이 작품 운영 사 재단 및 치료 간 질 재단에서 교부 금에 의해 지원 되었다 하 고 장비에 의해 혁신을 위한 캐나다 기초에서 E.R (confocal 현미경) 및 처리 (회전 디스크 confocal 현미경)을 부여 합니다. 응급실에서 경력 상을 받습니다는 Fonds de 검색 뒤 퀘벡-건강 (FRQ-S; Clinician-scientist 수상) 뿐만 아니라 건강 연구 (CIHR; 위한 캐나다 학회에서 젊은 수 사관 상)입니다. G.H.는 FRQ 미의 고위 학자 이다 르 사 재단, 추 셍 트-쥐스틴 재단 박사 훈련 수상 FRQ S 박사 교육 상 별 재단 협력에서에서 Steriade 사 박사 교육 상 받는 사람입니다. 이 프로젝트는 만들어진 가능한 르에 게 수 여 하는 건강 캐나다의 재정 지원으로 캐나다 뇌 연구 기금을 통해 뇌 캐나다

모든 실험 동물 관련 위원회 회의 Institutionnel des Bonnes 추구는 레 동물 드 Recherche (CIBPAR) 추 셍 트-쥐스틴 연구 센터에 의해 승인 및 동물 관리의 가이드에 캐나다 위원회에 따라 실시 했다 관리 및 실험 동물 (2 호)의 사용 합니다.
여기에 설명 된 프로토콜 배아 날 (e) 13.5, 한 번에 때 MGE 파생 기능 적극적으로 생성, 피크의 CGE 파생 기능 생산45,46전에 배아의 electroporation에 최적화 되었다. 또한, 바이어스 GABAergic 기능으로 electroporation, 우리 사용 발기인 기능 (예: 그것의 최소한의 증강으로 Dlx5/6 발기인)47에 선택적으로 표현 합니다.
1. Electroporation 및 Organotypic 슬라이스 문화에 대 한 솔루션의 준비
<ol><li>메 마른 문화 매체의 125 mL를 준비 합니다.<ol>
<li>일반 신경 관련 문화 매체의 125 mL을 측정 참조 테이블의 재료 배합에 대 한 이전 UV 소독 biosafety 내각에 소독된 한 병에 70% 에탄올 뿌리. 혈 청 무료 신경 관련 보충, 1.75 mL 200mm 글루타민 (최종 농도 0.5 m m)의 고 열 비활성화 말 혈 청 이전 무 균 조건 하에서 aliquoted의 6.25 mL x 50의 2.25 mL를 추가 합니다. 믹스 철저 하 게, 약 15 mL에 수 메 마른 원뿔 관, 및 4 ° c.에 저장 참고: 준비 문화 매체는 4 ° c.에서 최대 3 주 동안 저장 될 수 있다</li>
		<li>무 균 조건 하에서 150 µ L aliquots에 Botteinstein의 N-2 배합48 의 재고 솔루션 X 100을 분할 하 고 사용까지-20 ° C에서 동결.</li>
	</ol>
</li>
	<li>살 균 인공 척수 (실제) 1 리터를 준비 합니다.<ol>
<li>1 리터 비 커에 증류수 800 mL를 측정 합니다. 추가 자당의 25.67 g, 염화 나트륨 (NaCl)의 5.08 g, 나트륨 중 탄산염 (NaHCO3)의 2.18 g 포도 당, 염화 칼륨 (KCl), 0.19 g의 1.80 g의 이수소 무수 나트륨 인산 염 (NaH2포4), 0.15 g 1 M 주식 CaCl2의 1 mL .2H2O 2 mL 1 M의 주식 MgSO4.7H2실 온에서 녹을 저 어 오. 증류수 1 l.의 총 볼륨에 도달 추가</li>
		<li>0.22 μ m 필터를 사용 하 여 소독된 biosafety 내각에서 무 균 병에 솔루션을 필터 및 4 ° C에서 최대 1 개월 저장.</li>
	</ol>
</li>
	<li>각 실험 하기 전에 실제에 4 %agarose 새로운 솔루션을 준비 합니다.<ol>
<li>살 균 50 mL 원뿔 튜브에 이전 준비 실제의 25 mL를 측정 하 고 낮은 녹는 포인트 agarose의 1 g 추가.</li>
		<li>45 열 렌지에 s. 흘리 고 피하기 위해, 모든 3-4의 시작을 끓는 때 난방 중단, 밖으로, 그것은 다시 닫고는 agarose 혼합 수동으로 선동 압력 수 있도록 튜브를 열고. Agarose 솔루션은 동 질 때까지 반복 합니다. 응고를 피하기 위해 실험의 나머지 기간 동안 42 ° C에서 agarose 솔루션을 유지. 참고: 높은 온도 뇌 조직 손상 됩니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2입니다. 주입을 위한 플라스 미드의 준비
<ol><li>유리 microinjection 피 펫을 당겨<ol>
<li>Micropipette 끌어당기는 적절 한 매개 변수를 설정 하 고 제공 된 공간에 유리 모 세관을 확보는 필 라 멘 트와 함께 중심 다는 것을 확인 한다.</li>
		<li>풀 버튼을 누릅니다.</li>
		<li>추가 사용 팁의 손상을 방지 하려면 때까지 새로 만든된 microinjection 펫 열 끌어당기는 사람 및 상자 또는 깨끗 한 페 트리 접시에 장소에서 조심 스럽게 제거.</li>
	</ol>
</li>
	<li>설정 모든 악기와 함께 캐비닛 biosafety 필요한이 ( 그림 1A참조), 아낌없이 모든 악기 biosafety 내각에 70% 에탄올 스프레이 실험 악기 및 15-20 분 동안 자외선과 환경 소독.</li>
	<li>살 균 단계 얼음 (4 ° C)에 플라스 미드를 녹여.</li>
	<li>깨끗 한 1.5 mL 원심 분리기 튜브로 재고 솔루션 (4 µ g / µ L)에서 플라스 미드의 10 µ L를 측정 합니다. 빠른 녹색 FCF의 0.01%를 추가 합니다. 부드럽게 혼합 하 고 짧게 스핀 사용까지 얼음에 계속. 참고: 맥시 prep DNA도 없는 맥시-준비 키트를 사용 하 여 제조 업체의 프로토콜에 따라 준비 되어야 한다. DNA는 TE 버퍼 또는 nuclease 무료 solubilized 수 H2O와 무 균 조건 하에서 수행 될 필요가 없습니다 하지만 염료 솔루션 수 있는 플라스 미드의 준비. 맥시 prep에서 플라스 미드는 여러 freeze-thaw 주기를 피하기 위해 aliquoted 이어야 한다. Aliquoted 플라스 미드 아니 더 그 2 h 사용 하기 전에 염료와 혼합 해야 하 고 추가 사용에 대 한 refrozen 안 한다.</li>
	<li>후 살 균, 나노-인젝터를 다음과 같이 준비 합니다.<ol>
