctions in Murine Mammary Glands

Differentiation of Mouse Breast Epithelial HC11 and EpH4 Cells

Cadherins play an important role in the regulation of cell differentiation as well as neoplasia. Here we describe the origins and methods of the induction of differentiation of two mouse breast epithelial cell lines, HC11 and EpH4, and their use to study complementary stages of mammary gland development and neoplastic transformation.
The HC11 mouse breast epithelial cell line originated from the mammary gland of a pregnant Balb/c mouse. It differentiates when grown to confluence attached to a plastic Petri dish surface in medium containing fetal calf serum and Hydrocortisone, Insulin and Prolactin (HIP medium). Under these conditions, HC11 cells produce the milk proteins &#946;-casein and whey acidic protein (WAP), similar to lactating mammary epithelial cells, and form rudimentary mammary gland-like structures termed &#34;domes&#34;.
The EpH4 cell line was derived from spontaneously immortalized mouse mammary gland epithelial cells isolated from a pregnant Balb/c mouse. Unlike HC11, EpH4 cells can fully differentiate into spheroids (also called mammospheres) when cultured under three-dimensional (3D) growth conditions in HIP medium. Cells are trypsinized, suspended in a 20% matrix consisting of a mixture of extracellular matrix proteins produced by Engelbreth-Holm-Swarm (EHS) mouse sarcoma cells, plated on top of a layer of concentrated matrix coating a plastic Petri dish or multiwell plate, and covered with a layer of 10% matrix-containing HIP medium. Under these conditions, EpH4 cells form hollow spheroids that exhibit apical-basal polarity, a hollow lumen, and produce &#946;-casein and WAP.
Using these techniques, our results demonstrated that the intensity of the cadherin/Rac signal is critical for the differentiation of HC11 cells. While Rac1 is necessary for differentiation and low levels of activated RacV12 increase differentiation, high RacV12 levels block differentiation while inducing neoplasia. In contrast, EpH4 cells represent an earlier stage in mammary epithelial differentiation, which is inhibited by even low levels of RacV12.

We describe techniques for differentiation induction of two breast epithelial lines, HC11 and EpH4. While both require fetal calf serum, insulin, and prolactin to produce milk proteins, EpH4 cells can fully differentiate into mammospheres in three-dimensional culture. These complementary models are useful for signal transduction studies of differentiation and neoplasia.

마우스 유방 상피 HC11 및 EpH4 세포의 분화

Cadherins play an important role in the regulation of cell differentiation as well as neoplasia. Here we describe the origins and methods of the induction ...

연구

암 연구학

Quantifying Branching Density in Rat Mammary Gland Whole-mounts Using the Sholl Analysis Method

An increasing number of studies are utilizing the rodent mammary gland as an endpoint for assessing the developmental toxicity of a chemical exposure. The effects these exposures have on mammary gland development are typically evaluated using either basic dimensional measurements or by scoring morphological characteristics. However, the broad range of methods for interpreting developmental changes could lead to inconsistent translations across laboratories. A common method of assessment is needed so that proper interpretations can be formed from data being compared across studies. The present study describes the application of the Sholl analysis method to quantify mammary gland branching characteristics. The Sholl method was originally developed for use in quantifying neuronal dendritic patterns. By using ImageJ, an open-source image analysis software package, and a plugin developed for this analysis, the mammary gland branching density and the complexity of a mammary gland from a peripubertal female rat were determined. The methods described here will enable the use of the Sholl analysis as an effective tool for quantifying an important characteristic of mammary gland development.

Mammary gland development in the rodent has typically been evaluated using descriptive assessments or by measuring basic physical attributes. Branching density is an indicator of mammary development that is difficult to quantify objectively. This protocol describes a reliable method for the quantitative assessment of mammary gland branching characteristics.

Sholl 분석법을 이용한 유방 내 유선 마운트의 분지 밀도 정량화

An increasing number of studies are utilizing the rodent mammary gland as an endpoint for assessing the developmental toxicity of a chemical exposure. The ...