<li>깨끗 한 상자 또는 페 트리 접시에 약 15 µ m의 외부 직경을 달성 하는 경사진된 방법에는 피 펫의 끝을 잘라 작은 핀셋을 사용 하 여 저장 된 이전 준비 유리 microinjection 피 펫 중 하나를 선택 합니다. 참고: 여기에서 주어진 외경 사용자는의 아이디어를 주고 우리가 우리의 실험에서는 대략적인 측정값 이며 액체 한 뇌 손상 없이 플라스 미드 주입에 대 한 두개골의 피어 싱을 촉진 하기 위해 최적화 된 로드 그리고 DNA의 출시입니다. 밝은 분야 현미경 미세 눈금 막대에 apposed 유리 microinjection 피 펫의 끝에 컷 보고 외부 직경을 측정할 수 있습니다.</li>
		<li>주사기를 사용 하 여 (모든 공기를 추방)을 unpulled 끝에서 광 유는 micropipette 채우기 위해.</li>
		<li>제조업체의 지침에 따라 나노 인젝터에 채워진된 유리 제 micropipette를 삽입 합니다.</li>
		<li>(공기 항목을 방지 하기 위해 충분 한 석유를 유지 하는) 유리 제 micropipette의 빈 2/3rds.</li>
	</ol>
</li>
	<li>신중 하 게 준비 micropipette 플라스 미드/염료 솔루션이 포함 된 튜브에 넣고 유리 제 micropipette 플라스 미드/염료 솔루션 작성 합니다.</li>
</ol>3. 마우스 배아 임신 여성에서의 컬렉션
<ol><li>질 연결 해, 낫게 동시에 매일 (이른 오후)에 대 한 평가를 매일 번 식 암컷을 모니터링 합니다. 하루 e0.5 질 플러그 관찰 때 첫 번째 날에 해당 합니다. 참고: 여기에 설명 된 실험 야생-타입 마우스에서 수행할 수 있습니다. 그러나,는 MGE의 식별을 용이 하 게 하 고 모든 GABAergic 기능 (또는 기능 MGE 파생 된 특정 하위 집합)를 유전자 변형 동물 사용할 수 있습니다 (예: GAD67EGFP; Dlx5/6Cre Cre 기자 대립 유전자, 등47,49와 함께). 이 상황에서 주입 실험 플라스 미드 transfected 기능의 시각화 (노란색) 하 비 페 기능 (녹색)와 비교 될 수 있도록 다른 fluorophore (예: mCherry 또는 TdTomato)를 표현 한다.</li>
	<li>목 전위에 의해 배아 일 e13.5에서 여성을 희생. 참고: 희생의 때에 주어진 마 취 에이전트 및 마이그레이션 및 생존50,51 에 영향을 줄 수 있습니다 피해 야 한다.</li>
	<li>제왕 절 개 하 여 태아를 다음과 같이 수집 합니다.<ol>
<li>아낌없이 여성 복 70% 에탄올 스프레이. 소독된 집게의 쌍 복 부 피부를 당겨 하 고, 다른 한편으로는를 사용 하 여 멸 균된 수술가 위 복 부 피부를 잘라.</li>
		<li>소독된 집게와가 위의 두 번째 쌍, 복 부 근 막 올려와 신중 하 게 자 궁을 피하고 있는 동안 그것을 잘라.</li>
		<li>3 켤레 소독된 집게와가 위를 사용 하 여 자 궁 뿔을 당겨 하 고 골반 구멍에서 그들을 잘라. 해 부 자 궁 뿔 신경 기반 문화 매체 아미노산, 비타민 및 무기 염 (상용 제품에 대 한 재료의 표 참조) 보충으로 가득 살 균 60 mm 페 트리 접시에 놓습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>살 균 biosafety 내각에 태 반 으로부터 태아를 해 부와 머리 잘린 격리 고급 핀셋 (각 손에 하나)의 두 쌍을 사용 합니다.</li>
	<li>베벨 컷 불 임 3 mL 플라스틱 전송 피 펫의 끝 발음 머리 그리고 전송 새로운 살 균 60 mm 페 트리 접시에 그들 응고 블랙 왁 스 층과 같은 신경 기반으로 가득 보충 위와 문화 매체. 참고:이 단계는 오염 물질 (마우스 머리, 혈액)의 전송을 최소화합니다. 블랙 왁 스 해 부 동안 머리를 안정화 하는 데 사용 됩니다. 문화 미디어가이 절차 동안 산소 수 필요가 없습니다.</li>
</ol>4. intraventricular 플라스 미드 주사 및 전 비보 Electroporation MGE는의
참고: 다음 단계는 이전 준비 biosafety 내각에서 무 균 조건 하에서 수행 되어야 합니다.
<ol><li>장소 60 mm 페 트리 접시 블랙 왁 스와 겹쳐 고 biosafety 캐비닛에 쌍안경에서 문화 매체 보충 신경 기반에 목 잘린된 머리를 포함 하.</li>
	<li>머리, 오른쪽, 왼손으로 정밀한 핀셋으로 직면 rostral 부분을 안정 하 고 오른손의 나노-인젝터를 사용 하 여 오른쪽 측면 뇌 실에 플라스 미드/염료 해결책의 1-2 µ L를 주입. 참고: 공동 식 실험 수 실시 공동 electroporating 구조 플라스 미드와 shRNA 표현 플라스 미드 아데닌 농도에서 두 플라스 미드를 혼합 하 여.</li>
	<li>Electroporate 주입된 두뇌입니다.<ol>
<li>Dorsally 위치 및 머리에 병렬 부정적인 전극으로 전극 및 대상 MGE는 머리의 복 부 쪽을 향해 긍정적인 전극 사이 머리를 놓습니다.</li>
		<li>전극이 잘 위치 하 고, 일단 간 펄스 간격 40 V 500 ms에서 50 ms의 4 평방 펄스를 제공 합니다.</li>
		<li>이미에 배치는 biosafety 캐비닛 핀셋을 사용 하 여 전극에서 모든 잔여 조직을 제거 합니다. 참고: 이러한 매개 변수는 특별히 우리의 실험에 사용 된 electroporator에 대 한 최적화 되었습니다. 사용자가 수행 하는 최적화 테스트 미리 electroporator의 다른 종류를 사용 하는 것이 좋습니다.</li>
		<li>모든 나머지 두뇌 4.1 4.3 단계를 반복 합니다. 참고:이 프로토콜 설명 한 두뇌에 필요한 조작, 하지만 그것은 주사 electroporating 전에 순차적으로 최대 4 두뇌 수확량 증가, 각 뇌 수 있습니다. 이 전략은 특히 유리한 주입 했을 때 2 또는 더 다른 플라스 미드는 순차적으로 (예: 컨트롤 또는 실험 플라스 미드) (littermates 사이 비교에 대 한 허용 하는) 동일한 실험 기간 동안. 또한, 그것은 가능한 삽입 하 고 electroporate 동시에 완전히 뇌 표면에 병렬 전극 배치 하 여 수율을 증가 두뇌의 양측.</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. 뇌 해 부와 Organotypic 조각 문화
<ol><li>여전히 biosafety 캐비닛의 메 마른 환경에서 조작 하는 동안 두개골에서 뇌를 해 부.<ol>
<li>신중 하 게 두뇌를 피하는 동안 각각의 눈에 바늘을 삽입 하 여 블랙 왁 스의 층에 머리를 고정 시켜야 합니다.</li>
		<li>고급 핀셋의 쌍을 사용 하 여 목의 왼쪽와 눈물 앞에 다시에서 두개골에서 피부에 좋은 족집게의 두 번째 쌍.</li>
		<li>한 손으로 핀셋으로 옆 머리를 잡고, 신중 하 게 두개골 brainstem의 수준에서 잘라내어 부드럽게 두개골을 올려 또 한 쌍의 다른 한편에서 핀셋을 사용 합니다. 각 트위터, 전면, 화살 비행기 (중간)에 두개골을 잘라와 다음 옆으로 두개골 파편을 해방 하기 위하여 incise.</li>
		<li>Brainstem 들어올린 조심 스럽게 잘라 meninges 및 두개골 신경 두뇌는 두개골에서 완전히 될 때까지. 참고: 5.1에 설명 된 모든 단계는 biosafety 캐비닛에 엄격한 무 균 조건 하에서 수행 되어야 합니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>단면에 대 한 4% 낮은 녹는 포인트 agarose에 두뇌를 포함 합니다.<ol>
<li>채워 35 mm 페 트리 접시 위에 준비 agarose 솔루션 (42 ° C에 액체 유지).</li>
		<li>Electroporated 두뇌 agarose 가득 접시 이전 컷된 전송 피 펫을 사용 하 여 신속 하 게 전송. 실 온에서 접시를 유지.</li>
		<li>(침 몰 방지)을 잘 중간 뇌를 유지 하는 금속 막대기로 agarose를 저 어 접시에 병렬 rostro 꼬리 평면에서 뇌를 위치. 중지는 agarose 공고히 하, 어떤 뇌 손상 방지 하기 시작 될 때 교 반 합니다.</li>
		<li>뇌 주변의 1-2 밀리미터의 마진을 떠나 직사각형 블록을 형성 하기 위하여 뇌를 둘러싼 agarose를 잘라 면도날을 사용 합니다. 두뇌의 rostral 부분 수직 단면 후속 단계에 대 한 오리엔테이션을 촉진 하기 위하여 블록의 앞쪽도 인지 확인 합니다.</li>
		<li>각 두뇌에 대 한 반복 합니다. 참고: 그것은 다른 고도에 각 두뇌를 설정 하는 동안 별도 agarose 블록을 형성 하 여 (최대 3) 한 번에 하나 이상의 뇌를 잘라 수 있습니다.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Vibratome 코로나 섹션와 슬라이스 문화입니다.<ol>
<li>100 X N-2의 해 동 한 약 수 얼음에 (150 µ L)를 보충 하 고 메 마른 조건 하에서 15 mL aliquoted 문화 매체에 추가.</li>
		<li>6 잘 문화 접시의 각 음을 (1 X N2 보충)와 문화 매체의 750 µ L를 전송 합니다.</li>
		<li>곡선된 핀셋으로 각 매체 잘 가득 한 셀 문화 삽입 (직경 30 m m, 0.4 µ m 기 공 크기, PTFE)를 배치 합니다.</li>
		<li>Vibratome 목욕을 지속적으로 산소 실제 채우십시오. 얼음 목욕, 주변 4 ° C에 냉각 하거나 냉장된 vibratome를 사용 합니다.</li>
		<li>0.150 m m/s와 80 헤르츠 주파수 vibratome 속도 설정 합니다.</li>
		<li>접착제 vibratome 플랫폼, 아래로 rostral 가장자리와 복 부에 agarose 블록 가장자리 사용자를 직면 하 고.</li>
		<li>(4 ° C)에서 250 µ m 두께 섹션을 얻기 위해 코로나 섹션에 뇌를 잘라.</li>
		<li>소독된 주걱와 MGE 장소 신중 하 게 섹션 사이의 중복을 피하는 동안 하나의 30 m m 막에 한 동물에서 모든 뇌 섹션 삽입을 포함 하는 2-3 섹션을 수집 합니다. (위에서 설명한 대로 보충된 문화 매체의 750 µ L 포함) 6-잘 문화 판의 한 잘에 삽입을 배치 합니다. 또는, 각 섹션은 500 µ l 보충 문화 매체 가득 12 잘 문화 접시에 별도 13 m m 직경 멤브레인에 놓일 수 있다. 각 잘 권장 하는 문화 매체의 금액 없이 침수 되는 미디어에 의해 영양 수 뇌 섹션 수 있습니다. 참고: 5.3.6과 5.3.7에 설명 된 단계는 실시 하지 완전 한 무 균 조건 하에서 vibratome을 소독 하 고 biosafety 캐비닛에 사용 수 있습니다. 따라서, 그것은 어떤 오염을 피하기 위하여 신중 하 게 다음이 단계를 수행 하는 중요 한입니다. 적절 한 보호 장비 (깨끗 한 마스크, 수술 장갑 및 실험실 코트) 착용 되어야 한다 모든 시간과 신체 부위도 포함, 머리, 얼굴, 손, 배양 배지 (또는 문화 매체 없이) 통해 전달 한다와 같은. 그것은 또한 자주 장갑 뇌 섹션을 수집 하는 데 사용 하는 주걱에 70% 에탄올을 스프레이 것이 좋습니다.</li>
		<li>48 또는 72 h에 대 한 60% 습도 및 5% CO2 와 37 ° C에서 통풍이 무 균 인큐베이터에서 문화 접시를 놓습니다. 참고: 이러한 보육 시간 했다 최적화 MGE 파생 기능의 경과 이미징 및 고정 조각의 confocal 영상 각각. 최적의 부 화 시간 각 실험 설계에 대 한 사전 시험 되어야 한다. 또한, 선택한 보육 72 h 고 아래, 문화 매체를 변경할 필요가 없습니다입니다. 더 이상 보육 시간에 대 한 문화 매체 2-3 일 마다 변경 되어야 합니다.</li>
		<li>원하는 보육 시간 후 관심의 섹션 8 연 발 coverslip 전송 하 고 문화 매체의 3-5 µ L를 추가 합니다. 장소 (37 ° C, 습도 60%, 5% CO2) 환경 챔버에 coverslip 거꾸로 연결 된 회전 디스크 confocal 시간 경과 영상 세션 설정 하는 컴퓨터 기반 수집 소프트웨어를 갖춘. 참고: 또는, 섹션 고쳐질 수 있다 4 %paraformaldehyde (4 ° C에서 하룻밤 또는 실 온에서 2 h)와 이후에 confocal 아래 기능 electroporated의 형태학 상 특징의 시각화를 위한 다른 항 체와 immunostained 현미경입니다. EGFP 및 mCherry 어떤 반대 얼룩 절차 없이 confocal 현미경 검사 법에 의해 구상 될 수 있다, 좋습니다 immunohistochemistry GFP와 mCherry 이후 고정 프로세스 형광, 줄일 수 있습니다 신호를 향상 시키기 위해 수행 감소 선행 또는 후행 프로세스에서 작은 가지 같은 배아 신경의 미세한 구성 요소 탐지 합니다.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