발생학

Engineering Three-dimensional Epithelial Tissues Embedded within Extracellular Matrix

The architecture of branched organs such as the lungs, kidneys, and mammary glands arises through the developmental process of branching morphogenesis, which is regulated by a variety of soluble and physical signals in the microenvironment. Described here is a method created to study the process of branching morphogenesis by forming engineered three-dimensional (3D) epithelial tissues of defined shape and size that are completely embedded within an extracellular matrix (ECM). This method enables the formation of arrays of identical tissues and enables the control of a variety of environmental factors, including tissue geometry, spacing, and ECM composition. This method can also be combined with widely used techniques such as traction force microscopy (TFM) to gain more information about the interactions between cells and their surrounding ECM. The protocol can be used to investigate a variety of cell and tissue processes beyond branching morphogenesis, including cancer invasion.

This manuscript describes a soft lithography-based technique to engineer uniform arrays of three-dimensional (3D) epithelial tissues of defined geometry surrounded by extracellular matrix. This method is amenable to a wide variety of cell types and experimental contexts and allows for high-throughput screening of identical replicates.

세포 외 매트릭스 내에서 임베디드 공학 3 차원 상피 조직

The architecture of branched organs such as the lungs, kidneys, and mammary glands arises through the developmental process of branching morphogenesis, ...

생체공학

Generation of Mosaic Mammary Organoids by Differential Trypsinization

Organoids offer self-organizing, three-dimensional tissue structures that recapitulate physiological processes in the convenience of a dish. The murine mammary gland is composed of two distinct epithelial cell compartments, serving different functions: the outer, contractile myoepithelial compartment and the inner, secretory luminal compartment. Here, we describe a method by which the cells comprising these compartments are isolated and then combined to investigate their individual lineage contributions to mammary gland morphogenesis and differentiation. The method is simple and efficient and does not require sophisticated separation technologies such as fluorescence activated cell sorting. Instead, we harvest and enzymatically digest the tissue, seed the epithelium on adherent tissue culture dishes, and then use differential trypsinization to separate myoepithelial from luminal cells with ~90% purity. The cells are then plated in an extracellular matrix where they organize into bilayered, three-dimensional (3D) organoids that can be differentiated to produce milk after 10 days in culture. To test the effects of genetic mutations, cells can be harvested from wild type or genetically engineered mouse models, or they can be genetically manipulated prior to 3D culture. This technique can be used to generate mosaic organoids that allow investigation of gene function specifically in the luminal or myoepithelial compartment.

The mammary gland is a bilayered structure, comprising outer myoepithelial and inner luminal epithelial cells. Presented is a protocol to prepare organoids using differential trypsinization. This efficient method allows researchers to separately manipulate these two cell types to explore questions concerning their roles in mammary gland form and function.

차동 시도에 의한 모자이크 유방 오르가노이드 생성

Organoids offer self-organizing, three-dimensional tissue structures that recapitulate physiological processes in the convenience of a dish. The murine ...

Evaluation of Mammary Gland Development and Function in Mouse Models

The human mammary gland is composed of 15-20 lobes that secrete milk into a branching duct system opening at the nipple. Those lobes are themselves composed of a number of terminal duct lobular units made of secretory alveoli and converging ducts1. In mice, a similar architecture is observed at pregnancy in which ducts and alveoli are interspersed within the connective tissue stroma. The mouse mammary gland epithelium is a tree like system of ducts composed of two layers of cells, an inner layer of luminal cells surrounded by an outer layer of myoepithelial cells denoted by the confines of a basement membrane2. At birth, only a rudimental ductal tree is present, composed of a primary duct and 15-20 branches. Branch elongation and amplification start at the beginning of puberty, around 4 weeks old, under the influence of hormones3,4,5. At 10 weeks, most of the stroma is invaded by a complex system of ducts that will undergo cycles of branching and regression in each estrous cycle until pregnancy2. At the onset of pregnancy, a second phase of development begins, with the proliferation and differentiation of the epithelium to form grape-shaped milk secretory structures called alveoli6,7. Following parturition and throughout lactation, milk is produced by luminal secretory cells and stored within the lumen of alveoli. Oxytocin release, stimulated by a neural reflex induced by suckling of pups, induces synchronized contractions of the myoepithelial cells around the alveoli and along the ducts, allowing milk to be transported through the ducts to the nipple where it becomes available to the pups 8. Mammary gland development, differentiation and function are tightly orchestrated and require, not only interactions between the stroma and the epithelium, but also between myoepithelial and luminal cells within the epithelium9,10,11. Thereby, mutations in many genes implicated in these interactions may impair either ductal elongation during puberty or alveoli formation during early pregnancy, differentiation during late pregnancy and secretory activation leading to lactation12,13. In this article, we describe how to dissect mouse mammary glands and assess their development using whole mounts. We also demonstrate how to evaluate myoepithelial contractions and milk ejection using an ex-vivo oxytocin-based functional assay. The effect of a gene mutation on mammary gland development and function can thus be determined in situ by performing these two techniques in mutant and wild-type control mice.