저자는 공개 없다. 언급 된 조회는 반드시 보건 장관 또는 캐나다 정부 의견을 대표 하지 않는다.

이 문서에서는, 우리는 e13.5에서 마우스 MGE electroporation utero 전 을 수행 하기 위한 배아 뇌 조각의 organotypic 문화의 세대에 대 한 신뢰할 수 있는 방법을 제공 합니다. 비록 체 외에 , Boyden 챔버 시험 등 비교적 쉽게 수행 하는 방법과 다른 유전자와 다른 요인의 간섭 없이 단백질의 특정 역할을 평가 하기 위해 사용할 수 있습니다, 그들은 조사 배제 마이그레이션 역학 방향 및 마이그레?...

대뇌 피 질의 GABAergic 수 (INs)는 그들의 생 화 확 적인 속성, 생리 적인 속성과 연결에 관해서는 다양 한 그리고 그들은 성숙 네트워크1,2,3 에에서 다른 기능을 중재 ,45. 대뇌 피 질의 기능의 다른 하위 사양 광범위 하 게 공부1,2되었습니다 유전 계곡을 통해 밀접 하 게 통제 된다. 대뇌 피 질의 GABAergic 기능의 대부분 (70%) 중간 절 예 (MGE) ventrally 위치 미 발달 구조에서에서 창시자에서 발생 하 고 외피 격판덮개1, 에 도달 비교적 긴 거리에 걸쳐 마이그레이션 해야 합니다. 2 , 6. 대뇌 피 질의 각 추 모양 세포 (VZ) 심 실 지역에서 광선으로 마이그레이션할 따라 방사형 명과 비 계 외피 격판덮개, 같은 비 계에 연결 되지 않습니다, 기능의 접선 이동 합니다 다양 한 내장과 비 대뇌 피 질의 구조2,7,8에서 그들을 지도 하는 동안 대뇌 피 질의 판으로 마이그레이션 신경 유치의 외부 단서 세포 주기 후, 기능 화학 불쾌 신호 트리거 외피 격판덮개9,10으로 접선 마이그레이션 MGE VZ 내 표현으로 MGE에서 격퇴는. 마이그레이션 기능 방지 다른 불쾌 신호11 의 도움으로가 고, 외피 격판덮개에 도달, 그들은 접선에서 방사형 마이그레이션 모드로 전환 피라미드에서 신호에 응답 부분에서 그들의 마지막 층 류 위치에 도달 셀12 그리고 다른 세포 인구13. 다른 신경 인구에 관해서는, 기능의 마이그레이션 신경의 실제 움직임을 허용 하도록 다양 한 동적 형태학 상 변화를 포함 한다. 이 소위 신경 운동 3 연속 단계 반복 주기 특징 이다: 주요 과정, 핵 (nucleokinesis)의 활성 참가자 움직임과 후행 프로세스14의 철회의 신장. 마이그레이션에를 개장 하는 분기 및 활성 방향 및 마이그레이션14,15의 속도 결정 올바른 방향으로 기능을 안내 하는 최고의 과정의 수많은 기본 및 외부 신호에 의해 통제 된다 ,16.
최근 몇 년 동안1,2,7,17,18,,1920, 마이그레이션에 대뇌 피 질의 규제 결정 광범위 하 게 연구 그리고 이러한 분자 배우의 일부 장애 neurodevelopmental 장애, 소아 내 화 간 질 또는 자폐증 스펙트럼 장애1,2,21, 등으로 이어질 postulated 되었습니다. 22 , 23 , 24. 따라서, 다양 한 생체 외에서 그리고 vivo에서 방법의 개발은 이전 검토25이 동적 과정을 공부 하는 우리의 능력을 크게 추구 되었습니다. 생체 외에서 포함 하 여 방법 Boyden 챔버 분석 결과 스트라이프 선택 분석 결과 신경 마이그레이션 중 요구 사항 및 특정 유전자 또는 단백질의 세포 자치 영향 평가의 빠르고 가장 재생 가능한 수단을 제공 없이 다른 요인25의 영향. 이 분석 실험은 라이브 이미징8,,2627와 결합 될 때 특히 유용 합니다. 이러한 기술로 쉽게 e13.5 MGE에서에서 검색 기능과 같이 이전8,28 후 다른 신호 경로 지도 단서 조사 수 있다, 효소 그리고 기계적인 분리 하 여 격리 . 그러나,이 분석 실험은 3 차원 조직 아키텍처, 잠재적으로 셀 이동 또는 생존25에 영향을 미치는 신경 행동 및 셀 속성을 변경할 수 없을 경우에는 인공 기질에서 일어난다. 이러한 한계를 회피, ex vivo MGE explants 계량 동적 형태학 변화 속도 방향14, 같은 매개 변수와 함께 마이그레이션 중 발생 하는 대체 도구로 개발 되었습니다. 29. MGE explants 생성은 비교적 간단 하 고 광범위 하 게 되었습니다30설명 되어. 그것은 비록 후자는 선택적31matrigel과 콜라겐 매력 또는 반발 신호25, 존재의 혼합물 또는 혼합된 대뇌 피 질의 세포의 단층에 MGE의 작은 추출의 도금을 수반. MGE explants 고해상도 띄엄띄엄 레이블이 지정 된 셀의 이미징, 세포내 프로세스, 분기, 주요 과정 cytoskeletal 개장 같이 이전32,33 등의 연구를 단순화에 대 한 허용 34 및 현재 연구에서. MGE explants 성공적으로 (참조, 예를 들어 Tielens 외. 201633) 예를 들어 특정 약리 또는 혈 조작 후 2D 환경에서 마이그레이션에서 동안 동적 cytoskeletal 변화를 평가 하는 데 사용 되었습니다. . 그러나,이 방식으로 인공 매트릭스 내 마이그레이션 기능 그리고이 재현성 및 실험 결과의 의미와 동작 변경할 수 있습니다.
대조적으로, electroporation utero에서 그들의 네이티브 환경에서의 유전자 조작 가능 하 게 그리고 신속 하 고 효율적으로 유전자 기능의 손실과 이득의 영향의 한계를 우회 하는 동안 평가에 널리 사용 되는 방법 비용과 시간이 많이 걸리는 녹아웃 그리고 노크에서 전략25,35. Electroporation utero에서 수 수 편견으로 창시자에 셀 유형 특정 발기인을 사용 하 여와 MGE36를 포함 하 여 ventromedial 구조 쪽으로 전극을 배치 하 여. 또한, utero에서 electroporation 허용 1-2 일 이내 실험적인 구문의 적시 식 구조 식을 사용 하 여 바이러스에 필요한 7-10 일에 비해 벡터25스 그러나 utero에서 electroporation의 창시자에 낮 열매를 산출 하 경향이 있다. 실제로, 지 심 실 지역에 위치한 피라미드 셀 창시자를 효율적으로 페 수 있지만 utero에서 를 사용 하 여 electroporation, MGE, 같은 더 ventrally 위치 구조를 대상으로 더 기술적으로 도전적인, 작은 e13.5에서 특히 배아 및 배아 치 더 높은 속도 실험 수익률25을 감소 시킨다.
생체 외에서 와 관련 된 기술적 제한 중 일부를 회피 MGE explant 실험 및 electroporation utero에서 vivo에서 , organotypic 슬라이스 문화 비보 전 개발된8,37, 38,39. 뇌 organotypic 슬라이스 문화 제공, vivo에서 흉내 낸의 이용 조건, 저렴 하 고 보다 생성 동물 모델25시간이 되는 동안. 사실, 이러한 준비 기능, 특정 시각화 함께 MGE에 쉽게 액세스할 수 있도록 하 고 더 생리 환경8 마이그레이션 기능에 특정 분자 경로 조사 하기 위해 초점 electroporation 결합 될 수 있다 , 39 , 40 , 41. 우리 따라서 organotypic 문화38, 우리 전 utero electroporation와 시간 경과 confocal 영상 결합에 대 한 접근을 최적화는, 추가 발생 하는 형태학 및 동적 프로세스 평가 동안 MGE INs의 접선 마이그레이션. 현재 프로토콜은 적응 하 고 다른 공부 피라미드 세포42,43 의 마이그레이션 전 utero 또는 utero에서 두뇌 electroporation 그리고 organotypic 슬라이스 문화 사용 최적화 및 대뇌 피 질의 기능36,,3944. 특히, 마우스 배아는 참 하 고는 MGE는 electroporated ex vivo 실험 플라스 미드의 intraventricular 주입 후 보다 효율적이 고 정확 하 게 달성 될 수 있다 무엇 보다 MGE 창시자의 타겟팅 electroporation utero에서 . 두뇌는 다음 추출 하 고 몇 일 동안 경작 될 수 있다 뇌 코로나 조각으로 sectioned, 연속 되므로 추적 transfected 기능 이미징. 이 방법은 일반적으로 레이블 뇌 조각 당 5-20 tangentially 마이그레이션 기능을 실험 반복 동안 라벨의 쉽게 분리 되도록 충분히 스파스 신경 인구 통계적 의미에 도달 하는 데 필요한 수를 최소화 재건 및 미세 형태학 평가 하는 개별 신경 또한, organotypic 문화는 마이그레이션 확인 MGE explants에 비해 기능 로컬로 분 비 발산 및 thalamic afferents에서 입력을 포함 하 여 더 많은 자연 환경에 노출 됩니다. 이 접근은 이렇게 방향 및 주요 프로세스 분기 등 미세한 동적 프로세스의 특성을 허용 하도록 충분 한 해 부 세부 정보를 제공 하면서 transfected 기능 채택한 철새 경로 계량에 적합 nucleokinesis 및 후행 프로세스 철회입니다.

<table><tbody><tr><td>Neurobasal Medium</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>21103049</td><td>Commercially available neuron-specific culture medium. Complete formulation available on this website: https://www.thermofisher.com/ca/en/home/technical-resources/media-formulation.251.html</td></tr><tr><td>B-27 serum-free supplement</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>17504044</td><td>50X Serum-free neuron specific supplement</td></tr><tr><td>15 mL sterile centrifuge tubes</td><td>Sarstedt</td><td>62.554.002</td><td></td></tr><tr><td>Leibovitz&#039;s (1X) L-15 Medium (+ L-Glutamine)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>11415064</td><td>Commercially available neural-based culture medium supplemented with amino acids, vitamins and inorganic salts. Complete formulation available on the distributor&#039;s website&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>L-Glutamine</td><td>Invitrogen</td><td>25030-081</td><td></td></tr><tr><td>Horse serum, heat inactivated</td><td>Millipore-Sigma</td><td>H1138-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Neurocell supplement N-2 100X</td><td>Wisent</td><td>305-016</td><td>Botteinstein&#039;s N-2 Formulation</td></tr><tr><td>VWR Square PETG Media Bottles 125 mL</td><td>VWR</td><td>89132-062</td><td></td></tr><tr><td>Class II Type A Biosafety Cabinet</td><td>Nuaire</td><td>NU-540</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>BioShop</td><td>SUC700.1</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chloride</td><td>BioShop</td><td>SOD001.1</td><td></td></tr><tr><td>Sodium bicarbonate</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>S233-500</td><td></td></tr><tr><td>D+ glucose</td><td>Millipore-Sigma</td><td>G7528-250G</td><td></td></tr><tr><td>Potassium Chloride</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>P217-500</td><td></td></tr><tr><td>Sodium phosphate monobasic anhydrous</td><td>BioShop</td><td>SPM400.500</td><td></td></tr><tr><td>Calcium chloride dihydrate&amp;nbsp;</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>C79-500</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium sulfate heptahydrate</td><td>BiosShop</td><td>MAG522</td><td></td></tr><tr><td>Agarose</td><td>BioShop</td><td>AGA002.500</td><td></td></tr><tr><td>50 mL sterile centrifuge tubes</td><td>Sarstedt</td><td>62.547.004</td><td></td></tr><tr><td>1.5 mL centrifuge tubes</td><td>Sarstedt</td><td>72.690.001</td><td></td></tr><tr><td>P-97 Flaming/Brown Micropipette puller</td><td>Sutter Instruments Co.</td><td>Model P-97</td><td></td></tr><tr><td>0.4 mm I.D. x 75 mm Capillary Tube</td><td>Drummond scientific</td><td>1-000-800/12</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>VWR</td><td>E193</td><td></td></tr><tr><td>5 mL syringe</td><td>Becton Dickinson &amp;amp; Co</td><td>309646</td><td></td></tr><tr><td>Mineral Oil (heavy)</td><td>Rougier Pharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>WPI Swiss Tweezers #5</td><td>World Precision Instruments</td><td>504511</td><td>11 cm, straight, 0.06x0.07mm tips, antimagnetic. You will need 2 of these.</td></tr><tr><td>WPI Swiss Tweezers #7</td><td>World Precision Instruments</td><td>504504</td><td>11.5 cm, 0.18x0.2mm, curved tips</td></tr><tr><td>HTC Tweezers</td><td>World Precision Instruments</td><td>504617</td><td>11 cm, Straight, flat</td></tr><tr><td>Operating scissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>501225</td><td>16 cm, Sharp/sharp, straight. You will need 3 of these.</td></tr><tr><td>Dressing Forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>501217</td><td>12.5 cm, straight, serrated</td></tr><tr><td>Iris Forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>504478</td><td>10.2 cm, full curve, serrated</td></tr><tr><td>DeBakey Tissue Forceps</td><td>World Precision Instruments</td><td>501996</td><td>15 cm, 45&amp;deg; angle, Delicate Jaw, 1.5mm wide</td></tr><tr><td>Fisherbran Microspatula with rounded ends</td><td>FisherScientific</td><td>21-401-5</td><td>You will need 2 of these.</td></tr><tr><td>Nanoject II Auto-Nanoliter Injector</td><td>Drummond scientific</td><td>3-000-204</td><td></td></tr><tr><td>TC Dish 60, Standard</td><td>Sarstedt</td><td>83.3901</td><td>60-mm dish</td></tr><tr><td>Tissue culture dish</td><td>Sarstedt</td><td>83.1800</td><td>35-mm dish</td></tr><tr><td>Black Wax</td><td>FisherScientific</td><td>S17432</td><td></td></tr><tr><td>Transfer pipettes&amp;nbsp;</td><td>Ultident</td><td>170-CTB700-212</td><td>3 mL, small bulb</td></tr><tr><td>Stereo Microscope</td><td>Leica Biosystems</td><td>Leica M80</td><td>In replacement to our stereomicroscope which has been discontinued by the manufacturer (StereoMaster from FisherScientific)</td></tr><tr><td>Electro Square Porator</td><td>BTX Harvard Apparatus</td><td>ECM 830</td><td></td></tr><tr><td>Tweezertrodes, Plattinum Plated, 3mm</td><td>BTX Harvard Apparatus</td><td>45-0487</td><td></td></tr><tr><td>25G 1 1/2</td><td>Becton Dickinson &amp;amp; Co</td><td>305127</td><td></td></tr><tr><td>Leica VT1000S Vibrating blade microtome</td><td>Leica Biosystems</td><td>VT1000S</td><td></td></tr><tr><td>GEM, Single edge razor blade</td><td>Electron Microscopy Sciences</td><td>71952-10</td><td>Remove the blunt end before inserting in the blade designated space of the vibratome</td></tr><tr><td>&amp;micro;-Slide 8 well</td><td>Ibidi</td><td>80827</td><td>Pack of 15</td></tr><tr><td>Millicell cell culture insert</td><td>Millipore-Sigma</td><td>PICM0RG50</td><td>30 mm, hydrophilic PTFE, 0.4 &amp;micro;m pore, pack of 50.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Leica DMi6000 microscope</td><td>Leica Microsystems</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Spinning disk confocal head Ultraview Vox</td><td>Perkin Elmer</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Volocity 6.0 acquisition software</td><td>Improvision/Perkin Elmer</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>LiveCell Stage top incubation system</td><td>Pathology devices</td><td>LC30030</td><td>Provides Temperature, CO2 and humidity control.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>SP8 confocal microscope</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>mCherry-Lifeact-7</td><td>Addgene</td><td>54491</td><td>Gift from Michael Davidson</td></tr><tr><td>Fast Green FCF</td><td>Millipore-Sigma</td><td>F7258-25G</td><td>25G bottle, certified by the Biological Stain Commission</td></tr></tbody></table>

ex utero electroporation and organotypic slice cultures of embryonic mouse brains for live-imaging of migrating gabaergic interneurons