This method describes how to dissect and assess mammary gland development and function from mice. Excised mammary glands are assessed for the degree of development using whole mount while milk ejection is evaluated using an oxytocin-based myoepithelial cell contraction assay.

마우스 모델에서 유선 개발 및 기능 평가

The human mammary gland is composed of 15-20 lobes that secrete milk into a branching duct system opening at the nipple. Those lobes are themselves ...

생물학

Reconstruction of 3-Dimensional Histology Volume and its Application to Study Mouse Mammary Glands

Histology volume reconstruction facilitates the study of 3D shape and volume change of an organ at the level of macrostructures made up of cells. It can also be used to investigate and validate novel techniques and algorithms in volumetric medical imaging and therapies. Creating 3D high-resolution atlases of different organs1,2,3 is another application of histology volume reconstruction. This provides a resource for investigating tissue structures and the spatial relationship between various cellular features. We present an image registration approach for histology volume reconstruction, which uses a set of optical blockface images. The reconstructed histology volume represents a reliable shape of the processed specimen with no propagated post-processing registration error. The Hematoxylin and Eosin (H&#38;E) stained sections of two mouse mammary glands were registered to their corresponding blockface images using boundary points extracted from the edges of the specimen in histology and blockface images. The accuracy of the registration was visually evaluated. The alignment of the macrostructures of the mammary glands was also visually assessed at high resolution.
This study delineates the different steps of this image registration pipeline, ranging from excision of the mammary gland through to 3D histology volume reconstruction. While 2D histology images reveal the structural differences between pairs of sections, 3D histology volume provides the ability to visualize the differences in shape and volume of the mammary glands.

We present an image registration approach for 3-dimensional (3D) histology volume reconstruction, which facilitates the study of the changes of an organ at the level of macrostructures made up of cells . Using this approach, we studied the 3D changes between wild-type and Igfbp7-null mammary glands.

3 차원 조직학 볼륨 및 마우스 유방 땀샘을 연구에의 응용의 재구성

Histology volume reconstruction facilitates the study of 3D shape and volume change of an organ at the level of macrostructures made up of cells. It can ...

A Functional Assay for Gap Junctional Examination; Electroporation of Adherent Cells on Indium-Tin Oxide

In this technique, cells are cultured on a glass slide that is partly coated with indium-tin oxide (ITO), a transparent, electrically conductive material. A variety of molecules, such as peptides or oligonucleotides can be introduced into essentially 100% of the cells in a non-traumatic manner.&#160; Here, we describe how it can be used to study intercellular, gap junctional communication. Lucifer yellow penetrates into the cells when an electric pulse, applied to the conductive surface on which they are growing, causes pores to form through the cell membrane. This is electroporation. Cells growing on the nonconductive&#160;glass surface immediately adjacent to the electroporated region do not take up Lucifer yellow by electroporation but do acquire the fluorescent dye as it is passed to them via gap junctions that link them to the electroporated cells. The results of the transfer of dye from cell to cell can be observed microscopically under fluorescence illumination. This technique allows for precise quantitation of gap junctional communication. In addition, it can be used for the introduction of peptides or other non-permeant molecules, and the transfer of small electroporated peptides via gap junctions to inhibit the signal in the adjacent, non-electroporated cells is a powerful demonstration of signal inhibition.

This presentation demonstrates a method whereby electroporation of adherent, cultured cells is used for the study of intercellular, junctional communication, while the cells grow on a slide coated with conductive and transparent indium-tin oxide.

갭 접합부 시험에 대한 기능 분석; 인듐 - 주석 산화물에 자기편 세포의 전기 천공 법 (electroporation)

In this technique, cells are cultured on a glass slide that is partly coated with indium-tin oxide (ITO), a transparent, electrically conductive material. ...