GABAergic 수 (INs)는 인식 및 행동 신경 네트워크의 중요 한 요소입니다. 피 질을 예정 하는 기능 내장 및 외부의 복 부 telencephalon 등는 중간과 꼬리 절 정령 (MGE, CGE)에서 다양 한 응답 등 외피 격판덮개에 그들의 장소에서 접선 마이그레이션 단서. 다른 방법론 유전자 특정 경로 조작 하 고 그들이 적절 한에 필요한 동적 cytoskeletal 변화를 조절 하는 어떻게 조사를 수 년에 걸쳐 개발 된 마이그레이션에서. Electroporation utero에서 광범위 하 게 유전자 억제의 효과 연구 하는 데 사용 되었습니다 또는 형태학 및 마지막 위치에 미치는 영향을 평가 하는 동안 특정에 있는 overexpression 하위. 그러나,이 접근은 쉽게 광선 마이그레이션 피라미드 셀을 수정 하는 데 사용 됩니다, 그것은 더 많은 기술적으로 도전적인 electroporation utero에 기능을 대상으로 주어진 새끼의 감소 생존 율이 낮은 수익률을 생성할 때 때 electroporation은 e14.5, 관례 이다 MGE 파생 기능을 공부 하기 전에 수행 됩니다. 다른 접근 방법, MGE explants는 MGE에 쉽게 액세스를 제공 하 고 촉진 유전자 변형 기능 영상. 그러나, 이러한 explants 기능 생 지도 단서와 thalamic 입력 없는 인공 매트릭스로 마이그레이션합니다. 이 기능 utero에 접근의 기술적인 문제를 우회 하는 동안 더 자연 환경에서 마이그레이션할 수 있는 방법 최적화 하 라는 메시지가 나타납니다. 이 논문에서는, organotypic 슬라이스 문화 쉽게 추적, 이미지 응답으로 그들의 자연적인 경로 따라 이동 하는 유전자 변형된 기능을 재구성 하 여 다음 배아 마우스 두뇌의 전 utero electroporation 조합 설명 생 큐입니다. 이 방법은 마이그레이션 시간 경과 공초점 영상과 동적 측면으로 고정된 immunolabeled 조직에 신경 개조를 사용 하 여 다양 한 형태학 매개 변수의 상세한 분석은 모두 정량화 할 수 있습니다.

이 섹션에서 제공 하는 대표적인 결과 얻은 다음 컨트롤 플라스 미드 또는 e13.5 마우스 배아 organotypic 슬라이스 문화 뒤의 MGE에서 관심사의 유전자를 대상으로 한 실험 플라스 미드의 전 utero electroporation (시간 경과 영상)에 대 한 48 시간 또는 72 h (고정 및 immunohistochemical 라벨) 37 ° C에서 incubated (도식 프로토콜에 대 한 그림 1B 를 참조). MGE explant?...

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Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Cultures of Embryonic Mouse Brains for Live-Imaging of Migrating GABAergic Interneurons

전 Utero Electroporation 및 마이그레이션 GABAergic 수의 라이브 이미징 배아 마우스 두뇌의 Organotypic 조각 문화

여기, 우리 confocal 현미경 검사 법 및 라이브 이미징 기술을 위해 적당 한 마우스 배아에서 electroporated 뇌 organotypic 슬라이스 문화를 생성 하는 저렴 하 고 안정적인 방법을 제공 합니다.

GABAergic interneurons (INs) are critical components of neuronal networks that drive cognition and behavior. INs destined to populate the cortex migrate ...

ex-utero-electroporation-organotypic-slice-cultures-embryonic-mouse

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Cultures of Embryonic Mouse Brains for Live-Imaging of Migrating GABAergic Interneurons

9.9K 조회수.  Centre de recherche du CHU Sainte-Justine. 여기, 우리 confocal 현미경 검사 법 및 라이브 이미징 기술을 위해 적당 한 마우스 배아에서 electroporated 뇌 organotypic 슬라이스 문화를 생성 하는 저렴 하 고 안정적인 방법을 제공 합니다.

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Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Tissue

Mouse genetics offers a powerful tool determining the role of specific genes during development. Analyzing the resulting phenotypes by immunohistochemical and molecular methods provides information of potential target genes and signaling pathways. To further elucidate specific regulatory mechanisms requires a system allowing the manipulation of only a small number of cells of a specific tissue by either overexpression, ablation or re-introduction of specific genes and follow their fate during development. To achieve this ex utero electroporation of hippocampal structures, especially the dentate gyrus, followed by organotypic slice culture provides such a tool. Using this system to generate mosaic deletions allows determining whether the gene of interest regulates cell-autonomously developmental processes like progenitor cell proliferation or neuronal differentiation. Furthermore it facilitates the rescue of phenotypes by re-introducing the deleted gene or its target genes. In contrast to in utero electroporation the ex utero approach improves the rate of successfully targeting deeper layers of the brain like the dentate gyrus. Overall ex utero electroporation and organotypic slice culture provide a potent tool to study regulatory mechanisms in a semi-native environment mirroring endogenous conditions.

Ex Utero Electroporation and Organotypic Slice Culture of Mouse Hippocampal Tissue

Here we present a protocol providing a tool to examine regulatory mechanisms of specific genes during hippocampal development. Employing ex utero electroporation and organotypic slice culture allows the up- and down-regulation of the expression of genes of interest in single cells and follow their fate during development.

마우스 해마 조직의 예 자궁 Electroporation에와 Organotypic 슬라이스 문화

Mouse genetics offers a powerful tool determining the role of specific genes during development. Analyzing the resulting phenotypes by immunohistochemical ...

연구

발생학

Organotypic Slice Culture of GFP-expressing Mouse Embryos for Real-time Imaging of Peripheral Nerve Outgrowth

For many purposes, the cultivation of mouse embryos ex vivo as organotypic slices is desirable. For example, we employ a transgenic mouse line (tauGFP) in which the enhanced version of the green fluorescent protein (EGFP) is exclusively expressed in all neurons of the developing central and peripheral nervous system1, allowing the possibility to both film the innervation of the forelimb and to manipulate this process with pharmacological and genetic techniques2. The most critical parameter in the successful cultivation of such slice cultures is the method by which the slices are prepared. After extensive testing of a variety of methods, we have found that a vibratome is the best possible device to slice the embryos such that they routinely result in a culture that demonstrates viability over a period of several days, and most importantly, develops in an age-specific manner. For mid-gestation embryos, this includes the normal outgrowth of spinal nerves from the spinal cord and the dorsal root ganglia to their targets in the periphery and the proper determination of skeletal and muscle tissue. 
In this work, we present a method for processing whole embryos of embryonic day (E) E10 to E12 into 300 - 400 micrometer slices for cultivation in a standard tissue culture incubator, which can be studied for up to two days after slice preparation. Critical for the success of this approach is the use of a vibratome to slice each agarose-embedded embryo. This is followed by the cultivation of the slices upon Millicell culture membrane inserts placed upon a small volume of medium, resulting in an interface culture technique. One litter with an average of 7 embryos routinely produces at least 14 slices (2-3 slices of the forelimb region per embryo), which varies slightly due to the age of the embryos as well as to the thickness of the slices. About 80% of the cultured slices show nerve outgrowth, which can be measured througout the culturing period2. Representative results using the tauGFP mouse line are demonstrated.

We present a method to prepare organotypic slices of mid-gestation mouse embryos for the cultivation and time-lapse imaging of peripheral nerve outgrowth.

의 Organotypic 슬라이스 문화 GFP - 표현 주변 신경 가지의 실시간 이미징을위한 마우스 배아를

For many purposes, the cultivation of mouse embryos ex vivo as organotypic slices is desirable. For example, we employ a transgenic mouse line (tauGFP) in ...

신경과학

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

The mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due to the abundance of molecular and genetic data. However, the developing mouse brain is not suitable for easy manipulation and imaging in vivo since the mouse embryo is inaccessible and opaque. Organotypic slice cultures of embryonic brains are therefore widely used to study murine brain development in vitro. Ex-vivo manipulation or the use of transgenic mice allows the modification of gene expression so that subpopulations of neuronal or glial cells can be labeled with fluorescent proteins. The behavior of labeled cells can then be observed using time-lapse imaging. Time-lapse imaging has been particularly successful for studying cell behaviors that underlie the development of the cerebral cortex at late embryonic stages 1-2. Embryonic organotypic slice culture systems in brain regions outside of the forebrain are less well established. Therefore, the wealth of time-lapse imaging data describing neuronal cell migration is restricted to the forebrain 3,4. It is still not known, whether the principles discovered for the dorsal brain hold true for ventral brain areas. In the ventral brain, neurons are organized in neuronal clusters rather than layers and they often have to undergo complicated migratory trajectories to reach their final position. The ventral midbrain is not only a good model system for ventral brain development, but also contains neuronal populations such as dopaminergic neurons that are relevant in disease processes. While the function and degeneration of dopaminergic neurons has been investigated in great detail in the adult and ageing brain, little is known about the behavior of these neurons during their differentiation and migration phase 5. We describe here the generation of slice cultures from the embryonic day (E) 12.5 mouse ventral midbrain. These slice cultures are potentially suitable for monitoring dopaminergic neuron development over several days in vitro. We highlight the critical steps in generating brain slices at these early stages of embryonic development and discuss the conditions necessary for maintaining normal development of dopaminergic neurons in vitro. We also present results from time lapse imaging experiments. In these experiments, ventral midbrain precursors (including dopaminergic precursors) and their descendants were labeled in a mosaic manner using a Cre/loxP based inducible fate mapping system 6.

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

A method to generate organotypic slices from the E12.5 murine embryonic midbrain is described. The organotypic slice cultures can be used to observe the behavior of dopaminergic neurons or other ventral midbrain neurons.

배아 복부 Midbrain의 Organotypic 슬라이스 문화 : Dopaminergic의 연결을 개발 연구하는 시스템 체외에서</em

The  mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due  to the abundance of molecular and genetic data. However, the ...

Methods for Study of Neuronal Morphogenesis: Ex vivo RNAi Electroporation in Embryonic Murine Cerebral Cortex

The cerebral cortex directs higher cognitive functions. This six layered structure is generated in an inside-first, outside-last manner, in which the first born neurons remain closer to the ventricle while the last born neurons migrate past the first born neurons towards the surface of the brain1. In addition to neuronal migration2, a key process for normal cortical function is the regulation of neuronal morphogenesis3. While neuronal morphogenesis can be studied in vitro in primary cultures, there is much to be learned from how these processes are regulated in tissue environments.
We describe techniques to analyze neuronal migration and/or morphogenesis in organotypic slices of the cerebral cortex4,6. A pSilencer modified vector is used which contains both a U6 promoter that drives the double stranded hairpin RNA and a separate expression cassette that encodes GFP protein driven by a CMV promoter7-9. Our approach allows for the rapid assessment of defects in neurite outgrowth upon specific knockdown of candidate genes and has been successfully used in a screen for regulators of neurite outgrowth8. Because only a subset of cells will express the RNAi constructs, the organotypic slices allow for a mosaic analysis of the potential phenotypes. Moreover, because this analysis is done in a near approximation of the in vivo environment, it provides a low cost and rapid alternative to the generation of transgenic or knockout animals for genes of unknown cortical function. Finally, in comparison with in vivo electroporation technology, the success of ex vivo electroporation experiments is not dependant upon proficient surgery skill development and can be performed with a shorter training time and skill.

Methods for Study of Neuronal Morphogenesis: Ex vivo RNAi Electroporation in Embryonic Murine Cerebral Cortex

To conduct a rapid assessment of the function of genes in the development of cerebral cortex, we describe methods involving the ex vivo electroporation of plasmids co-expressing inhibitory RNA (RNAi) and GFP in murine embryonic cortex. This protocol is amenable to the study of various aspects of neurodevelopment such as neurogenesis, neuronal migration and neuronal morphogenesis including dendrite and axon outgrowth.

의 연결을 Morphogenesis의 연구를위한 방법 :<em&gt; 예 생체내</em배아 Murine 대뇌 피질에서&gt; RNAi의 Electroporation

The cerebral cortex directs higher cognitive functions. This six layered structure is generated in an inside-first, outside-last manner, in which the ...

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to neuroblasts able to move along the rostral migratory stream (RMS) towards the olfactory bulb (OB). This long-distance migration is required for the subsequent maturation of newborn neurons in the OB, but the molecular mechanisms regulating this process are still unclear. Investigating the signaling pathways controlling neuroblast motility may not only help understand a fundamental step in neurogenesis, but also have therapeutic regenerative potential, given the ability of these neuroblasts to target brain sites affected by injury, stroke, or degeneration.
In this manuscript we describe a detailed protocol for in vivo postnatal electroporation and subsequent time-lapse imaging of neuroblast migration in the mouse RMS. Postnatal electroporation can efficiently transfect SVZ progenitor cells, which in turn generate neuroblasts migrating along the RMS. Using confocal spinning disk time-lapse microscopy on acute brain slice cultures, neuroblast migration can be monitored in an environment closely resembling the in vivo condition. Moreover, neuroblast motility can be tracked and quantitatively analyzed. As an example, we describe how to use in vivo postnatal electroporation of a GFP-expressing plasmid to label and visualize neuroblasts migrating along the RMS. Electroporation of shRNA or CRE recombinase-expressing plasmids in conditional knockout mice employing the LoxP system can also be used to target genes of interest. Pharmacological manipulation of acute brain slice cultures can be performed to investigate the role of different signaling molecules in neuroblast migration. By coupling in vivo electroporation with time-lapse imaging, we hope to understand the molecular mechanisms controlling neuroblast motility and contribute to the development of novel approaches to promote brain repair.

In vivo Postnatal Electroporation and Time-lapse Imaging of Neuroblast Migration in Mouse Acute Brain Slices

Neuroblast migration is a fundamental event in postnatal neurogenesis. We describe a protocol for efficient labeling of neuroblasts by in vivo postnatal electroporation and subsequent visualization of their migration using time-lapse imaging of acute brain slices. We include a description for the quantitative analysis of neuroblast dynamics by video tracking.

마우스 급성 뇌 조각의 Neuroblast 마이그레이션의 생체 내 출생 일렉트로 및 시간 경과 영상

The subventricular zone (SVZ) is one of the main neurogenic niches in the postnatal brain. Here, neural progenitors proliferate and give rise to ...

Live Imaging of Mitosis in the Developing Mouse Embryonic Cortex

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the developing cerebral cortex, abnormal mitosis of neural progenitors can cause defects in brain size and function. Hence, there is a critical need for tools to understand the mechanisms of neural progenitor mitosis. Cortical development in rodents is an outstanding model for studying this process. Neural progenitor mitosis is commonly examined in fixed brain sections. This protocol will describe in detail an approach for live imaging of mitosis in ex vivo embryonic brain slices. We will describe the critical steps for this procedure, which include: brain extraction, brain embedding, vibratome sectioning of brain slices, staining and culturing of slices, and time-lapse imaging. We will then demonstrate and describe in detail how to perform post-acquisition analysis of mitosis. We include representative results from this assay using the vital dye Syto11, transgenic mice (histone H2B-EGFP and centrin-EGFP), and in utero electroporation (mCherry-&#945;-tubulin). We will discuss how this procedure can be best optimized and how it can be modified for study of genetic regulation of mitosis. Live imaging of mitosis in brain slices is a flexible approach to assess the impact of age, anatomy, and genetic perturbation in a controlled environment, and to generate a large amount of data with high temporal and spatial resolution. Hence this protocol will complement existing tools for analysis of neural progenitor mitosis.