Indirect Immunofluorescence on Frozen Sections of Mouse Mammary Gland

Indirect immunofluorescence is used to detect and locate proteins of interest in a tissue. The protocol presented here describes a complete and simple method for the immune detection of proteins, the mouse lactating mammary gland being taken as an example. A protocol for the preparation of the tissue samples, especially concerning the dissection of mouse mammary gland, tissue fixation and frozen tissue sectioning, are detailed. A standard protocol to perform indirect immunofluorescence, including an optional antigen retrieval step, is also presented. The observation of the labeled tissue sections as well as image acquisition and post-treatments are also stated. This procedure gives a full overview, from the collection of animal tissue to the cellular localization of a protein. Although this general method can be applied to other tissue samples, it should be adapted to each tissue/primary antibody couple studied.

The indirect immunofluorescence protocol described in this article allows the detection and the localization of proteins in the mouse mammary gland. A complete method is given to prepare mammary gland samples, to perform immunohistochemistry, to image the tissue sections by fluorescence microscopy, and to reconstruct images.

마우스 유선의 냉동 섹션에 간접 면역 형광

Indirect immunofluorescence is used to detect and locate proteins of interest in a tissue. The protocol presented here describes a complete and simple ...

Isolation of Intact, Whole Mouse Mammary Glands for Analysis of Extracellular Matrix Expression and Gland Morphology

The goal of this procedure was to harvest the #4 abdominal mammary glands from female nulliparous mice in order to assess ECM expression and ductal architecture. Here, a small pocket below the skin was created using Mayo scissors, allowing separation of the glands within the subcutaneous tissue from the underlying peritoneum. Visualization of the glands was aided by the use of 3.5x-R surgical micro loupes. The pelt was inverted and pinned back allowing identification of the intact mammary fat pads. Each of the #4 abdominal glands was bluntly dissected by sliding the scalpel blade laterally between the subcutaneous layer and the glands. Immediately post-harvest, glands were placed in 10% neutral buffered formalin for subsequent tissue processing. Excision of the entire gland is advantageous because it primarily eliminates the risk of excluding important tissue-wide interactions between ductal epithelial cells and other microenvironmental cellular populations that could be missed in a partial biopsy. One drawback of the methodology is the use of serial sections from fixed tissues which limits analyses of ductal morphogenesis and protein expression to discrete locations within the gland. As such, changes in ductal architecture and protein expression in 3 dimensions (3D) is not readily obtainable. Overall, the technique is applicable to studies requiring whole intact murine mammary glands for downstream investigations such as developmental ductal morphogenesis or breast cancer.

Here, we present a protocol for the isolation of whole, intact mouse mammary glands to investigate extracellular matrix (ECM) expression and ductal morphology. Mouse #4 abdominal glands were extracted from 8-10 week old female nulliparous mice, fixed in neutral buffered formalin, sectioned and stained using immunohistochemistry for ECM proteins.

세포 외 기질 식 및 선 형태 분석을 그대로, 전체 마우스 유 방 땀 샘의 절연

The goal of this procedure was to harvest the #4 abdominal mammary glands from female nulliparous mice in order to assess ECM expression and ductal ...

Longitudinal Intravital Microscopy Using a Mammary Imaging Window with Replaceable Lid

The branched structure of the mammary gland is highly dynamic and undergoes several phases of growth and remodeling after birth. Intravital microscopy in combination with skin flap surgery or implantation of imaging windows has been used to study the dynamics of the healthy mammary gland at different developmental stages. Most mammary imaging technologies are limited to a time frame of hours to days, whereas the majority of mammary gland remodeling processes occur in time frames of days to weeks. To study mammary gland remodeling, methods that allow optical access to the tissue of interest for extended time frames are required. Here, an improved version of the titanium mammary imaging window with a replaceable lid (R.MIW) is described that allows high-resolution imaging of the mammary gland with a cellular resolution for up to several weeks. Importantly, the R.MIW provides tissue access over the entire duration of the intravital imaging experiment and could therefore be used for local tissue manipulation, labeling, drug administration, or image-guided microdissection. Taken together, the R.MIW enables high-resolution characterization of the cellular dynamics during mammary gland development, homeostasis, and disease.

This protocol describes a novel mammary imaging window with a replaceable lid (R.MIW). Intravital microscopy after implantation of the R.MIW allows for longitudinal and multi-day imaging of the healthy and diseased mammary gland with a cellular resolution during the different developmental stages.

교체 가능한 뚜껑이있는 유방 이미징 창을 사용하는 종방향 생체 내 현미경 검사

The branched structure of the mammary gland is highly dynamic and undergoes several phases of growth and remodeling after birth. Intravital microscopy in ...