Neural progenitor mitosis is a critical parameter of neurogenesis. Much of our understanding of neural progenitor mitosis is based on analysis of fixed tissue. Live imaging in embryonic brain slices is a versatile technique to assess mitosis with high temporal and spatial resolution in a controlled environment.

개발 마우스 배아의 피질 유사 분열의 라이브 영상

Although of short duration, mitosis is a complex and dynamic multi-step process fundamental for development of organs including the brain. In the ...

In Utero Electroporation Approaches to Study the Excitability of Neuronal Subpopulations and Single-cell Connectivity

The nervous system is composed of an enormous range of distinct neuronal types. These neuronal subpopulations are characterized by, among other features, their distinct dendritic morphologies, their specific patterns of axonal connectivity, and their selective firing responses. The molecular and cellular mechanisms responsible for these aspects of differentiation during development are still poorly understood.
Here, we describe combined protocols for labeling and characterizing the structural connectivity and excitability of cortical neurons. Modification of the in utero electroporation (IUE) protocol allows the labeling of a sparse population of neurons. This, in turn, enables the identification and tracking of the dendrites and axons of individual neurons, the precise characterization of the laminar location of axonal projections, and morphometric analysis. IUE can also be used to investigate changes in the excitability of wild-type (WT) or genetically modified neurons by combining it with whole-cell recording from acute slices of electroporated brains. These two techniques contribute to a better understanding of the coupling of structural and functional connectivity and of the molecular mechanisms controlling neuronal diversity during development. These developmental processes have important implications on axonal wiring, the functional diversity of neurons, and the biology of cognitive disorders.

In Utero Electroporation Approaches to Study the Excitability of Neuronal Subpopulations and Single-cell Connectivity

This manuscript provides protocols that use in utero electroporation (IUE) to describe the structural connectivity of neurons at the single-cell level and the excitability of fluorescently labeled neurons. Histology is used to characterize dendritic and axonal projections. Whole-cell recording in acute slices is used to investigate excitability.

자궁 내 일렉트로는 신경 세포의 부분 집단의 흥분 및 단일 세포의 연결을 연구에 접근

The nervous system is composed of an enormous range of distinct neuronal types. These neuronal subpopulations are characterized by, among other features, ...

Time-lapse Confocal Imaging of Migrating Neurons in Organotypic Slice Culture of Embryonic Mouse Brain Using In Utero Electroporation

In utero electroporation is a rapid and powerful approach to study the process of radial migration in the cerebral cortex of developing mouse embryos. It has helped to describe the different steps of radial migration and characterize the molecular mechanisms controlling this process. To directly and dynamically analyze migrating neurons they have to be traced over time. This protocol describes a workflow that combines in utero electroporation with organotypic slice culture and time-lapse confocal imaging, which allows for a direct examination and dynamic analysis of radially migrating cortical neurons. Furthermore, detailed characterization of migrating neurons, such as migration speed, speed profiles, as well as radial orientation changes, is possible. The method can easily be adapted to perform functional analyses of genes of interest in radially migrating cortical neurons by loss and gain of function as well as rescue experiments. Time-lapse imaging of migrating neurons is a state-of-the-art technique that once established is a potent tool to study the development of the cerebral cortex in mouse models of neuronal migration disorders.

Time-lapse Confocal Imaging of Migrating Neurons in Organotypic Slice Culture of Embryonic Mouse Brain Using In Utero Electroporation

This protocol provides instructions for direct observation of radially migrating cortical neurons. In utero electroporation, organotypic slice culture, and time-lapse confocal imaging are combined to directly and dynamically study the effects of overexpression or downregulation of genes of interest in migrating neurons and to analyze their differentiation during development.

배아 마우스 두뇌의 organotypic 슬라이스 문화에서 마이 그 레이션 뉴런의 저속 공 촛점 이미징<em&gt; Utero에서</em&gt; 일렉트로 포 레이션

In utero electroporation is a rapid and powerful approach to study the process of radial migration in the cerebral cortex of developing mouse embryos. It ...

In Situ Visualization of Axon Growth and Growth Cone Dynamics in Acute Ex Vivo Embryonic Brain Slice Cultures

During neuronal development, axons navigate the cortical environment to reach their final destinations and establish synaptic connections. Growth cones -the sensory structures located at the distal tips of developing axons- execute this process. Studying the structure and dynamics of the growth cone is crucial to understanding axonal development and the interactions with the surrounding central nervous system (CNS) that enable it to form neural circuits. This is essential when devising methods to reintegrate axons into neural circuits following injury in fundamental research and pre-clinical contexts. Thus far, the general understanding of growth cone dynamics is primarily founded on studies of neurons cultured in two dimensions (2D). Although undoubtedly fundamental to the current knowledge of growth cone structural dynamics and response to stimuli, 2D studies misrepresent the physiological three-dimensional (3D) environment encountered by neuronal growth cones in intact CNS tissue. More recently, collagen gels were employed to overcome some of these limitations, enabling the investigation of neuronal development in 3D. However, both synthetic 2D and 3D environments lack signaling cues within CNS tissue, which direct the extension and pathfinding of developing axons. This protocol provides a method for studying axons and growth cones using organotypic brain slices, where developing axons encounter physiologically relevant physical and chemical cues. By combining fine-tuned in utero and ex utero electroporation to sparsely deliver fluorescent reporters along with super-resolution microscopy, this protocol presents a methodological pipeline for the visualization of axon and growth cone dynamics in situ. Furthermore, a detailed toolkit description of the analysis of long-term and live-cell imaging data is included.

In Situ Visualization of Axon Growth and Growth Cone Dynamics in Acute Ex Vivo Embryonic Brain Slice Cultures

This protocol demonstrates a straightforward and robust method to study in situ axon growth and growth cone dynamics. It describes how to prepare ex vivo physiologically relevant acute brain slices and provides a user-friendly analysis pipeline.

시투에서 Axon Growth and Growth Cone Dynamics in Acute Ex Vivo Embryonic Brain Slice Cultures 시각화

During neuronal development, axons navigate the cortical environment to reach their final destinations and establish synaptic connections. Growth cones ...

Visualizing Neuronal and Glial Cell Dynamics in the Developing Mouse Brain

Time-Lapse Imaging of Migrating Neurons and Glial Progenitors in Embryonic Mouse Brain Slices

During the development of the cerebral cortex, neurons and glial cells originate in the ventricular zone lining the ventricle and migrate toward the brain surface. This process is crucial for proper brain function, and its dysregulation can result in neurodevelopmental and psychiatric disorders after birth. In fact, many genes responsible for these diseases have been found to be involved in this process, and therefore, revealing how these mutations affect cellular dynamics is important for understanding the pathogenesis of these diseases. This protocol introduces a technique for time-lapse imaging of migrating neurons and glial progenitors in brain slices obtained from mouse embryos. Cells are labeled with fluorescent proteins using in utero electroporation, which visualizes individual cells migrating from the ventricular zone with a high signal-to-noise ratio. Moreover, this in vivo gene transfer system enables us to easily perform gain-of-function or loss-of-function experiments on the given genes by co-electroporation of their expression or knockdown/knockout vectors. Using this protocol, the migratory behavior and migration speed of individual cells, information that is never obtained from fixed brains, can be analyzed.

저자 스포트라이트: Exploring Cell Migration and Gene Roles in the Developing Brain

During the development of the cerebral cortex, neurons and glial cells originate in the ventricular zone lining the ventricle and migrate toward the brain surface. Many genes are involved in this process. This protocol introduces the technique for the time-lapse imaging of migrating neurons and glial progenitors.

배아 마우스 뇌 절편에서 이동하는 뉴런 및 신경교세포 전구세포의 타임랩스 이미징

During the development of the cerebral cortex, neurons and glial cells originate in the ventricular zone lining the ventricle and migrate toward the brain ...

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